Post on 24-Apr-2020
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TRABAJO DE TITULACIčN
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
M£DICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
TEMA
ñEVALUACIčN DE LA APLICACIčN DE PROBIčTICO Saccharomyces
boulardii EN CERDAS EN FASE REPRODUCTIVAò
AUTOR
GABRIEL ANDR£S REYNA CEDE¤O
TUTOR ACADÉMICO
Dr. H£CTOR FREDIZMAN RIVAS QUINTO
Guayaquil
2014
CERTIFICACIčN DE TUTORES
En calidad de tutores del trabajo de titulación:
CERTIFICAMOS
Que hemos analizado el trabajo de Titulación como requisito previo para
optar por el Título de Tercer Nivel de Médico Veterinario Zootecnista.
El trabajo de titulación se refiere a:
ñEVALUACIčN DE LA APLICACIčN DE PROBIčTICO Saccharomyces
boulardii EN CERDAS EN FASE REPRODUCTIVAò
Presentado por:
Gabriel Andr®s Reyna Cede¶o C®dula # 1724129968
TUTORES
_ _ _ _ _ _ __ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ Dr. Héctor Fredizman Rivas Quinto Blgo. Cristóbal Antonio Freire Lascano
TUTOR ACAD£MICO TUTOR METODOLčGICO
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _
Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD.
TUTOR DE ESTADĉSTICA
Guayaquil
2014
La responsabilidad por las ideas,
investigaciones, resultados y conclusiones
sustentadas en éste trabajo de titulación
corresponden exclusivamente al autor.
GABRIEL ANDRÉS REYNA CEDEÑO
Dr. Roberto Cassís Martínez, PhD.
RECTOR.
Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD.
DECANA
Abgdo. Evert Vidal Arteaga Ramírez
SECRETARIO
Dr. Héctor Fredizman Rívas Quinto
TUTOR ACADÉMICO
ñEVALUACIčN DE LA APLICACIčN DE PROBIčTICO Saccharomyces
boulardii EN CERDAS EN FASE REPRODUCTIVAò
GABRIEL ANDR£S REYNA CEDE¤O
TRABAJO DE TITULACIÓN
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA.
Los miembros del Tribunal de Sustentación designados por la Comisión
Interna de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, damos por
Aprobada la presente investigación con la Nota de _ _ _ _ _ _ _ _ _ ( _ _ _ ),
Equivalente a _ _ _ _ _ _ _ _ _.
Dr. Santiago Rangel Bajaña, Mg. Sc. PRESIDENTE
Dra. Lucila Silva Morán Blgo. Cristóbal Antonio Freire Lascano
EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR PRINCIPAL
Dr. Agustín Cabrera Rodríguez EXAMINADOR SUPLENTE
i
DEDICATORIA
Dedico el presente trabajo investigativo a mis Padres Ricardo Reyna y
Gladys Cedeño y mis hermanas Ana y Cristina, quienes son parte
fundamental en mi vida personal y académica; con sus críticas y consejos he
podido llegar hasta donde estoy ahora.
A mi tata Cristina Ayong G. (+) y mi tío Mario Cedeño A.(+), que mientras
estuvieron a mi lado desearon lo mejor para mí; aunque se me adelantaron
un poco, este es un triunfo que se los dedico con todo el amor del mundo.
Sé que desde arriba lo están disfrutando conmigo.
A mi tío Carlos Cedeño y familia, que gracias a su apoyo incondicional pude
desarrollarme en mi vida universitaria les agradezco mucho.
Dios los colme de bendiciones.
Los quiero.
ii
AGRADECIMIENTO
Mi agradecimiento eterno a Dios que hizo de mí la persona que soy ahora
junto con mis padres, siempre dándome la sabiduría necesaria para dar
cada paso en mi vida.
Mi familia que siempre ha estado conmigo disfrutando de cada triunfo, con
su apoyo he logrado mucho (Padres, hermanas, tíos, primos y primas).
Agradezco a mi Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, sus docentes
y demás personal; quienes fueron mi guía durante mi vida universitaria.
A la Corporación Fernández y su equipo de colaboradores que me abrió sus
puertas en la granja “Buenos Aires”, donde realicé la presente investigación,
han sido una buena escuela y personas, muy gratas.
A la empresa James Brown Pharma y su equipo de profesionales, con los
cuales tenemos una amistad de años, muchas gracias por la oportunidad
brindada.
iii
PENSAMIENTO
Solo la honorabilidad de servir y ayudar nos hará libres de espíritu.
Gabriel Reyna Cedeño
iv
ĉNDICE
DEDICATORIA ................................................................................................ i
AGRADECIMIENTO ....................................................................................... ii
PENSAMIENTO ............................................................................................. iii
ÍNDICE ........................................................................................................... iv
ÍNDICE DE CUADROS ................................................................................ viii
ÍNDICE DE TABLAS ....................................................................................... x
ÍNDICE DE FIGURAS .................................................................................... xi
ÍNDICE DE ANEXOS .................................................................................... xii
INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1
1.1. OBJETIVOS ....................................................................................... 2
II. MARCO TEÓRICO ..................................................................................... 4
2.1 PROBIÓTICOS ...................................................................................... 5
2.1.2 Definición ......................................................................................... 5
2.2 MECANISMO DE ACCIÓN DE LOS PROBIÓTICOS ............................ 6
2.3 RESPUESTAS DE LOS ANIMALES A LOS INÓCULOS
MICROBIANOS.. ......................................................................................... 8
2.4 MICROORGANISMOS UTILIZADOS COMO INÓCULOS
MICROBIANOS ......................................................................................... 10
2.5 LEVADURAS ....................................................................................... 11
2.5.1 Modo de acción de las levaduras en los monogástricos ............... 11
2.5.2 Efectos benéficos de las levaduras en los animales ..................... 11
2.5.3 Impacto de las levaduras en la alimentación de lechones ............. 13
2.6 SACCHAROMYCES ........................................................................... 15
2.6.1 Clasificación taxonómica ............................................................... 16
2.6.2 Saccharomyces boulardii ........................................................... 17
v
2.6.3 PRODUCTO COMERCIAL QUE CONTIENE Saccharomyces
boulardii ................................................................................................ 17
2.6.4 Saccharomyces cerevisiae y s. boulardii: una variedad de
levadura única. ....................................................................................... 19
2.7 CERDA GESTANTE ............................................................................ 20
2.7.1 Generalidades ............................................................................... 20
2.7.2 MANEJO POST CUBRICIÓN DE LA CERDA ............................... 20
Cuidados inmediatos post cubrición ....................................................... 21
Evitar las situaciones de estrés .............................................................. 22
Alimentación ........................................................................................... 22
2.7.3 ALIMENTACIÓN DE LA CERDA SEGÚN SUS NECESIDADES
INDIVIDUALES ...................................................................................... 23
Alimentación de la Cerdas jóvenes ........................................................ 24
III. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................... 27
3.1. CARACTERÍSTICAS DEL ÁREA DE ESTUDIO................................. 27
3.2. MATERIALES. .................................................................................... 27
3.2.1. Sustancias. ................................................................................... 27
3.2.2. Materiales de campo .................................................................... 27
3.2.3. Semovientes ................................................................................. 28
3.2.4. Materiales de Oficina. ................................................................... 28
3.3. METODOLOGÍA DE TRABAJO.......................................................... 28
3.3.1. Condición corporal de la cerda. .................................................... 28
3.3.2. Periodo de descanso en las cerdas destetadas hasta la nueva
gestación con el porcentaje de fertilidad. ............................................... 29
3.3.3. Número y peso de los lechones al nacimiento. ............................ 29
3.3.4. Número y peso de lechones destetados. ..................................... 29
3.3.5. Índice de diarreas. ........................................................................ 30
vi
3.3.6. De la genética .............................................................................. 30
3.3.7. Del probiótico ............................................................................... 30
3.4. Análisis Estadístico. ............................................................................ 31
3.4.1. Unidades experimentales ............................................................. 31
3.4.2. Factores de Estudio. ..................................................................... 31
3.4.3. Tratamientos ................................................................................ 31
3.4.4. Población y Muestra. .................................................................... 31
3.4.5. Datos a Evaluar. ........................................................................... 32
3.4.6. Diseño Estadístico. ....................................................................... 32
IV. RESULTADOS EXPERIMENTALES Y DISCUSIÓN ............................... 34
4.1. Peso inicial de las cerdas ................................................................... 34
4.2. Peso de cerdas al parto ...................................................................... 35
4.3. Peso de cerdas al destete .................................................................. 37
4.4. Medición de grasa dorsal de las cerdas antes del parto ..................... 41
4.5. Medición de grasa dorsal de las cerdas al destete (mm) .................... 43
4.6. Periodo de descaso o días abiertos en las cerdas ............................. 44
4.7. Porcentaje de fertilidad en las cerdas ................................................. 45
4.8. Número de lechones al nacimiento..................................................... 46
4.9. Peso de lechones al nacimiento ......................................................... 47
4.10. Número de lechones al destete ........................................................ 48
4.11. Peso de lechones al destete ............................................................. 49
4.12. Porcentaje de mortalidad en los lechones ........................................ 51
4.13. Índice de diarreas en los lechones hasta el destete ......................... 53
V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES............................................ 57
5.1. CONCLUSIONES ............................................................................... 57
5.2. RECOMENDACIONES ....................................................................... 58
vii
VI. RESUMEN ............................................................................................... 59
VI. SUMMARY .............................................................................................. 60
VII. BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................... 61
VIII. ANEXOS ................................................................................................ 69
viii
ĉNDICE DE CUADROS
CUADRO #
TĉTULO PĆGINA
2.1 Tiempos en los cuales los aditivos bacterianos pueden
ser más efectivos.
9
4.1 ANDEVA para la variable Peso inicial de cerdas en kg. 34
4.2 Tukey al 5% para las medias de peso inicial de cerdas
según los partos.
35
4.3 ANDEVA para peso de cerdas en kg. al parto. 36
4.4 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al parto
según el número de partos.
36
4.5 ANDEVA para peso de cerdas en kg. al destete. 38
4.6 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al
destete según el número de partos.
38
4.7 Tukey al 5% para la interacción Grupos * Partos en el
peso al destete de cerdas en kg.
39
4.8 ANDEVA para medición de grasa dorsal de las cerdas
antes del parto en mm.
41
4.9 Tukey al 5% para los promedios de medición de grasa
dorsal de las cerdas antes del parto en mm. según el
número de partos.
41
4.10 ANDEVA para medición de grasa dorsal de las cerdas al
destete en mm.
43
4.11 Tukey al 5% para los promedios de la medición de grasa
dorsal de las cerdas al destete en mm. según el número
de partos.
43
4.12 ANDEVA para periodo de descaso o días abiertos en las
cerdas.
45
4.13 Análisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas
destetadas y posterior sometidas a inseminación del
Grupo Control.
45
ix
4.14 Análisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas
destetadas y posterior sometidas a inseminación del
Grupo Experimental.
46
4.15 ANDEVA para número de lechones al nacimiento. 46
4.16 ANDEVA para peso de lechones en kg. al nacimiento. 47
4.17 ANDEVA para número de lechones al destete. 48
4.18 Tukey al 5% para las medias de número de lechones al
destete según el número de partos.
48
4.19 ANDEVA para peso de lechones en kg. al destete. 50
4.20 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en kg.
al destete según el número de partos.
50
4.21 Porcentaje de mortalidad dentro del grupo. 51
4.22 Tabla de contingencia para el % de mortalidad de
lechones por camadas.
52
4.23 Porcentaje de lechones con diarrea dentro del grupo. 54
4.24 Tabla de contingencia para lechones con diarrea hasta el
destete.
55
x
ĉNDICE DE TABLAS
TABLA # TĉTULO PĆGINA
2.1
Condiciones sugerida para cerda primeriza.
24
2.2 Valoración de GD (mm) datos por empresas genética. 25
2.3 Registro de pesos por parto datos aportados por
empresa genética (kg).
25
2.4 Registro de datos de GD. 25
2.5 Evolución del peso por parto (kg). 26
xi
ĉNDICE DE FIGURAS
FIGURA # TĉTULO PĆGINA 2.1 Cuidados inmediatos post cubrición. 21
2.2 Medidas de las condición corporal de las cerdas
(Body Condition Score).
24
4.1 Tukey al 5% para las medias de peso inicial en kg. de
cerdas según el número de parto.
35
4.2 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al
parto según el número de partos.
37
4.3 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al
destete según el número de partos.
39
4.4 Tukey al 5% para la interacción Grupos * Partos en el
peso al destete de cerdas en kg.
40
4.5 Tukey al 5% para los promedios de medición de
grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm.
según el número de partos.
42
4.6 Tukey al 5% para los promedios de medición de
grasa dorsal de las cerdas al destete en mm. según
el número de partos.
44
4.7 Tukey al 5% para las medias de número de lechones
al destete según el número de partos.
49
4.8 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en
kg. al destete según el número de partos.
50
4.9 Mortalidad de lechones por camada. 53
4.10 Número de lechones con diarrea por camada. 56
xii
ĉNDICE DE ANEXOS
ANEXO #
TĉTULO PĆGINA
3.1 Recopilación de datos del Grupo Experimental. 69
3.2 Recopilación de datos del Grupo Control. 73
4.1 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos en kg. 77
4.2 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos x Partos
en kg.
77
4.3 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos en kg. 77
4.4 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos x Partos
en kg.
77
4.5 Medias del peso al destete de cerdas para Grupos en kg. 78
4.6 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas
antes del parto en mm. para Grupos.
78
4.7 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas
antes del parto en mm. para Grupos x Partos.
78
4.8 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas al
destete en mm. para Grupos.
78
4.9 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas al
destete en mm. para Grupos x Partos.
79
4.10 Medias para periodo de descaso o días abiertos en las
cerdas para Grupos.
79
4.11 Medias para periodo de descaso o días abiertos en las
cerdas para Partos.
79
4.12 Medias para periodo de descaso o días abiertos en las
cerdas para Grupos x Partos.
80
4.13 Medias del número de lechones al nacimiento para
Grupos.
80
4.14 Medias del número de lechones al nacimiento para
Partos.
80
4.15 Medias del número de lechones al nacimiento para
Grupos x Partos.
80
xiii
4.16 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para
Grupos.
81
4.17 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para
Grupos.
81
4.18 Medias del peso de lechones al nacimiento para Grupos. 81
4.19 Medias del número de lechones al destete para Grupos. 81
4.20 Medias del número de lechones al destete para Grupos x
Partos.
82
4.21 Medias del peso de lechones en kg. al destete para
Grupos.
82
4.22 Medias del peso de lechones en kg. al destete para
Grupos x Partos.
82
8.1 Fotos tomadas durante el experimento. 83
INTRODUCCIčN
En el medio en que vivimos, es normal hablar de bacterias ya que estas hacen
parte de nuestra vida diaria, el problema radica cuando estas no son benéficas
y ponen en riesgo la salud animal y humana.
En la producción de cerdos existen diversos problemas de índole sanitaria y
nutricional dando como resultado el bajo rendimiento en las explotaciones.
Por tal motivo es indispensable buscar alternativas que permitan mejorar el
estado sanitario y nutricional de los animales.
El uso indiscriminado de antibióticos como promotores de crecimiento en el
alimento de los animales, ha dado como resultado la resistencia de los
patógenos a muchas de las enfermedades que se pueden presentar en los
animales a varios antimicrobianos, por esta razón “en 1998 la Unión Europea
decidió prohibir la utilización de algunos antibióticos en la alimentación animal
como promotores de crecimiento, creando la necesidad de buscar alternativas
para sustituir estos productos”. (Gutierrez, 2003)
“Una alternativa es la utilización de Probióticos o inóculos bacterianos ó
microorganismos de aplicación directa (MAD), enzimas exógenas y
prebióticos, en la alimentación animal” (Mitsuoka, 1997); (Escalante, 2001).
“Los inóculos microbianos son suplementos alimenticios microbianos que
afectan benéficamente al hospedante, promoviendo un balance microbiano
adecuado”. (Fuller, 1989).
Esta investigación aporta con una nueva tendencia para mejorar las
condiciones sanitarias y de producción de las unidades productivas porcinas,
cambiando la flora microbiana patógena en el tracto gastrointestinal de los
animales en gestación y de forma conjunta para mejorar el estado inmune de
las crías al nacimiento hasta el destete.
2
Esta investigación fue desarrollada en la empresa CORPORACION AVÍCOLA
FERNÁNDEZ S.A. en el área de porcinos, ubicada en el sector de Buenos
Aires km 86 Guayaquil-Salinas, a 4 km vía a Sacachún, provincia de Santa
Elena, República del Ecuador, en el que se plantearon los siguientes
objetivos:
1.1. OBJETIVOS
1.1.1. OBJETIVO GENERAL.
Evaluar los resultados de la aplicación del probiótico Saccharomyces
boulardii en cerdas gestantes, lactantes hasta el destete (21 días) y
sus efectos sobre los lechones lactantes.
1.1.2. OBJETIVOS ESPECĉFICOS.
1.1.2.1. Determinar porcentaje de fertilidad y condición corporal de
cerdas durante el proceso reproductivo (gestación, parto,
destete, y periodo de descanso).
1.1.2.2. Comparar peso y número de lechones de la camada al
nacimiento y al destete entre el grupo experimental y el
grupo control.
1.1.2.3. Establecer el porcentaje de mortalidad en lechones de
ambos grupos.
1.1.2.4. Evaluar el índice de diarreas en los lechones hasta el
destete de ambos grupos.
3
1.2. HIPčTESIS.
1.2.1. Hi: La aplicación del probiótico Saccharomyces boulardii influye
positivamente en las cerdas en fase reproductiva y sus
lechones.
1.2.2. Ho: La aplicación del probiótico Saccharomyces boulardii no
influye positivamente en las cerdas en fase reproductiva y sus
lechones.
1.3. VARIABLES.
Variable Independiente:
Probiótico
Variable Dependiente:
Condición corporal de la cerda a los 21 días de gestación, al finalizar la
gestación y al destete.
Periodo de descanso en las cerdas desde el destete hasta la nueva
gestación con porcentaje de fertilidad.
Mortalidad en lechones hasta el destete.
Número y peso de los lechones al nacimiento.
Número y peso de lechones al destete.
Índice de diarreas en lechones hasta el destete.
4
II. MARCO TEčRICO
Para la presente investigación se buscó información en el ámbito nacional con
datos relacionados a la especie de levadura utilizada como probiótico en las
cerdas; no se encontraron datos publicados, tampoco a nivel de
Latinoamérica; se encontró información referente a otros parámetros
evaluados (consumo de alimento de la cerda en lactancia, vitalidad del lechón
al nacimiento) en Europa, específicamente en Francia por la empresa
Lallemand.
Hay que hacer referencia a la taxonomía del Saccharomyces boulardii a lo
citado por Malgoire “Está emparentada, pero es distinta del Saccharomyces
cerevisiae en muchas de sus características taxonómicas, metabólicas y
genéticas”. (Malgoire, 2005). Esta aclaración es fundamental porque existen
trabajos documentados y publicados en cerdas gestantes con estudio de
diferentes parámetros pero con las suministración de Saccharomyces
cerevisiae.
En una investigación desarrollada en Perú por la Universidad Nacional Mayor
de San Marcos donde se adicionó a la dieta de las cerdas gestantes de la
línea PIC los siguientes probióticos Saccharomyces cerevisiae 12 x 109
CFU/g, Bacillus subtilis 15 x 1010 CFU/g y Bacillus coagulans 15 x
1010CFU/g, donde se observó que el peso nacimiento en el Grupo
Experimental fue de 1,49 kg. y 11,52 lechones por camada; para el Testigo
1,37 kg. por lechón y 11,96 lechones en promedio por camada, esto tiene
significancia estadística en ambos casos. En el peso de las cerdas antes del
parto con los probióticos tuvieron 292 kg. y al destete 255,40 kg. dando una
pérdida de peso de 36,6 kg. El testigo tuvo al inicio 292,40 kg. y al destete
264,28 kg. teniendo una pérdida de 28,12 kg. (Lázaro C. , 2005)
El peso observado en los lechones al destete en el grupo Experimental fue de
5,14 kg. con 11 lechones promedio por camada y en el Testigo 5,40 kg. con
10,80 lechones promedio por camada, sin que genere diferencia estadísticas.
5
El porcentaje de diarreas al utilizar el probiótico fue de 1,09% mientras que en
el testigo fue de 5,93% lo que nos da una diferencia de 4,84% menos casos
de diarreas utilizando el probiótico. (Lázaro C. , 2005)
2.1 PROBIčTICOS
2.1.2 Definici·n
El complejo de flora microbiana en el tubo digestivo provee una resistencia
efectiva hacia las enfermedades. Sin embargo, la composición de esta flora
protectora es alterada por la dieta y las influencias medioambientales,
haciendo a los animales hospedantes susceptibles a enfermedades o
reduciendo su eficiencia para la utilización de los alimentos (Fuller, 1989).
El término probiótico fue utilizado por primera vez por (Lilly & Stilwell, 1965)
para describir sustancias producidas por un microorganismo que estimula el
crecimiento de otro. (Fuller, 1989) Los definió como “suplementos alimenticios
microbianos que afectan benéficamente al hospedante, promoviendo un
balance microbiano adecuado”.
Un grupo europeo propuso que los probióticos deben incluir otros mecanismos
diferentes a los efectos mediados por la flora intestinal, estableciendo la
siguiente definición: “Los probióticos son microorganismos vivos utilizados
como ingredientes de alimentos que tienen un efecto benéfico sobre la salud
animal” (Escalante, 2001). Sin embargo, otra definición se refiere a los
probióticos como “preparaciones o componentes de células microbianas que
tienen un efecto benéfico sobre la salud y el bienestar de quien los consume”;
esto implica que los probióticos no necesariamente deben estar vivos, ni
tampoco ser células enteras, es decir, pueden ser células muertas o
componentes celulares. De acuerdo con esta propuesta, cualquier compuesto
químico que genere una serie de beneficios y que no necesariamente sean
de origen microbiano, podría considerarse como probiótico (Escalante, 2001),
de ahí que ahora en día el término probiótico ha dejado de ser utilizado y ha
sido remplazado por el de inóculos microbianos o microorganismos de
inoculación o aplicación directa (MAD). Independientemente de la definición,
6
los inóculos microbianos deben ser inocuos a la salud del animal para su uso
como aditivos de alimentos (Escalante, 2001).
Quizás la definición de probiótico que podemos considerar más completa y
adecuada es “una preparación de, o un producto conteniendo, unos
microorganismos definidos, viables y en suficiente cantidad para alterar la
microbiota de un compartimento del huésped y ejercer efectos beneficiosos
para la salud de este huésped” (Schrezenmeir, 2001).
De acuerdo con la Organización Mundial de la Salud (OMS o WHO), la
definición de probiótico es: "Microorganismos vivos que, cuando son
suministrados en cantidades adecuadas, promueven beneficios en la salud
del organismo hospedero." (Wikipedia, 2013).
2.2 MECANISMO DE ACCIčN DE LOS PROBIčTICOS
(Bioibérica, 2013) El intestino de los animales recién nacidos es relativamente
estéril y por lo tanto es deficiente en microorganismos que proporcionan
resistencia a la enfermedad. La intervención de un suplemento probiótico
establece la microflora intestinal.
Se ha observado que los probióticos actúan por los siguientes mecanismos:
Competici·n por los nutrientes: Dentro del intestino, los microorganismos beneficiosos así como los
patógenos utilizarán los mismos tipos de nutrientes. Así pues hay una
competición general por estos nutrientes para crecer y reproducirse. Por lo
tanto, cuanto más se inunde el intestino con microorganismos beneficiosos,
más competición se crea entre los microorganismos beneficiosos y los
patógenos.
Competici·n por los lugares de adherencia: El unirse a los lugares de adherencia a lo largo de la pared intestinal es un
factor importante para la colonización y muchos patógenos intestinales
7
confían en la adherencia a la pared intestinal para prevenir ser barridos hacia
afuera por los movimientos peristálticos a lo largo del tracto intestinal.
Est²mulo del sistema inmunol·gico: Estimulación de la producción de anticuerpos.
Actividad macrof§gica creciente: Aumento de los niveles de gamma interferón.
Efecto antimicrobiano directo: Esto se produce vía las bacteriocinas que se sabe son producidas por muchas
especies de bacterias del ácido láctico o también por la producción de ácidos
orgánicos que pueden tener un efecto directo o funcionar reduciendo el pH.
Mejora en la digesti·n: Los microorganismos probióticos actúan como un añadido a la microflora sana
produciendo enzimas que ayudan a la ruptura de las moléculas de
polisacáridos y por lo tanto utilizan mejor los nutrientes de los alimentos. La
microflora también produce vitaminas que proveen al anfitrión de una fuente
secundaria de las mismas.
BENEFICIOS PRODUCIDOS POR LOS PROBIčTICOS.
Los beneficios producidos por los inóculos microbianos incluyen los
siguientes:
• Control de enfermedades entéricas (Armuzzi, 2001) (Pothoulakis, 1993).
• Estimulación y modulación del sistema inmune (Bonomo, 1980) (Brassart,
1997) (Ciprandi, 1986) (Pestka, 2001) (Salminen, 1993) (Wagner R.D., 1997).
• Control de algunos tipos de cáncer (De Roos, 2000) (Matsuzaki, 1998) (Rao,
1999) (Wollowski, 2001).
• Exclusión competitiva de microorganismos patógenos (Fuller, 1975).
8
• Recuperación de la microflora después del tratamiento con antibióticos
(Mazza, 1994).
• Incremento en ganancia de peso (Apgar & Kornegaay, 1993), producción
láctea (Jaquette, 1988) (Were, 1988) y producción de carne (Fellner, 2001).
• Mejor conversión alimenticia (Chesson, 1994) (King, 1968).
Sin embargo, los resultados son muy variables e inconsistentes, lo cual
muestra que todavía es necesario investigar su potencial como promotores
del crecimiento, profilácticos y terapéuticos (Ewing & Cole, 1994).
Los antibióticos se utilizan frecuentemente para el control de ciertos agentes
patógenos causantes de diarreas; sin embargo, los microorganismos han
comenzado crear resistencia hacia una gran variedad de ellos, provocando
que la antibioterapia ya no sea eficaz. Además, el uso de antimicrobianos
como promotores de crecimiento ha acelerado el desarrollo de resistencia de
especies bacterianas patógenas importantes. Así, en 1998, la Unión Europea
decidió prohibir la utilización de cuatro antimicrobianos utilizados como
promotores de crecimiento: Tilosina, virginiamicina, espiramicina y
bacitracina. (Communities, 1998).
Por tanto, es necesario buscar alternativas para sustituir los antibióticos en el
mantenimiento de la salud y el mejoramiento productivo de las especies
pecuarias; como alternativa se encuentran los inóculos microbianos. Éstos se
han utilizado para disminuir la colonización de microorganismos patógenos en
el intestino, ayudando a reducir la utilización de antibióticos profilácticos como
aditivos en los alimentos para animales. (Mitsuoka, 1997) (Escalante, 2001).
2.3 RESPUESTAS DE LOS ANIMALES A LOS INčCULOS MICROBIANOS
La respuesta de los animales a los inóculos microbianos es muy variable y
está influenciada por varios factores: Tipo de cepas bacteriana; dosis del
inóculo microbiano; vía de administración del inóculo microbiano (directa, en
el agua, en el alimento); condiciones de manejo del inóculo microbiano y del
9
animal; composición de las dietas; estrategias de alimentación; interacciones
con medicamentos; edad y estado fisiológico del animal (Chesson, 1994).
En algunos momentos la aplicación de los inóculos microbianos puede ser
más efectiva:
Cuadro 2.1 Tiempos en los cuales los aditivos bacterianos pueden ser m§s efectivos.
Becerros
Como estímulo al pronto establecimiento de la
microflora benéfica; en el cambio a alimentación
en cubeta; antes y después de ser transportados;
al destete; después de la administración de
antibióticos.
Bovinos adultos
Para reestablecer la microflora bacteriana y el
apetito después de: Cetosis; tratamiento
antibiótico; timpanismo; dificultades en el parto.
Corderos
Como estímulo al pronto establecimiento de la
microflora benéfica; durante cambios en la leche;
si ocurren problemas digestivos; corte de cola y
castración; al destete.
Ovinos adultos
Para reestablecer la microflora bacteriana y el
apetito después de: Enfermedad del parto
gemelar; dificultades en el parto; tratamiento
antibiótico.
Lechones
Para prevenir diarreas asociadas a condiciones de
estrés como recorte de colmillos, aplicación de
hierro, castración, destete y transporte; después
de tratamiento antibiótico.
Cerdos adultos
Para reestablecer la microflora bacteriana y el
apetito después de: Tratamiento antibiótico; parto,
particularmente después de dificultades en éste;
transporte.
Fuente: (Ewing & Cole, 1994).
10
Los inóculos microbianos son más efectivos en animales jóvenes,
presumiblemente, porque el desarrollo del tubo digestivo es más sensible a la
estimulación microbiana y aún no hay una microflora bien establecida. En el
caso de los adultos que poseen una dieta balanceada y una estable microflora
gastrointestinal, es menos probable que el tubo digestivo sea colonizado por
microorganismos adicionales; además hay un menor efecto de los inóculos
microbianos en animales viejos que en jóvenes (Chesson, 1994) (Ewing &
Cole, 1994).
2.4 MICROORGANISMOS UTILIZADOS COMO INčCULOS MICROBIANOS
Varios microorganismos se han utilizado comercialmente como
microorganismos de aplicación directa (Ewing & Cole, 1994):
1. Lactobacillus. Utilizado comúnmente como inóculo microbiano debido a
que no es patógeno, además de ser habitante normal del tubo gastrointestinal
y proporcionarle efectos benéficos.
2. Bacillus subtilis. Microorganismo formador de esporas y, por tanto, más
estable que Lactobacillus y Streptococcus; su viabilidad debe ser su menor
problema. Este Bacillus puede reducir el número de Eschericia coli en las
heces, el tubo digestivo y en la sangre. Al no ser un habitante normal del tubo
digestivo y ser aerobio estricto, se cuestiona su utilidad como inóculo
microbiano.
3. Streptococcus. Los Streptococcus utilizados como inóculos microbianos
fueron originalmente clasificados dentro de la familia LACTOBACILLACEAE,
debido a su fisiología común con éstos. Sin embargo, son miembros de la
familia STREPTOCOCCACEAE y llamados Enterococcus; son Gram
positivos, anaerobios facultativos, no motiles, esféricos u ovoides y se
encuentran en pares o formando cadenas. Tienen requerimientos
nutricionales complejos y un metabolismo fermentativo (homo-fermentativo),
produciendo D-Lactato a partir de glucosa. Se localizan en la boca y en todo
el tubo digestivo. Son altamente tolerantes a temperatura, bilis, NaCl y pH
11
bajo. Su función sería mantener el balance de la microflora y, por esta razón,
son utilizados como inóculos microbianos. Sin embargo, se les ha prestado
menor atención a la dada a los Lactobacillus, probablemente porque algunas
especies de Streptococcus son patógenas.
4. Hongos y levaduras. Estos microorganismos se han utilizado en la
manipulación del tubo digestivo en rumiantes. Saccharomyces cerevisiae y
Aspergillus han recibido la mayor atención, aunque es importante el uso de
Saccharomyces boulardii en dietas para no rumiantes.
5. Además se han utilizado como inóculos microbianos los géneros
bacterianos Bacteroides, Bifidobacterium, Pediococcus y Leuconostoc.
2.5 LEVADURAS
Las levaduras son microorganismos eucariotas y sus propiedades son
completamente diferentes a las de las bacterias. Por ejemplo, las levaduras
son resistentes a los antibióticos, sulfamidas y otros agentes antibacteriales.
Esta resistencia es genéticamente natural y no es susceptible a ser modificada
o transmitida a otros microorganismos. El tamaño de las levaduras varia
alrededor de 5 x 10 µm y es también significativamente mayor al de la bacteria
(0.5 x 5 µm) (Auclair, 2001) citado por (Lázaro, 2005).
2.5.1 Modo de acci·n de las levaduras en los monog§stricos
Los beneficios de suplementar monogástricos con levaduras se relacionan
con la estimulación de las disacaridasas en las microvellosidades, el efecto
antiadhesivo sobre patógenos, la estimulación de inmunidad no específica, la
inhibición de la acción de las toxinas microbianas, y el efecto antagonista
frente a micro-organismos patógenos. (Castro, 2005).
2.5.2 Efectos ben®ficos de las levaduras en los animales
Las levaduras han sido usadas durante muchos años como una fuente de
proteína de alta calidad en las dietas para animales. Su alto contenido en
vitaminas, enzimas y otros importantes co-factores también las hacen
12
atractivas como una ayuda digestiva con efectos positivos en animales
rumiantes y monogástricos (Dawson, 1994). El caso de las levaduras es muy
interesante, pues durante décadas ha sido utilizado como agente preventivo
y terapéutico para la diarrea y otros problemas gastrointestinales en humanos.
Las levaduras son incorporadas a las dietas con el propósito de mejorar la
salud y sobre todo el desempeño de los animales y mejorar sus características
zootécnicas. La utilización de las levaduras beneficia al hospedero en varios
aspectos:
• Pueden actuar como probióticos o prebióticos (manano-oligosacáridos).
• Producción de minerales (por selección de cepas ricas en Se y Cr o por
enriquecimiento del medio de cultivo con estos minerales), de vitaminas
(hidrosolubles del complejo B) y de enzimas (fitasas).
• Promueven el crecimiento.
• Mejoran la eficiencia alimenticia.
• Mejoran la absorción de nutrientes mediante el control de la diferenciación y
proliferación de las células epiteliales del intestino.
• Eliminan y controlan microorganismos intestinales que producen
enfermedades subclínicas o clínicas.
• Estimulan la inmunidad no específica y específica en el intestino.
• Reducción del olor de las excretas.
Las levaduras, al contrario de otros microorganismos con potencial probiótico,
tienen una limitada capacidad para colonizar el tracto gastrointestinal del
animal que las recibe. Algunos autores han demostrado que S. cerevisiae
solamente es capaz de multiplicarse en el tracto digestivo de ratones
gnotobióticos (Ducluzeau & Bensaada, 1982). La levadura es drásticamente
eliminada del tracto digestivo de ratones normales por efecto antagonista de
la flora intestinal, pues su complejo ecosistema microbiano hace a la levadura
incapaz de competir. En ovejas que recibieron levaduras, el número de células
13
viables de estos microorganismos declinó 30 horas después de finalizado el
tratamiento (Fiems, 1993). En otros experimentos realizados con corderos,
entre 17 y 34% de las células de las levaduras permanecieron vivas durante
su tránsito a través del tracto digestivo (Durand-Chaucheyras, 1998). El grado
de recuperación de levaduras en las heces puede estar influido por el uso de
antibióticos, especialmente de neomicina, ampicilina o clindamicina (Boddy,
1991). Hasta 1994 no se había reportado que las levaduras indujeran
alteraciones morfológicas en la mucosa intestinal, ni tampoco que
influenciaran la deconjugación de los ácidos biliares o la emulsión y la
digestibilidad de las grasas (Buts, 1986) (El Hennawy, 1994).
Cuarón en 1999 estudió la suplementación con levaduras vivas para mejorar
el estado inmunológico de cerdos. El desempeño de los cerdos en finalización,
cuando son transportados de un lugar limpio (condiciones de laboratorio con
bajos niveles de patógenos) a un área sucia (condiciones de campo con altos
niveles de patógenos) se vio notablemente mejorado en animales tratados, en
comparación con las bajas respuestas obtenidas en animales control,
probablemente por el estrés digestivo inducido por la presencia de altas
cantidades de patógenos.
2.5.3 Impacto de las levaduras en la alimentaci·n de lechones
En la industria porcina, uno de los principales problemas es la alta mortalidad
causada por infecciones del sistema digestivo que tienen un impacto
económico. Los cerdos son particularmente susceptibles a la diarrea durante
tres periodos: la primera semana de vida, de la segunda a la tercera semana
y al destete. Se deduce que la media de lechones nacidos que no llegan al
destete está entre 15% y 20%. De éstos, 80% mueren como consecuencia de
diarreas (Mantecón & Ahumada, 2000). Pero quizás la época más crítica para
el lechón es el destete donde la incidencia de diarrea y muerte está entre 20%
y 47% (Backstrom, 1973). En los cerdos se ha demostrado que la inclusión de
levaduras en la dieta puede incrementar la ganancia de peso durante el
crecimiento y mejorar la eficiencia alimenticia sin incrementar el consumo de
alimento. Jurgens et. al. midieron el desempeño de cerdas y cerdos que
14
recibieron un suplemento de levadura en dietas de maíz y torta de soya;
evaluaron el desempeño de las cerdas desde el día 93 de gestación hasta el
día 21 de lactancia y la composición de la leche. El efecto sobre el crecimiento
del cerdo fue medido desde el nacimiento hasta los 28 días después del
destete. La levadura fue adicionada utilizando concentraciones de 0%, 0,1%,
ó 0,2% en la dieta de gestación, y de 0%, 0,15%, ó 0,3% en la dieta de
lactancia de la cerda, y para el lechón se utilizaron concentraciones de 0%,
0,2%, ó 0,4% en la dieta de preiniciador, una semana antes y una semana
después del destete, y 0,5%, 0,125% ó 0,25% durante las últimas 3 semanas
en precebo. La fuente de levaduras consistía en un concentrado de S.
cerevisiae (más de 15 x 109 células vivas·g-1). La leche de las cerdas
alimentadas con levaduras secas activas presentó altas cantidades de sólidos
totales, proteína cruda, y gamaglobulinas, comparada con la leche de las
cerdas alimentadas con la dieta control. Una alta concentración de
gamaglobulinas podría sugerir un incremento similar de inmunoglobulina A en
la leche (Ammann & Stiehm, 1966); (Klobasa & Butler, 1987). Durante la
lactancia no se afectó el consumo de alimento en las cerdas por el tratamiento,
ni hubo diferencias en el tamaño de camada, peso de la camada al nacimiento
y peso de la camada a los 21 días de edad. La suplementación de la levadura
seca activa a la cerda y a sus lechones produjo una mejora en la ganancia de
peso y eficiencia alimenticia, pero no afectó el consumo de alimento. Las
levaduras también incrementan la disponibilidad de energía metabólica entre
2% y 3% y mejoran el estatus de salud de los animales en general: observaron
que cuando se incluía S. cerevisiae en una concentración de 5 x 106, 5 x 107
ó 2,5 x 107 UFC·g-1 de alimento en la dieta de hembras gestantes disminuía
la pérdida de peso durante la lactancia en 5,3%, 11,4% y 18,9%,
respectivamente y en comparación con el grupo control (Roques, 1994) citado
por (Castro, 2005). En estos grupos, el crecimiento de los lechones durante la
lactancia se incrementó en 6,8%, 7,4% y 20,8%, respectivamente y
comparado con el grupo control. También se encontró una reducción en la
mortalidad, un incremento en el número de lechones nacidos vivos por
camada, una reducción en la mortalidad a los tres días y un incremento en
15
ganancia de peso a los 60 días fue también encontrado. La levadura
Saccharomyces cerevisiae Sc47 suplementada de manera permanente a
lechones, aumentó su resistencia al estrés y los protegió parcialmente contra
algunas de las enfermedades infectocontagiosas respiratorias y digestivas
más comunes (Cuarón I. M., 1998). En los cerdos se ha visto que el uso de
las levaduras como probiótico ha tenido un efecto positivo en diversos
aspectos del desarrollo del animal, participando en numerosas funciones
metabólicas:
• Fomentan el equilibrio natural de la flora intestinal en los cerdos y
proporcionan mejores procesos digestivos (Van Heugten, 2003); (Kornegay,
1995).
• Estimulan el sistema inmunológico de los cerdos mejorando su resistencia a
las enfermedades más comunes (O’Quinn, 2001).
• Reducen las diarreas o la severidad de éstas cuando han aparecido
(Bekaert, 1996). Todos estos factores permiten, mejorar la ganancia de peso
corporal, el consumo y la conversión alimenticia.
Además, se ha comprobado que los probióticos reducen el mal olor de las
excretas porcinas (Russell, 1998); (Chang & Cheng, 2003). En lechones
neonatos se recomienda la administración de levaduras a lechones débiles,
luego de la descolmillada y castración, cuando hay problemas
gastrointestinales y, especialmente, al destete (Jonsson & Conway, 1992).
2.6 SACCHAROMYCES
El género Saccharomyces incluye muchos tipos diferentes de levaduras y
forma parte del reino de los hongos. La incapacidad para utilizar nitratos y la
capacidad de fermentar varios carbohidratos son las características típicas de
los Saccharomyces. Sus colonias pueden crecer y madurar en 3 días y
muestran un color amarillo oscuro. Muchos miembros de este género se
consideran muy importantes en la producción de alimentos. Un ejemplo es el
Saccharomyces cerevisiae, que se usa en la producción de vino, pan y
cerveza. Otros miembros de este género son: S. bayanus, utilizado para la
16
producción de vino y S. boulardii, usado en medicina. Más recientemente, se
ha demostrado que el S. boulardii es una subespecie del S. cerevisiae.
Saccharomyces Kéfir es un hongo ASCOMYCETE producto de la asociación
de una bacteria Lactobacilus acidophylus y la levadura Sacharomyces,
que produce la fermentación láctica de la leche transformándola en ácido
láctico y en fermentación hidroalcohólica por lo que produce gas a
temperatura ambiente, ésta en muy pequeña cantidad; el aspecto externo
semeja a una coliflor, por dentro esta hueco y segrega una sustancia filante.
(Wikipedia, 2013).
2.6.1 Clasificaci·n taxon·mica
Saccharomyces
Clasificaci·n cient²fica
Reino: FUNGI
Filo: ASCOMYCOTA
Clase: HEMIASCOMYCETES
Orden: SACCHAROMYCETALES
Familia: SACCHAROMYCETACEAE
Género: Saccharomyces
Especies
Saccharomyces bayanus
Saccharomyces boullardii
Saccharomyces cerevisiae
Saccharomyces uvarum
Fuente: (Wikipedia, 2013)
17
2.6.2 Saccharomyces boulardii
S. boulardii es una cepa de levadura tropical aislada por primera vez de las
frutas del lichi y del mangostán en 1923 por el científico francés Henri Boulard.
Está emparentada, pero es distinta del Saccharomyces cerevisiae en
muchas de sus características taxonómicas, metabólicas y genéticas.
(Malgoire, 2005) citado por (Wikipedia, 2013)
S. boulardii ha probado ayudar a mantener y restaurar la flora intestinal
natural en el intestino grueso y delgado y se lo clasifica como probiótico.
Boulard aisló la levadura después de haber observado a nativos del sureste
de Asia, mascar la cáscara del lichi y del mangostán en su intento por controlar
los síntomas del cólera. S. boulardii ha mostrado ser no patógena, no
sistémica (se mantiene dentro del tracto gastrointestinal en vez de propagarse
a las demás zonas del organismo), y crece a una temperatura inusualmente
alta de 37 °C. (McFarland L., 1993) citado por (Wikipedia, 2013).
2.6.3 PRODUCTO COMERCIAL QUE CONTIENE Saccharomyces boulardii
LEVUCELL ® SB es una levadura viva natural y perfectamente documentada:
Saccharomyces cerevisiae boulardii (CNCM I-1079).
Esta cepa fue específicamente seleccionada a la vista de su extensa
documentación como probiótico para salud humana capaz de mantener una
flora intestinal sana y equilibrada.
Las investigaciones demuestran que LEVUCELL ® SB mejora tanto el tránsito
intestinal y las condiciones del parto de las cerdas, como la vitalidad de los
lechones. Además, reduce la diarrea neonatal y la mortalidad de los lechones.
(LALLEMAND, s.f.)
LEVUCELL® SB es una levadura viva: Saccharomyces cerevisiae boulardii
(CNCM I-1079).
18
Control de la microflora
LEVUCELL® SB ha sido seleccionado por sus efectos específicos.
Ampliamente utilizado y documentado por numerosos estudios de uso en
medicina humana, LEVUCELL® SB propicia un equilibrio intestinal óptimo que
repercute positivamente en el bienestar y el rendimiento de los animales.
Validado por numerosos ensayos científicos y pruebas en explotaciones
comerciales.
Opciones de uso
Se han desarrollado dos presentaciones para piensos para cubrir los
requerimientos prácticos de la alimentación de los monogástricos:
• LEVUCELL® SB 20: Fórmula concentrada para piensos en harina.
• LEVUCELL® SB 10ME TITAN: Fórmula microencapsulada para
piensos granulados.
Beneficios en Cerdas
• Mejora del tránsito intestinal durante el periparto
• Mejora de las condiciones del parto
• Mejora de la producción y la calidad de la leche y del calostro.
Beneficios en Lechones
• Mayor vitalidad al nacer
• Mayor crecimiento durante la lactación
• Menor tasa de mortalidad al nacer y durante la lactación
• Menor incidencia de diarreas neonatales.
19
Dosificaci·n de Levucell
2.6.4 Saccharomyces cerevisiae boulardii: una variedad de levadura ¼nica.
De entre las miles de cepas de Saccharomyces cerevisiae que existen, la
variedad boulardii posee unos mecanismos de acción y un metabolismo que
la aleja del resto de cepas de levadura. La cepa S. c. boulardii I-1079
(Levucell® SB) es la única cepa de esta variedad registrada en la Unión
Europea como aditivo para alimentación animal (cerdas y lechones). S. c.
boulardii regula la microflora bacteriana y favorece la flora positiva (bacterias
lácticas, bacterias celulolíticas), reduce los patógenos flagelados mediante su
fijación a las membranas de la levadura y neutraliza toxinas bacterianas
(Clostridium difficile, E. coli). Por otro lado, ejerce un efecto protector de la
estructura intestinal, mejorando la altura de las vellosidades, protegiendo la
integridad de la mucosa y mejorando la función barrera (refuerzo de las
uniones estrechas de las células epiteliales). Además, S. c. boulardii estimula
la inmunidad del animal y reduce los procesos inflamatorios. En cerdas, S. c.
LEVUCELLÈ SB20
Fórmula concentrada para piensos
en harina
LEVUCELLÈ SB 10ME TITAN
Fórmula microencapsulada para piensos
granulados
2*1010 UFC/g de producto
. Uso: premezclas de minerales y
vitaminas, piensos en harina
. Vida útil (envase cerrado y
conservado en un lugar fresco y
seco): 24 meses
1*1010 UFC/g de producto
. Uso: piensos granulados, premezcla de minerales
y vitaminas, piensos en harina con componentes
agresivos
. Vida útil (envase cerrado y conservado en un
lugar fresco y seco):24 meses
Dosis:
. Cerdas: mínimo 50 g por tonelada
de pienso completo
. Lechones: mínimo 100 g por
tonelada de pienso completo
Dosis:
. Cerdas: mínimo 100 g por tonelada de pienso
completo
. Lechones: mínimo 200 g por tonelada de pienso
completo
20
boulardii ha demostrado mejorar el tránsito intestinal (menos estreñimiento)
en fases críticas como el periparto, reducción de la mortalidad de cerdas por
Clostridium, incremento de los niveles de inmunoglobulinas en el calostro y
en la leche, reducción de endotoxinas y del Síndrome de Disgalaxia asociado,
o reducción de la incidencia y persistencia de diarreas neonatales por E. coli
y C. difficile. Otro parámetro que muy a menudo se ve mejorado por S. c.
boulardii es el consumo de pienso de la cerda en lactación. (Revuelta &
Guillou, 2014)
2.7 CERDA GESTANTE
2.7.1 Generalidades
(Cíntora, 2009) La cerda doméstica es poliéstrica anual con ciclos estrales de
aproximadamente 21 días. El mismo se divide en proestro que dura dos días,
estro dos a tres días, el metaestro uno a dos días y el diestro que ocupa el
resto del ciclo. Los cuerpos lúteos son funcionales durante alrededor de 16
días después de la ovulación. La ovulación ocurre espontáneamente, 36 a 44
horas después del inicio del estro o un poco después de la mitad del estro.
La pubertad ocurre alrededor de los seis o siete meses con un peso corporal
de 100 a 110 Kg. En el macho la pubertad ocurre aproximadamente a la
misma edad.
La gestación dura en promedio 114 días, dando camadas de 8 a 10 lechones
para cerdas de primer parto y 10 a 16 lechones en cerdas adultas.
Durante la lactancia, la cerda puede tener un estro corto poco después del
parto, pero normalmente no cicla y no se cruza hasta después del destete de
los lechones.
2.7.2 MANEJO POST CUBRICIčN DE LA CERDA
(Collell, 2007), si bien se podría decir que el trabajo más duro de la cubrición
termina una vez hecha la misma, es un grave error pensar que la gestación
termina con la cubrición.
21
El éxito de una sala de gestación termina precisamente con el parto. No se
hace un buen trabajo en gestación si no tenemos partos al final. El objetivo
entonces en este manejo de gestación es que tengamos el mínimo de
pérdidas posibles. En este sentido contemplaremos como momentos
importantes los cuidados inmediatos post-cubrición, el control de repeticiones
y el diagnóstico de gestación.
Cuidados inmediatos post cubrici·n
El primer mes de gestación es el más delicado.
Figura 2.1 Cuidados inmediatos post cubrici·n
Fuente: (Collell, 2007)
Tal y como podemos ver en el esquema no es hasta los 35 días en los que se
da la osificación. Esto significa que no será hasta este momento en el que la
gestación será algo más sólida. Podemos ver también como la implantación
propiamente dicha no se da hasta los 14 días, lo que significa que en estos
primeros días sea extremadamente fácil perder la gestación.
Las circunstancias que nos pueden hacer perder la gestación son
básicamente las situaciones de estrés, la alimentación, la falta de estímulos
(verraco) y las enfermedades.
22
Evitar las situaciones de estr®s
Para evitar estas situaciones tendremos en cuenta:
a) Evitar el traslado de las cerdas
Si hemos de trasladar a la cerda de lugar lo podemos hacer después de los
treinta minutos y hasta los 2 días después de haberla cubierto. No moveremos
nunca a la cerda en los primeros treinta minutos después de la cubrición,
buscamos con ello un ritmo de contracciones uterinas correcto.
b) Ofrecer un buen ambiente
Evitaremos temperaturas muy elevadas o muy bajas, intentaremos aportar el
espacio necesario, evitando elevadas densidades de animales y un excesivo
número de cerdas por corral (entre 8 y 10 como máximo). También nos
aseguraremos que no existe competencia por la comida y suministraremos
agua abundante.
c) Evitar las vacunaciones de las cerdas durante el primer mes de gestación.
Alimentaci·n
Tenemos que conseguir que las cerdas tengan una condición corporal
aceptable antes de un mes y que lo mantengan durante toda la gestación.
Para ello durante este primer mes de gestación debemos alimentar a las
cerdas según su condición corporal.
El objetivo que perseguimos es el de no tener a las cerdas ni demasiado
gordas ni demasiado delgadas al entrar a partos. Un plan de alimentación
podría ser el siguiente:
• Primer mes.
— Entre 2,7 y 2,8 kg. pienso/día en cerdas en jaula
— Entre 3,0 y 3,2 kg. pienso/día en cerdas en parques
23
• Posteriormente restringiremos la cantidad de pienso (aportando entre 2 y 2,5
Kg. diarios) para evitar que las cerdas se engorden demasiado y conseguir
una buena ingestión durante la fase de lactación.
• En las últimas 3 semanas de gestación deberemos volver a aumentar la
cantidad de pienso suministrada.
• Sin embargo, unos 5 días antes del parto es recomendable volver a reducir
la cantidad de pienso aportada.
Cabe decir que esta pauta de alimentación puede variar según sea la genética
o el balance energético de la dieta de las cerdas.
2.7.3 ALIMENTACIčN DE LA CERDA SEGĐN SUS NECESIDADES INDIVIDUALES
(Paulino, 2006)En los últimos años se han conocidos nuevas informaciones
con relación al crecimiento extrauterino, que permiten predecir con mayor
exactitud las necesidades de las cerdas. Primero cada vez conocemos más
sobre la proporción de carne y grasa de la cerda, segundo, se sabe que la
segunda y tercera camada de las cerdas muestran un descenso de los
resultados técnicos porque se ha perdido mucha condición física en la primera
lactancia.
Existen diferencias sobre la condición física correcta de las cerdas en una
explotación. Dos métodos para averiguar esa condición son el BCS (Body
Condition Score) y la medición del grosor de la grasa dorsal. Realizando
ambas mediciones en el momento de la inseminación o monta de las cerdas,
puede determinarse el esquema correcto de alimentación (Figura 2.2) y el tipo
de alimentación adecuado para que las cerdas lleguen a las parideras en una
condición física ideal. La alimentación de la cerda según sus necesidades
individuales obtiene un significado totalmente nuevo que proviene de la
situación práctica del animal individual.
24
Figura 2.2 Medidas de la condici·n corporal de las cerdas (Body Condition Score).
Fuente: (Paulino, 2006)
Las cerdas bajas en condición corporal, es favorable que sean alimentadas
de la forma más rápidas y adecuadas para recuperar su condiciones física.
Esto permite superar el llamado descenso de la segunda camada.
Alimentaci·n de la Cerdas j·venes
Debido a las necesidades de inseminación, cada vez es más frecuente utilizar
cerdas jóvenes. Un método mejor es utilizar las cerdas jóvenes según su
edad, peso y grosor de la grasa dorsal. Con este método puede aumentarse
la producción de lechones de las cerdas.
Tabla 2.1 Condiciones sugerida para cerda primeriza.
Edad 220-230 días
Peso corporal 130- 140 kg
Grasa dorsal 16-20 mm
Monta 2º o 3º celo
Fuente: (Paulino, 2006)
25
Tabla 2.2 Valoraci·n de GD (mm) datos por empresas gen®tica
Fase de producción Dalland Stambock Hypor UPB PIC
Primerizas Cubrición 11-12 13-14 - 16-18 16-17
Multíparas Dest-cub. 10-11 12-13 14-16 16-17 17-18
Parto 14-15 17-18 18-20 21-22 19-21
Nota: existe una tendencia de pérdida de GD por ciclo y por edad.
Fuente: (Paulino, 2006)
Tabla 2.3 Registro de pesos por parto datos aportados por empresa gen®tica (kg).
Nº. Partos
Cubrición Parto
1 130 200
2 170 220
3 190 230
4 210 240
5 220 245
6 230 250
7 235 255
8 240 260
Fuente: (Paulino, 2006)
Tabla 2.4 Registro de datos de GD.
Nro parto
Fecha Cubrición
Verraco
Estimado
Real
Nacido Vivo
Nacido Muerto
Adopciones
Eliminado
Muertos
Fecha Destete
--- --- --- --- --- --- --- --- --- --- ---
--- --- --- --- --- --- --- --- --- --- ---
Nota: La variación de GD en cada ciclo, independientemente del tipo genético, la variación máxima no debe ser superior a 4- 5 mm. Las medidas de GD, deben realizarse con periodicidad (semanal, mensual y trimestral) por los encargados y técnicos. Fuente: (Paulino, 2006)
26
Tabla 2.5 Evoluci·n del peso por parto (kg)
Pérdida de peso entre ciclo
Nº. Parto
Cubrición Parto Aumento de peso en cada ciclo
- 1 130 200 +70
-30 2 170 220 +50
-30 3 190 230 +40
-20 4 210 240 +30
-20 5 220 245 +25
-15 6 230 250 +20
-15 7 235 255 +20
-15 8 240 260 +20
Datos aportados por empresa de genética.
Fuente: (Paulino, 2006)
27
III. MATERIALES Y M£TODOS
3.1. CARACTERĉSTICAS DEL ĆREA DE ESTUDIO.
El presente estudio se realizó en la CORPORACIÓN AVÍCOLA
FERNÁNDEZ S.A. en el área de porcinos, ubicada en el sector de
Buenos Aires km 86 Guayaquil-Salinas, a 4 km vía a Sacachún,
perteneciente a la provincia de Santa Elena, República del Ecuador, Sur
América. 2º14´0´´S 80º 54´30´´O.
Posee un agradable clima tropical con temperaturas medias que oscilan
entre 20 a 35° C. Tiene una altitud de 13 metros.
Su precipitación promedio anual es de 137.8 mm. (INAMHI, Estación
Meteorológica Santa Elena-Universidad)
3.2. MATERIALES.
3.2.1. Sustancias.
Tabletas con el probiotico Saccharomyces boulardii
3.2.2. Materiales de campo
Instalaciones de gestación sin ambiente controlado de la granja.
Instalaciones de maternidad con ambiente controlado de la granja.
Guantes
Jeringuillas de 10ml.
Jeringuillas de 3ml.
Balanceado.
Detergente.
Rótulos
Báscula electrónica de 1000 kg. HW 2012120530
Balanza electrónica de 50 kg. ACUWEIGH Ac.03a
Indumentaria
Medidor de grasa dorsal Renco SERIE 12 (S/N: 45000)
28
3.2.3. Semovientes
192 cerdas gestantes clasificadas por sus números de partos
(chanchillas, cerdas de un parto, cerdas de dos partos y cerdas de
tres o más partos) y sus respectivas camadas de lechones de la línea
genética PIC.
3.2.4. Materiales de Oficina.
Computador.
Libreta y registro de campo.
Cámara fotográfica.
Papel, carpeta y esferográficos.
Impresora.
3.3. METODOLOGĉA DE TRABAJO.
3.3.1. Condici·n corporal de la cerda.
La condición corporal se midió 2 días antes del parto y al destete; se lo efectuó
utilizando un medidor de grasa dorsal RENCO y también se tomó el peso de
las cerdas; para el peso inicial en las chanchillas se utilizó el peso con el que
llegaron a la cubrición, para las cerdas multíparas se utilizó el peso del destete
anterior; los siguientes pesajes se realizaron al momento que las cerdas
pasaban a maternidad y al momento del destete cuando regresaron al área
de destetadas. Se utilizó una báscula electrónica.
La medición de la grasa dorsal se realizó a la altura de la última costilla, 6 a 7
cm de la línea media (P2). (Barceló, 2005).
Y los datos obtenidos se los registró para posterior comparación y hacer los
cambios en la alimentación de la cerda, conforme el manejo de la granja.
29
3.3.2. Periodo de descanso en las cerdas destetadas hasta la nueva gestaci·n con el porcentaje de fertilidad.
El periodo de descanso en las cerdas, se calcula entre la diferencia del día de
destete y el día de la próxima inseminación; con comprobación de la nueva
gestación a los 21 días; estos datos fueron registrados de acuerdo al formato
establecido. Para el porcentaje de fertilidad se aplicó la siguiente fórmula matemática.
% de Fertilidad= 𝑁º 𝑐𝑒𝑟𝑑𝑎𝑠 𝑝𝑟𝑒ñ𝑎𝑑𝑎𝑠
𝑁º 𝑐𝑒𝑟𝑑𝑎𝑠 𝑖𝑛𝑠𝑒 x100
3.3.3. N¼mero y peso de los lechones al nacimiento.
El número de lechones se contó y registró al momento del parto por cada
cerda utilizando el formato establecido.
El peso se lo tomó inmediatamente después del nacimiento, en una balanza
electrónica; y se calculó los promedios de pesos de las camadas para cada
unidad experimental con los que se realizaron los análisis estadísticos.
Posterior al conteo y pesaje y con un máximo de 48 horas se homogenizaron
las camadas, como parte del manejo interno de la granja.
3.3.4. N¼mero y peso de lechones destetados.
El número de lechones destetados, es la diferencia entre el número de
lechones nacidos vivos homogenizados menos el número de lechones
muertos.
El peso de los lechones destetados, se obtuvo al pesar todos los lechones
que llegaron al destete; y para el análisis estadístico los promedios por
camada.
30
3.3.5. ĉndice de diarreas.
Se realizó un control diario de los animales, en los casos que se presentó
diarreas se registraron en la hoja de control, para el cálculo porcentual se
utilizó la siguiente fórmula.
% de diarreas = 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐥𝐞𝐜𝐡𝐨𝐧𝐞𝐬 𝐚𝐟𝐞𝐜𝐭𝐚𝐝𝐨𝐬
𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 𝐝𝐞 𝐥𝐞𝐜𝐡𝐨𝐧𝐞𝐬 𝐧𝐚𝐜𝐢𝐝𝐨𝐬 𝐯𝐢𝐯𝐨𝐬 x 100
3.3.6. De la gen®tica
El presente trabajo se lo realizó con cerdas de la línea genética PIC tanto en
su línea materna como paterna.
3.3.7. Del probi·tico
Son comprimidos de 1 g con una concentración de Saccharomyces boulardii
mayor o igual que 2.5x107 UFC/g.
Estos comprimidos tienen un olor a vainilla.
Se suministró dos tabletas por animal, en sus comederos individuales, junto
con la ración de balanceado que se carga en el comedero por la mañana para
ser consumido al día siguiente.
Se inició el suministro del probiótico a los 21 días de gestación de las cerdas,
durante la lactancia y hasta la nueva gestación.
31
3.4. An§lisis Estad²stico.
3.4.1. Unidades experimentales
Cada unidad experimental constó de seis cerdas gestantes y sus respectivas
camadas al parto, para cada repetición; se realizaron cuatro repeticiones en
el presente trabajo. Para los análisis estadísticos en cada variable se calculó
el promedio por cerda.
3.4.2. Factores de Estudio.
Factor A: Grupos
Grupo Experimental (GE)
Grupo Control (GC)
Factor B: Partos
Cerdas primerizas (p0)
Cerdas primer parto (p1)
Cerdas segundo parto (p2)
Cerdas tercer o más partos (p3)
3.4.3. Tratamientos
TRATAMIENTOS
NÜ DE TRATAMIENTO Grupos Partos SIMBOLOGĉA
1 GRUPO EXPERIMENTAL PRIMERIZAS GE p0
2 GRUPO EXPERIMENTAL PRIMER PARTO GE p1
3 GRUPO EXPERIMENTAL SEGUNDO PARTO GE p2
4 GRUPO EXPERIMENTAL TERCERO O MAS PARTOS GE p3
5 GRUPO CONTROL PRIMERIZAS GC p0
6 GRUPO CONTROL PRIMER PARTO GC p1
7 GRUPO CONTROL SEGUNDO PARTO GC p2
8 GRUPO CONTROL TERCERO O MAS PARTOS GC p3
3.4.4. Poblaci·n y Muestra.
La población porcina en la granja es de 1200 cerdas gestantes. El número de
animales muestreados fueron de 192 cerdas gestantes con sus respectivas
camadas al parto.
32
3.4.5. Datos a Evaluar.
Condición corporal de la cerda al inicio de la gestación, al parto y al destete.
Periodo de descanso en las cerdas destetadas hasta la nueva gestación con
porcentaje de fertilidad.
Número y peso de los lechones nacidos vivos.
Número y peso de lechones destetados.
Mortalidad en los lechones hasta el destete
Índice de diarreas en lechones hasta el destete.
3.4.6. Dise¶o Estad²stico.
Para la presente investigación se utilizó estadística descriptiva y el Diseño en
Bloques Completamente al Azar en arreglo factorial A x B cuyo Modelo
Matemático o El Modelo Estadístico Lineal, es el siguiente:
ŷij = µ + ti + j + ij
ŷijk = µ +( ai + bk + abik ) + j + ij
En donde:
µ = un efecto medio global.
ai = efecto del factor A
bk = efecto del factor B
abik = efecto de la interacción A x B
ti = un efecto del tratamiento.
j = un efecto del bloque.
ij = una desviación aleatoria debida a causas desconocidas o error
experimental.
33
De acuerdo con el modelo antes citado, el análisis de varianza
correspondiente es el siguiente:
FUENTES DE VARIACIÓN GRADOS DE LIBERTAD
Repeticiones r-1 3
Grupos g-1 1
Partos p-1 3
Grupos x Partos (g-1)(p-1) 3
Error (r-1)(pxg-1) 21
Total rxpxg-1 31
De haber significancia estadística en el ANDEVA (Análisis de varianza) los
datos serán evaluados mediante la Prueba de Tukey al 5%.
Las hipótesis para los análisis de varianza fueron las siguientes:
H0: GC = GE Ha: GC ≠ GE H0: P0 = P1 = P2 = P3 Ha: P0 ≠ P1 ≠ P2 ≠ P3 H0: No hay interacción entre Grupos x Partos Ha: Si hay interacción entre Grupos x Partos
34
IV. RESULTADOS EXPERIMENTALES Y DISCUSIčN
4.1. Peso inicial de las cerdas
En el Cuadro 4.1 se observan diferencias altamente significativas para la
fuente de variación Partos, por lo que aceptamos la hipótesis alternativa (Ha)
y rechazamos la hipótesis nula (H0). Las otras fuentes de variación
(Repeticiones, Grupos; Grupos x Parto) no presentan diferencias significativas
por lo que se acepta la hipótesis nula y se rechaza la hipótesis alternativa.
El peso inicial promedio de las cerdas para el ensayo es de 200 kg. El
coeficiente de variación de 4,20% es bueno.
En el Cuadro 4.2 se observan cuatro rangos de significación donde el rango
A lo conforman las cerdas de tres partos en adelante con un peso promedio
inicial de 258,87 kg; en el B están las cerdas con dos partos con un promedio
de peso inicial de 215,42 kg; en el C se encuentran las cerdas de primer parto
con 190,26 kg y en el D las primerizas o chanchillas con un promedio de peso
inicial de 136,25 kg.
Cuadro 4.1 ANDEVA para la variable Peso inicial de cerdas en kg
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 74,53 3 24,844 0,351600 0,7884 Ns
Grupos 0,002 1 0,002 0,000028 0,9959 Ns
Partos 62901,96 3 20967,318 296,771100 <0,0001 **
Grupos x Partos 185,69 3 61,897 0,876100 0,4693 Ns
Error 1483,68 21 70,652
Total 64645,86 31
Media 200,20
CV% 4,20 F.V.: Fuente de variación SC: Suma de Cuadrados Gl: Grados de libertad CM: Cuadrados medios F: Prueba de Fisher p-valor: Probabilidad de valor CV%: Porcentaje de Coeficiente de Variación
35
Cuadro 4.2 Tukey al 5% para las medias de peso inicial de cerdas seg¼n los partos
PARTO Medias 3 258,87 A
2 215,42 B
1 190,26 C
0 136,25 D
Medias con una letra com¼n no son significativamente diferentes (p > 0,05) Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=11,71437
Figura 4.1 Tukey al 5% para las medias de peso inicial en kg de cerdas seg¼n el n¼mero de parto
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
4.2. Peso de cerdas al parto
En el Cuadro 4.3 se observan diferencias altamente significativas para la
fuente de variación Partos, por lo que aceptamos la hipótesis alternativa (Ha)
y rechazamos la hipótesis nula (H0). Las otras fuentes de variación no
presentan diferencias significativas por lo que se acepta la hipótesis nula y se
rechaza la hipótesis alternativa.
3 2 1 0 PARTOS
0,00
67,03
134,06
201,09
268,12
KILOGRAM
OS
A
B
C
D
A
B
C
D
36
El peso al parto promedio de las cerdas para el ensayo es de 240 kg. El
coeficiente de variación de 3,72% es muy bueno.
En el Cuadro 4.4 se observan cuatro rangos de significación donde el rango
A lo conforman las cerdas de tres partos en adelante con un peso promedio
al parto de 282,80 kg; en el B están las cerdas con dos partos con un promedio
de peso al parto de 252,56 kg; en el C se encuentran las cerdas de primer
parto con 233,59 kg y en el D las primerizas o chanchillas con un promedio de
peso al parto de 192,09 kg.
Cuadro 4.3 ANDEVA para peso de cerdas en kg al parto
F.V. SC Gl CM F p-valor Repeticiones 366,65 3 122,22 1,5325 0,2354 ns
Grupos 8,25 1 8,25 0,1035 0,7509 ns
Partos 34605,42 3 11535,14 144,6431 <0,0001 **
Grupos x Partos 348,05 3 116,02 1,4548 0,2554 ns
Error 1674,73 21 79,75
Total 37003,10 31
CV% 3,72
Media 240,26
Cuadro 4.4 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al parto seg¼n el n¼mero de partos
PARTO Medias 3 282,80 A
2 252,56 B
1 233,59 C
0 192,09 D
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=12,44574
37
Figura 4.2 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al parto seg¼n el n¼mero de partos
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
El peso de cerdas al parto en el grupo Experimental es de 240,77 kg. y en el
grupo Control es de 239,75 kg. estos pesos son inferiores a los que obtuvo
Lázaro C., 2005 (Lázaro realizó su investigación con la línea genética PIC)
donde obtuvo 292 y 292,40 kg. respectivamente.
4.3. Peso de cerdas al destete
En el cuadro 4.5 se detectan diferencias altamente significativas para partos
y la interacción Grupos x Partos es significativa, por lo que ambos casos
rechazamos la hipótesis nula y aceptamos la hipótesis alternativa. No hay
diferencias estadísticas para Repeticiones y para Grupos, el coeficiente de
variación de 2,28% es muy bueno. El peso promedio del ensayo de cerdas al
destete es de 220,4 kg..
En el cuadro 4.6 se observan cuatro rangos de significación de Tukey al 5%
para la fuente de variación Partos encabezados por cerdas con tres o más
partos con una media de 269,71 kg. que corresponde al rango A; en el rango
B están las cerdas de dos partos con 231,79 kg.; las cerdas de primer parto
3 2 1 0
PARTO
0,00
72,66
145,32
217,98
290,65
KILOGRAMOS
A
B
C
D
A
B
C
D
38
con 210,67 kg. integra el rango C; mientras que en el rango D están las
primerizas o chanchillas con 169,47 kg.
La interacción Grupos x Partos para peso al destete de las cerdas, la prueba
de Tukey arroja cuatro rangos de significación: en el rango A esta la
interacción GEp3 (272,88 kg.) y la interacción GCp3 (266,54 kg.); el rango B
lo integran las interacciones GCp2 y GEp2 con 236,34 kg. y 227,23 kg.
respectivamente; las interacciones GEp1 y GCp1 conforman el rango C con
211,29 kg. y 210,04 kg. respectivamente; en el rango D están las interacciones
GCp0 y GEp0 con medias de 171,4 kg. y 167,54 kg. cada una. Cuadro 4.7
Cuadro 4.5 ANDEVA para peso de cerdas en kg. al destete
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 143,32 3 47,77 1,8866 0,1628 ns
Grupos 14,47 1 14,47 0,5713 0,4581 ns
Partos 41998,94 3 13999,65 552,8566 <0,0001 **
Grupos x Partos 264,94 3 88,31 3,4876 0,0338 *
Error 531,77 21 25,32
Total 42953,44 31
CV% 2,2831
Media 220,4
Cuadro 4.6 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al destete seg¼n el n¼mero de partos
PARTO Medias 3 269,71 A
2 231,79 B
1 210,67 C
0 169,47 D
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=7,01311
39
Figura 4.3 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al destete seg¼n el n¼mero de partos
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
Cuadro 4.7 Tukey al 5% para la interacci·n Grupos * Partos en el peso al destete de cerdas en kg.
GRUPO PARTO Medias GE 3 272,88 A
GC 3 266,54 A
GC 2 236,34 B
GE 2 227,23 B
GE 1 211,29 C
GC 1 210,04 C
GC 0 171,40 D
GE 0 167,54 D
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=11,93491
3 2 1 0
PARTO
0,00
69,15
138,30
207,44
276,59
KILOGRAMOS
A
B
C
D
A
B
C
D
40
Figura 4.4 Tukey al 5% para la interacci·n Grupos * Partos en el peso al destete de cerdas en kg.
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
Lázaro, C., 2005 en un ensayo con otro tipo de probióticos obtuvo en su grupo
Experimental un peso de 255,40 kg. y para el control 264,28 kg.; que difieren
a la actual investigación donde se obtuvieron en el grupo experimental 219,74
kg. en el grupo control 221,08 kg.
En el grupo Experimental hay una perdida entre el peso del parto y el destete
de 21,03 kg. que difiere de Lázaro donde observó una pérdida de 36,60 kg.
Mientras que en el grupo Control en el presente ensayo se obtuvo una pérdida
de 18,67 kg. siendo menor que el grupo experimental y difiere a lo de Lázaro
donde se pierde 28,12 kg.. Tanto en el ensayo de Lázaro como en el actual
tiene mayor pérdida de peso en el grupo donde se suministra probiótico.
GE:3GC:3
GC:2GE:2
GE:1GC:1
GC:0GE:0
GRUPO*PARTO
0,00
70,20
140,40
210,59
280,79
KILOGRAMOS
A A
BB
C C
D D
A A
BB
C C
D D
41
4.4. Medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto
Según el ANDEVA en el Cuadro 4.8 se observan diferencias altamente
significativas para partos por lo que se rechaza la hipótesis nula y se acepta
la hipótesis alternativa. Las fuentes de variaciones Repeticiones, Grupos,
Grupos x Partos no presentan diferencias significativas por lo que se acepta
la hipótesis nula y se rechaza la hipótesis alternativa.
El coeficiente de variación de 7,86% es bueno. La media general del ensayo
es de 13,21mm de grasa dorsal de las cerdas antes del parto.
En la prueba de Tukey al 5% con Cuadro 4.9, las medias de partos arrojan
dos rangos de significación. Las cerdas de tres partos en adelante tienen una
media de 14.87mm y conforman el rango A. las cerdas con dos partos, con un
parto y con cero partos conforman el rango B con 13,05mm, 12,71mm,
12,23mm respectivamente de grasa dorsal.
Cuadro 4.8 ANDEVA para medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 5,83 3 1,94 1,8034 0,1774 ns
Grupos 0,13 1 0,13 0,1238 0,7284 ns
Partos 31,93 3 10,64 9,8729 0,0003 **
Grupos x Partos 7,17 3 2,39 2,2161 0,1162 ns
Error 22,64 21 1,08
Total 67,69 31
CV% 7,86 Media 13,21
Cuadro 4.9 Tukey al 5% para los promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm seg¼n el n¼mero de partos
PARTO Medias 3 14,87 A
2 13,05 B
1 12,71 B
0 12,23 B
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=1,44693
42
Figura 4.5 Tukey al 5% para los promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm seg¼n el n¼mero de partos
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
En la publicación realizada por Paulino, J., 2006 en relación a la Grasa Dorsal,
sobre las primerizas y cerdas multíparas antes del parto, se marca una
diferencia en mm de grasa de la siguiente manera: para primerizas 16-20mm
entre la cubrición y la llegada al parto, mientras que en las multíparas de 19-
21mm al parto. Los datos obtenidos en el presente ensayo nos indican valores
por debajo de lo señalado por Paulino, presentándose de la siguiente manera:
12,23mm para las primerizas y un 12,71 a 14,87mm para las multíparas. Por
lo tanto no podemos coincidir con lo expresado por Paulino.
3 2 1 0
PARTO
0,00
3,85
7,69
11,54
15,39
mm
A
BB
B
A
BB
B
43
4.5. Medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete (mm)
En el cuadro 4.10 se observan diferencias altamente significativas para Partos
por lo que se rechaza la hipótesis nula y se acepta la hipótesis alternativa. Las
otras fuentes de variación no presentan significancias estadísticas.
El coeficiente de variación de 9,34% es bueno. El promedio de grasa dorsal
en cerdas al destete es de 11,74 mm.
En la prueba de Tukey al 5% en la fuente de variación Partos arroja dos rangos
de significación, el rango A con 13,95mm de promedio lo conforman las cerdas
con tres partos o más, en el rango B se localizan cerdas de dos partos, de un
parto y de cero partos con las siguientes medias 11,55mm; 11,28mm y
10,19mm respectivamente.
Cuadro 4.10 ANDEVA para medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 1,473 3 0,491 0,4079 0,7489 ns
Grupos 0,001 1 0,001 0,0010 0,9746 ns
Partos 60,468 3 20,156 16,7422 <0,0001 **
Grupos x Partos 3,014 3 1,005 0,8345 0,4900 Ns
Error 25,282 21 1,204
Total 90,238 31
CV% 9,34 Media 11,74
Cuadro 4.11 Tukey al 5% para los promedios de la medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm seg¼n el n¼mero de partos
PARTO Medias 3 13,95 A
2 11,55 B
1 11,28 B
0 10,19 B
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=1,52916
44
Figura 4.6 Tukey al 5% para los promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm seg¼n el n¼mero de partos
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
En lo expresado por Paulino, J., 2006, en su publicación indica que los mm de
grasa para cerdas multíparas están entre 17-18mm al destete; en el presente
ensayo no coincide con los valores antes mencionados, se obtuvo un valor
menor a lo expresado, que fue de 11,28 a 13,95 mm en cerdas multíparas.
4.6. Periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas
De acuerdo al cuadro 4.12 las Repeticiones presentan diferencias
significativas. Grupos, Partos y Grupos x Partos son no significativos por lo
que en este caso aceptamos hipótesis nula y rechazamos la hipótesis
alternativa.
El coeficiente de variación de 30,89% es alto, lo que refleja la variabilidad
intrínseca de cada cerda. La media general del experimento es 5,3 días
abiertos.
3 2 1 0
PARTO
0,00
3,64
7,28
10,91
14,55
mm
A
B B
B
A
B B
B
45
Cuadro 4.12 ANDEVA para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas
4.7. Porcentaje de fertilidad en las cerdas
Para esta variable se realizó un análisis de frecuencia tanto para el Grupo
Control (4.13) y para el Grupo Experimental (4.14). En el primer grupo el 7%
de cerdas repitieron celo, mientras que el 93% de cerdas de este grupo no
repitieron celo. En el segundo grupo el 2% repitió celo y el 98% no repitió celo.
Cuadro 4.13 An§lisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas destetadas y posterior sometidas a inseminaci·n del Grupo Control
GRUPO Variable Clase LI LS MC FA FR FAA FRA
GC % fertilidad 1 [ 50,00 58,33 ] 54,17 7 0,07 7 0,07
GC % fertilidad 2 ( 58,33 66,67 ]* 62,5 0 0 7 0,07
GC % fertilidad 3 ( 66,67 75,00 ] 70,83 0 0 7 0,07
GC % fertilidad 4 ( 75,00 83,33 ] 79,17 0 0 7 0,07
GC % fertilidad 5 ( 83,33 91,67 ] 87,5 0 0 7 0,07
GC % fertilidad 6 ( 91,67 100,00 ] 95,83 89 0,93 96 1 * La notación (a, b], con a<b, indica que la clase incluye números estrictamente mayores que “aò y
menores o iguales que “bò.
LI: Límite inferior LS: Límite superior MC: Media de clase FA: Frecuencia absoluta FR: Frecuencia relativa FAA: Frecuencia absoluta acumulada FRA: Frecuencia relativa acumulada
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 36,90 3 12,30 4,5845 0,0128 *
Grupos 0,73 1 0,73 0,2721 0,6074 Ns
Partos 8,34 3 2,78 1,0367 0,3967 Ns
Grupos x Partos 4,48 3 1,49 0,5562 0,6497 Ns
Error 56,35 21 2,68
Total 106,80 31
CV% 30,89
Media 5,30
46
Cuadro 4.14 An§lisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas destetadas y posterior sometidas a inseminaci·n del Grupo Experimental
GRUPO Variable Clase LI LS MC FA FR FAA FRA
GE % fertilidad 1 [ 50,00 58,33 ] 54,17 2 0,02 2 0,02
GE % fertilidad 2 ( 58,33 66,67 ] 62,5 0 0 2 0,02
GE % fertilidad 3 ( 66,67 75,00 ] 70,83 0 0 2 0,02
GE % fertilidad 4 ( 75,00 83,33 ] 79,17 0 0 2 0,02
GE % fertilidad 5 ( 83,33 91,67 ] 87,5 0 0 2 0,02
GE % fertilidad 6 ( 91,67 100,00 ] 95,83 94 0,98 96 1
4.8. N¼mero de lechones al nacimiento
En el cuadro 4.15 se observa que no existe significancia estadística para
ninguna de las fuentes de variación por lo que se acepta la hipótesis nula y se
rechaza la hipótesis alternativa.
El coeficiente de variación del 16,3 % es aceptable. En el ensayo el promedio
es de 12,06 lechones por camada.
Cuadro 4.15 ANDEVA para n¼mero de lechones al nacimiento
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 7,96 3 2,65 0,6900 0,5698 ns
Grupos 0,07 1 0,07 0,0200 0,8939 ns
Partos 1,68 3 0,56 0,1500 0,9315 ns
Grupos x Partos 12,52 3 4,17 1,0800 0,3785 ns
Error 81,07 21 3,86
Total 103,31 31
CV% 16,3
Media 12,06
47
En este ensayo se obtuvo que el grupo Experimental tiene en promedio 12,01
lechones en promedio por camada y el grupo Control 12,10. Estos resultados
difieren con los de Lázaro, 2005 donde se observaron que el promedio de
lechones por camada con el probiótico fue de 11,52 y para el testigo 11,96,
siendo esta diferencia significativa, lo que también difiere con el presente
ensayo donde la diferencia es no significativa.
4.9. Peso de lechones al nacimiento
En el cuadro 4.16 se observa que no existe significancia estadística para
ninguna de las fuentes de variación por lo que se acepta la hipótesis nula y se
rechaza la hipótesis alternativa.
El coeficiente de variación del 12,06 % es aceptable. En el ensayo el promedio
es de 16,26 kg. por camada.
Cuadro 4.16 ANDEVA para peso de lechones en kg. al nacimiento
Lázaro, C., 2005 obtuvo en su grupo Experimental un peso promedio por
lechón de 1,49 kg. y para el control 1,37 kg.; que difieren a la actual
investigación donde se obtuvo en el grupo experimental 1,39 kg. en promedio
y en el grupo control 1,29 kg.
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 3,55 3 1,18 0,3077 0,8196 ns
Grupos 9,22 1 9,22 2,3983 0,1364 ns
Partos 16,45 3 5,48 1,4271 0,2630 ns
Grupos x Partos 7,94 3 2,65 0,6887 0,5690 ns
Error 80,70 21 3,84
Total 117,85 31
CV% 12,06
Media 16,26
48
4.10. N¼mero de lechones al destete
De acuerdo al ANDEVA para esta variable existe diferencia significativa para
el número de partos por lo que se acepta la hipótesis alternativa y se rechaza
la hipótesis nula. Las otras fuentes de variación no presentan diferencias
estadísticas.
El coeficiente de variación de 4,73% es bueno. El promedio de lechones por
camada es de 11,52.
En la prueba de Tukey al 5% en la fuente de variación Partos se observan dos
rangos de significación: el rango A encabezado por las cerdas cero partos con
11,87 lechones en promedio; cerdas con un parto con 11,69 lechones; cerdas
con dos partos con 11,45 lechones; estas últimas comparten con el rango B
que lo conforman con cerdas de tres y más partos con 10,97 lechones de
promedio.
Cuadro 4.17 ANDEVA para n¼mero de lechones al destete
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 0,491 3 0,164 0,5518 0,6526 ns
Grupos 0,008 1 0,008 0,0263 0,8726 ns
Partos 4,022 3 1,341 4,5200 0,0135 *
Grupos x Partos 0,477 3 0,159 0,5361 0,6627 ns
Error 6,229 21 0,297
Total 11,228 31
CV% 4,73
Media 11,52
Cuadro 4.18 Tukey al 5% para las medias de n¼mero de lechones al destete seg¼n el n¼mero de partos
PARTO Medias 0 11,87 A
1 11,79 A
2 11,45 A B
3 10,97 B
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test: Tukey Alfa=0,05 DMS=0,75904
49
Figura 4.7 Tukey al 5% para las medias de n¼mero de lechones al destete seg¼n el n¼mero de partos
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
4.11. Peso de lechones al destete
En el cuadro 4.19 no hay diferencias significativas para las fuentes de
variación Repeticiones, Grupos, y Grupos x Parto por lo que se rechaza la
hipótesis alternativa y se acepta la hipótesis nula. La fuente de variación
Partos presenta diferencias altamente significativas en este caso se acepta la
hipótesis alternativa y se rechaza la nula.
El coeficiente de variación de 7,47% es bueno y el promedio por camada es
de 67,29 kg.
En la prueba de Tukey al 5% para el peso de lechones por camada al destete
presentan tres rangos de significación, en el A están las cerdas de segundo y
primer parto con 72,67 kg. y 69,96 kg. respectivamente, estás últimas
comparten el rango B con cerdas de tres y más partos con un promedio de
65,57 kg. por camada, estas últimas a su vez comparten el rango C con las
cerdas primerizas cuyo promedio al destete de los lechones es de 60,96 kg.
por camada.
0 1 2 3
PARTO
0,00
3,03
6,06
9,09
12,12
NÜ de lechones
A AAB
B
A AAB
B
50
Cuadro 4.19 ANDEVA para peso de lechones en kg. al destete
F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 182,28 3 60,76 2,4041 0,0961 ns
Grupos 10,49 1 10,49 0,4152 0,5263 ns
Partos 632,95 3 210,98 8,3477 0,0008 **
Grupos x Partos 59,12 3 19,71 0,7798 0,5184 ns
Error 530,76 21 25,27
Total 1415,61 31
CV% 7,47
Media 67,29
Cuadro 4.20 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en kg. al destete seg¼n el n¼mero de partos
PARTO Medias 2 72,67 A
1 69,96 A B
3 65,57 B C
0 60,96 C
Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)
Test: Tukey Alfa=0,05 DMS=7,00644
Figura 4.8 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en kg. al destete seg¼n el n¼mero de partos
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
2 1 3 0
PARTO
0,00
18,78
37,56
56,34
75,12
KILOGRAMOS
AAB
BC
C
AAB
BC
C
51
Lázaro, C., 2005 obtuvo en su grupo Experimental un peso promedio por
lechón de 5,14 kg. y para el control 5,40 kg.; que difieren a la actual
investigación donde se obtuvieron en el grupo experimental 5,80 kg. y en el
grupo control 5,88 kg. Esta diferencia es no significativa.
4.12. Porcentaje de mortalidad en los lechones
En el cuadro 4.21 se observa que el porcentaje de mortalidad que se presentó
en el grupo Control es de 5,69%, superando al grupo Experimental en 2,52%
de lechones muertos, el grupo Experimental tuvo 3,71%.
En el cuadro 4.22 se observa que en 53 camadas dentro del grupo control y
60 camadas en el grupo experimental no hubo mortalidad de lechones, siendo
el 27,6% y el 31,3% respectivamente del total de camadas involucradas en el
ensayo; con un lechón muerto tenemos 28 (14,6%) camadas en el Grupo
Control y 31 (16,1%) camadas para el Grupo Experimental; en 12 camadas
(6,3%) dentro del Grupo Control tienen dos lechones muertos y en cinco
camadas (2,6%) dentro del Grupo Experimental. Con tres lechones muertos
hay una camada dentro del Grupo Control (0,5%). Y con cuatro lechones
muertos hay en dos camadas (1,0%) dentro del Grupo Control.
Cuadro 4.21 Porcentaje de mortalidad dentro del grupo
GC GE TOTAL
N¼mero lechones al destete
1108 1105 2213
Mortalidad durante la lactancia
63 41 104
% del grupo
5,69% 3,71%
% del total
2,85% 1,85%
52
Cuadro 4.22 Tabla de contingencia para el % de mortalidad de lechones por camadas
GRUPO
Total GC GE
Muertos 0 Recuento 53 60 113
% dentro de muertos 46,9% 53,1% 100,0%
% dentro de GRUPO 55,2% 62,5% 58,9%
% del total 27,6% 31,3% 58,9%
1 Recuento 28 31 59
% dentro de muertos 47,5% 52,5% 100,0%
% dentro de GRUPO 29,2% 32,3% 30,7%
% del total 14,6% 16,1% 30,7%
2 Recuento 12 5 17
% dentro de muertos 70,6% 29,4% 100,0%
% dentro de GRUPO 12,5% 5,2% 8,9%
% del total 6,3% 2,6% 8,9%
3 Recuento 1 0 1
% dentro de muertos 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 1,0% ,0% ,5%
% del total ,5% ,0% ,5%
4 Recuento 2 0 2
% dentro de muertos 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 2,1% ,0% 1,0%
% del total 1,0% ,0% 1,0%
Total Recuento 96 96 192
53
Figura 4.9 Mortalidad de lechones por camada
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
4.13. ĉndice de diarreas en los lechones hasta el destete
En el cuadro 4.23 se observa que el porcentaje de lechones que presentaron
diarrea en el grupo Control es de 4,87%, superando al grupo Experimental en
3,43% de lechones que presentaron diarreas, el grupo Experimental tuvo
1,45%.
En el cuadro 4.24 se observa que en 21 camadas se presentaron lechones
con diarrea que equivale al 10,94% del total de camadas involucradas en el
experimento. Estas 21 camadas se desdoblan de la siguiente manera: dentro
del grupo control en 13 camadas se presentan diarreas (61,9%) y en el grupo
experimental hay ocho (38,1%) camadas que presentan diarreas.
54
Un lechón con diarrea se presentó en cuatro camadas del grupo control, esas
cuatro camadas representan el 19,0% de las 21 camadas donde se
presentaron diarreas, así mismo en dos camadas (9,5%) dentro del grupo
experimental.
Presentaron diarrea dos lechones en dos camadas (9,5%) dentro del grupo
control y cinco camadas (23,8%) dentro del grupo experimental.
Se encontraron tres lechones con diarrea únicamente en dos camadas (9,5%)
en el grupo control.
Cuatro lechones con diarrea se presentaron en una camada (4,8%) solamente
en el grupo experimental.
Cinco lechones con diarrea se encontraron en dos camadas (9,5%) en el
grupo control.
En una camada (4,8%) en el grupo control tuvieron seis lechones con diarrea;
en el mismo grupo y con el mismo número y porcentaje de camadas se pudo
observar que hubo una con 11 lechones con diarrea y otra camada con 13
lechones afectados.
Cuadro 4.23 Porcentaje de lechones con diarrea dentro del grupo
GC GE TOTAL
N¼mero lechones total al destete
1108 1105 2213
N¼mero de diarreas durante la lactancia
54 16 70
% del grupo
4,87% 1,45%
% del total
2,44% 0,72%
55
Cuadro 4.24 Tabla de contingencia para lechones con diarrea hasta el destete
GRUPO
Total GC GE
diarreas 1 Recuento 4 2 6
% dentro de diarreas 66,7% 33,3% 100,0%
% dentro de GRUPO 30,8% 25,0% 28,6%
% del total 19,0% 9,5% 28,6%
2 Recuento 2 5 7
% dentro de diarreas 28,6% 71,4% 100,0%
% dentro de GRUPO 15,4% 62,5% 33,3%
% del total 9,5% 23,8% 33,3%
3 Recuento 2 0 2
% dentro de diarreas 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 15,4% ,0% 9,5%
% del total 9,5% ,0% 9,5%
4 Recuento 0 1 1
% dentro de diarreas ,0% 100,0% 100,0%
% dentro de GRUPO ,0% 12,5% 4,8%
% del total ,0% 4,8% 4,8%
5 Recuento 2 0 2
% dentro de diarreas 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 15,4% ,0% 9,5%
% del total 9,5% ,0% 9,5%
6 Recuento 1 0 1
% dentro de diarreas 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 7,7% ,0% 4,8%
% del total 4,8% ,0% 4,8%
11 Recuento 1 0 1
% dentro de diarreas 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 7,7% ,0% 4,8%
% del total 4,8% ,0% 4,8%
13 Recuento 1 0 1
% dentro de diarreas 100,0% ,0% 100,0%
% dentro de GRUPO 7,7% ,0% 4,8%
% del total 4,8% ,0% 4,8%
Total Recuento 13 8 21
% dentro de diarreas 61,9% 38,1% 100,0%
% dentro de GRUPO 100,0% 100,0% 100,0%
% del total 61,9% 38,1% 100,0%
56
Figura 4.10 N¼mero de lechones con diarrea por camada
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
Lázaro, C., 2005 obtuvo en su grupo Experimental un porcentaje del 1,09% y
para el control 5,93%; datos que tienen la misma tendencia que el actual
ensayo donde se obtuvo en el grupo experimental tuvo 1,45% de cerdos con
diarrea y en el grupo control 4,87%.
57
V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
De la presente propuesta de investigación se concluye y recomienda lo
siguiente:
5.1. CONCLUSIONES
5.1.1. El uso del probiótico disminuye en 3,43% la presencia de diarreas en
los lechones.
5.1.2. El suministro del probiótico influye en la disminución de la mortalidad de
los lechones hasta el destete en 2,52%.
5.1.3. El probiótico no influye significativamente en el peso ni en la grasa
dorsal de la cerda durante la gestación y al destete.
5.1.4. No se presentó diferencia estadística en el periodo de descanso, el
porcentaje de fertilidad se ve influenciado por el uso del probiótico en un 5%.
5.1.5. El probiótico no presentó diferencia estadística en el peso ni en el
número de lechones al nacimiento y destete.
58
5.2. RECOMENDACIONES
5.2.1. Para futuras investigaciones tendrían que realizarse en otras regiones,
y en otras épocas del año; en granjas con otro tipo de manejo o tecnificación.
5.2.2. Se podrían realizar estudios en granjas con mayores problemas
sanitarios para medir eficacia y eficiencia del probiótico.
5.2.3. Evaluar en forma continua la administración de la levadura en las cerdas
y en sus respectivas camadas.
5.2.4. Realizar el seguimiento a los lechones que nacen de madres tratadas y
comparar con lechones de madres no tratadas, para observar la ganancia de
peso y conversión alimenticia.
5.2.5. Realizar evaluaciones con diferentes concentraciones de UFC/g en la
dosificación del probiótico.
59
VI. RESUMEN
En la presente investigación se trabajó con 192 cerdas de la línea PIC y sus
lechones, fueron utilizadas para determinar el efecto del probiótico
(Saccharomyces boulardii 2.5x107 UFC/g) suministrado en forma de
tabletas (2g/cerda) en la alimentación diaria de los animales. Las cerdas
fueron divididas aleatoriamente, teniendo en cuenta el número de partos, en
dos grupos (Experimental y Testigo). Las tabletas fueron suministradas desde
los 21 días de gestación, durante el periodo de lactancia hasta su retorno a
celo.
El tratamiento constó en la suministro de las tabletas al grupo Experimental y
al control no se le proporcionó, esto tanto en gestación, maternidad como al
destete. La alimentación durante la gestación fue restringida (1.8-2.5-3.0
kg../día). En lactación el consumo fue ad libitum. Los parámetros medidos en
las cerdas fueron los siguientes: la condición corporal (peso y grasa dorsal) y
al destete el porcentaje de fertilidad con su periodo de descanso, mientras que
en los lechones fue el número y peso, al nacimiento y destete, así como su
mortalidad y el índice de diarreas que presentaron hasta el destete. Los
resultados obtenidos muestran que el probiótico disminuye en un 3,43% las
diarreas, siendo esto de gran importancia (rentabilidad) y además un punto
crítico (peso del lechón al destete) dentro de la industria porcina.
Palabras claves: Probióticos, cerdas, lechones, Saccharomyces boulardii.
60
VI. SUMMARY
In the present investigation we worked with 192 sows the PIC line and their
piglets, were used to determine the effect of probiotics (Saccharomyces
boulardii 2.5x107 CFU/g) supplied in tablet form (2g / sow) in daily feeding
animals. The sows were randomly divided, considering the number of births in
two groups (experimental and control). The tablets were supplied from 21 days
of gestation, during lactation until his return to estrus.
Treatment consisted in the supply of tablets Experimental and control group
was not provided, that both pregnancy, maternity and weaning. Diet during
pregnancy was restricted (1.8-2.5-3.0 / kg day). Lactating consumption was ad
libitum. The parameters measured in sows were: body condition (weight and
backfat) and weaning the percentage of fertility in its sleep period, while the
piglets was the number and weight at birth and weaning, and mortality and the
rate of diarrhea presenting to weaning. The results show that probiotic
decreased by 3.43% diarrhea, this being of great importance (profitability) and
also a critical point (piglet weight at weaning) within the swine industry.
Keywords: Probiotics, sows, piglets, Saccharomyces boulardii.
61
VII. BIBLIOGRAFĉA
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RTO
S/CER
DA
NÜ
LECHONES
AL
DE
STET
E
PESO
LE
CHONES
DES
TETE
/ CAMADA Kg.
PESO
PROM
LECHONES
DES
TETE
Kg.
# DIARREA
S/
CER
DA
CER
DAS
REP
ETIDORAS
21 DIAS DE
GES
TACION
GC
0
3
A514
0
140
203
12
177
12
4
13
15,4
1
1,1
850
0
1
12
62,5
14
5,2
095
1
NO
RE
PIT
E
GC
0
3
A537
0
135
182
12
165
8
8
9
14,7
4
1,6
377
4
1
12
67,6
14
5,6
345
0
NO
RE
PIT
E
GC
0
3
A554
0
130
187
12
182
11
6
9
15,9
2
1,7
687
3
0
12
56,9
96
4,7
497
0
NO
RE
PIT
E
GC
0
3
A536
0
138
172
17
178
14
4
1
1,6
8
1,6
840
9
1
9
42,7
57
4,7
508
1
NO
RE
PIT
E
GC
1
3
A279
1
188
222
16
204
12
4
12
15,9
2
1,3
266
1
0
13
92,2
47
7,0
959
2
NO
RE
PIT
E
GC
1
3
A264
1
174
201
8
202
9
4
8
10,5
3
1,3
161
5
2
11
52,8
56
4,8
051
1
NO
RE
PIT
E
GC
1
3
A268
1
177
214
11
195
8
4
13
19,3
7
1,4
899
0
0
13
86,9
97
6,6
921
3
NO
RE
PIT
E
GC
1
3
A257
1
190
232
9
229
10
4
20
23,2
0
1,1
602
-7
1
12
59,7
26
4,9
772
2
NO
RE
PIT
E
GC
1
3
A336
1
198
236
12
217
12
3
10
16,4
5
1,6
451
3
1
12
81,3
05
6,7
754
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
3
A100
1
220
263
13
244
12
3
16
19,9
9
1,2
492
-2
1
13
73,8
47
5,6
805
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
3
1806
2
245
288
15
276
13
2
4
6,4
7
1,6
185
8
0
12
64,0
45
5,3
371
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
3
2019
2
180
212
8
227
7
15
17
17,8
0
1,0
470
-5
1
11
53,3
58
4,8
507
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
3
2079
2
193
245
15
210
11
2
14
17,5
2
1,2
514
-3
0
11
79,1
4
7,1
945
6
NO
RE
PIT
E
GC
2
3
2101
2
215
243
16
239
15
0
9
15,2
6
1,6
958
4
2
11
74,6
6,7
818
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
3
2130
2
227
280
19
253
14
3
12
15,7
4
1,3
113
-2
0
10
70,5
17
7,0
517
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
3
2107
2
230
255
13
227
13
4
14
18,0
5
1,2
896
-2
1
11
69,0
7
6,2
791
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
3
34047
4
255
276
16
263
12
4
14
17,1
1
1,2
218
-2
1
11
78,2
72
7,1
156
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
3
1846
3
242
257
10
238
9
25
16
22,6
1
1,4
128
-4
0
12
77,5
62
6,4
635
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
3
33972
4
227
267
11
261
10
0
11
16,0
4
1,4
585
-2
0
9
55,5
03
6,1
670
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
3
1620
4
234
274
16
256
13
4
18
20,6
2
1,1
457
-6
0
12
87,8
69
7,3
224
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
3
1659
4
285
282
13
279
10
0
12
16,8
7
1,4
061
0
0
12
63,9
09
5,3
258
5
NO
RE
PIT
E
GC
3
3
1006
6
266
283
16
275
14
3
11
12,4
1
1,1
281
3
2
12
74,0
38
6,1
698
0
NO
RE
PIT
E
GC
0
4
A525
0
136
205
9
189
7
5
12
17,2
4
1,4
364
1
0
13
85,0
1
6,5
392
11
NO
RE
PIT
E
GC
0
4
A519
0
134
189
13
170
11
5
12
17,2
9
1,4
412
1
0
13
72,3
76
5,5
674
13
NO
RE
PIT
E
GC
0
4
A568
0
134
169
14
160
10
5
10
11,8
8
1,1
882
3
0
13
65,9
84
5,0
757
0
NO
RE
PIT
E
GC
0
4
A506
0
130
174
12
156
10
4
11
17,7
4
1,6
127
3
2
12
73,4
83
6,1
236
0
NO
RE
PIT
E
75
GRUPO
PA
RTO
REP
ID
N PA
RTO
S
PESO
INICIAL
CER
DA
Kg.
PESO
AL
PA
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CER
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Kg.
MGD
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PESO
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Kg.
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CHONE
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PESO
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O
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cedido
s)
#MUE
RTO
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LECHONES
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PESO
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CHONES
DES
TETE
/ CAMADA Kg.
PESO
PROM
LECHONES
DES
TETE
Kg.
# DIARREA
S/
CER
DA
CER
DAS
REP
ETIDORAS
21 DIAS DE
GES
TACION
GC
0
4
A574
0
130
163
10
152
10
6
10
12,2
0
1,2
201
3
0
13
63,1
59
4,8
584
0
NO
RE
PIT
E
GC
0
4
A517
0
132
183
10
176
10
10
14
17,7
9
1,2
705
-1
0
13
78,5
13
6,0
395
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
4
A284
1
187
230
16
219
15
2
9
11,6
7
1,2
964
3
0
12
63,3
99
5,2
833
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
4
A310
1
175
239
12
210
10
4
13
21,5
2
1,6
554
-2
0
11
62,5
6
5,6
873
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
4
A287
1
181
222
10
209
10
5
12
18,2
2
1,5
181
-1
0
11
68,1
5
6,1
955
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
4
A290
1
186
260
13
215
11
5
15
20,2
0
1,3
466
-6
0
9
46,5
38
5,1
709
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
4
A324
1
170
210
10
197
9
4
11
18,1
3
1,6
481
0
0
11
61,6
99
5,6
090
0
NO
RE
PIT
E
GC
1
4
2124
1
198
233
11
242
10
4
12
18,5
8
1,5
483
0
0
12
68,8
73
5,7
394
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
4
A103
2
245
298
15
269
12
4
16
21,6
1
1,3
506
-4
0
12
84,4
09
7,0
341
3
NO
RE
PIT
E
GC
2
4
A136
2
230
239
16
235
15
0
12
18,7
2
1,5
598
1
0
13
68,5
83
5,2
756
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
4
2111
2
236
264
18
246
16
0
13
16,2
5
1,2
500
0
1
12
76,2
44
6,3
537
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
4
2136
2
217
253
14
231
11
3
13
15,5
1
1,1
932
0
1
12
84,2
69
7,0
224
5
NO
RE
PIT
E
GC
2
4
A126
2
241
239
14
238
12
3
14
15,9
4
1,1
384
-1
0
13
80,8
96
6,2
228
0
NO
RE
PIT
E
GC
2
4
A152
2
235
244
12
250
11
2
12
14,3
9
1,1
989
-1
0
11
65,9
52
5,9
956
1
RE
PIT
E
GC
3
4
1354
5
258
212
17
280
17
3
8
9,2
6
1,1
573
3
0
11
62,5
21
5,6
837
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
4
532
7
295
294
17
299
16
4
10
14,2
0
1,4
204
-1
1
8
45,0
02
5,6
253
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
4
34541
3
210
241
16
226
14
4
7
10,4
2
1,4
879
6
0
13
76,5
64
5,8
895
0
RE
PIT
E
GC
3
4
1051
6
284
293
21
300
21
0
9
9,8
4
1,0
930
3
1
11
46,2
1
4,2
009
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
4
33821
4
217
245
7
250
7
5
5
8,0
3
1,6
064
7
0
12
68,3
49
5,6
958
0
NO
RE
PIT
E
GC
3
4
1309
5
264
282
17
272
15
0
11
14,3
4
1,3
032
0
0
11
66,9
83
6,0
894
0
NO
RE
PIT
E
76
77
ANEXO 4.1 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos en kg.
GRUPO Medias GC 200,21 A
GE 200,19 A
ANEXO 4.2 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos x Partos en kg.
GRUPO PARTO Medias GE 3 258,91 A
GC 3 258,83 A
GC 2 219,13 B
GE 2 211,71 B C
GE 1 193,27 C D
GC 1 187,25 D
GE 0 136,88 E
GC 0 135,62 E
ANEXO 4.3 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos en kg.
GRUPO Medias GE 240,77 A
GC 239,75 A
ANEXO 4.4 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos x Partos en kg.
GRUPO PARTO Medias GE 3 288,63 A
GC 3 276,96 A
GC 2 254,25 B
GE 2 250,88 B C
GC 1 236,29 B C
GE 1 230,90 C
GE 0 192,67 D
GC 0 191,51 D
78
ANEXO 4.5 Medias del peso al destete de cerdas para Grupos en kg.
GRUPO Medias GC 221,08 A
GE 219,74 A
ANEXO 4.6 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm para Grupos.
GRUPO Medias GE 13,28 A
GC 13,15 A
ANEXO 4.7 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm para Grupos x Partos.
GRUPO PARTO Medias GE 3 15,24 A
GC 3 14,50 A B
GC 2 13,80 A B C
GE 1 13,04 A B C
GE 0 12,54 B C
GC 1 12,38 B C
GE 2 12,29 B C
GC 0 11,93 C
ANEXO 4.8 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm para Grupos.
GRUPO Medias GC 11,75 A
GE 11,74 A
79
ANEXO 4.9 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm para Grupos x Partos.
GRUPO PARTO Medias GE 3 14,12 A
GC 3 13,79 A
GC 2 12,08 A B
GE 1 11,52 A B
GC 1 11,04 B
GE 2 11,02 B
GE 0 10,29 B
GC 0 10,08 B
ANEXO 4.10 Medias para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas para Grupos.
GRUPO Medias
GE 5,45 A
GC 5,15 A
ANEXO 4.11 Medias para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas para Partos.
PARTO Medias 0 5,91 A
2 5,70 A
1 4,81 A
3 4,78 A
80
ANEXO 4.12 Medias para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas para Grupos x Partos.
GRUPO PARTO Medias GE 2 6,21 A
GC 0 6,03 A
GE 0 5,79 A
GE 3 5,32 A
GC 2 5,20 A
GC 1 5,13 A
GE 1 4,50 A
GC 3 4,25 A
ANEXO 4.13 Medias del n¼mero de lechones al nacimiento para Grupos.
GRUPO Medias GE 12,01 A
GC 12,10 A
ANEXO 4.14 Medias del n¼mero de lechones al nacimiento para Partos.
PARTO Medias 0 12,31 A
1 12,15 A
2 12,08 A
3 11,69 A
ANEXO 4.15 Medias del n¼mero de lechones al nacimiento para Grupos x Partos.
GRUPO PARTO Medias GC 0 11,63 A
GC 1 13,17 A
GC 2 12,17 A
GC 3 11,46 A
GE 0 13,00 A
GE 1 11,13 A
GE 2 12,00 A
GE 3 11,92 A
81
ANEXO 4.16 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para Grupos.
GRUPO Medias GE 16,79 A
GC 15,72 A
ANEXO 4.17 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para Grupos.
PARTO Medias 1 17,16 A
2 16,76 A
3 15,60 A
0 15,51 A
ANEXO 4.18 Medias del peso de lechones al nacimiento para Grupos.
GRUPO PARTO Medias GC 1 17,41 A
GE 2 17,40 A
GE 1 16,90 A
GE 3 16,72 A
GE 0 16,14 A
GC 2 16,12 A
GC 0 14,88 A
GC 3 14,47 A
ANEXO 4.19 Medias del n¼mero de lechones al destete para Grupos.
GRUPO Medias GC 11,54 A
GE 11,51 A
82
ANEXO 4.20 Medias del n¼mero de lechones al destete para Grupos x Partos.
GRUPO PARTO Medias GE 1 11,96 A
GC 0 11,95 A
GE 0 11,79 A
GC 1 11,63 A
GC 2 11,62 A
GE 2 11,29 A
GE 3 10,98 A
GC 3 10,96 A
ANEXO 4.21 Medias del peso de lechones en kg. al destete para Grupos.
GRUPO Medias GC 67,86 A
GE 66,72 A
ANEXO 4.22 Medias del peso de lechones en kg. al destete para Grupos x Partos.
GRUPO PARTO Medias GC 2 74,22 A
GE 1 71,47 A
GE 2 71,12 A
GC 1 68,46 A B
GC 3 65,83 A B
GE 3 65,31 A B
GC 0 62,95 A B
GE 0 58,97 B
83
ANEXO 8.1 Fotos tomadas durante el experimento.
Foto 1. Pesaje de las cerdas en b§scula.
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
Foto 2. Instalaciones de gestaci·n
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
84
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
Foto 3. Suministro de tabletas de probi·tico Saccharomyces boulardii
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
85
Foto 4. Medici·n de Grasa dorsal en cerdas
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
Foto 5. Instalaciones de maternidad (ambiente controlado)
Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n
86
Foto 6. Detección de celo en cerdas que formaron parte del experimento
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
87
Foto 7. Visita del Dr. Héctor Rivas (Tutor de Trabajo de Titulación) a la
granja.
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
88
Foto 8. Pesaje de lechones al nacimiento
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
Foto 9. Pesaje de lechones al destete
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
89
Foto 10. Atención al parto
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación
90
Foto 11. Carta de certificación de trabajo de campo en granja Buenos
Aires
Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación