Post on 24-Jul-2020
ACTIVIDAD BIOESTIMULANTE DE EXTRACTOS DE MACROALGAS Y SU
EVALUACIÓN SOBRE EL CRECIMIENTO DE FRIJOL MUNGO (Vigna radiata)
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
DOCTORA EN CIENCIAS MARINAS
PRESENTA
DANIA ANDREA DI FILIPPO HERRERA
LA PAZ, B.C.S., MÉXICO. DICIEMBRE DE 2018
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE CIENCIAS MARINAS
DEDICATORIA
A mi padre por siempre inculcarme el hábito de cuestionar todo lo que me rodea.
Tú has sido mi ejemplo a seguir.
AGRADECIMIENTOS
A mi familia por apoyarme incondicionalmente en todo lo que me he propuesto en la
vida.
A mis directores por ser el pilar y motor en mi formación personal y profesional.
Al comité tutorial por el tiempo y su aporte en mi formación profesional,
especialmente a la doctora Rosalba Mireya Hernández Herrera, la cual ha sido una
directora más en este trabajo de investigación.
A mis compañeros del laboratorio de Química de Algas Marinas en CICIMAR por
estar siempre presente y apoyarme personal y académicamente.
Al Instituto Politécnico Nacional por la oportunidad de formarme como mejor
profesional.
A CONACyT y BEIFI por el apoyo económico en mis años de doctorado.
i
TABLA DE CONTENIDO
Pág.
Índice de figuras ii
Índice de tablas v
Resumen vi
Abstract vii
1. Introducción 1
2. Antecedentes 6
3. Planteamiento del problema 31
4. Hipótesis 32
5. Objetivos 33
6. Metodología 34
8. Resultados 42
9. Discusión 75
10. Conclusión 90
11. Recomendaciones 92
12. Literatura citada 93
ii
ÍNDICE DE FIGURAS
Fig. Pág.
1 Espectro de infrarrojo de los fucoidanos de Ecklonia arborea (EA-FC) y Sargassum
horridum (SH-FC)
49
2 Espectro de infrarrojo de los alginatos de Ecklonia arborea (EA-FC) y Sargassum horridum
(SH-FC)
50
3 Espectro de infrarrojo del agar obtenido de Gracilaria parvispora (GP-AG) 50
4 Curva dosis-respuesta del porcentaje de germinación (GP) a los extractos alcalinos de
Macrocystis pyrifera (MP), Sargassum horridum (SH), Ecklonia arborea (EA), Acanthophora
spicifera (AS), Gelidium robustum (GR) y Gracilaria parvispora (GP) a diferentes
concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y 2.0%). Los valores representan la media de n
= 30 plántulas; las barras representan errores estándar. La marca (──) indica la línea de
base de la figura que corresponde al control.
52
5 Efecto de los extractos líquidos alcalinos de Macrocystis pyrifera (MP), Sargassum
horridum (SH), Ecklonia arborea (EA), Acanthophora spicifera (AS), Gelidium robustum
(GR) y Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y
2.0 %) en a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de la planta del frijol
mungo. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
54
6 Efecto de los extractos líquidos alcalinos de Macrocystis pyrifera (MP), Sargassum
horridum (SH), Ecklonia arborea (EA), Acanthophora spicifera (AS), Gelidium robustum
(GR) y Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y
2.0 %) en a) peso fresco y b) peso seco de la planta de frijol mungo. Las barras
representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
55
7 Curva dosis-respuesta del porcentaje de germinación (PG) de las mezclas de los extractos
líquidos GRGP (G. robustum y G. parvispora), EAGP (E. arborea y G. parvispora), MPGP
(M. pyrifera y G. parvispora), MPGR (M. pyrifera y Gelidium robustum), EAGR (E. arborea y
G. robustum), MPEA (M. pyrifera y E. arborea), y NPKelp = Producto comercial, a
diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 and 2.0 %). Los valores representan
la media de n = 30 plántulas; las barras representan errores estándar. La marca (──)
indica la línea de base de la figura que corresponde al control.
56
8 Efectos de las diferentes mezclas a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y
2.0 %) en: a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de plantas de frijol
mungo. GRGP = (Gelidium robustum + Gracilaria parvispora, EAGP = (Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora), MPGP = (Macrocystis pyrifera + Gracilaria parvispora), MPGR =
(Macrocystis pyrifera + Gelidium robustum), EAGR = (Ecklonia arborea + Gelidium
robustum), MPEA = (Macrocystis pyrifera + Ecklonia arborea), y NPKelp = Producto
comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias
significativas
57
9 Efecto de las diferentes mezclas a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1 y 2 59
iii
%) en: a) peso fresco y b) peso seco de la planta de frijol mungo. GRGP = (Gelidium
robustum + Gracilaria parvispora, EAGP = (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora),
MPGP = (Macrocystis pyrifera + Gracilaria parvispora), MPGR = (Macrocystis pyrifera +
Gelidium robustum), EAGR = (Ecklonia arborea + Gelidium robustum), MPEA =
(Macrocystis pyrifera + Ecklonia arborea), y NPKelp = Producto comercial. Las barras
representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
10 Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre la longitud del tallo de plantas de
frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones
diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM=
(Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria
parvispora) por el método de extracción en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el
método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error
estándar y los asteriscos diferencias significativas.
61
11 Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre la longitud de la raíz de plantas de
frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones
diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM=
(Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria
parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el
método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error
estándar y los asteriscos diferencias significativas.
63
12 Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre la longitud total de plantas de frijol
mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de
mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia
arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria
parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el
método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error
estándar y los asteriscos diferencias significativas.
64
13 Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre el peso fresco de plantas de frijol
mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de
mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia
arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria
parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el
método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error
estándar y los asteriscos diferencias significativas.
65
14 Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre el peso seco de plantas de frijol 67
iv
mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de
mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia
arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria
parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el
método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error
estándar y los asteriscos diferencias significativas.
15 Incremento del porcentaje de germinación (GP) de semillas de frijol mungo tratadas con los
polisacáridos (fucoidano (FC), alginato (ALG) obtenidos de las algas Ecklonia arborea (EA),
Sargassum horridum (SH) y el agar (AG) de Gracilaria parvispora (GP).
68
16 Efecto de los polisacáridos fucoidano (FC) y alginato (ALG) obtenidos de Ecklonia arborea
(EA) y Sargassum horridum (SH) y el agar (AG) obtenido de Gracilaria parvispora (GP) a
diferentes concentraciones (0.06, 0.12 y 0.25 %) en a) longitud del tallo, b) longitud de la
raíz, y c) longitud total de la planta del frijol mungo. Las barras representan el error
estándar y el asterisco sobre las barras diferencias significativas con respecto al control
(línea base de las gráficas).
69
17 Efecto de los polisacáridos fucoidano (FC) y alginato (ALG) obtenidos de Ecklonia arborea
(EA) y Sargassum horridum (SH) y el agar (AG) obtenido de Gracilaria parvispora (GP) a
diferentes concentraciones (0.06, 0.12 y 0.25 %) en a) peso fresco, b) peso seco de la
planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y el asterisco sobre las
barras diferencias significativas con respecto al control (línea base de las gráficas).
71
18 Incremento del porcentaje de germinación (PG) de semillas de frijol mungo tratadas con
extractos etanólicos (OH) de Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora (EAGP) y Sargassum
horridum y Gracilaria parvispora (SHGP).
72
19 Efecto de los extractos etanólicos (OH) de Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora (EAGP)
y Sargassum horridum y Gracilaria parvispora (SHGP) a diferentes concentraciones (0.06,
0.12 y 0.25 %) en la a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de la
planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y el asterisco sobre las
barras diferencias significativas con respecto al control (línea base de las gráficas).
73
20 Efecto de los extractos etanólicos (OH) de Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora (EAGP)
y Sargassum horridum y Gracilaria parvispora (SHGP) a diferentes concentraciones (0.06,
0.12 y 0.25 %) en el a) peso fresco, b) peso seco de la planta del frijol mungo. Las barras
representan el error estándar y el asterisco sobre las barras diferencias significativas con
respecto al control (línea base de las gráficas).
74
v
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla Pág.
1 Minerales reportados en algas y extractos de algas marinas usados como BCV 12
2 Fitohormonas en extractos algales con actividad como BCV 17
3 Carbohidratos y ficocoloides algales con actividad como BCV 19
4 Carbohidratos y ficocoloides en extractos algales BCV 21
5 Proteínas y aminoácidos en extractos algales BCV 23
6 Lípidos, cenizas, vitaminas y pigmentos en extractos algales BCV 28
7 Compuestos de bajo peso molecular extraídos con solventes orgánicos con
actividad BCV
30
8 Composición química proximal de las algas marinas en % de polvo seco del
peso del alga molida
42
9 Composición química de los extractos algales ELAs 43
10 Composición química de las mezclas de extractos algales MELAs 45
11 Composición química de los EMAs preparados en baño María. Proporciones
de tejido algal mezclado (p/p) de E. arborea y G. parvispora (EAGP), S.
horridum y G. parvispora (SHGP)
46
12 Composición química de los EMAs preparados en autoclave. Proporciones de
tejido algal mezclado (p/p) de E. arborea y G. parvispora (EAGP), S. horridum
y G. parvispora (SHGP)
48
13 Perfil fitoquímico de extractos etanólicos EAGP-OH (Ecklonia arborea +
Gracilaria parvispora) y SHGP-OH (Sargassum horridum + Gracilaria
parvispora). X=presencia de los compuestos.
51
14 Efecto de los extractos líquidos alcalinos de mezclas de algas (EMAs) en el
porcentaje de germinación (PG).
60
vi
RESUMEN
Extractos líquidos alcalinos individuales y mezclados a partir de algas rojas
(Acanthophora spicifera, Gelidium robustum y Gracilaria parvispora) y pardas
(Macrocystis pyrifera, Sargassum horridum y Ecklonia arborea) fueron evaluados
como bioestimulantes de crecimiento vegetal, así como fucoidanos, alginatos, agar y
extractos etanólicos. Los extractos fueron aplicados a varias concentraciones (0.06,
0.12, 0.25, 0.5, 1 y 2 %) y mostraron diferencias significativas (p ≤ 0.05) en la
longitud y peso de frijol mungo. El mayor incremento en el porcentaje de germinación
fue del 9 % sobre el control y se obtuvo usando la mezcla de los extractos de M.
pyrifera y G. robustum (MPGR), a una concentración del 0.5 %. El mejor efecto
bioestimulante se obtuvo en la longitud del tallo (39 %) usando el extracto líquido de
E. arborea al 0.25 %, así como el mayor incremento en longitud total (27 %) a una
concentración del 2 %. Adicionalmente, el mayor incremento en la longitud de la raíz
de frijol mungo fue del 35.6 % y se obtuvo con la mezcla de los extractos de E.
arborea y G. parvispora, a una concentración del 1 %. Comparado con el control, el
mayor incremento en el peso fresco fue del 43.2 % y se observó en las plantas
tratadas con el extracto de G. robustum a una concentración del 2 %. En contraste, el
mejor efecto bioestimulante de aumento del peso seco se obtuvo con la mezcla de
los extractos de E. arborea y G. parvispora al 25 % con un incremento del 45 %.
Aunque no todas las mezclas de algas y extractos mostraron un incremento
significativo sobre el control, se pudo observar un efecto sinérgico al combinar los
extractos individuales. De la misma forma los polisacáridos fucoidano y agar
presentaron una actividad bioestimulante superior a la de los extractos líquidos
estudiados. Este resultado sugiere que estos polisacáridos tienen actividad tipo
hormona. Se concluye que el uso de E. arborea, G. parvispora y la mezcla de sus
extractos líquidos alcalinos y los polisacáridos fucoidano y agar como
bioestimulantes de crecimiento vegetal para el recubrimiento / remojo de semillas es
una opción prometedora para una agricultura sostenible que apunta a reducir el uso
de fertilizantes minerales.
vii
ABSTRACT
Experimental alkaline and blended seaweed liquid extracts were produced from red
seaweed (Acanthophora spicifera, Gelidium robustum and Gracilaria parvispora) and
brown seaweed (Macrocystis pyrifera, Sargassum horridum and Ecklonia arborea)
and were evaluated on the germination and growth of the mung bean (Vigna radiata),
as well as fucoidans, alginates, agar and ethanolic extracts. The extracts were
applied at variable concentrations (0.06, 0.12, 0.25, 0.5, 1 and 2 %) and showed
significant differences (p ≤ 0.05) between the effects of the varying seaweed liquid
extracts on the mung bean. The maximum increment in the germination percent (9 %)
over the control, was obtained using the 0.5 % that the blended of extracts from M.
pyrifera and G. robustum (MPGR). The best biostimulant effect was observed in the
shoot length, with an increase of 39 %, compared to the control using 0.25 % that que
liquid seaweed extract from E. arborea, as well as, an increase of 27 % was obtained
with a 2 % in the total length. Additionally, the maximum root length of 35.6 % was
obtained using 1 % form the blended of the extracts from E. arborea and G.
parvispora. Compared to the control, the maximum fresh weight average with an
increase of 43.2 % was obtained with a 2 % G. robustum extract. In contrast, the
maximum dray weight average with an increase of 45 % was obtained with 0.25 %
bend composed of E. arborea and G. parvispora. Although not all the experimental
alkaline and blended seaweed liquid extracts showed a significant increase over the
control, but, a synergistic effect can be observed when combining the individual
seaweed extracts. In the same way, fucoidan and agar polysaccharides showed a
biostimulant activity superior to that some liquid extracts studied. This result suggests
that these polysaccharides have hormone-like activity. Finally, we can conclude that
the use of E. arborea, G. parvispora and the mixture of its alkaline liquid extracts,
fucoidan and agar as plant growth biostimulants for the coating / soaking of seeds is a
promising option for a sustainable agriculture that aims to reduce the use of mineral
fertilizers.
1
1. INTRODUCCIÓN
Los extractos de algas marinas son ampliamente utilizados en la agricultura como
bioestimulantes de cultivos vegetales. Según la definición de du Jardin (2015), un
bioestimulante es una sustancia que mejora la eficiencia de la nutrición, la tolerancia
al estrés abiótico y las características de calidad de los cultivos, independientemente
de su contenido de nutrientes. Las ventajas de usar extractos de algas marinas como
estimulantes para el crecimiento de las plantas incluyen, mayor tasa de germinación,
desarrollo del sistema radicular, así como mayor área foliar, número de hojas, brotes,
peso de la planta, calidad de la fruta y vigor de la planta (Hong et al., 2007; Rayorath
et al., 2008; Khan et al., 2009; Sunarpi et al., 2010; Craigie, 2011; Vinoth et al.,
2012a, b; Babu y Rengasami, 2012; Mattner et al., 2013; Chbani et al., 2013; Vinoth
et al., 2014; Arioli et al., 2015; Bharath et al., 2018; Layek et al., 2018; Prakash et al.,
2018).
El uso de extractos de macroalgas es una tecnología alternativa para remplazar los
bioestimulantes químicos convencionales en el cultivo de vegetales. En la actualidad,
los productos comerciales y experimentales derivados de especies de macroalgas se
basan en la extracción convencional con disolventes o en una hidrólisis a diferentes
pH: neutro (Hernández-Herrera et al., 2014a y b), alcalino (Briceño-Domínguez et al.,
2014; Hernández-Herrera et al., 2016) o en condiciones ácidas (Castellanos-Barriga
et al., 2017). Estos extractos muestran actividad bioestimulante en el crecimiento y
aumento de los parámetros bioquímicos de las plantas.
En México, el único bioestimulante líquido de origen algal orgánico es producido a
partir de las macroalgas de la Península de Baja California, Macrocystis pyrifera y
Gelidium robustum. El extracto NPKelp es producido por la compañía Algaspacific
mediante una mezcla de 59 % de algas frescas y un 41 % de agua y otros
ingredientes de extracción y estabilizadores ácidos, para su uso en la industria
agrícola (Hernández-Herrera et al., 2018; http://algaspacific.com/npkelp/).
2
Las algas son una fuente natural de compuestos bioestimulantes, ya que su
composición química incluye carbohidratos, proteínas, fitohormonas y metabolitos
secundarios como polifenoles y terpenos, los cuales mejoran el crecimiento vegetal
(du Jardin, 2015; Arioli et al., 2015). Además, hay casos en los que el uso de
extractos líquidos algales (ELAs) muestra la capacidad de formar complejos con
iones de Zn (II) (Michalak et al., 2017), indispensables para la formación de quelatos.
Por otro lado, se han descrito oligosacáridos (ulvanos) a partir de algas verdes
marinas y manitol de algas pardas, que son capaces de formar de manera efectiva
un complejo (quelatos) con átomos de boro, considerado un importante nutriente
vegetal (Dembitsky et al., 2002).
Los mecanismos de acción de los bioestimulantes en las plantas no son claros,
debido al complejo conjunto de moléculas bioactivas y sus proporciones presentes
en las algas. Por esta razón, los extractos algales pueden tener efectos tanto
negativos como positivos, debido a los componentes y dependiendo de la
concentración cuando se aplican directamente a las semillas y plantas. El estudio de
los componentes algales de forma individual como bioestimulantes puede ayudar a
elucidar la actividad de estos, sin embargo, la actividad bioestimulante puede ser el
resultado una acción sinérgica de todos los constituyentes en la mezcla (Ertani et al.,
2018). Los efectos de los bioestimulantes no siempre son consistentes entre las
especies de plantas. Esto es porque las plantas pueden exhibir umbrales de
sensibilidad diferentes para una o más moléculas bioactivas (Colla et al., 2015).
En la península de Baja California existen macroalgas pardas con una gran biomasa
como Macrocystis pyrifera (35,813 - 97,804 toneladas húmedas; Hernández-
Carmona et al., 1991), Sargassum horridum (18,900 toneladas húmedas; Hernández-
Carmona et al., 1990) y Ecklonia arborea (antes Eisenia, Rothman et al., 2015). E.
arborea es considerada la tercera alga parda más importante con una alta biomasa;
sin embargo, no se ha llevado a cabo ninguna evaluación científica que evalúe su
biomasa. Las tres algas rojas más abundantes en la península de Baja California son
Gelidium robustum (507 - 796 toneladas húmedas; Casas-Valdez et al., 2005), que
3
se cosecha comercialmente para la producción de agar (Casas-Valdez et al., 2005);
Gracilariopsis sp. (1,300 toneladas húmedas; Vergara-Rodarte et al., 2016), cuya
identificación se cambió a Gracilaria parvispora (Krueger-Hadfield et al., 2016) y
Acanthophora spicifera, que es un alga invasiva abundante, pero aún no se ha
evaluado su biomasa (Ávila et al., 2012; Méndez-Trejo et al., 2014).
El grupo de algas marinas más utilizado en la producción de bioestimulantes algales
son las algas pardas (Khan et al., 2009). Esto puede ser debido a que son las algas
de mayor tamaño y abundantes y a su composición química. La primera patente de
producción de bioestimulantes algales fue del extracto algal alcalino de Macrocystis
pyrifera (London y Milton, 1952). Sin embargo, con el paso del tiempo se han
utilizado como materia prima otras especies de algas marinas que están disponibles
en los diferentes países productores.
El alga más usada como materia prima en la producción de bioestimulantes de
crecimiento vegetal es el alga parda Ascophyllum nodosum. Ésta, junto con otras
algas pardas de los géneros Fucus, Laminaria, Sargassum, Turbinaria y Ecklonia,
conforman la mayor fuente de materia prima algal usada en la formulación de
bioestimulantes algales (Hong et al., 2007; Sharma et al., 2014).
Se ha reportado actividad bioestimulante de crecimiento vegetal con el uso de
extractos obtenidos de algas rojas y verdes. Entre las algas rojas más estudiadas
está Kappaphycus alvarezii (Hong et al., 2007; Zoodape et al., 2010; Zoodape et al.,
2011; Badu y Rengasamy, 2012; Pramanick et al., 2013) y especies del género
Gracilaria (Demir et al., 2006; Kamaladhasan y Subramanian, 2007; Pise y Sabole,
2010; Vinoth et al., 2012; Pramanick et al., 2013; Satish et al., 2014; Vinoth et al.,
2014). El alga verde más estudiada como fuente de extractos bioestimulantes de
crecimiento vegetal es Ulva lactuca (Montero et al., 1999; Sridhar y Ramasamy,
2010; Sivasangari et al., 2010; Houssien et al., 2011; Sridhar y Rengasamy, 2011;
Kavipriya y Nallamuthu, 2011; Ramarajan et al., 2012; Hernández-Herrera et al.,
2014; Castellanos-Barriga et al., 2017) y Caulerpa scalpelliformis (Kamaladhasan y
4
Subramanian, 2007; Kavipriya y Nallamuthu, 2012; Jebasingh et al., 2015; Vinoth et
al., 2014). Sin embargo, solo se ha reportado el uso del alga roja Gelidium robustum
en combinación con M. pyrifera para la producción del producto comercial NPKelp.
Entre otras empresas que reportan el uso de otra clase de algas marinas diferentes a
las pardas se encuentra la empresa Qingdao Seawin Biotech Group Co., Ltd. Ésta,
es una de las pocas empresas que no solo utiliza algas pardas para la producción de
bioestimulantes, también ha reportado el uso de algas verdes como materia prima
para la producción del bioestimulante Seawinner Extra-45.
Existen diversos métodos de extracción para la formulación de bioestimulantes de
origen algal. Actualmente, el estudio de bioestimulantes algales no solo se ha
enfocado en los extractos líquidos. También los polisacáridos y sus hidrolizados
como alginatos (Laporte et al., 2007), fucoidanos (Klarzynki et al., 2003), laminarán
(Trouvelot et al., 2008) y carragenina (Mercier et al., 2001), así como de extractos
etanólicos (Chaikina et al., 2009) y acetónicos (Houssien et al., 2011; Rengasamy et
al., 2014) obtenidos de algas pardas, rojas y verdes han demostrado actividad
bioestimulante de crecimiento vegetal.
Sin embargo, aunque se ha demostrado el efecto bioestimulante de extractos
líquidos, polisacáridos y compuestos extraídos con otro tipo de solventes, hasta el
momento no existe ningún estudio que reporte una comparación de cada uno de los
diferentes compuestos que se extraen de una misma especie. Entre estos, se
encuentran diferentes polisacáridos, extractos con solventes orgánicos y extractos
acuosos que extraen mezcla de componentes o una combinación de varias de estas.
El uso de la extracción acuosa para la obtención de polisacáridos y solventes
orgánicos como etanol, metanol, acetato de etilo y acetona para la obtención de
compuestos de bajo peso molecular son esenciales para la formulación de mezclas
para obtener extractos con actividad bioestimulantes de crecimiento vegetal (BCV).
Los polisacáridos tienen importantes funciones primarias en las plantas ya que
además de ser el componente principal de las paredes celulares (ej. celulosa) actúan
5
como compuestos con actividad tipo hormona cuando se hidrolizan a oligosacáridos
(Rolland, 2002; Falcón y Cabrera, 2007; Trouvelot et al., 2014) controlando el
metabolismo, crecimiento y desarrollo de las plantas, la expresión génica y múltiples
rutas de señalización hormonal. Así como respuestas a la luz y el estrés (Sheen et
al., 1999; Smeekens, 2000; Finkelstein y Gibson, 2001).
En las últimas décadas los estudios enfocados a la actividad bioestimulante de
polisacáridos algales ha sido evidenciada en diversos cultivos como por ejemplo uva
(Aziz et al., 2003), frijol (Paulert et al., 2009), cebada (Natzume et al., 1994) y maíz
(Kannan et al., 2014). Recientemente se ha evaluado la actividad bioestimulante de
crecimiento vegetal de extractos etanólicos, metanólicos y acetónicos. Estos estudios
han evidenciado el aumento del peso seco de las plantas (Paulert et al., 2009) y un
aumento en las defensas tanto biológicas como ambientales (Houssien et al., 2011),
así como un aumento en el porcentaje de germinación de las semillas (Chaikina et
al., 2009) y crecimiento en plantas de cultivo (Michalak et al., 2015).
Además, es importante desarrollar métodos in vitro simples para la selección
preliminar de extractos y evaluar las aplicaciones potenciales como bioestimulantes,
incluida la validación, utilizando una planta modelo. El frijol mungo se ha identificado
como un sistema de modelo experimental adecuado para los experimentos (Stirk y
van Staden, 1997; Castellanos-Barriga et al., 2017), por este motivo en el presente
estudio se utilizó como planta modelo.
Se ha reportado actividad bioestimulante de crecimiento vegetal (BCV) para
extractos líquidos, polisacáridos y compuestos de bajo peso molecular de origen
algal. Sin embargo, actualmente se desconoce la formulación de los bioestimulantes
de origen algal.
6
2. ANTECEDENTES
Las algas marinas son una fuente ideal como materia prima en la elaboración de
bioestimulantes de crecimiento vegetal (BCV), ya que estas aportan nutrientes. Los
bioestimulantes de crecimiento vegetal se clasifican en ocho categorías: 1)
Sustancias húmicas, 2) Sales inorgánicas, 3) Extractos de algas marinas y botánicos,
4) quitosanos y otros biopolímeros, 5) compuestos inorgánicos y 6) Proteínas
hidrolizadas y otros compuestos nitrogenados, 7) hongos benéficos, 8) bacterias
benéficas (du Jardin, 2015). Estas categorías no se excluyen mutuamente, de esta
forma la clasificación de los extractos de algas marinas que son objeto de este
estudio se incluye en varias de las categorías antes mencionadas.
Las algas marinas pueden ser usadas como sustancias húmicas cuando se agregan
a la tierra durante el proceso de descomposición. Son materia orgánica, fuente de
elementos químicos y acumulan sales inorgánicas. Están compuestas de proteínas y
aminoácidos esenciales y producen otros metabolitos secundarios como los
florotaninos y polifenoles, que actualmente han sido probados como bioestimulantes
de crecimiento vegetal (Michalak y Chojnacka et al., 2014; Rengasamy et al., 2016b).
Se analizaron 250 artículos y capítulos de libros, encontrando que se han descrito
134 extractos de algas marinas con actividad bioestimulante de crecimiento vegetal,
incluyendo feofitas (67), rodofitas (41) y clorofitas (26). En 69 extractos no se reportó
ninguna caracterización química y en los 65 extractos algales restantes, se reportó el
contenido de minerales (45), fitohormonas (32), carbohidratos (19), aminoácidos y/o
proteínas (16), lípidos (18), cenizas (14), vitaminas y pigmentos (9), solo algunos
estudios reportan análisis químico proximal del alga o del extracto estudiado
(Siddhanta et al., 2001; Hong et al., 2007; Elumalai y Rengasamy, 2012; Kalaivanan
y Venkatesalu, 2012; Sharma et al., 2012a; Pramanick et al., 2013). Asimismo, se
reportan un total de 22 estudios de carbohidratos (como alginatos, fucoidano,
laminarán, carragenina y agar) con actividad BCV y el efecto bioestimulante de
extractos obtenidos a partir de 16 algas marinas con solventes orgánicos.
7
Desde la publicación de la primera patente sobre la obtención y el uso de un extracto
algal como “fertilizante líquido” (London y Milton, 1952), se comenzó la
industrialización y el estudio sobre la obtención y propiedades de los extractos con
efecto BCV obtenidos a partir de macroalgas, siendo las algas pardas las más
utilizadas y estudiadas. Los estudios han ido en aumento y se ha evaluado su efecto
sobre una gran variedad de cultivos, generando la creación de diversas industrias
dedicadas a la obtención y comercialización de bioestimulantes algales (Algaspacific,
Acadian, Kelpak, Seasol, Algaemzin, AgroKelp, entre otras) (Sharma et al., 2014).
Todas las industrias sin excepción buscan incrementar su producción agrícola. Lo
cual ha generado la búsqueda y comercialización de fertilizantes y bioestimulantes
orgánicos. En el mercado se encuentran diversos tipos de fertilizantes y
bioestimulantes, muchos de ellos especializados en el aumento del porcentaje de
germinación o un mayor crecimiento de los vegetales y frutas. También están los que
ayudan a aumentar las defensas contra los cambios extremos en el ambiente como
las heladas o las plagas en los cultivos.
Se ha descrito que el uso de bioestimulantes de origen algal aumenta la
concentración de los nutrientes en vegetales y en frutas, así como una mayor
producción de pigmentos como la clorofila y por ende un mejor color (Jebasingh et
al., 2014). Para las industrias es cada vez más urgente la búsqueda y formulación de
nuevos y mejores productos, por este motivo las algas marinas son esenciales como
materia prima para la formulación de bioestimulantes orgánicos.
Para mejorar la actividad de los extractos algales como BVC en los cultivos, es
necesario investigar cuáles son los componentes activos y elaborar mezclas de
extractos, que sumen o mejoren sus efectos. También se pueden mejorar los
diferentes procesos de extracción para aumentar el rendimiento y concentración de
los principios activos. Así como, evaluar especies algales aun inexploradas en busca
de los componentes activos.
8
Se debe tomar en consideración que la producción de componentes en las algas
está sujeta a diversos factores ambientales y cambios fisicoquímicos del lugar en
donde se desarrolla la especie.
En los extractos algales con actividad bioestimulante de crecimiento vegetal se ha
reportado la presencia de fitohormonas, proteínas, carbohidratos, grasas, pigmentos,
minerales y otros metabolitos secundarios como fenoles y terpenos extraídos con
disolventes orgánicos. Los carbohidratos y los compuestos de bajo peso molecular
extraídos con disolventes orgánicos son los únicos componentes de las macroalgas
que han sido probados independientemente como bioestimulantes de crecimiento
vegetal (BCV). Sin embargo, aunque estos han mostrado un efecto bioestimulante,
no se ha realizado una comparación con los extractos líquidos algales. También se
desconoce que componente o mezcla de ellos son los responsables del mayor efecto
bioestimulante.
2.1. Bioestimulantes de crecimiento vegetal
Las fitohormonas son indispensables para regular el ciclo de vida vegetal y tolerar los
factores bióticos y abióticos del ambiente que afectan a las plantas y a las
macroalgas. Sin embargo, aunque algunos autores sugieren que el efecto
bioestimulantes de los extractos algales es producido exclusivamente por las
fitohormonas presentes en el extracto (Temple et al., 1989; Yokoya, 2010), otras
investigaciones concluyen que tal efecto es causado por la acción conjunta de la
mezcla de componentes presentes en el extracto (Zodape, 2001; Chojnacka et al.,
2012). Teniendo en cuenta que las fitohormonas regulan los procesos fisiológicos y
químicos en los vegetales es pertinente el planteamiento de las siguientes preguntas:
¿Qué es un bioestimulante de crecimiento vegetal? ¿Cuál es la diferencia entre un
fertilizante y un bioestimulante?
Según el diccionario de la real academia, fertilizar es hacer que la tierra sea fértil. La
FAO en 2004 define a los fertilizantes como sustancias que proveen nutrientes que
9
los cultivos necesitan, mejorando la baja fertilidad de los suelos que han sido
sobreexplotados. En http://www.fertilizer.org/AboutFertilizers los definen como
sustancias sólidas, líquidas o gaseosas que contienen uno o más nutrientes para las
plantas. Estos se aplican ya sea al suelo, directamente en la planta (follaje) o se
añaden a las soluciones acuosas, con el fin de mantener la fertilidad del suelo,
mejorar el desarrollo, el rendimiento y/o calidad de los cultivos.
Los bioestimulantes vegetales son acondicionadores de plantas, que mejoran su
respuesta a ambientes adversos y reducen las limitaciones de crecimiento por
efectos del medio ambiente. Las algas marinas y sus extractos han sido utilizadas
como biofertilizantes y acondicionadores vegetales en la agricultura por siglos,
aplicadas frescas o secas como fuente de materia orgánica fertilizante (du Jardin,
2012).
La definición del término bioestimulante no está dada por su composición química, ya
que ésta puede ser muy diversa. Los bioestimulantes de crecimiento vegetal son
sustancia o microorganismo que mejoran la eficiencia nutricional, la tolerancia al
estrés abiótico y/o los rasgos de calidad de los cultivos, independientemente de su
contenido de nutrientes; así como todos los productos comerciales que contienen
mezclas de sustancias y/o microorganismos que ayuden al desarrollo de los cultivos
(du Jardin, 2015).
Uno de los primeros investigadores que indagó que hacía que las plantas crecieran
fue Darwin (The Power of Movements in Plants) en 1880. En este trabajo llamó a las
fitohormonas como “algo”, alguna sustancia o estímulo que podía moverse de un
lugar a otro de la planta. Pasaron treinta años hasta que se demostró que ese “algo”
era una sustancia química y hasta 1940 cuando Van Overbeek identificó las auxinas
en algas marinas. Con el paso del tiempo y el resultado de las investigaciones, se
han identificado más sustancias químicas como fitohormonas y se han clasificado en
cinco grupos: auxinas, giberelinas, citocininas, etileno y ácido abscísico.
10
También se ha demostrado la acción de sustancias activas diferentes a las
hormonas, a las cuales se les ha llamado sustancias con actividad “tipo hormona” o
reguladores de crecimiento. Jordán y Casaretto (2006) reportan como otros
reguladores de crecimiento a brasinoesteroides, poliaminas, ácido salicílico y ácido
jasmónico.
Las auxinas son el grupo de fitohormonas más abundantes y estudiadas hasta el
momento. La más estudiada es el ácido indolacético (IAA) y se ha comprobado su
acción estimulante en más de 50 estudios (www.scopus.com, Olivella et al., 2001;
Castillo et al., 2005; Hernández-Mendoza et al., 2008; Laskowski et al., 2008; Rojas
et al., 2012, entre otros). Por este motivo inicialmente los trabajos de caracterización
de extractos algales BCV fueron enfocados hacia la detección y caracterización de
auxinas (van Overbeek, 1940).
2.2 Efecto de extractos algales como bioestimulantes de crecimiento vegetal (BCV)
En esta sección se discutirá sobre la actividad bioestimulante de crecimiento vegetal
de extractos de algas marinas, a partir de la información publicada de 1993 a la
fecha. La mayoría de los autores concuerdan en que el efecto BCV se presenta por
la acción de la combinación de todos los componentes de los extractos.
Las industrias productoras de BCV y los agricultores buscan en los bioestimulantes
mejoras en el rendimiento de los cultivos y no la composición química de estos.
Aunque se cuenta con reportes de la composición química general de las algas
utilizadas para formular los bioestimulantes, los estudios de la actividad
bioestimulante de extractos algales se centra en el reporte del efecto en diversas
hortalizas (maíz, tomate, frijol, tabaco, entre los más estudiados).
El extracto del alga parda Ascophyllum nodosum, es el mejor caracterizado a la
fecha, obtenido por extracción acuosa en condiciones alcalinas (Hurtado et al., 2009;
11
MacKinnon et al., 2010; Kok et al., 2010; Shehata et al., 2011; Sharma et al., 2012a;
Sharma et al., 2012b) y A. nodosum es el alga más usada por las industrias en la
producción de BCV. Khan et al. (2009) realizaron un reporte de 16 extractos
comerciales a partir de esta alga parda. Por otra parte, se han estudiado los
extractos de las algas rojas Kappaphycus alvarezii y Gracilaria spp. (Hong et al.,
2007; Rathore et al., 2009; Zoodape et al., 2010; Zodape et al., 2011; Pramanick et
al., 2013). Sin embargo, la mayoría de estos estudios se han enfocado en los
extractos de K. alvarezii. En lo referente a algas verdes, los extractos mejor
caracterizados son los de Caulerpa racemosa y Ulva reticulata (Hong et al., 2007).
2.2.1 Minerales presentes en extractos algales y su importancia como BCV
En la tabla 1 se muestra el contenido mineral de 45 extractos algales usados como
BCV. Las algas pardas son las más usadas para la elaboración de BCV
industrialmente, por lo que tienen la mayor cantidad de reportes (23 extractos). Los
extractos con mayor número de reportes de contenido mineral son los obtenidos a
partir del alga A. nodosum (Hurtado et al., 2009; Shehata et al., 2011; Sharma et al.,
2012a; Sharma et al., 2012b, entre otros).
El contenido de minerales es indispensable para el desarrollo de las plantas y se
debe cuidar su concentración en los suelos. Cuando estos faltan, interfiere en el
desarrollo normal de los cultivos por lo que deben ser adicionados a través de
fertilizantes y bioestimulantes.
Los macro y microelementos que han sido mayormente reportados como parte de la
composición química de las algas y los extractos algales BCV son: macroelementos:
nitrógeno (N), fósforo (P), potasio (K), magnesio (Mg), azufre (S) y calcio (Ca) y
microelementos: hierro (Fe), manganeso (Mn), zinc (Zn), cobre (Cu), molibdeno (Mo),
cloro (Cl) y boro (B) (Tabla 1). Los macroelementos son indispensables en la
conformación de los compuestos orgánicos como carbohidratos, proteínas, ácidos
nucleicos, así como en la regulación de los procesos fisicoquímicos como la ósmosis,
12
difusión, permeabilidad, viscosidad y tienen relación con la economía del agua, y los
procesos afines, como la absorción y la transpiración. Los microelementos son
importantes ya que actúan como quelatos (unión de un metal a una molécula
orgánica (ligando) y ayudan en la absorción de otros nutrientes (FAO, 2002; Pilon-
Smits et al., 2009).
Tabla 1. Minerales reportados en algas y extractos de algas marinas usados como Bioestimulantes del Crecimiento Vegetal (BCV)
Minerales Función Referencia
en algas Referencias en extractos
Macronutrientes
Nitrógeno
(N)
Forma aminoácidos y
proteínas, ayuda a
absorber otros
nutrientes
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Hong et al., 2007; Rathore et al.,
2009; Sasikumar et al., 2011; Zodape et al., 2010, 2011;
Shehata et al., 2011; Sridhar y Rengasamy, 2011;
Ahmed y Shalaby, 2012; Sharma et al., 2012a y b;
Chbani et al., 2013
Fósforo (P)
Transferencia de
energía, fotosíntesis,
diferenciación celular y
desarrollo de tejidos.
Procesos genéticos.
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Sivasankari et al., 2006; Hong et
al., 2007; Caparkaya et al., 2009; Rathore et al., 2009;
Sasikumar et al., 2011; Thorsen et al., 2010; Zodape et
al., 2010, 2011; Sridhar y Rengasamy, 2011; Ahmed y
Shalaby, 2012; Sharma et al., 2012a y b; Pramanick et
al., 2013; Chbani et al., 2013; Hernández-Herrera et al.,
2014a.
Potasio (K)
Activador de más de
60 enzimas, síntesis
de carbono y
proteínas. Mejora
régimen hídrico y
aumenta tolerancia a
sequías, heladas y
salinidad. Mejora
resistencia a
enfermedades.
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Sivasankari et al., 2006; Hong et
al., 2007; Caparkaya et al., 2009; Hurtado et al., 2009;
Rathore et al., 2009; Sasikumar et al., 2011; Sivasangari
et al., 2010, 2011, 2012; Thorsen et al., 2010; Zodape et
al., 2010, 2011; Kumari et al., 2011, 2013; Shehata et al.,
2011; Sridhar y Rengasamy, 2011; Ahmed y Shalaby,
2012; Elumalai y Rengasamy, 2012; Kalaivanan y
Venkatesalu, 2012; Sharma et al., 2012a y b; Chbani et
al., 2013; Pramanick et al., 2013; Hernández-Herrera et
al., 2014a; Jebasingh et al., 2014.
Magnesio
(Mg)
Regulador de
procesos
fisicoquímicos.
Constituyente central
de la clorofila.
Reacciones
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Hong et al., 2007; Caparkaya et
al., 2009; Hurtado et al., 2009; Omezzine et al., 2009;
Rathore et al., 2009; Sivasankari et al., 2006; Sasikumar
et al., 2011; Srijaya et al., 2010; Sivasangari et al., 2010,
2011, 2012; Zodape et al., 2010; Kumari et al., 2011,
2013; Shehata et al., 2011; Sridhar y Rengasamy, 2011;
13
enzimáticas de
transferencia de
energía.
Elumalai y Rengasamy, 2012; Kalaivanan y Venkatesalu,
2012; Sharma et al., 2012a y b; Chbani et al., 2013.
Azufre (S)
Constituyente de dos
aminoácidos la
cisteína y la cistina,
formadores de
proteínas.
Constituyente de
grupos sulfatos
Hurtado et al., 2009; Rathore et al., 2009; Srijaya et al.,
2010; Thorsen et al., 2010; Shehata et al., 2011; Sharma
et al., 2012a y b; Chbani et al., 2013; Kumari et al., 2013;
Jebasingh et al., 2014
Calcio (Ca)
Regulador de
procesos
fisicoquímicos como la
ósmosis.
Constituyente de
raíces y tejido celular
de membranas
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Hong et al., 2007; Omezzine et
al., 2009; Hurtado et al., 2009; Rathore et al., 2009;
Sasikumar et al., 2011; Zodape et al., 2010; Kumari et al.,
2011, 2013; Shehata et al., 2011; Sridhar y Rengasamy,
2011; Elumalai y Rengasamy, 2012; Kalaivanan y
Venkatesalu, 2012; Sharma et al., 2012a y b; Chbani et
al., 2013; Hernández-Herrera et al., 2014a
Micronutrientes
Hierro (Fe)
Formación de la
clorofila. Formador de
quelatos, se asemejan
a la función de las
vitaminas en los
humanos
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Sivasankari et al., 2006; Hong et
al., 2007; Caparkaya et al., 2009; Hurtado et al., 2009;
Rathore et al., 2009;Sasikumar et al., 2011; Srijaya et al.,
2010; Sivasangari et al., 2010, 2011, 2012; Zodape et al.,
2010; Kumari et al., 2011, 2013; Shehata et al., 2011;
Sridhar y Rengasamy, 2011; Sridhar y Rengasamy,
2011; Zodape et al., 2011; Elumalai y Rengasamy, 2012;
Kalaivanan y Venkatesalu, 2012; Sharma et al., 2012a y
b.
Manganeso
(Mn)
Formación de clorofila.
Procesos enzimáticos
metabolismo del
nitrógeno y
descomposición de
carbohidratos.
Formador de quelatos
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Hong et al., 2007; Hurtado et al.,
2009; Rathore et al., 2009; Sasikumar et al., 2011;
Srijaya et al., 2010; Sivasangari et al., 2010, 2011, 2012;
Zodape et al., 2010; Kumari et al., 2011, 2013; Sridhar y
Rengasamy, 2011; Zodape et al., 2011; Elumalai y
Rengasamy, 2012; Chbani et al., 2013; Pramanick et al.,
2013
14
Zinc (Zn)
Producción de
auxinas.
Transformación de
carbohidratos.
Formador de quelatos
Montero et
al., 1999
Srijaya et al., 2010; Temple y Bomke, 1989; Sivasankari
et al., 2006; Hong et al., 2007; Caparkaya et al., 2009;
Hurtado et al., 2009; Rathore et al., 2009; Sasikumar et
al., 2011; Sivasangari et al., 2010, 2012; Zodape et al.,
2010; Kumari et al., 2011, 2013; Zodape et al., 2011;
Kalaivanan y Venkatesalu, 2012
Cobre (Cu)
Activador enzimático.
Formación de clorofila.
Formador de quelatos.
Montero et
al., 1999
Temple y Bomke, 1989; Sivasankari et al., 2006; Hong et
al., 2007; Caparkaya et al., 2009; Hurtado et al., 2009;
Rathore et al., 2009; Sasikumar et al., 2011; Srijaya et
al., 2010; Sivasangari et al., 2010, 2011, 2012; Zodape et
al., 2010, 2011; Kumari et al., 2011, 2013; Sridhar y
Rengasamy, 2011; Kalaivanan y Venkatesalu, 2012;
Sharma et al., 2012a y b
Molibdeno
(Mo)
Formador de quelatos.
En leguminosas puede
fijar N atmosférico.
Hong et al., 2007; Zodape et al., 2010
Cloro (Cl) Metabolismo vegetal.
Formador de quelatos.
Sivasankari et al., 2006; Caparkaya et al., 2009; Sridhar y
Rengasamy, 2011; Elumalai y Rengasamy, 2012;
Sharma et al., 2012a; Pramanick et al., 2013; Chbani et
al., 2013
Boro (B)
Formación de
carbohidratos.
Formación de semillas
y frutos. Formador
de quelatos
Hong et al., 2007; Hurtado et al., 2009; Srijaya et al.,
2010
Otros minerales presentes
Sodio (Na)
Metabolismo, apertura
y cierre de estomas y
síntesis de clorofila
Montero et
al., 1999
Sivasankari et al., 2006; Hong et al., 2007; Caparkaya et
al., 2009; Hurtado et al., 2009; Rathore et al., 2009;
Sivasangari et al., 2010, 2011, 2012; Srijaya et al., 2010;
Thorsen et al., 2010; Zodape et al., 2010; Kumari et al.,
2011, 2013; Elumalai y Rengasamy, 2012; Kalaivanan y
Venkatesalu, 2012; Sharma et al., 2012a y b; Chbani et
al., 2013; Pramanick et al., 2013; Hernández-Herrera et
al., 2014a; Jebasingh et al., 2014.
Silicio (Si)
Conformación de
pared celular. Síntesis
de ligninas
Sivasankari et al., 2006; Caparkaya et al., 2009; Elumalai
y Rengasamy, 2012; Kalaivanan y Venkatesalu, 2012.
Cobalto
(Co)
Regulación hormonal
(ABA, Etileno).
Metabolismo de
carbohidratos y
Montero et
al., 1999
Hong et al., 2007; Srijaya et al., 2010; Sivasangari et al.,
2010, 2011, 2012.
15
proteínas.
Síntesis de clorofila
Aluminio
(Al)
Metabolismo, toma y
transporte de
nutrientes y
crecimiento de la raíz
Montero et
al., 1999
Srijaya et al., 2010; Sharma et al., 2012a; Kalaivanan y
Venkatesalu, 2012.
Yodo (I) Fotosíntesis y
regulación hormonal Hong et al., 2007; Sharma et al., 2012a y b.
Plomo (Pb) Metabolismo.
Crecimiento Hong et al., 2007; Srijaya et al., 2010.
Bario (Ba) Absorción y transporte
de otros elementos Srijaya et al., 2010.
Cromo (Cr) Metabolismo, síntesis
de ácidos grasos Hong et al., 2007; Srijaya et al., 2010.
Cadmio
(Cd)
Metabolismo.
Fotosíntesis Hong et al., 2007; Srijaya et al., 2010.
Estroncio
(Sr)
Metabolismo.
Permeabilidad de la
pared celular
Hong et al., 2007.
Los agricultores de zonas cercanas a la costa han utilizado las algas marinas por
décadas para fertilizar sus tierras o directamente en los cultivos, y en las últimas seis
décadas han sido fuente natural de nutrientes en la elaboración de fertilizantes y
bioestimulantes de crecimiento vegetal. El contenido mineral en algas marinas
(Montero et al., 1999; Carrillo-Domínguez et al., 2002), en un inicio atrajo el interés
de agricultores e investigadores por el uso de estas en la agricultura. Aunque los
minerales no son bioestimulantes de crecimiento vegetal ya que se consideran como
nutrientes, algunas industrias los incluyen en la formulación de sus bioestimulantes,
por ejemplo, macroelementos como N, P y K.
2.2.2 Fitohormonas reportadas en extractos algales con actividad BCV
Hasta el momento se ha reportado el contenido de fitohormonas para 30 algas y
extractos algales. Estos estudios se han enfocado hacia extractos obtenidos de algas
pardas (14), seguidos de extractos de algas rojas (11) y unos pocos de algas verdes
16
(5). Es escasa la información que actualmente existen sobre estos compuestos, ya
que de 134 extractos algales bioactivos solo el 20% reporta la presencia de
fitohormonas y el estudio de Han (2006) reporta más de la mitad (16) de los extractos
con presencia de la auxina IAA.
El IAA actúa como BCV en el desarrollo vegetal. Por ejemplo, el contenido de
citocininas y giberelinas no se ha estudiado mucho (Tabla 2). Aunque Temple et al.
(1989) reportaron la presencia de citocininas en Macrocystis integrifolia y Ecklonia
máxima; a la fecha (27 años después) no se han realizado más reportes de este
grupo de fitohormonas (Sasikumar et al., 2011). Por otra parte, algunos trabajos se
han centrado en el efecto conjunto de las fitohormonas (Beaudoin et al., 2000;
Moubayidin et al., 2009; Wilmowicz et al., 2016).
Investigaciones recientes, han reportado un análisis más complejo del contenido de
fitohormonas (auxinas, giberelinas y citocininas) en extractos bioactivos (Hong et al.,
2007; Sivasangari et al., 2010; Sivasangari et al., 2011; Ahmend y Shalaby, 2012;
Sivasangari et al., 2012). Estos análisis dan una mejor perspectiva sobre la actividad
bioestimulante, como es el crecimiento de raíces, o el crecimiento y diferenciación
celular.
Del análisis de la tabla 2, se concluye que, aunque la función de las auxinas y
giberelinas en las plantas terrestres es diversa, en las algas su función puede ser
más básica, ya que estructuralmente las necesitan en el proceso de elongación y es
posible que también sean importantes en la formación de estructuras reproductivas,
aunque no tan especializadas como en las plantas terrestres (formación de flores).
En el caso de las citocininas, además de las funciones ya mencionadas, también son
necesaria en los procesos de división celular y fotosíntesis, muy importante para
todos los organismos autótrofos y pueden tener un papel muy importante en el
proceso de senescencia de las algas (Azcón-Bieto y Talón, 2013).
17
Otros compuestos con efecto bioestimulante de crecimiento vegetal son el etileno
(única fitohormona gaseosa), ácido abscísico, ácido jasmónico, ácido salicílico,
brasinoesteroides, poliaminas y betaínas (Jordan y Casaretto, 2006). Sin embargo,
en las algas marinas ningún estudio hasta el momento se ha enfocado en detectar la
presencia de etileno, poliaminas, ácido salicílico y ácido jasmónico, los cuales al igual
que en las plantas terrestres pueden estar presentes en las algas cumpliendo
funciones básicas para el desarrollo de estas en el ambiente.
Tabla 2. Fitohormonas en extractos algales con actividad como BCV
Tipo Extracto algal Fitohormona Referencia
Parda Sargassum thunbergii Auxina: AIA Han, 2006
Parda S. kjellmaniamum Auxina: AIA Han, 2006
Parda S. wightiiAuxinas (AIA), citocininas,
giberelinas
Sridhar y Rengasamy, 2011; Sivasangari et
al ., 2012
Parda Sargassum sp. Fitohormonas en general Sheata et al ., 2011
Parda Undaria pinnatifida Auxina: AIA Han, 2006
Parda Laminaria japonica Auxina: AIA Han, 2006
Parda Laminaria spp. Fitohormonas en general Sheata et al ., 2011
Parda Chorda filum Auxina: AIA Han, 2006
Parda Ascophyllum nodosum Betaínas, hormonas en general Mackinnon et al ., 2010; Shehata et al ., 2011
Parda Dyctiota dichotoma Citocininas y auxinas Sasikumar et al ., 2011
Parda Ecklonia maximaGiberelinas, citocininas y auxinas,
ácido abcísico, brasinoesteroides
Temple et al ., 1989; Temple y Bunke, 1989;
Stirk et al ., 2004
Parda Macrocystis integrifolia Citocininas Temple et al ., 1989
Parda M. pyrifera Auxinas y citocininas Stirk et al ., 2004
Parda Stoechospermum marginatum Auxinas, citocininas y giberelinas Sivasangari et al ., 2011
Roja Porphyra yezoensis Auxina: AIA Han, 2006
Roja Symphyocladia latiuscula Auxina: AIA Han, 2006
Roja Polysiphonia urceolata Auxina: AIA Han, 2006
Roja Grateloupia filicina Auxina: AIA Han, 2006
Roja Hyalosiphonia caespitosa Auxina: AIA Han, 2006
Roja Corallina pilulifera Auxina: AIA Han, 2016
Roja Plocamium telfairiae Auxina: AIA Han, 2006
Roja Chondrus senensis Auxina: AIA Han, 2006
Roja Asparagopsis spp. Auxinas, ABA y giberelinas Ahmend y Shalaby, 2012
Roja Gelidium pectinutum Auxinas, ABA y giberelinas Ahmend y Shalaby, 2012
Roja Kappaphycus sp. AIA y giberelinas Pramanick et al ., 2013
Verde Entermorpha linza Auxina: AIA Han, 2006
Verde E. compressa Auxina: AIA Han, 2006
Verde E. intestinelis Auxinas, ABA y giberelinas Ahmend y Shalaby, 2012
Verde Ulva pertusa Auxina: AIA Han, 2006
Verde U. lactuca Auxinas, citocininas y giberelinasSivasangari et al ., 2010; Sridhar y
Rengasamy, 2011
18
2.2.3. Carbohidratos, proteínas y otros componentes presentes en extractos
algales con actividad BCV
Se sabe que los carbohidratos median la expresión de genes que expresan la
producción de fitohormonas en las plantas (Rolland et al., 2002), por este motivo en
los últimos 20 años, algunas investigaciones se han enfocado hacia el uso de
carbohidratos y sus oligosacáridos como BCV (Tabla 3) y otros trabajos han
reportado la presencia de estos en los extractos algales estudiados (Tabla 4).
La presencia y cantidad de carbohidratos en las algas depende de varios factores:
tipo de alga (roja, verde o parda), factores fisicoquímicos del hábitat y cambios medio
ambientales. Los carbohidratos son importantes para las algas ya que son
constituyentes fundamentales de la pared celular y cumplen funciones específicas en
el mantenimiento de la integridad del alga, ya que les confieren flexibilidad a las
láminas en las algas pardas y de esta forma evitan que el alga se rompa con el
oleaje y las marejadas intensas y evitan la desecación de estas en marea baja.
Las algas rojas también cuentan con polisacáridos estructurales: los carragenanos y
el agar. Actualmente estos son usados por diversas industrias como la farmacéutica
(encapsulamiento de medicamentos, nutraceúticos), alimenticia (conservación de
alimentos), textil (espesantes y conservantes de pinturas), cervecera (conservante y
textura) y cosmética (por propiedades hidratantes) (Kraan, 2012; Rupérez et al.,
2014).
Se ha realizado un mayor reporte del contenido de carbohidratos en extractos de
algas pardas, seguido de los obtenidos de algas rojas y finalmente de algas verdes.
Ya que estas últimas son las menos estudiadas en este campo.
19
Tabla 3. Carbohidratos y ficocoloides algales con actividad como BCV
Tipo Extracto algal Carbohidrato o ficocoloide Vegetal Referencia
Parda No hay información Oligosacáridos de alginato de Na Lechuga Iwasaki y Matsubara, 2000
Parda Laminaria digitata Laminarán, alginato de sodio Tabaco, uva
Klarzynski et al ., 2000; Mercier et al .,
2001; Aziz et al ., 2003; Menard et al .,
2004; Fu et al ., 2011
Parda L. japonica Banana Cao et al ., 2007
Parda Lessonia vadosaÁcido algínico, oligosacáridos de
alginatoTrigo, tabaco Chandía et al ., 2004, Laporte et al ., 2007
Parda L. trabeculata Alginato de sodio Tabaco Laporte et al ., 2007
Parda Schizymenia binderi Oligosacáridos de alginato Tabaco Laporte et al ., 2007
Parda Padina gymnospora Polisacáridos Tomate y frijol Hernández-Herrera et al ., 2016
Parda Pelvetia canaliculata Fucoidan Tabaco Klarzynski et al ., 2003
Parda No hay información Laminarán Uva Trouvelot et al ., 2008
Parda No hay información Oligomeros uronatos de alginato Zanahoria y arroz Xu et al ., 2003
Parda No hay información Oligosacáridos de alginato Maíz Hu et al ., 2004
Roja Eucheuma cottonii k-Carragenano Tabaco Mercier et al ., 2001
Roja E. spinosa i-carragenano Tabaco Mercier et al ., 2001
Roja Gigartina acicularis l-carragenano Tabaco Mercier et al ., 2001
Verde Ulva fasciata Polisacáridos sulfatados Frijol Paulert et al ., 2009
Verde U. lactuca Polisacáridos Tomate y frijol Hernández-Herrera et al ., 2016
Verde Ulva spp. Ulvano Frijol Borsato et al ., 2010
20
El contenido de proteínas en las algas marinas es variable. En algas pardas es
más bajo (inferior al 15%) al reportado en algas rojas, sin embargo, hay
excepciones como en el alga Undaria pinnatifida (wakame), la cual es usada como
alimento. En esta, el contenido de proteína es del 11-24 % de su peso seco. Las
algas verdes y rojas presentan un contenido de proteína entre el 10-47 % de peso
seco. Al igual que los carbohidratos, las proteínas y demás componentes algales
pueden presentar variación en su composición química y concentración, ya que su
producción está influenciada por el estado de desarrollo del alga, la variación
fisicoquímica del hábitat (temperatura, salinidad, contenido de nutrientes
disponibles) y condiciones medioambientales como huracanes, tormentas y época
del año (verano, invierno, primavera y otoño; Fleurence, 1999; Harnedy y
FitzGeald, 2011).
Así como son escasos los estudios que reportan contenido de carbohidratos en los
extractos BCV, también son pocos los reportes del contenido de proteínas y
aminoácidos de estos. Solo el 10 % de la bibliografía consultada reporta
caracterización química o carbohidratos y/o proteínas. La mayoría de los reportes
de proteínas y/o aminoácidos en extractos algales BCV son para algas rojas (7),
seguido de las pardas (6) y en mejor cantidad las verdes (3; Tabla 5). Esto
evidencia la escasa información que hay de la presencia de estos componentes en
los extractos.
Hong et al. (2007), realizaron una de las caracterizaciones químicas más
completas. En su estudio reportan el uso de 9 algas como materia prima de
biofertilizantes: dos verdes (Caulerpa racemosa y Ulva reticulata), seis rojas
(Gelidiella acerosa, Laurencia obtusa, Gracilaria tenuistipitata, Hypnea valentiae,
Porphyra crispata y Kappaphycus alvarezii) y una parda (Sargassum mcclurei).
También reportan la composición de macro y microelementos (Tabla 1),
carbohidratos (Tabla 3 y 4), proteínas, incluyendo el perfil de aminoácidos que las
componen (Tabla 5) y contenido de lípidos, vitaminas y pigmentos (Tabla 6), estos
últimos en análisis de composición química proximal.
21
Tabla 4. Carbohidratos y ficocoloides en extractos algales BCV
Tipo Extracto algal Carbohidratos y/o ficocoloides Referencia
PardaAscophyllum nodosum
Ácido algínico, manitol, laminarano. laminarina,
fucoidano
Hurtado et al ., 2009; Shehata et al ., 2011;
Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Fucus serratus Ácidos algínico, manitol, laminarina y fucoidano Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda F. vesiculosus Ácidos algínico, manitol, laminarina y fucoidano Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Sargassum muticum Ácidos algínico, manitol, laminarina y fucoidano Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda S. polycystum Carbohidratos Elumalai y Rengasamy, 2012
Parda S. mcclurei Carbohidratos Hong et al ., 2007
Parda Sargassum sp. Ácido algínico Sheata et al ., 2011
Parda Laminaria hyperborea Ácidos algínico, manitol, laminarina y fucoidano Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Eclonia maxima Carbohidratos y alginato Lotze y Hoffman, 2015
Parda Laminaria spp Ácido algínico Sheata et al ., 2011
Roja Kappaphycus alvarezii Carbohidratos Hong et al ., 2007; Pramanick et al ., 2013
Roja Gracilaria spp. Carbohidratos Pramanick et al ., 2013
Roja Gelidiella acerosa Carbohidratos Hong et al ., 2007
Roja Laurencia obtusa Carbohidratos Hong et al ., 2007
Roja Gracilaria tenuistipitata Carbohidratos Hong et al ., 2007
Roja Hypnea valentiae Carbohidratos Hong et al ., 2007
Roja Porphyra crispata Carbohidratos Hong et al ., 2007
Verde Ulva reticulata Carbohidratos Hong et al ., 2007
Verde Caulerpa racemosa Carbohidratos Hong et al ., 2007
22
Sin embargo, en el estudio no se reporta el contenido de fitohormonas. Algunos
estudios a posteriori reportan la composición de fitohormonas en extractos BCV
obtenidos a partir de K. alvarezii (Pramanick et al., 2013).
La mayoría de los trabajos que realizan análisis del contenido proteico lo hacen de
forma general a través del análisis químico proximal. Solo tres estudios reportan
aminoácidos presentes en los extractos. Los trabajos de Hurtado et al. (2009), Kok
et al. (2010) y el de Lötze y Hoffman (2015). Los dos primeros reportan
aminoácidos, uno a través de un perfil de aminoácidos y otro a través de presencia
de aminoácidos libres para el alga Ascophyllum nodosum y el último reporta perfil
de aminoácidos en tres extractos comerciales de Ecklonia maxima (Tabla 5).
La importancia de reportar el contenido de proteínas y los aminoácidos que
componen las proteínas es debido a que la producción de algunos componentes
de BCV depende de la presencia y disposición de estos. Es el caso de las
poliaminas, las cuales se sintetiza a partir de tres aminoácidos básicos: arginina,
lisina, ornitina y la metionina, y para la producción de ácido salicílico se necesita
fenilalanina. Así como la producción de betaínas, la cual también es dependiente
de aminoácidos (Azcón-Bieto y Talón, 2013).
Por otro lado, las fitohormonas (auxinas, giberelinas, citocininas) estimulan
procesos como la elongación, donde además requieren componentes como los
carbohidratos, proteínas, ácidos grasos, entre otros, para el proceso de división
celular y por ende para su crecimiento (Azcón-Bieto y Talón, 2013). Esto lleva a
concluir que indirectamente las fitohormonas son estimulantes de la producción de
estos compuestos tanto en las algas como en las plantas terrestres.
23
Tabla 5. Proteínas y aminoácidos en extractos algales BCV
Tipo Extracto algal Proteínas y/o aminoácidos Referencia
Parda Ascophyllum nodosumPerfil de aminoácidos y
aminoácidos libresHurtado et al ., 2009; Kok et al ., 2010
Parda Sargassum polycystum Proteínas Elumalai y Rengasamy, 2012
Parda S. duplicatum Proteínas Jebasingh et al ., 2014
Parda S. mcclurei Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Parda Ecklonia maxima Perfil de aminoácidos Lotze y Hoffman, 2015
Roja Laurencia pinnatifida Proteínas Jebasingh et al ., 2014
Roja L. obtusa Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Roja Gelidiella acerosa Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Roja Gracilaria tenuistipitata Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Roja Hypnea valentiae Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Roja Porphyra crispata Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Roja Kappaphycus alvarezii Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Verde Caulerpa racemosa Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
Verde C. scalpelliformis Proteínas Jebasingh et al ., 2014
Verde Ulva reticulata Proteínas y aminoácidos Hong et al ., 2007
De la misma forma la síntesis de fitohormonas depende de la disponibilidad de
metabolitos primarios. Por ejemplo, la producción de auxinas sigue una ruta
dependiente de triptófano el cual es un aminoácido esencial y su producción no
solo depende de la presencia de este aminoácido, el proceso esta mediado por
enzimas como las descarboxilasas (proteínas) y estas enzimas necesitan
cofactores (minerales) para llevar a cabo el proceso (Azcón-Bieto y Talón, 2013).
Otros componentes necesarios para el desarrollo vegetal son los lípidos, ácidos
grasos y esteroles. Estos son componentes estructurales esenciales de la
membrana celular. Aunque son un grupo minoritario en la composición química
vegetal, estos son indispensables para el funcionamiento básico de las algas
(Kumari et al., 2013).
Estos componentes son reportados solo como parte del análisis químico proximal
del alga o del extracto algal (Tabla 6) por este motivo, se necesita realizar una
caracterización más específica de estos. Por ejemplo, el contenido lipídico, para
conocer los lípidos que están presentes en el extracto, ya que los
brasinoesteroides y el ácido jasmónico son de origen lipídico (Jordan y Casaretto,
2006).
24
Aunque no ha sido estudiada la presencia y caracterización de los ácidos grasos
en los extractos algales BCV, se considera importante investigarlos, ya que,
algunos ácidos grasos como el linoleico y linolénico son precursores de la
producción del ácido jasmónico el cual cumple funciones importantes para el
desarrollo de las plantas, estimulando el crecimiento del tallo y raíces, la síntesis
de etileno, maduración y coloración de frutos y senescencia vegetal (Azcón-Bieto y
Talón, 2013).
Menos del 5% de los trabajos analizados reportan contenido de cenizas y fibra
(Tabla 6). La ceniza es la materia inorgánica en las algas marinas, y está
compuesta principalmente por minerales y son esenciales para el desarrollo
vegetal (Tabla 2; Montero et al., 1999). La fibra tiene efecto aireador en el suelo y
esta aireación es importante para abastecerse de oxígeno a los animales y
garantizar el buen desarrollo de los microorganismos descomponedores y de las
raíces de las plantas (Craigie, 2011; Azcón-Bieto y Talón, 2013).
Otro tipo de componentes esenciales para las plantas y las algas son los
pigmentos. Existen tres grandes grupos, clorofila, carotenoides y ficobilinas. Las
clorofilas son un grupo de pigmentos verdes solubles en lípidos indispensable para
el desarrollo vegetal. Las algas producen vitaminas solubles en agua y solubles en
grasas (Nishizawa, 2002). Entre las primeras se han identificado B1, B2, B12 y C.
En el segundo grupo se han reportado la vitamina A, E, D y K (Nishizawa, 2002).
Aunque se desconoce la acción de las vitaminas y pigmentos presentes en los
extractos BCV en el desarrollo vegetal, se sabe que los pigmentos son
importantes para las plantas, ya que estos son la base del funcionamiento vegetal.
2.2.4 Polisacáridos y oligosacáridos como BCV y activadores de defensa en plantas
Los polisacáridos y oligosacáridos algales estimulan el crecimiento y aumentan las
defensas de las plantas. Se sabe que la respuesta en el aumento de defensas en
las plantas a daños fisiológicos se da cuando los carbohidratos que componen la
25
pared celular de las células vegetales se empiezan a degradar hasta
oligosacáridos (González et al., 2013).
Los oligosacáridos actúan como señal química para estimular la síntesis hormonal
como etileno y ácido abscísico. Además, de estos se sabe que de la misma forma
modula el desarrollo de las plantas. Las oligosacarinas pueden promover la
proliferación y/o diferenciación celular y actúan antagónicamente con las auxinas
en el crecimiento del tallo y el enraizamiento, ya que alteran el metabolismo
normal de estas. No solo las oligosacarinas pueden estimular el desarrollo de las
plantas, otro tipo de oligosacáridos también han mostrado actividad BCV
(Albersheim et al., 1993; Yonemoto et al., 1993). En base a estos y otros estudios
similares, la comunidad científica que investiga el efecto BCV de extractos algales
empezó a interesarse por investigar la actividad BCV de los polisacáridos y
oligosacáridos algales (Tabla 3).
Inicialmente se empezó a estudiar el efecto de algunos carbohidratos y
oligosacáridos como inductores del aumento de las defensas en plantas. Esta
hipótesis fue comprobada en plantas de tabaco, en las cuales se concluyó que las
plantas presentaban un aumento en sus defensas con el uso de oligosacáridos
obtenidos de Laminaria digitata (Klarzynski et al., 2000; Klarzynski et al., 2003).
Iwasaki y Matsubara (2000) realizaron una investigación del efecto BCV de
oligosacáridos en plantas de lechuga, comprobando que el uso de oligosacáridos
obtenidos de alginato produce un aumento en el crecimiento vegetal, mayor que el
uso del polisacárido intacto (ficocoloide). Otros estudios han demostrado el efecto
BCV, así como el aumento de la defensa en las plantas tratadas con los
polisacáridos y sus oligosacáridos (Tabla 3).
Más de la mitad de los estudios reportados se centran en el reporte de minerales y
fitohormonas (auxinas, giberelinas, citocininas, entre las más estudiadas) en los
extractos algales BCV, sin embargo, los estudios sobre el efecto de los
carbohidratos y ficocoloides extraídos de algas marinas y sus oligosacáridos es
26
escaso (<10% del total de reportes de extractos caracterizados). Por esta razón es
necesario seguir enfocando las investigaciones hacia la actividad BCV que puedan
presentar los polisacáridos algales.
En México se ha observado un aumento en el crecimiento de tomate al agregarle
perlas de alginato de sodio al cultivo (Yabur et al., 2007). Esto generó otras
investigaciones más específicas hacía el aumento de defensas en plantas con
ayuda de bioestimulantes de origen algal (Hernández-Herrera et al., 2014b;
Hernández-Herrera et al., 2016).
Considerando que los extractos algales aumentan la tasa de crecimiento y
defensa de vegetales, se propone seguir investigando otro tipo de extractos y
otras algas con disponibilidad abundante que puedan ser fuente de BCV. El
aumento de las defensas de las plantas tratadas con polisacáridos algales es
atribuido a la sulfatación de los polisacáridos como fucoidanos, carragenanos y
ulvanos. Esto puede deberse a que estos estimulan la producción de
bioestimulantes de crecimiento vegetal que generan respuestas ante estrés biótico
o abiótico como el ácido abscísico, brasinoesteroides, poliaminas, ácido salicílico,
ácido jasmónico y betaínas (Vera et al., 2011; Stadnik y Freitas, 2014).
2.2.5. Metabolitos secundarios extraídos con solventes orgánicos como BCV
Los metabolitos secundarios extraídos con etanol, metanol y acetato de etilo son
bioestimulantes de crecimiento vegetal. Al utilizar solventes orgánicos se extraen
compuestos de bajo peso molecular como florotaninos y terpenos. Varios estudios
han evidenciado la bioactividad de estos componentes algales como
antioxidantes, antibacterianos, anticoagulantes (Muñoz-Ochoa et al., 2010; Di-
Filippo-Herrera et al., 2018), sin embargo, los estudios enfocados a estos como
bioestimulantes de crecimiento vegetal son escasos (Tabla 7).
27
La importancia de conocer y caracterizar los metabolitos secundarios como los
terpenos, se debe a que la síntesis de fitohormonas y reguladores de crecimiento
como las giberelinas, citocininas, brasinoesteroides y el ácido abscísico se
producen a través de la vía de biosíntesis de estos (Jordán y Casaretto, 2006), por
este motivo son esenciales para el desarrollo vegetal.
A partir de distintos precursores terpenoides como el gliceraldehído-3-fosfato y
piruvato (en cloroplasto) y la ruta del ácido mevalónico (citosólica) estos son
producidos. La formación de isopentil pirofosfato (IPP) desencadena la producción
de citoninas ya que este entra en la ruta de los mevalonatos en el citosol para
producir dimetilalil pirofosfato (DMAPP). De la misma forma siguiendo la ruta de
melavolatos, las giberelinas se producen a partir de diterpenos (Geranilgeranil
pirofosfato (GGPP), los brasinoesteroides a partir del triterpeno (Escualeno) y el
ácido abscísico a partir de tetraterpenos (Fitoeno) (Azcón-Bieto y Talón, 2013).
28
Tabla 6. Lípidos, cenizas, vitaminas y pigmentos en extractos algales BCV
Tipo Extracto algal Lípidos Cenizas Vitaminas y pigmentos Referencia
Parda Ascophyllum nodosum X X Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Fucus serratus X X Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda F. vesiculosus X X Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Sargassum muticum X X Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Sargassum polycystum X Elumalai y Rengasamy, 2012
Parda Laminaria hyperborea X X Sharma et al ., 2012a; Sharma et al ., 2012b
Parda Sargassum mcclurei X X X Hong et al ., 2007
Roja Polysiphonia spp. X Michalak et al ., 2015; Godlewska et al ., 2016
Roja Kappahpycus alvarezii X X X Hong et al ., 2007
Roja Gelidiella acerosa X X X Hong et al ., 2007
Roja Laurencia obtusa X X X Hong et al ., 2007
Roja Gracilaria tenuistipitata X X X Hong et al ., 2007
Roja Hypnea valentiae X X X Hong et al ., 2007
Roja Porphyra crispata X X X Hong et al ., 2007
Verde Ulva spp. X Michalak et al ., 2015; Godlewska et al ., 2016
Verde Ulva reticulata X X X Hong et al ., 2007
Verde Caulerpa racemosa X X X Hong et al ., 2007
Verde Cladophora spp. X Michalak et al ., 2015; Godlewska et al ., 2016
29
Entre los pocos estudios referentes a la actividad BCV de metabolitos secundarios
que se han realizado se ha comprobado su efecto BCV. Se ha demostrado que la
aplicación de metabolitos secundarios en altas concentraciones inhibe la
germinación en lechuga y tomate (Hassan y Ghareib, 2009; Houssien et al., 2011).
Otros trabajos han evidenciado que el uso de metabolitos secundarios aumenta el
peso seco de las plantas (Paulert et al., 2009) y las defensas tanto biológicas
como ambientales de las plantas (Houssien et al., 2011).
También se ha reportado un aumento en el porcentaje de germinación de semillas
(Chaikina et al., 2009) y crecimiento en plantas de cultivo (Michalak et al., 2015).
Recientemente algunos investigadores han evaluado el efecto del Eckol como
BCV, este compuesto fue aislado como metabolito secundario del alga parda
Ecklonia maxima (Rengasamy et al., 2016a; Rengasamy et al., 2016b),
determinando el efecto bioestimulante de este.
30
Tabla 7. Compuestos de bajo peso molecular extraídos con solventes orgánicos con actividad BCV
Tipo Extracto algal Extractos Vegetal Referencia
Parda Ecklonia maximaExtracto de acetato de etilo,
florotaninos
Zea mays (Maíz), Brassica
oleracea (Repollo)
Rengasamy et al ., 2016a;
Rengasamy et al ., 2016b
Parda Costaria costata Extracto etanólico Glycine max (Soja) Chaikina et al ., 2009
Parda Leathesia difformis Extractos acetónicos
Varios cultivos: B. oleracea ,
Solanum lycopersicum
(Tomate)
Houssien et al ., 2011
Roja Pterocladia pinnate Extractos acetónicos
Varios cultivos: B. oleracea ,
Solanum lycopersicum
(Tomate)
Houssien et al ., 2011
Roja Cladophora sp Polifenoles Lepidium sativum (Berro) Michalak et al ., 2015
Verde Ulva lactucaExtractos acetónicos,
metanólicos y etanólicos
Varios cultivos: B. oleracea ,
Solanum lycopersicum
(Tomate)
Hassan y Ghareib, 2009;
Houssien et al ., 2011
Verde Ulva fasciata Phaseolus vulgaris (Frijol) Paulert et al ., 2009
Verde Ulva sp. Polifenoles Lepidium sativum (Berro) Michalak et al ., 2015
Verde Polysiphonia sp. Polifenoles Lepidium sativum (Berro) Michalak et al ., 2015
31
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Los fertilizantes y bioestimulantes químicos convencionales se han convertido en
un problema para el sector agrícola, ya que, el uso de estos deteriora la calidad de
los suelos. Además, actualmente la industria alimentaria busca productos
orgánicos, que ayuden a mejorar la composición química de los alimentos.
El uso de macroalgas como materia prima para la producción de bioestimulantes
de crecimiento vegetal es una alternativa para reducir el uso de bioestimulantes y
fertilizantes químicos convencionales en los cultivos. En México hay pocas
industrias dedicadas a la producción de bioestimulantes y las únicas especies de
macroalgas mexicanas utilizadas como materia prima para la formulación de estos
son M. pyrifera y G. robustum. Por este motivo, es necesario investigar
alternativas de macroalgas mexicanas como biomasa potencial para la producción
de bioestimulantes, así como, diversos métodos de extracción y la composición
química de los extractos con la finalidad de dilucidar el mejor método de obtención
y formulación de extractos bioactivos.
Considerando el planteamiento del problema anteriormente descrito, esta
investigación evaluó el efecto bioestimulante de germinación y crecimiento vegetal
de macroalgas mexicanas abundantes en la Península de Baja California y la
diferencia en la actividad de los extractos usando dos métodos de extracción,
baño María y autoclave, así como la bioactividad de polisacáridos y extractos
etanólicos. Teniendo en cuenta la composición química de los extractos algales,
ya que, conociendo la composición química de los extractos más activos se puede
mejorar su formulación.
32
4. HIPÓTESIS
Premisa: Se ha demostrado que el efecto bioestimulante de crecimiento vegetal no
solo es causado por las fitohormonas. Existen otros componentes con “actividad
tipo hormona” como polisacáridos, oligosacáridos y compuestos de bajo peso
molecular, que han demostrado tener un efecto benéfico sobre el crecimiento de
las plantas, por lo que se plantean las siguientes hipótesis de trabajo:
H1: Los carbohidratos, los oligosacáridos y los extractos etanólicos obtenidos de
macroalgas, presentarán una mayor actividad bioestimulante sobre la germinación
y crecimiento vegetal que los extractos algales líquidos alcalinos.
H2: La combinación de extractos algales individuales aumentará la diversidad y
concentración de componentes químicos que potencializará la actividad
bioestimulante en la germinación y crecimiento vegetal.
33
5. OBJETIVOS
General:
Evaluar la actividad bioestimulante de crecimiento vegetal de extractos líquidos
alcalinos, polisacáridos y extractos etanólicos sobre el crecimiento de frijol mungo
(Vigna radiata).
Específicos:
1. Determinar el efecto bioestimulante de los extractos líquidos alcalinos y
establecer los extractos más activos en bioensayos de germinación y crecimiento
del frijol mungo.
2. Determinar el efecto de las mezclas de algas (dos especies) y mezcla de
extractos individuales (dos extractos) con mayor actividad sobre frijol mungo.
3. Determinar el contenido de macro, micronutrientes en los extractos líquidos
alcalinos y algunos parámetros generales como materia orgánica, pH, electro
conductividad, sólidos y sales totales suspendidas.
4. Evaluar el efecto de dos técnicas de producción de extracción líquidos de algas:
baño María y autoclave, sobre el efecto bioestimulante de los extractos sobre la
germinación y crecimiento de frijol mungo.
5. Evaluar la actividad bioestimulante de polisacáridos y extractos etanólicos de
las especies con mayor actividad BCV sobre la germinación y crecimiento de frijol
mungo.
6. Analizar el perfil fitoquímico de cada uno de los extractos obtenidos.
7. Caracterizar los polisacáridos algales por medio de espectroscopía de infrarrojo.
34
6. METODOLOGÍA
6.1 Recolección de algas marinas y preparación de extractos algales Las algas marinas seleccionadas se cosecharon de poblaciones silvestres desde
una panga. Dos pescadores recolectaron por buceo o manualmente en marea
baja a lo largo de la costa de la Península de Baja California, de marzo a octubre
de 2015. Las frondas superficiales de Macrocystis pyrifera se cosecharon en
Santo Tomás (31º 49' 98.56" N - 116º 62' 65.03" O), plantas completas de
Gelidium robustum fueron recolectada en Isla San Martín (30° 29' 20.07" N - 116°
06' 50.61" O), Ecklonia arborea (fronda y estipe) fue recolectada en Bahía
Magdalena (24° 35' 0" N - 112° 0' 0" O), Gracilaria parvispora fue cosechada en
Laguna San Ignacio (26° 54' 00" N - 113° 13' 00" O), especímenes completos de
Sargassum horridum y Acanthophora spicifera fueron recogidas en las playas de
Bahía de La Paz (24° 08' 32" N - 110° 18' 39" O). Las algas frescas se lavaron
inmediatamente después de la cosecha con agua de mar para limpiar cualquier
organismo epifito y arena. Luego se secaron al sol hasta obtener un porcentaje de
humedad inferior al 10 % y se molieron con un molino manual hasta un tamaño de
malla 40 (0.38 mm2).
6.2 Producción de extractos individuales (ELAs) Los ELAs se prepararon en condiciones alcalinas siguiendo los procedimientos
descritos por Briceño-Domínguez et al. (2014). Las algas secas (20 g) se
rehidrataron durante la noche en agua destilada (180 mL), luego se trataron con
solución de Na2CO3 al 10 % (120 mL) para lograr un pH de 10 y se mantuvieron a
80 °C en un baño María con agitación constante durante 2 h. El extracto líquido
obtenido se diluyó para obtener un total de 250 mL. El extracto se filtró
posteriormente al vacío para eliminar el alga residual.
Se elaboraron 6 extractos líquidos (ELAs) y se rotularon con la primera letra del
nombre del género y de la especie: M. pyrifera (MP), G. robustum (GR), E. arborea
35
(EA), G. parvispora (GP), S. horridum (SH), y A. spicifera (AS). Los ELAs que
mostraron un aumento significativo en el porcentaje de germinación y crecimiento
de frijol mungo fueron seleccionados para producir Mezclas de Extractos Líquidos
Algales (MELAs).
6.3 Producción de extractos combinados 6.3.1 Formulación de los MELAs Para la producción de los MELAs se seleccionaron los ELAs que mostraron una
mayor actividad BCV (EA, MP, GP, GR). La mezcla de extractos se realizó
combinando dos extractos líquidos (ELAs) en una proporción 50:50 v/v.
6.3.2 Formulación de EMAs
Para la producción de los EMAs se seleccionaron tres especies algales, dos algas
cafés: S. horridum y E. arborea y una roja Gracilaria parvispora. Previo al proceso
de extracción se realizó la mezcla del tejido algal seco y molido de dos especies
de algas, una roja y una parda en tres proporciones diferentes 30:70 p/p, 50:50 p/p
y 70:30 p/p. La preparación de los extractos se realizó mediante dos técnicas
(baño María y autoclave), con la finalidad de comparar la bioactividad de los
extractos preparados de diferentes formas. Una vez mezcladas las dos especies,
se realizó el primer tipo de extracción, empleando un baño María, siguiendo la
metodología de Briceño-Domínguez et al. (2014). Solo se varió el tiempo de
rehidratación a 12 h.
El segundo tipo de extracción empleado fue en autoclave a 121 ºC y 15 psi por 2
h, modificando la metodología empleada por Castellanos-Barriga et al. (2017). La
extracción se realizó en condiciones alcalinas, para lo cual 20 g de algas
mezcladas en las proporciones antes mencionadas fueron hidratados con 300 mL
de agua destilada, aumentando su pH a 11 con Na2CO3 al 10 % (120 mL).
36
Finalmente, estos extractos se etiquetaron como Extractos de Mezclas de Algas
(EMAs).
Todos los ELAs, MELAs y EMAs se conservaron reduciendo el pH de 10 a un
rango de 4-5 con ácido cítrico en polvo (10 g) para estabilizarlos y promover la
formación de quelatos (la formación de los grupos quelatos ayuda a las plantas a
asimilar los macro y micronutrientes por las plantas). Finalmente, los extractos
acidificados se diluyeron a la concentración experimental y se aplicaron
directamente a las semillas de frijol mungo.
6.4 Extracción de polisacáridos
La extracción de los polisacáridos fucoidan y alginato de Ecklonia arborea y
Sargassum horridum y el extracto etanólico de la mezcla 50:50 p/p se realizó
siguiendo la metodología de Muñoz-Ochoa et al. (2009), Rodríguez-Montesinos et
al. (2008) y (Di Filippo-Herrera et al., 2018), respectivamente. Para la extracción
de agar de Gracilaria parvispora se siguió la metodología de Arvizu-Higuera et al.
(2008).
6.4.1 Obtención de fucoidano
Los fucoidanos (FC) fueron extraídos a partir de 25 g de polvo de alga (E. arborea
y S. horridum) seca y molida, la cual fue hidratada con 350 mL de agua destilada
durante 2 h a 55 ºC en baño María con agitación contante con una propela, a una
velocidad de agitación de 2000 rpm. Al extracto obtenido (350 mL) se le adicionó
CaCl2 para eliminar alginato residual, se centrifugó a 3000 rpm por 20 min y se
precipitó con 3 volúmenes de etanol. El precipitado obtenido se secó a 50 ºC por
20 horas en estufa de secado. Finalmente se obtuvo el fucoidano seco, el cual se
almacenó y refrigeró en viales de vidrio (Muñoz-Ochoa et al., 2009). El fucoidano
obtenido de cada alga fue nombrado: fucoidano de E. arborea (EA-FC), fucoidano
de S. horridum (SH-FC).
37
6.4.2 Obtención de alginato
La extracción de alginato (ALG) de las algas pardas E. arborea y S. horridum se
realizó mediante una extracción alcalina, siguiendo la metodología de Rodríguez-
Montesinos et al. (2008), donde 20 g de cada alga parda seca y molida se hidrató
con una solución de formaldehido al 0.1 % por 12 h para ablandar el tejido algal y
evitar la pigmentación del alginato. A la mañana siguiente al alga hidratada se le
realizó un lavado con HCl a pH 4 con un agitador magnético y movimiento
constante durante 15 min para eliminar sales externas. Posteriormente el alga fue
filtrada con una malla, y se procedió a la extracción alcalina con 300 mL de una
solución de Na2CO3 a pH 10, a 80 ºC agitando con una propela acoplada a un
motor externo (Caframo) por 2 h. La solución de alginato obtenida fue filtrada al
vacío con papel Whatman Nº40 y tierra de diatomeas Celite 545. El alginato fue
obtenido por precipitación añadiendo dos volúmenes de etanol y fueron secadas a
50 ºC por 12 h (Rodríguez-Montesinos et al., 2008). Los alginatos obtenidos de
cada alga fueron nombrados alginato de E. arborea (EA-ALG) y alginato de S.
horridum (SH-ALG).
6.4.3 Obtención de agar
Para la extracción de agar (AG) de G. parvispora se realizó un tratamiento alcalino
previo: veinticinco gramos de G. parvispora seca y molida fueron tratadas en 500
mL de una solución de NaOH al 7 % a 85 ºC en baño María, con movimiento
constante por 12 h. Posteriormente, el tejido algal fue lavado 3 veces con 500 mL
de agua destilada por 5 min. El alga húmeda fue tratada con 500 mL de una
solución de H2SO4 al 0.025 % con agitación constante con propela por 2 h.
Finalmente se removió el exceso de ácido del tejido algal lavándola con 500 mL de
agua destilada por 10 min. Luego, el alga fue colocada en 900 mL de agua
destilada a un pH de 6.5 (la cual fue ajustada con ácido fosfórico al 10 %) con
agitación constante a 80 ºC por 2 h. El extracto fue filtrado al vacío con tierra de
diatomeas Celite 545. Se dejó gelificar a temperatura ambiente en bandeja de
plástico y se congeló durante 16 h. Al día siguiente se descongeló a temperatura
38
ambiente y finalmente se lavó con etanol al 97 %. Las fibras de agar fueron
secadas en un horno a 55 °C durante 24 h (Arvizu-Higuera et al., 2008). El agar
resultante fue nombrado GP-AG.
6.5 Obtención de extracto etanólico
Los extractos etanólicos se obtuvieron a partir de las mezclas de cada alga parda
con la roja en una proporción 50:50 p/p, donde 50 g de tejido algal total fue
embebido en 150 mL de etanol por 72 h, con 3 recambios de etanol cada tercer
día (9 días). El extracto se filtró con papel filtro y se roto evaporó a una
temperatura de 40ºC hasta sequedad (Di Filippo-Herrera et al., 2018). Los
extractos etanólicos se nombraron de acuerdo con las mezclas E. arborea + G.
parvispora (EAGP-OH) y S. horridum + G. parvispora (SHGP-OH).
6.6 Análisis químico proximal de algas marinas
El análisis químico de las algas marinas secas se llevó a cabo siguiendo los
métodos de la Asociación de Químicos Analíticos Oficiales (AOAC, 2000). La
humedad se determinó por la diferencia de peso después del secado a 60 °C
hasta alcanzar un peso constante (método 930.36), las proteínas se cuantificaron
usando el factor 5.38 para algas pardas y 4.92 para algas rojas (método 954.04;
Lourenco et al., 2002), el extracto etéreo y la fibra cruda se cuantificaron por
Soxhlet (método 954.02), el contenido de cenizas por calcinación a 550 °C
(método 942.05). Los carbohidratos se calcularon como: % de carbohidratos = 100
- (% de ceniza + % de proteínas + % de extracto de éter + % de fibra cruda).
6.7 Análisis químico de los extractos líquidos alcalinos ELAs, MELAs y EMAs
La composición fisicoquímica de los ELAs, MELAs y EMAs fue determinada por
servicio externo en la empresa Algaspacific (algaspacific.com), siguiendo la
39
metodología utilizada para realizar el control de calidad de su extracto NPKelp
(Laboratorio Agrícola Agroambiental) e incluye, medición del pH y electro-
conductividad (EC), expresada como dS−1. Los sólidos totales (ST) corresponden
al residuo que queda después de evaporar y secar los extractos a una
temperatura de 105 ºC ± 2 ºC. Las sales solubles totales (con salinómetro),
densidad (densímetro), la materia orgánica (se calculó por diferencia de porcentaje
de cenizas del 100 %), el contenido de ceniza (por calcinación a 550 ºC en una
mufla, método 942.05) y contenido de nitrógeno por el método micro-Kjeldahl
(método 976.05). Los minerales fueron analizados por espectrofotometría de
absorción atómica para carbono orgánico, sodio total, potasio total, óxido de
potasio, calcio total, cloruros, sulfatos, bicarbonatos, hierro, zinc, cobre, boro y
fósforo (por colorimetría) siguiendo los procedimientos de la Asociación de
Químicos Analíticos Oficiales (AOAC, 1990).
6.8 Caracterización por espectroscopía de infrarrojo (FTIR-ATR) de polisacáridos
La caracterización de los polisacáridos se realizó mediante espectrometría de
infrarrojo. Los espectros de fucoidanos, alginatos y agar se registraron con un
espectrofotómetro (Perkin Elmer, TWO, Waltham, MA, EE. UU.), equipado con un
atenuador de reflectancia total (ATR). Cada espectro se obtuvo de la suma de 14
exploraciones en el rango espectral 4000–500 cm−1(Lijour et al., 1994).
6.9 Caracterización química de componentes de bajo peso molecular en extractos etanólicos y extractos acuosos Los extractos etanólicos y acuosos fueron caracterizados por medio de la técnica
colorimétrica de presencia o ausencia de alcaloides, triterpenos y esteroles,
fenoles y taninos, flavonoides, cumarinas y saponinas (Harborne,1973).
40
6.10 Bioensayos de germinación y crecimiento en condiciones in vitro Semillas certificadas de frijol mungo (Vigna radiata), Siega Alta, semillas
orgánicas, EE. UU con tamaño, color y peso uniforme se desinfectaron
superficialmente usando una solución jabonosa durante 5 min, seguido de
inmersión en una solución de hipoclorito de sodio al 4 % durante 10 minutos y
posteriormente se enjuagaron tres veces con agua destilada estéril durante 1 min.
La germinación del frijol mungo se llevó a cabo como lo describe Castellanos-
Barriga et al. (2017). Las semillas fueron embebidas durante 15 min en 20 mL de
ELAs, MELAs y el bioestimulante comercial NPKelp a seis concentraciones
diferentes (0.06, 0.12, 0.25, 0.5, 1 y 2 %) y en los EMAs, fucoidanos, alginatos,
agar y extractos etanólicos a tres concentraciones diferentes (0.06, 0.12, 0.25) y
un control (agua destilada). A continuación, las semillas fueron retiradas de los
extractos, se envolvieron en papel filtro húmedo y se incubaron a 25 °C en un
régimen de 16 h de luz / 8 h de oscuridad. Las unidades experimentales se
organizaron en un diseño de bloques al azar completo. Los experimentos se
llevaron a cabo por triplicado (n = 30 semillas por bloque y tratamiento).
La germinación se observó diariamente durante 8 días, de acuerdo con los
métodos detallados por la Asociación de Analistas de Semillas Oficiales (AOSA,
2005). Las semillas se consideraron germinadas cuando la radícula sobresalía
más de 2 mm. El porcentaje de germinación fue obtenido aplicando la fórmula, GP
= número de semillas germinadas / número total de semillas x 100.
Después de 8 días, se observaron los efectos de los extractos y polisacáridos en
la longitud del tallo (desde el nodo basal hasta el vértice del brote), la longitud de
la raíz (desde el nodo basal hasta la punta de la raíz principal) y la altura total
(desde la punta de la raíz principal hasta el ápice del brote) de las plántulas,
usando una regla y un vernier. Además, se obtuvo el peso en fresco
(inmediatamente después de la medición) y seco (después del secado al horno a
50 ºC por 48 h) con una balanza analítica. Todos los resultados se presentan en
41
gráficos que muestran el porcentaje de crecimiento promedio adicional al valor del
control (agua destilada) de las plantas que recibieron tratamientos ELAs, MELAs,
EMAs, fucoidanos, alginatos, agar, extractos etanólicos y el extracto comercial
(NPKelp).
6.11 Análisis estadístico
El efecto de los ELAs, MELAs, EMAs, polisacáridos y extractos etanólicos sobre el
crecimiento del frijol mungo fue analizado por medio de un análisis de
comparaciones de medias para múltiples rangos o tratamientos mediante análisis
de varianza MANOVA y las comparaciones múltiples se realizaron mediante la
prueba de rango de mínimas diferencia significativa (LSD) (α = 0,05). Se utilizó
Statgraphics Centurion XV para Windows para todos los análisis.
42
7. RESULTADOS 7.1 Análisis químico proximal de las algas marinas Los carbohidratos fueron el componente mayoritario (> 33 %) en las algas,
seguidos de los minerales, las proteínas, las fibras y el contenido de lípidos. El
mayor contenido de carbohidratos se obtuvo en G. robustum y E. arborea (59 y 50
%, respectivamente) y proteína (13 y 8 %, respectivamente). Las algas marinas M.
pyrifera y G. parvispora presentaron el mayor contenido de minerales (36 y 34 %,
respectivamente) y lípidos (0.92 y 2.1 %, respectivamente). Por el contrario, se
encontró que A. spicifera y S. horridum tenían el menor contenido de lípidos (0.3
%) y de contenido de proteína (8.2 y 7.5 %, respectivamente; Tabla 8).
Tabla 8. Composición química proximal de las algas marinas en % de polvo seco del peso del alga molida
Algas Humedad Proteína Lípidos Cenizas Fibra Carbohidratos
Macrocystis pyrifera 6.85 ± 0.31 7.53 ± 0.62 0.92 ± 0.02 36.67 ± 1.66 7.69 ± 0.40 43.70 ± 1.02
Sargassum horridum 8.70 ± 0.17 7.53 ± 0.36 0.28 ± 0.04 34.75 ± 1.34 7.67 ± 0.17 42.25 ± 1.59
Ecklonia arborea 9.03 ± 0.03 8.12 ± 0.35 0.43 ± 0.03 17.21 ± 1.32 4.10 ± 0.10 50.52 ± 1.56
Acanthophora spicifera 10.09 ± 0.09 8.12 ± 0.07 0.30 ± 0.06 31.09 ± 1.12 5.02 ± 0.38 33.50 ± 1.53
Gelidium robustum 8.05 ± 0.00 13.78 ± 0.42 0.51 ± 0.02 10.69 ± 0.96 7.05 ± 0.36 59.92 ± 1.73
Gracilaria parvispora 8.70 ± 0.25 8.46 ± 0.04 2.17 ± 0.02 34.86 ± 0.36 2.06 ± 0.69 43.75 ± 1.27
7.2 Análisis químico de los extractos líquidos alcalinos (ELAs), las mezclas de extractos (MELAs) y mezcla de algas previa al proceso de extracción EMAs Todos los parámetros químicos evaluados para ELAs mostraron valores similares,
excepto para G. parvispora. El pH en todos los ELAs fue ácido y no fueron
superior a 5.6 para su estabilización y aplicación. La densidad estuvo entre 1.03 y
1.08 g mL-1 y la conductividad eléctrica (CE) entre 26.6 y 28.1 dS m-1. De manera
similar, el contenido de sales solubles osciló entre 17,010 y 17,909 ppm.
43
Finalmente, se encontró que el contenido mineral en los ELAs varió de 2.5 a 8.6
%. Se presentaron amplios intervalos en el contenido de macro y micronutrientes,
especialmente para zinc (0.15 a 2.19 %), boro (2.6 a 9.2 %) y hierro (2.3 a 3.5 %),
ppm; Tabla 9).
Específicamente, los ELAs de A. spicifera y E. arborea mostraron un mayor
contenido de sólidos totales, materia orgánica, carbono orgánico, nitrógeno total,
fósforo total, potasio total y zinc, comparando estos con los otros ELAs analizados.
Además, los ELAs de G. robustum y S. horridum tuvieron los más altos niveles de
calcio y cloruros totales. El ELA de M. pyrifera mostró altas concentraciones de
nitrógeno total, fósforo total y hierro. La composición química del ELA de G.
parvispora fue comparable a la del extracto comercial NPKelp (Tabla 9).
Tabla 9. Composición química de los extractos algales ELAs
MP SH EA AS GR GP
pH 1:10 5.15 5.62 5.50 5.10 5.32 4.40
Electro conductividad (1:10) (dS m-1) 28.10 26.60 27.10 27.30 27.60 43.00
Sales solubles totales (ppm) 17,990 17,010 17,340 17,460 17,660 27,520
Sólidos totales (%) 7.2 6.8 20.17 20.2 7.2 34.7
Materia orgánica (%) 2.05 2.05 2.11 2.12 2.05 1.96
Densidad (g mL-1) 1.03 1.04 1.07 1.07 1.03 1.08
Cenizas (%) 6.72 4.94 8.65 8.65 6.72 2.50
Macronutrientes y otros componentes (%)
Carbón orgánico 1.19 1.19 1.22 1.23 1.19 1.14
Nitrógeno total 1.05 0.84 0.95 1.01 0.98 0.77
Relación C/N 0.88 0.71 1.30 1.22 0.82 1.48
Nitratos (NO3) nd nd nd nd nd 17.5
Amonio (NH4) nd nd nd nd nd 0.75
Fósforo total 0.12 0.12 0.12 0.13 0.15 0.07
Fósforo (P2O5) 2.75 2.79 2.75 2.87 3.36 1.64
Potasio total 1.60 1.55 2.20 2.40 1.80 2.10
Potasio (K2O) 1.92 1.86 2.64 2.88 2.16 2.52
Calcio total 0.04 0.05 0.04 0.07 0.05 0.06
Sodio total 0.08 0.08 0.08 0.06 0.08 0.08
44
Cloruros 0.06 0.07 0.06 0.07 0.06 0.01
Sulfatos (S-SO4) 0.0001 0.0001 0.0000 0.0003 0.0001 0.0003
Bicarbonatos (HCO3) 0.06 0.06 0.05 0.05 0.06 0.06
Micronutrientes (%)
Hierro (Fe) 3.22 2.33 2.78 2.78 3.00 3.54
Zinc (Zn) 0.38 0.24 2.00 2.19 0.15 0.24
Boro (B) 7.34 8.6 9.20 4.90 6.12 2.57
nd= no determinado
Los parámetros químicos evaluados para MELAs mostraron valores similares. La
densidad varió de 1.03 a 1.07 g mL-1, y la CE entre 26 y 28 dS m-1. El contenido de
sales solubles tuvo un intervalo de 17,000 a 17,820 ppm, el contenido de sólidos
totales en un intervalo de 2 a 21.5 % y los minerales variaron de 5 al 8.6 %,
específicamente zinc (0.2 a 2 %) y boro (3.1 a 9.2 %), como se muestra en la
Tabla 10.
La mezcla de extractos compuesta por M. pyrifera y G. parvispora (MPGP) y M.
pyrifera y G. robustum (MPGR) mostraron un intervalo similar para potasio (2.17 -
2.50 %), óxido de potasio (2.64 - 2.68 %), zinc (1.02 - 2.0 %) y boro (7.03 - 8.41
%). Igualmente, la combinación de G. robustum y G. parvispora (GRGP) mostró un
alto contenido de nitrógeno total, fósforo total, pentóxido de fósforo y cobre, en
comparación con los otros MELAs.
Además, la composición química del MELAs a partir de dos algas pardas, M.
pyrifera y E. arborea (MPEA) mostró un mayor contenido de hierro (3.30 ppm). El
extracto comercial NPKelp presentó niveles más altos de cloruros (0.62 %) y sales
solubles (30,080; Tabla 10).
45
Table 10. Composición química de las mezclas de extractos algales MELAs
nd=no determinado
El análisis químico de los EMAs producidos en baño María mostró que el proceso
de hidrólisis de SHGP deja disponibles una mayor cantidad de sales totales
(16,768 a 21,120 ppm) y por ende un menor contenido de materia orgánica (1.97 a
2.37 %), en los extractos producidos a partir de la mezcla algal de S. horridum
GRGP EAGP MPGP MPGR EAGR MPEA NPKelp
pH 1:10 5.31 5.60 5.00 5.10 5.61 5.20 4.85
Electro conductividad (1:10) (dS m-1) 27.1 26.0 27.3 27.3 26.7 28.0 47.00
Sales solubles totales (ppm) 17,790 16,640 17,498 17,459 17,000 17,821 30,080
Sólidos totales (%) 2.3 21.56 7 18 8.9 7 18.1
Materia orgánica (%) 2.05 2.00 2.05 2.10 2.06 2.05 1.91
Densidad (g mL-1) 1.03 1.06 1.03 1.07 1.05 1.03 1.08
Cenizas (%) 6.75 8.70 6.82 8.60 5.00 6.80 2.04
Macronutrientes y otros componentes (%)
Carbón orgánico 1.22 1.31 1.21 1.22 1.22 1.20 1.11
Nitrógeno total 1.02 1.00 0.95 1.00 0.90 1.00 0.77
Relación C/N 0.86 1.39 0.79 1.22 0.76 0.84 1.44
Nitratos (NO3) nd nd nd nd nd nd 18.00
Amonio (NH4) nd nd nd nd nd nd 0.85
Fósforo total 0.15 0.14 0.10 0.12 0.13 0.13 0.05
Fósforo (P2O5) 3.52 2.75 2.33 2.67 3.00 2.98 1.13
Potasio total 1.80 2.22 2.17 2.50 1.76 1.60 1.95
Potasio (K2O) 2.16 2.60 2.64 2.68 1.70 1.92 2.34
Calcio total 0.05 0.06 0.07 0.07 0.05 0.04 0.07
Sodio total 0.08 0.10 0.08 0.06 0.08 0.07 0.08
Cloruros 0.06 0.07 0.04 0.07 0.07 0.06 0.62
Sulfatos (S-SO4) 0.0001 0.0002 0.0001 0.0003 0.0001 0.0001 0.0003
Bicarbonatos (HCO3) 0.06 0.05 0.06 0.05 0.06 0.06 0.06
Micronutrientes (%)
Hierro (Fe) 3.00 2.83 2.93 2.77 2.33 3.30 3.18
Zinc (Zn) 0.22 2.00 1.02 2.00 0.27 0.40 1.94
Cobre (Cu) 0.55 0.33 0.39 0.50 0.41 0.38 nd
Boro (B) 6.54 9.02 7.03 8.41 8.66 7.00 3.06
46
(SH) y G. parvispora (GP), especialmente los obtenido con la proporción 30:70 p/p
y 70:30 p/p de algas parda y roja, respectivamente.
La densidad de los extractos varió de 1.04 a 1.11 g mL-1: la EC entre 25 y 33 dS
m-1 y el contenido de fósforo (P2O5) y potasio (K2O) de 2.00 a 2.90 y 2.00 a 2.80,
respectivamente y fue superior al contenido de fósforo y potasio total en
comparación a los otros EMAs evaluados. El contenido de micronutrientes fue
diferente entre los extractos, y varió de 0.07 al 8.2 %, específicamente boro (1.5 a
8.7 %), hierro (1.1 a 2.2 %), cobre (0.07 a 0.66 %) y zinc (0.6 a 1.8 %), como se
muestra en la Tabla 11.
El EMA compuestos por S. horridum y G. parvispora (SHGP) mostró un mayor
contenido de óxido de potasio y el óxido de fósforo en las mezclas en proporción
algal de 30:70 p/p (SHGP) y 50:50 p/p (SHGP). Así como, un mayor contenido de
hierro, especialmente a las proporciones 30:70 p/p (SHGP) y 70:30 p/p (SHGP). El
EMA compuesto por E. arborea y G. parvispora exhibió altas concentraciones de
sólidos totales y boro (Tabla 11).
Tabla 11. Composición química de los EMAs preparados en baño María. Proporciones de tejido algal mezclado (p/p) de E. arborea y G. parvispora (EAGP), S. horridum y G. parvispora (SHGP)
EAGP
30:70
EAGP
50:50
EAGP
70:30
SHGP
30:70
SHGP
50:50
SHGP
70:30
pH 1:10 4.7 5.64 5.00 5.00 5.10 4.70
Electro conductividad (1:10) (dS m-1) 27.0 26.7 25.4 33.0 26.2 30.0
Sales solubles totales (ppm) 17280 17088 16256 21120 16768 19200
Sólidos totales (%) 13 18.8 16.9 9.4 10.4 11.9
Materia orgánica (%) 2.05 2.13 2.17 1.97 2.37 1.98
Densidad (g mL-1) 1.11 1.08 1.09 1.05 1.05 1.04
Cenizas (%) 6.09 7.07 6.02 6.30 6.49 6.42
Macronutrientes y otros componentes (%)
Carbón orgánico 1.19 1.34 1.31 1.14 1.38 1.15
Nitrógeno total 1.22 1.08 1.11 0.88 1.52 0.91
Relación C/N 0.97 1.25 1.18 1.31 0.91 1.27
Fósforo total 0.31 0.16 0.18 0.47 0.17 0.49
47
Fósforo (P2O5) 2.00 2.70 2.33 2.50 2.90 2.16
Potasio total 1.84 2.19 2.22 1.90 2.13 1.70
Potasio (K2O) 2.00 2.72 2.80 2.10 2.51 2.00
Calcio total 0.22 0.08 0.10 0.49 0.09 0.63
Sodio total 0.07 0.09 0.08 0.18 0.05 0.21
Cloruros 0.05 0.08 0.07 0.03 0.06 0.03
Sulfatos (S-SO4) 0.0001 0.0002 0.0005 0.0002 0.0001 0.0001
Bicarbonatos (HCO3) 0.06 0.05 0.05 0.01 0.04 0.03
Micronutrientes (%)
Hierro (Fe) 1.65 2.00 1.81 2.20 1.10 2.7
Zinc (Zn) 0.75 1.77 1.83 0.75 1.22 0.79
Cobre (Cu) 0.66 0.21 0.25 0.47 0.07 0.58
Boro (B) 6.2 8.2 8.1 1.5 5.3 1.9
nd=no determinado
Mientras que los EMAs producidos en autoclave mostraron valores similares para
densidad, variando esta de 1.03 a 1.33 g mL-1 y la EC varió entre 26.1 a 34 dS m-1.
El contenido de sales solubles estuvo en el rango de 16,640 a 21,760 ppm y el
contenido de micronutrientes fue diferente, y varió de 0.45 a 8.8 %, especialmente
el hierro (1.2 a 3.3 %), zinc (0.6 a 1 %), cobre (0.4 a 0.7 %) y boro (1.2 a 8.8 %),
como se muestra en la Tabla 12.
El EMA compuesto por S. horridum y G. parvispora (SHGP) mostró un mayor
contenido de sales solubles, electro conductividad, fósforo, calcio y sodio total,
especialmente a la proporción 30:70 p/p (SHGP).
Así mismo, la mezcla de las algas E. arborea y G. parvispora (EAGP) mostró un
mayor contenido de óxido de fósforo, óxido de potasio y potasio total.
Especialmente a la proporción de mezcla algal de 70:30 p/p (EAGP; Tabla 12).
48
Tabla 12. Composición química de los EMAs preparados en autoclave. Proporciones de tejido algal mezclado (p/p) de E. arborea y G. parvispora (EAGP), S. horridum y G. parvispora (SHGP)
EAGP
30:70
EAGP
50:50
EAGP
70:30
SHGP
30:70
SHGP
50:50
SHGP
70:30
pH 1:10 5.00 4.7 4.9 4.70 4.80 4.65
Electro conductividad (1:10) (dS m-1) 27.0 26.1 26.1 34.0 30.0 29.0
Sales solubles totales (ppm) 17,600 16,640 16,704 21,760 19,200 18,560
Sólidos totales (%) 10 16 16.4 15.1 8 12.3
Materia orgánica (%) 2.12 2.00 2.20 2.00 1.99 2.00
Densidad (g mL-1) 1.33 1.09 1.10 1.04 1.03 1.03
Cenizas (%) 6.22 6.04 6.10 6.08 6.20 6.17
Macronutrientes y otros componentes (%)
Carbón orgánico 1.23 1.14 1.38 1.16 1.16 1.15
Nitrógeno total 1.46 1.04 1.17 1.09 0.86 1.07
Relación C/N 0.84 1.10 1.17 1.07 1.34 1.09
Fósforo total 0.45 0.28 0.20 0.67 0.45 0.55
Fósforo (P2O5) 2.31 2.06 2.33 1.98 2.38 2.00
Potasio total 1.94 2.01 2.13 1.04 1.77 1.80
Potasio (K2O) 2.07 2.40 2.77 2.00 2.00 2.07
Calcio total 0.27 0.17 0.12 0.92 0.44 0.84
Sodio total 0.13 0.04 0.06 0.26 0.20 0.23
Cloruros 0.07 0.06 0.08 0.05 0.06 0.05
Sulfatos (S-SO4) 0.0003 0.0003 0.0002 0.0001 0.0003 0.0001
Bicarbonatos (HCO3) 0.04 0.04 0.06 0.05 0.03 0.04
Micronutrientes (%)
Hiero (Fe) 2.20 1.23 1.90 3.10 1.70 3.30
Zinc (Zn) 0.92 0.61 0.97 0.88 0.70 0.92
Cobre (Cu) 0.72 0.41 0.45 0.65 0.45 0.63
Boro (B) 8.8 5.5 7.2 1.8 3.6 1.2
nd=no determinado
7.3 Caracterización por espectroscopía de infrarrojo (FTIR-ATR) de polisacáridos 7.3.1 Fucoidano
El espectro de infrarrojo (IR) muestra bandas de absorción propias de fucoidanos.
Las bandas de absorción en el rango 1680–1600 cm-1 muestran la presencia de
49
ácidos urónicos. Las bandas en 1260–1200 cm−1 son atribuido a las vibraciones
del enlace S=O del grupo sulfato. Se corrobora la presencia de los grupos sulfato
con la banda alrededor de 580 cm−1. Las bandas entre los 1100–1000 cm−1
corresponden a anillos hemiacetal, y las bandas en 850–820 cm−1 se atribuyen a
las sustituciones de grupos sulfato en las posiciones C2 o C3 y C4 de residuos de
fucosa (Fig. 1).
Figura 1. Espectro de infrarrojo de los fucoidanos de Ecklonia arborea (EA-FC) y Sargassum
horridum (SH-FC)
7.3.2 Alginato El espectro de IR mostró bandas de absorción típicas de alginatos a los 872 y 811
cm-1. Las bandas de absorción a los 1605 y 1410 cm-1 son causadas por las
vibraciones asimétricas y simétricas del estiramiento de los grupos C=O-O,
respectivamente. Las bandas de absorción correspondientes a la vibración de los
enlaces hemiacetal de los residuos de ácido manurónico y gulurónico se
observaron a los 1120 y 1082 cm-1, respectivamente. Así como la banda a los
1026 cm-1, que corresponde a los grupos COC (Fig. 2).
50
Figura 2. Espectro de infrarrojo de los alginatos de Ecklonia arborea (EA-FC) y Sargassum horridum (SH-FC)
7.3.3 Agar
El espectro de IR mostró bandas de absorción típicas de agar a los 930 cm-1. Esta
señal es típica de la unión C=O en la 3,6 anhidrogalactosa y el pico alrededor de
los 900 cm-1 corresponden a los grupos =SO3H. Las bandas de absorción
alrededor de los 1240-1250 cm-1 son típicas de los polisacáridos sulfatados. La
ausencia de los enlaces a los 845-850 cm-1 del sulfato axial secundario en
galactosa 4 sulfato con enlace polimérico 1,3 y a los 805-810 cm-1, permite
constatar que el polisacárido algal estudiado es agar y no es un carragenano y el
proceso de extracción se realizó adecuadamente (Fig. 3).
Figura 3. Espectro de infrarrojo del agar obtenido de Gracilaria parvispora (GP-AG)
51
7.4 Perfil fitoquímico de extractos etanólicos y acuosos
El perfil fitoquímico muestra la presencia de alcaloides, triterpenos y esteroles,
fenoles, taninos, flavonoides, cumarinas y saponinas en los extractos etanólicos.
Los extractos acuosos no contienen alcaloides, triterpenos y esteroles (Tabla 13).
Tabla 13. Perfil fitoquímico de extractos etanólicos EAGP-OH (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGP-OH (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora). X=presencia de los compuestos
EAGP-OH SHGP-OH Ext. Acuosos
Alcaloides X X
Triterpenos y esteroles X X
Fenoles y taninos X X X
Flavonoides X X X
Cumarinas X X X
Saponinas X X X
ExtractosMetabolitos
7.5 Bioensayos de germinación y crecimiento en condiciones in vitro 7.5.1 Efecto de ELAs sobre la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
La germinación de las semillas del frijol mungo se produjo en la mayoría de los
tratamientos después del día 4. El mayor efecto sobre el porcentaje de
germinación se observó en las semillas tratadas con los ELAs producidos a partir
del grupo de algas pardas, en comparación con los ELAs producido a partir de
algas rojas. En particular, el ELA de E. arborea aumentó la germinación en un 6 %
sobre el control a todas las concentraciones probadas. Del mismo modo, los ELAs
de M. pyrifera y S. horridum a una concentración de 0.5 y 2 % mostraron efectos
positivos significativos sobre el porcentaje de germinación (6 %). En contraste con
los ELAs de A. spicifera y G. robustum aplicados al 0.5 % y el ELAs de G.
parvispora al 2 % redujeron la germinación (Fig. 4).
52
Figura 4. Curva dosis-respuesta del porcentaje de germinación (GP) a los extractos alcalinos de Macrocystis pyrifera (MP), Sargassum horridum (SH), Ecklonia arborea (EA), Acanthophora spicifera (AS), Gelidium robustum (GR) y Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y 2.0%). Los valores representan la media de n = 30 plántulas; las barras representan errores estándar. La marca (──) indica la línea de base de la figura que corresponde al control.
Los resultados muestran que varios ELAs produjeron un efecto estimulante
significativo (p ≤ 0.05) en la longitud del tallo de frijol mungo. El mayor promedio
de longitud del tallo se presentó en las plantas de frijol mungo que recibieron
tratamiento con el ELAs de E. arborea al 0.25 % y M. pyrifera al 0.12 %, con un
aumento de 39 y 30 %, respectivamente, en comparación con el control (Fig. 5a).
Además, los ELAs de M. pyrifera, E. arborea, G. robustum y G. parvispora
promovieron el crecimiento de la raíz. La mayor longitud de la raíz se observó en
plantas que recibieron tratamiento con los ELAs de M. pyrifera y E. arborea al 2 %,
con un aumento del 28 y 21 %, respectivamente, en comparación con el control
(Fig. 5b). Por el contrario, los ELAs de G. robustum y G. parvispora a la más baja
concentración (0.06 %) promovieron el crecimiento de la raíz, en un periodo de
tiempo mayor que los ELAs de las algas pardas (Fig. 5b).
La longitud total de las plantas se incrementó con el tratamiento de casi todos los
ELAs. Las plántulas que fueron tratadas con los ELAs de E. arborea y M. pyrifera
53
mostraron el mayor aumento en su longitud, con 27 y 21 %, respectivamente,
sobre el control. De forma similar, los ELAs de G. robustum al 2 % y G. parvispora
al 0.06 % mostraron un aumento significativo del 18 y 12 %, respectivamente. En
contraste, los ELAs de S. horridum y A. spicifera mostraron un efecto inhibitorio
sobre la longitud de las plantas de frijol mungo (Fig. 5c).
El extracto de G. robustum al 2 %, mostró un aumento significativo del 43 % en
comparación con el control en el peso fresco de frijol mungo. Además, los ELAs de
M. pyrifera al 0.06 %, E. arborea al 0.25 % y G. parvispora al 0.06 % mostraron un
efecto significativo sobre el peso fresco de la planta (35, 34 y 31 %,
respectivamente; Fig. 6a).
54
Figura 5. Efecto de los extractos líquidos alcalinos de Macrocystis pyrifera (MP), Sargassum horridum (SH), Ecklonia arborea (EA), Acanthophora spicifera (AS), Gelidium robustum (GR) y Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y 2.0 %) en: a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de la planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
55
El ELA de G. parvispora al 0.06 % mostró el mayor incremento en el peso seco de
las plantas de frijol mungo con un aumento del 26 % en comparación con el
control para los ELAs de las algas rojas. Los ELAs de M. pyrifera y S. horridum a
0.5 % tuvieron un efecto bioestimulante en el crecimiento de frijol mungo de 18 y
13 %, respectivamente, en comparación con el control (Fig. 6a-b). En contraste,
los ELAs de S. horridum y A. spicifera aplicados en la mayoría de las
concentraciones no mostraron un aumento significativo del peso fresco y seco de
las plantas de frijol mungo (Fig. 6a-b).
Figura 6. Efecto de los extractos líquidos alcalinos de Macrocystis pyrifera (MP), Sargassum horridum (SH), Ecklonia arborea (EA), Acanthophora spicifera (AS), Gelidium robustum (GR) y Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y 2.0 %) en: a) peso fresco y b) peso seco de la planta de frijol mungo. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
56
7.5.2 Efecto de los MELAs en la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
El MELA de E. arborea y G. parvispora (EAGP) administrada al 0.5 % mostró un
mayor aumento en el porcentaje de germinación (9 %) sobre el control en
comparación con los otros extractos analizados. De manera similar, las plantas de
frijol mungo tratadas con el MELA de E. arborea y G. robustum (EAGR)
administrado al 0.25 y 1 % tuvieron un aumento del 6 y 7 % respecto al control
(agua destilada), respectivamente. Finalmente, el extracto comercial NPKelp
mostró un efecto inhibitorio de la germinación de frijol mungo en comparación con
los extractos experimentales y el control (Fig. 7).
Se observó una respuesta diferencial en el crecimiento de las plantas de frijol
mungo con el uso de las mezclas de extractos (MELAs).
Figura 7. Curva dosis-respuesta del porcentaje de germinación (PG) de las mezclas de los extractos líquidos GRGP (G. robustum y G. parvispora), EAGP (E. arborea y G. parvispora), MPGP (M. pyrifera y G. parvispora), MPGR (M. pyrifera y G. robustum), EAGR (E. arborea y G. robustum), MPEA (M. pyrifera y E. arborea), y NPKelp = Producto comercial, a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 and 2.0 %). Los valores representan la media de n = 30 plántulas; las barras representan errores estándar. La marca (──) indica la línea de base de la figura que corresponde al control.
57
Figura 8. Efectos de las diferentes mezclas a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1.0 y 2.0 %) en: a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de plantas de frijol mungo. GRGP = (Gelidium robustum + Gracilaria parvispora, EAGP = (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora), MPGP = (Macrocystis pyrifera + Gracilaria parvispora), MPGR = (Macrocystis pyrifera + Gelidium robustum), EAGR = (Ecklonia arborea + Gelidium robustum), MPEA = (Macrocystis pyrifera + Ecklonia arborea), y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
58
El mayor promedio de longitud del tallo se encontró en las plantas que recibieron
el tratamiento del MELA EAGP con un aumento de hasta el 21 % en comparación
con el control, y del doble de aumento en comparación con el NPKelp aplicado al
0.25 % (Fig. 8a).
Además, el MELA de EAGP tuvo un efecto significativamente mayor (p ≤ 0.05) en
la longitud de la raíz de las plántulas de frijol mungo a una concentración del 1 %,
mostrando un aumento del 36 % en comparación con el control.
La mezcla de los extractos MPEA aplicado al 1 % aumentó la longitud de la raíz
hasta un 20 % (Fig. 8b). Se observó un aumento de la longitud total del 25 y 13 %
en las plantas tratadas con el MELA de EAGP al 0.25% y con el MELA de MPEA
al 0.12 %, en comparación con el control, respectivamente (Fig. 8c).
El peso fresco de frijol mungo aumentó con tres de las seis mezclas, GRGP,
EAGP y MPEA. El peso fresco se incrementó principalmente en aquellas plantas
tratadas con la mezcla EAGP, particularmente a una concentración de 0.25 %,
donde el aumento fue del 32 % comparado con el control (agua destilada), y
también un 30.6 % mayor al efecto del NPKelp.
El MELA GRGP al 0.5 % mostró un aumento del 29 % sobre el control y una
diferencia de 5 veces entre las concentraciones más altas de GRGP. Además, la
aplicación del MELA de MPEA al 0.12 % mejoró el peso fresco en un 31 %
comparado con el control, y dos veces mayor en comparación con el NPKelp (Fig.
9a).
El aumento máximo del peso seco se obtuvo con el MELA obtenido con la mezcla
de los extractos de E. arborea y G. parvispora (EAGP), a la concentración de 0.5
% con un aumento del peso seco de frijol mungo de 45 % sobre el control y el
NPKelp (Fig. 9b). Finalmente, las mezcla de MPGP, MPGR y EAGR mostraron un
efecto negativo en todos los parámetros de crecimiento evaluados (Fig. 8 y 9).
59
Figura 9. Efecto de las diferentes mezclas a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25, 0.5. 1 y 2 %) en: a) peso fresco y b) peso seco de la planta de frijol mungo. GRGP = (Gelidium robustum + Gracilaria parvispora, EAGP = (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora), MPGP = (Macrocystis pyrifera + Gracilaria parvispora), MPGR = (Macrocystis pyrifera + Gelidium robustum), EAGR = (Ecklonia arborea + Gelidium robustum), MPEA = (Macrocystis pyrifera + Ecklonia arborea), y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
7.5.3 Efecto de los extractos producidos con la combinación de tejido algal previa al proceso de extracción (EMAs) sobre la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
La germinación del frijol mungo se produjo en la mayoría de los tratamientos
después del día 1. Todos los extractos analizados: EAGPBM, EAGPAC, SHGPBM
y SHGPAC aumentaron la germinación en un 3.4 % sobre el control a todas las
concentraciones probadas (0.12, 0.25 y 0.5 %), con un porcentaje de germinación
del 100 % (Tabla 14).
60
Tabla 14. Efecto de los extractos líquidos alcalinos de mezclas de algas (EMAs) en el porcentaje de germinación (PG)
GP
EAGPBM EAGPAC SHGPBM SHGPAC
30:70 50:50 70:30 30:70 50:50 70:30 30:70 50:50 70:30 30:70 50:50 70:30
Control 96.6 96.6 96.6 96.6 96.6 96.6 93.3 96.6 96.6 96.6 96.6 96.6
0.06 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
0.12 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
0.25 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
Como respuesta varios EMAs produjeron un efecto bioestimulante significativo (p
≤ 0.05) en la longitud del tallo de frijol mungo en comparación al control (agua
destilada). Además, los dos métodos de extracción empleado (baño María y
autoclave) en la producción de los bioestimulantes de crecimiento vegetal (BCV)
tuvieron diferencias significativas (p ≤ 0.05) en el crecimiento de las plantas.
El mayor promedio del aumento de la longitud del tallo se presentó en las plantas
de frijol que recibieron tratamiento con los EMAs producidos en autoclave (AC), en
una proporción de mezcla algal 30:70 p/p de E. arborea + G. parvispora
(EAGPAC) con un aumento del 15.5 % en comparación con el control (agua
destilada) y mayor al efecto del NPKelp.
El EMA de S. horridum y G. parvispora (SHGPAC) al 0.12 %, tuvo un efecto
significativamente mayor (p ≤ 0.05) al control, mostrando un aumento en la
longitud del tallo del 12.4 % y le duplico la actividad si se compara con el NPKelp a
la misma concentración (Fig. 10).
61
Figura 10. Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre la longitud del tallo de plantas de frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de extracción en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
Además, el EMA de SHGPAC al 0.12 %, tuvo un efecto estadísticamente
significativo (p ≤ 0.05) en la longitud de la raíz en frijol mungo a una concentración
62
de 26.8 y 21.7 % en una proporción de mezcla algal de 50:50 p/p y 70:30 p/p, en
comparación con el control y un 26 % de aumento en comparación con el NPKelp
aplicado al 0.12 % (Fig. 11).
Se observó un aumento en la longitud total del 19.7 y 16.8 % en las plantas
tratadas con el EMA de SHGPAC al 0.12 y 0.25 % y con el EMA de EAGPAC al
0.06 % con una proporción de mezcla algal de 50:50 p/p, comparado con el control
(Fig. 12).
63
Figura 11. Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre la longitud de la raíz de plantas de frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
64
Figura 12. Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre la longitud total de plantas de frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
65
Figura 13. Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre el peso fresco de plantas de frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
66
El peso fresco de frijol mungo aumentó significativamente (p ≤ 0.05) con los EMAs
producidos en baño María, SHGP30:70 y EAGP50:50 al 0.25 y 0.06 %, donde el
aumento fue del 25.2 y 17.5 %, respectivamente, comparado con el control y con
un efecto 7 % mayor al producido por el NPKelp (Fig. 13a-c).
El aumento máximo del peso seco se obtuvo con el EMA obtenido en autoclave de
la mezcla de algas E. arborea y G. parvispora en proporción 30:70 p/p al 0.12 %
con un aumento del 37.2 % sobre el control y una diferencia de 3 veces entre la
mayor actividad del NPKelp (Fig. 14).
Finalmente, los extractos producidos con la mezcla de las algas S. horridum y G.
parvispora en autoclave mostraron un efecto negativo en todos los parámetros de
crecimiento evaluados.
67
Figura 14. Efectos bioestimulante de crecimiento de EMAs sobre el peso seco de plantas de frijol mungo a diferentes concentraciones (0.06, 0.12, 0.25 %) en tres proporciones diferentes de mezclas de algas en: a) 30:70 p/p, b) 50:50 p/p y c) 70:30 p/p. EAGPBM= (Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPBM= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de extración en baño María y EAGPAC = Ecklonia arborea + Gracilaria parvispora) y SHGPAC= (Sargassum horridum + Gracilaria parvispora) por el método de autoclavado y NPKelp = Producto comercial. Las barras representan el error estándar y los asteriscos diferencias significativas.
68
7.5.4 Efecto de los polisacáridos sobre la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo La germinación de las semillas de frijol mungo se produjo en la mayoría de los
tratamientos al día 1. El mejor efecto sobre el porcentaje de germinación (3.5 %)
se observó en las semillas tratadas con todas las concentraciones de fucoidano y
alginato de E. arborea (EA-FUC y EA-ALG) y el agar obtenido de G. parvispora
(GP-AG), los cuales indujeron al 100 % el porcentaje de germinación. Aunque el
alginato y el fucoidano obtenido de S. horridum no mostraron un 100 % de
germinación a todas las concentraciones, mostro su mayor actividad (100 %) al
0.25 y 0.12 % (Fig. 15).
Figura 15. Incremento del porcentaje de germinación (GP) de semillas de frijol mungo tratadas con los polisacáridos (fucoidano (FC), alginato (ALG) obtenidos de las algas Ecklonia arborea (EA), Sargassum horridum (SH) y el agar (AG) de Gracilaria parvispora (GP).
Además, el fucoidano obtenido de E. arborea y S. horridum y el agar de G.
parvispora mostraron un efecto positivo significativamente mayor (p ≤ 0.05) en la
longitud de frijol mungo, comparado con el control agua destilada.
69
Figura 16. Efecto de los polisacáridos fucoidano (FC) y alginato (ALG) obtenidos de Ecklonia arborea (EA) y Sargassum horridum (SH) y el agar (AG) obtenido de Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12 y 0.25 %) en a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de la planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y el asterisco sobre las barras diferencias significativas con respecto al control (línea base de las gráficas).
70
El mayor incremento en la longitud del tallo se obtuvo con el uso del fucoidano
obtenido de S. horridum al 0.25 %, mostró un aumento en la longitud de 12.1 %;
valores similares se obtuvieron con el fucoidano de E. arborea al 0.12 y 0.25 %, el
cual mostró un incremento del 10.5 y 7.4 %, respectivamente (Fig. 16a).
Las plantas de frijol mungo tuvieron su mayor incremento en la longitud de la raíz
con el uso del agar de G. parvispora al 0.25 %, con un incremento del 17.7 %,
respecto al control. Así como con el tratamiento con fucoidano de E. arborea que
tuvo un aumento en del 12.2 % a la misma concentración (Fig. 16b).
El mayor incremento en la longitud total de frijol mungo se presentó con el
fucoidano de E. arborea al 0.25 y 0.12 %, con un incremento del 10.7 y 9.8 %,
respectivamente (Fig. 16c).
El peso fresco de frijol mungo mostró diferencias estadísticamente significativas (p
≤ 0.05) con el control agua destilada. A diferencia del aumento en la longitud de
frijol mungo, los mayores incrementos en el peso fresco fueron obtenidos con el
uso de los alginatos como bioestimulantes.
El alginato de E. arborea al 0.25 y 0.12 % tuvo el mayor incremento sobre el
control, con un aumento del 11.2 y 9.7 %, respectivamente y no mostró diferencias
significativas (p ≤ 0.05) con el peso fresco de frijol mungo tratado con alginato al
0.12 % de S. horridum (Fig. 17a).
Al igual que el aumento de la longitud de frijol mungo, los mayores aumentos del
peso seco se obtuvieron con los fucoidanos y el agar. El mayor incremento se
obtuvo con el uso de los fucoidanos de S. horridum y E. arborea, y el agar de G.
parvispora, a una concentración del 0.25 % con un aumento sobre el control del
23.3, 17.7 y 16.5 %, respectivamente (Fig. 17b).
71
Figura 17. Efecto de los polisacáridos fucoidano (FC) y alginato (ALG) obtenidos de Ecklonia arborea (EA) y Sargassum horridum (SH) y el agar (AG) obtenido de Gracilaria parvispora (GP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12 y 0.25 %) en a) peso fresco, b) peso seco de la planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y el asterisco sobre las barras diferencias significativas con respecto al control (línea base de las gráficas).
7.5.5 Efecto de los extractos etanólicos sobre la germinación y crecimiento de las plántulas de frijol mungo
Las semillas de frijol mungo tratadas con los extractos etanólicos germinaron al
primer día. El mejor efecto sobre el porcentaje de germinación al día 8 se observó
en las semillas tratadas con todas las concentraciones de EAGP-OH con un
aumento del 3.4 % sobre el control, así como las semillas tratadas con SHGP-OH
al 0.12 y 0.25 % (Fig. 18).
72
Figura 18. Incremento del porcentaje de germinación (PG) de semillas de frijol mungo tratadas con extractos etanólicos (OH) de Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora (EAGP) y Sargassum horridum y Gracilaria parvispora (SHGP).
El uso de los extractos etanólicos EAGP-OH y SHGP-OH como bioestimulantes
del crecimiento de frijol mungo no fue positiva, ya que en la longitud de tallo, raíz y
longitud total no mostró diferencias significativas (p ≤ 0.05) superiores al control de
agua destilada a ninguna de las concentraciones probadas (Fig. 19).
73
Figura 19. Efecto de los extractos etanólicos (OH) de Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora (EAGP) y Sargassum horridum y Gracilaria parvispora (SHGP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12 y 0.25 %) en la a) longitud del tallo, b) longitud de la raíz, y c) longitud total de la planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y el asterisco sobre las barras diferencias significativas con respecto al control (línea base de las gráficas).
74
Los extractos etanólicos mostraron actividad bioestimulante en el peso fresco de
frijol mungo, con diferencias estadísticamente significativas (p ≤ 0.05) con el
control agua destilada. El mayor incremento en el peso fresco se obtuvo el
extracto de E. arborea y G. parvispora (EAGP-OH) al 0.06 y 0.12 %, con un
incremento del 11.4 y 11.8 %, respectivamente, esta actividad fue similar a la
obtenida de S. horridum y G. parvispora (SHGP-OH) al 0.25 %, con un incremento
de 11.2 % sobre el control (Fig. 20).
Figura 20. Efecto de los extractos etanólicos (OH) de Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora (EAGP) y Sargassum horridum y Gracilaria parvispora (SHGP) a diferentes concentraciones (0.06, 0.12 y 0.25 %) en el a) peso fresco, b) peso seco de la planta del frijol mungo. Las barras representan el error estándar y el asterisco sobre las barras diferencias significativas con respecto al control (línea base de las gráficas).
75
8. DISCUSIÓN
En el presente estudio se evaluó la actividad bioestimulante de crecimiento vegetal
de varias algas con potencial de explotación del Golfo de California y costa
occidental de la Península de Baja California, así como diferentes combinaciones
algales y sus extractos acuoso, extractos etanólicos que contienen compuestos de
bajo peso molecular como fenoles (Kannan et al., 2015; Rengasamy et al., 2015).
Así como, polisacáridos algales de interés comercial (alginatos, fucoidanos y
agar), con diferentes métodos de extracción, con la finalidad de dilucidar el mejor
método de extracción y formulación de bioestimulantes algales.
8.1 Efecto de los ELAS y MELAs en la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
Casi todos los ELAs aumentaron la germinación y el crecimiento de frijol mungo.
Los mejores efectos bioestimulantes se obtuvieron con los ELAs de E. arborea
(EA), M. pyrifera (MP) y G. parvispora (GP) y el MELAs EAGP. Sin embargo, no
todas las mezclas de extractos (MELAs) probadas, tuvieron un efecto sinérgico en
la actividad de los bioestimulantes. Las mezclas de M. pyrifera y G. robustum
(MPGR), M. pyrifera y G. parvispora (MPGP) y E. arborea y G. robustum (EAGR)
mostraron una menor bioactividad que el control (agua destilada).
Los extractos líquidos de algas marinas se han utilizado desde 1950 como
promotores del crecimiento de las plantas (London y Milton, 1952; Craigie, 2011;
Arthur et al., 2013), ya que contribuyen con nutrientes esenciales como minerales,
aminoácidos, oligosacáridos y fitohormonas a los cultivos (Nabti et al., 2017).
Los fertilizantes se definen como “cualquier materia natural o mineral con al menos
un 5 % de uno o más de los tres nutrientes primarios: N, P, K” (McHugh, 2002).
Los extractos líquidos de algas reportados en este estudio tienen un contenido
inferior al 5 % de estos tres nutrientes primarios y la actividad sobre el crecimiento
de frijol mungo es causada por los extractos diluidos a bajas concentraciones (<2
76
%). Por lo tanto, esta información sugiere que los extractos líquidos algales
analizados en esta investigación actúan como bioestimulantes de crecimiento
vegetal no como fertilizantes.
Si bien, se ha informado de la actividad bioestimulante con el uso de extractos
líquidos algales neutros, ácidos y alcalinos, la extracción alcalina es el método
más utilizado para la producción de extractos bioestimulantes líquidos comerciales
(Briceño-Domínguez et al., 2014). Esto puede deberse a que la extracción líquida
a una temperatura igual o superior a 80 ºC a pH alto, propicia la liberación de los
componentes disponibles en las algas y mejoran la eficiencia de la extracción
(Godlewska et al., 2016). Por este motivo en este trabajo fue utilizada la extracción
alcalina a 80 ºC para la obtención de los extractos analizados en esta
investigación. El propósito del proceso de hidrólisis por medio de la extracción
líquida alcalina es romper las paredes celulares de las algas y de esta forma dejar
disponibles los componentes del tejido algal. Sin embargo, el proceso de
extracción que utilizamos no hidrolizó completamente el alga, ya que, al finalizar la
extracción aún se obtuvo tejido algal residual en el proceso de filtración de los
extractos algales.
Si se compara el porcentaje de ceniza (que es la representación del contenido de
macro y micronutrientes presentes en las algas), con el contenido de macro y
micronutrientes de los extractos obtenidos, podemos observar que el porcentaje
de minerales en los extractos es más bajo que el presente en el tejido algal, esto
indica que el proceso de extracción empleado no extrae todos los componentes
presentes en el tejido algal.
Los productos obtenidos a partir de macroalgas rara vez se estudian en términos
de sus componentes químicos. Los resultados de esta investigación mostraron
que los extractos líquidos individuales y las mezclas de éstos, pueden ser una
fuente de micro y macroelementos benéficos para el cultivo de plantas,
especialmente los extractos de las algas cafés M. pyrifera y E. arborea, así como
77
la mezcla de estos MPEA, siendo uno de los tratamientos más efectivos. Sin
embargo, no todos los extractos mostraron el mismo tipo de efecto, en algunos
casos, como los extractos individuales de S. horridum y A. spicifera, el efecto
retrasó o inhibió la germinación de frijol mungo. La presencia de varios
compuestos bioactivos, como macro y microelementos y carbohidratos en los
extractos y las mezclas, pueden estimular y/o inhibir la germinación de las semillas
de frijol mungo y puede ayudar a explicar estas diferencias.
Por ejemplo, el aumento del porcentaje de germinación en semillas de frijol mungo
tratadas con los extractos a bajas concentraciones puede deberse a la presencia
de sustancias que estimulan el crecimiento, como las fitohormonas, oligosacáridos
y los micronutrientes. Además, se sabe que las concentraciones más altas de los
extractos líquidos de Ulva lactuca pueden inhibir la germinación de frijol mungo
(Castellanos-Barriga et al., 2017) y los extractos líquidos de Sargassum liebmannii
en semillas de tomate (Hernández-Herrera et al., 2014). Algunos extractos líquidos
algales como los obtenidos a partir de Sargassum wightii, Caulerpa scalpelliformis,
Gracilaria corticata, Ulva lactuca y Padina gymnospora puede estimular la
germinación de las semillas (Vinoth et al., 2012a, 2014; Hernández-Herrera et al.,
2014a). Estudios previos de la actividad bioestimulante de otros extractos de algas
mexicanas sobre el porcentaje de germinación de frijol mungo (Vigna radiata) no
han obtenido un aumento mayor al 9 % en la germinación, incluso a bajas
concentraciones (0.5 %; Hernández-Herrera et al., 2014a; Castellanos-Barriga et
al., 2017), esto nos indica que los extractos alcalinos de las algas E. arborea y G.
parvispora estudiados tienen potencial como bioestimulantes de germinación.
En esta investigación se encontró que cuando las mezclas estaban elaboradas
con extractos de dos algas rojas, como, G. robustum y G. parvispora (GRGP) o
con dos SLE de algas pardas, como, M. pyrifera y E. arborea (MPEA), la actividad
de crecimiento de la planta aumenta, en comparación con el efecto de los
extractos individuales.
78
También se encontró que la mezcla producida con el ELA del alga parda E.
arborea y el ELA del alga roja G. parvispora, produjo una actividad bioestimulante
sinérgica del crecimiento en frijol mungo. El tratamiento de la mezcla de estos dos
extractos (EAGP) mostró el efecto más efectivo como bioestimulante a partir de
los parámetros de crecimiento de frijol mungo en comparación con el producto
comercial NPKelp (producido con M. pyrifera y G. robustum). Un resultado similar
fue observado por Mattner et al. (2018) utilizando un extracto alcalino de algas
marinas, producido a partir de dos algas pardas, Durvillaea pottum y Ascophyllum
nodosum. Este extracto se evaluó en el cultivo de fresa, obteniendo un aumento
en la longitud de crecimiento de la raíz del 38 % y los rendimientos de frutos
comercializables en un 8 %.
En contraste, la mayoría de los tratamientos de mezcla de algas (MELAs) que
incluyen un ELA obtenido de algas rojas mezclado con un ELA obtenido de algas
pardas como MPGP, MPGR y EAGR, muestra una disminución de la actividad de
crecimiento vegetal.
Sin embargo, se conoce que el producto comercial NPKelp producido con una
mezcla del alga parda M. pyrifera y el alga roja G. robustum tiene un efecto
bioestimulante en el crecimiento vegetal (Hernández-Herrera et al., 2018). En el
presente estudio, la mezcla experimental de MPGR producida con las mismas
algas (M. pyrifera y G. robustum) tuvo una actividad bioestimulante más baja que
la mostrada con el uso de NPKelp y el control de agua destilada. Probablemente
porque el método de extracción del material de origen es crítico para mantener la
actividad de los componentes mezclados. Diferentes procedimientos de extracción
de la misma matriz algal pueden producir más bioestimulantes con propiedades y
efectividad diferente (Godlewska et al., 2016; Michalak et al., 2015), porque la
composición química de los extractos obtenidos también es diferente. Por ejemplo,
una extracción líquida a temperatura inferior a los 50 ºC no alcanza a extraer
polisacáridos como alginatos en las algas pardas y agar en las rojas, ya que su
79
proceso de extracción es a temperaturas iguales o superiores a 80 ºC,
respectivamente.
Además, la proporción de biomasa de algas rojas y pardas utilizada para la
producción de los productos comerciales y el producto experimental fue diferente.
También hay que tener en cuenta que las plantas pueden exhibir diferentes
umbrales de sensibilidad a una o más moléculas bioactivas (Colla et al., 2015).
La combinación de algas en el proceso de producción de bioestimulantes no es
nueva. Sin embargo, hay pocos informes que muestren el uso de estos en la
producción de bioestimulantes. Los productos bioestimulantes, Liquid Kelp,
producido por Sea Gold, Gofar (Gofar Agro Specialties Co Ltd), Algovert (Setalg),
Ocean (VNET), Rygex (Agripes srl) utilizan el alga parda Ascophyllum nodosum
combinada con otras algas marinas como Possidonius australus, Laminaria sp.,
Sargassum sp., L. digitata, Fucus spp. y Laminaria sp., entre otras, para la
producción de bioestimulantes de algas mezcladas. Otros productos
bioestimulantes obtenido a partir de algas marinas, Fartum, Algreen, Seaweed,
Crop-plus y Sea Magic, solo reportan que los bioestimulantes se producen
utilizando varias especies de algas como biomasa (Sharma et al., 2014), sin
ninguna especificación sobre el proceso de extracción.
Ninguna de las industrias productoras de bioestimulantes muestran el proceso de
obtención de sus extractos, aunque estos sean obtenidos de una sola especie
algal, como es el caso del alga parda A. nodosum la cual es utilizada por muchas
industrias bioestimulantes o a partir de una mezcla de algas (Khan et al., 2009;
Sharma et al., 2014).
Recientemente se estudió el efecto bioestimulante de la combinación de extractos
obtenidos a partir de Sargassum wittii, Caulerpa racemosa y Turbinaria ornata
señalando que la mezcla se realizó obteniendo individualmente cada extracto y
realizando la mezcla en proporción 3:3:4 respectivamente, para obtener una
80
concentración al 10 % y al comparar la actividad de los extractos individuales con
la del extracto combinado se evidenció un mayor efecto bioestimulantes en el
extracto algal combinado en plantas de albahaca morada (Ocimum sanctum;
Uthirapandi et al., 2018), siendo este el único estudio que a la fecha evidencia la
concentración y proceso de obtención de los extractos.
Hay pocos informes que reporten los métodos de extracción empleados para la
producción de bioestimulantes algales y aún un menor número de estudios que
reporten la producción y actividad de bioestimulantes líquidos obtenidos con la
mezcla de algas. Por lo que este estudio contribuye a dilucidar el proceso de
producción y la sinergia de los extractos estudiados como bioestimulantes de
crecimiento vegetal. Por este motivo es importante estudios como este, que
busquen la mejor forma de producción y formulación de extractos bioestimulantes
de crecimiento vegetal.
8.2 Efecto de los EMAs en la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
La mezcla de algas en la formulación de bioestimulantes de origen algal se puede
realizar de dos formas. La primera es produciendo los extractos líquidos de cada
alga y mezclando los extractos. El segundo método es realizando la extracción de
las algas mezcladas antes del proceso de extracción. Aunque, son pocos los
estudios que describen la forma en la que se realiza el proceso de mezcla al
formular los bioestimulantes, en el presente estudio se evidencia con la finalidad
de conocer las ventajas o desventajas de la extracción simultánea de las algas
empleadas como materia prima para la producción de BCV.
La mezcla de algas en la formulación de bioestimulantes líquidos algales es
empleada actualmente por diversas industrias (Khan et al., 2009; Sharma et al.,
2014; Hernández-Herrera et al., 2018). Sin embargo, las condiciones a las cuales
se realizan las mezclas son desconocidas. Por este motivo en esta sección se
81
evaluaron tres proporciones (30:70, 50:50 y 70:30) de mezcla de alga parda y roja
para tres especies, dos pardas: E. arborea y S. horridum y sus mezclas con la roja
G. parvispora.
El estudio de la mezcla de algas o extractos algales en la formulación de
bioestimulantes líquidos algales, ayuda a conocer el efecto sinérgico que se puede
presentar en los extractos. Otra ventaja es que se incorporarían a la producción de
bioestimulantes otras especies abundantes que produzcan extractos con actividad
similar a los usados actualmente o que al ser combinados con otros extractos
aumenten la bioactividad de este. Además, el uso de la mezcla de extractos
reduce la cantidad de materia prima del alga más explotada para la producción de
bioestimulantes.
La mayor actividad bioestimulante de crecimiento vegetal mostrada por los
extractos líquidos algales producidos en autoclave puede deberse a un mayor
proceso de hidrólisis de los componentes químicos presentes en las algas. Las
características físicas de los extractos como un mejor color, textura del extracto,
uniformidad de este y una menor cantidad de residuo algal en el proceso de
filtración y el mejor efecto bioestimulante sobre el crecimiento de frijol mungo,
confirma que la extracción en autoclave es el mejor método de obtención de
bioestimulantes líquidos algales. Aunque la composición química de macro y
micronutrientes en los extractos obtenidos en baño maría y en autoclave fue muy
similar, el uso de autoclave como proceso de hidrólisis puede dejar disponible
otros compuestos químicos con actividad tipo hormona como oligosacáridos
(Falcón y Cabrera, 2007).
Los resultados obtenidos hasta el momento muestras que la mejor forma de
obtención de extractos algales combinados es la mezcla de estos (MELAs),
siempre y cuando sean obtenidos individualmente (ELAs). Los estudios enfocados
hacia la producción de bioestimulantes de crecimiento vegetal líquidos algales que
se han reportado hasta la fecha, generalmente son producidos mediante la
82
extracción líquida a temperaturas mayores de 80 ºC o usando extracción en baño
María (Vinoth et al., 2012; Briseño-Domínguez et al., 2014).
Otros estudios han reportado actividad bioestimulantes de crecimiento vegetal
para extractos líquidos algales producidos mediante el uso de autoclave. Las
investigaciones realizadas muestran un aumento del crecimiento y desarrollo de
las plantas de tagete, conocida como flor de muertos, tomate y frijol mungo
(Sridhar y Rengasamy, 2010; Hernández-Herrera et al., 2014a, Hernández-
Herrera et al., 2014b; Castellanos-Barriga et al., 2017; Mohanty y Adhikary, 2018)
entre otros.
El género Sargassum es considerado el género con mayor biomasa en el Golfo de
California (Casas et al., 2009; Casas et al., 2016), especialmente el alga
Sargassum horridum (Di Filippo-Herrera et al., 2018), la cual es considerada la
segunda alga con mayor biomasa en la Península de Baja California. Sin
embargo, estas no son explotada actualmente. En el caso de S. horridum, su ciclo
de vida puede facilitar su explotación sostenible, ya que, en su etapa de
senescencia la fronda se desprende de su pie basal.
En la presente investigación se observó que el extracto líquido de S. horridum
inhibió el crecimiento de frijol mungo. Con la finalidad de mejorar el efecto
bioestimulante de este extracto, se obtuvieron extractos mezclando Sargassum
horridum (SH) con el alga roja G. parvispora (GP) obteniendo el EMA de SHGP.
Considerando la composición química mostrada por el extracto de G. parvispora
(GP), el cual tiene un mayor contenido de sales solubles y el menor porcentaje de
materia orgánica. Como resultado se obtuvo que se promovió el efecto sinérgico
de la actividad BCV con la mezcla de estas dos algas (EA y SH) con el alga roja
G. parvispora. La composición química de los extractos de G. parvispora indica
que el uso de autoclave deja a disposición una mayor cantidad de materia
inorgánica, la cual es asimilada más rápidamente por las plantas que en forma
orgánica.
83
Aunque, es conocido el efecto bioestimulante de extractos de otras especies del
género Sargassum obtenidos en autoclave, como el extracto neutro de Sargassum
wightii, que mostró un efecto bioestimulante en la longitud del tallo y la raíz de
Vigna radiata de 9 cm a las concentraciones analizadas (0.5, 1 y 2 %) y tuvo un
aumento sobre el control inferior al 5 % (Kumar et al., 2012). El extracto líquido
obtenido de S. plagiophyllum probado como bioestimulante en cultivos de arroz,
mostró un efecto bioestimulante, evidenciado en el aumento de la longitud de tallo,
raíz y longitud total, que no fue superior al 3, 2 y 4.5 %, respectivamente, sobre el
control (Kavipriya y Thangaraju, 2012).
Algunos extractos líquidos obtenidos en autoclave de especies de algas pardas de
otros géneros como Turbinaria conoides y Padina tetrastromatica también han
sido estudiados en plantas de arroz (Kavipriya y Thangaraju, 2012), sin embargo,
el efecto bioestimulante no supera el efecto bioestimulante de los extractos
obtenidos en el presente estudio con el uso de autoclave, con los EMAs, EAGP y
SHGP, ni el obtenido en baño maría con la mezcla de S. horridum y G. parvispora
al 0.25 %.
Además, solo se tiene el conocimiento de un estudio en él que se reporta la
mezcla de algas previo al proceso de extracción, en ese estudio se usaron las
algas pardas Sargassum pollyphyllum, Turbinaria ornata, Padina tetrastomatica y
las rojas Gelidiopsis sp. y Gracilaria corticata como materia prima, en proporciones
iguales para la producción de un extracto líquido usando autoclave por 1 h (Sarkar
et al., 2018). Por este motivo se consideró de suma importancia incluir en esta
investigación el estudio de la actividad bioestimulante de la mezcla de las algas
pardas E. arborea y S. horridum con la roja G. parvispora, previa al proceso de
extracción y de esta forma poder determinar la diferencia en la actividad
bioestimulante de los extractos preparados con la mezcla de algas. Especialmente
la actividad BCV del extracto preparado con la combinación de S. horridum y G.
parvispora, ya que el primero, preparado individualmente mostró una actividad
84
menor que el control (sin tratamiento, solo agua destilada) sobre las plantas de
frijol mungo.
En esta investigación encontramos que la mezcla del alga parda S. horridum con
la roja G. parvispora incrementa la actividad de crecimiento vegetal comparado
con el efecto del extracto individual de S. horridum. Adicionalmente pudimos
confirmar que la mejor forma de obtener el extracto con mayor efecto
bioestimulante de la mezcla de E. arborea y G. parvispora es realizando
extracciones individuales de estas y realizando la mezcla de estos extractos
(EAGP) después de su extracción, ya que la actividad de los EMAs EAGP en baño
María y EAGP en autoclave, con la extracción simultánea de las algas tuvo una
actividad menor sobre el crecimiento de frijol mungo.
Si bien, no se encuentran evidencias claras del uso de algas del género Gracilaria
como biomasa en la producción de bioestimulantes de crecimiento vegetal
comerciales, el género Gracilaria es el género de algas rojas más estudiado por la
comunidad científica. Se ha reportado actividad bioestimulante de crecimiento
vegetal para extractos de G. corticata (Kamaladhasan y Subramanian, 2007; Pise
y Sabole, 2010; Vinoth et al., 2014), G. edulis (Vinoth et al., 2012), G. gracilis
(Demir et al., 2006), G. salicornia (Lakkakula et al., 2014), Gracilaria sp.
(Pramanick et al., 2013), G. tepocensis (de Abreu et al., 2008) y G. tenuistipiatata
(Hong et al., 2007), lo cual posiciona a este género como una fuente viable de
explotación para las industrias productoras de bioestimulantes.
En general todas las algas analizadas tuvieron efecto bioestimulante de
crecimiento vegetal, ya sea de forma individual o combinada. Esto comprueba el
gran potencial que tiene las macroalgas mexicanas de la Península de Baja
California, ya que estas especies son una fuente natural de compuestos con
efecto bioestimulante. Aunque no todos los extractos individuales analizados
mostraron un efecto bioestimulante positivo sobre el crecimiento vegetal, la
combinación de extractos muestra la actividad sinérgica que estos tienen y lo
85
esencial que es plantear la explotación sostenible del recurso; ya que actualmente
solo hay plan de manejo y se explotan comercialmente el alga parda Macrocystis
pyrifera y el alga roja Gelidium robustum (DOF, 2012)
8.3 Efecto bioestimulante de polisacáridos algales en la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
Los polisacáridos y sus oligosacáridos son los componentes de las macroalgas
evaluados por primera vez de forma individual como bioestimulantes de
crecimiento vegetal, aunque, algunos trabajos han reportado contenido de
carbohidratos en los extractos acuosos (Abd El-Motty et al., 2010; N. Loyola y
Muñoz, 2011; Abou El-Yazied et al., 2012), en ninguno de estos estudios se
consideró que estos podían promover efecto bioestimulante sobre el crecimiento
de las plantas. Sin embargo, el interés por el estudio del efecto bioestimulante
sobre el crecimiento vegetal de polisacáridos y oligosacáridos de macroalgas ha
ido en aumento, desarrollándose desde hace aproximante 20 años; evidenciando
un aumento en el porcentaje de germinación, longitud y peso de las plantas
(Mzibra et al., 2018).
En este estudio se describe por vez primera la actividad bioestimulante de
crecimiento vegetal de fucoidanos, alginatos y agar, mostrando una mayor
actividad el fucoidano de E. arborea y S. horridum y el agar de G. parvispora sobre
la longitud del brote, raíz y longitud total y peso seco de frijol mungo (Vigna
radiata) que los alginatos de E. arborea y S. horridum. Aunque se ha demostrado
que los oligosacáridos de alginato de sodio (Idrees et al., 2012; Gonzales et al.,
2013) tienen efectos positivos en el crecimiento vegetal. En el presente estudio no
presentaron una actividad significativa sobre el crecimiento de frijol mungo.
Las algas marinas estudiadas mostraron un alto contenido de polisacáridos,
especialmente E. arborea y G. parvispora. Los resultados obtenidos evidencian la
actividad bioestimulante de crecimiento vegetal de los polisacáridos más
86
abundantes de las especies, alginato y fucoidano para las algas pardas y agar
para la roja G. parvispora. Tomando en cuenta estos resultados podemos concluir
que los polisacáridos presentes en los extractos acuosos actúan como
bioestimulantes de germinación y crecimiento de vegetales terrestres como el frijol
mungo.
El efecto bioestimulante en el crecimiento y peso de los vegetales y la mejora de
respuesta al estrés biótico y abiótico ha sido estudiado con polisacáridos algales
específicos como alginatos (Laporte, 2007), fucoidanos (Klarzynski et al., 2003),
laminarán (Fu et al., 2011), carragenanos (Trouvelot et al., 2014) y ulvanos
(Borsato et al., 2010), entre otros. La mayoría de estos estudios se centra en
polisacáridos de algas pardas. El más estudiado es el alginato (Iwasaki y
Matsubara, 2000; Hu et al., 2004; Laporte et al., 2007), seguido del fucoidano
(Klarzynski et al., 2003) y el laminarán (Trouvelot et al., 2008), siendo estos dos
últimos poco estudiados. El polisacárido obtenido a partir de algas rojas más
estudiado son los carragenanos, aunque aún con pocos reportes (Mercier et al.,
2001) y finalmente el ulvano (Borsato et al., 2010), obtenido de algas verdes.
En el presente estudio se reporta y compara el efecto bioestimulantes de cinco
polisacáridos obtenidos a partir de E. arborea (fucoidano y alginato), S. horridum
(fucoidano y alginato) y G. parvispora (agar). Los resultados muestran que todos
los polisacáridos analizados tienen efecto bioestimulante sobre la germinación y
crecimiento de frijol mungo. Sin embargo, los fucoidanos de E. arborea y S.
horridum y el agar de G. parvispora mostraron una mayor actividad sobre la
longitud del tallo, raíz y longitud total y peso seco de frijol mungo (Vigna radiata)
que los alginatos de E. arborea y S. horridum.
Aunque se ha evidenciado la actividad bioestimulante del alginato de sodio
(Iwasaki y Matsubara et al., 2000; Laporte et al., 2007), esta nunca había sido
comparada con el efecto bioestimulante de otros polisacáridos obtenido de la
misma especie algal, como es el caso de los dos fucoidanos evaluados, ni con la
87
bioactividad del agar. Por este motivo es importante conocer qué tipo de
polisacáridos algales tienen mayor actividad bioestimulante, ya que el proceso de
extracción del fucoidano tiene un menor costo que el proceso de producción de los
alginatos. Además, hay estudios previos que reportan la variación estacional tanto
de fucoidan como de alginato de las dos especies estudiadas en el Golfo de
California. S. horridum (Di Filippo-Herrera et al., 2018) y E. arborea (Landa-
Cansigno et al., 2017), siendo esta información indispensable para plantear la
explotación sostenible del recurso, si se deseara utilizar para la extracción de
estos compuestos.
Las investigaciones enfocadas hacia el efecto bioestimulante de crecimiento
vegetal de polisacáridos y oligosacáridos de origen algal pocas veces se han
enfocado hacia su bioactividad como inductor de germinación o crecimiento
vegetal (Xu et al., 2003; Bi et al., 2011). La mayoría de las investigaciones se
centran en la actividad inductora de defensas y resistencia sistémica que estos y
sus oligosacáridos puedan tener (Klarzynski et al., 2000; Laporte et al., 2007;
Paulert et al., 2009). Ejemplo de esto es que hasta el momento la única
información encontrada del efecto bioestimulante del fucoidano se centra en la
inducción de defensas en las plantas, evaluando el efecto del fucoidano obtenido
del alga parda Lessonia vadosa en plantas de tabaco (Chandía y Matsuhiro,
2008).
Los oligosacáridos del alginato de sodio de Lessonia trabeculata y L. vadosa,
mostraron un aumento en longitud y peso de plantas de tabaco (Laporte et al.,
2007) y el alginato obtenido de Lessonia vadosa en plantas de trigo (Chandía et
al., 2004). Aunque hasta el momento ningún estudio conocido ha evaluado el
efecto bioestimulante del agar sobre el crecimiento vegetal, se ha evaluado el
efecto bioestimulante de crecimiento vegetal del k-carragenano obtenido de
Hypnea musciformis en plantas de garbanzo y maíz (Bi et al., 2011). Así como el
k-carragenano de Eucheuma cottonii, i-carragenano de Eucheuma spinosa, l-
88
carragenano de Gigartina acicularis y G. pistillata en plantas de tabaco (Mercier et
al., 2001).
8.4 Efecto bioestimulante de extractos etanólicos en la germinación y el crecimiento de las plántulas de frijol mungo
En la presente investigación, al comparar el efecto bioestimulante de los extractos
acuosos con el de los extractos etanólicos se observó que los primeros son más
bioactivos. Efectos similares han sido reportados sobre plantas de lechuga con el
uso de extractos de Gracilaria caudata y G. domingensis, en este reporte se
comparó la actividad bioestimulante de extractos de hexano, diclorometano,
metanol y agua ultra pura; siendo los extractos acuosos los que mostraron un
mayor efecto bioestimulante sobre la longitud de la raíz e hipocótilo de las
plántulas de lechuga, atribuyendo la mayor actividad de los extractos acuosos al
contenido del polisacárido agarosa (Torres et al., 2018). Se han reportado
resultados similares a los obtenidos en este estudio para extractos metanólicos y
etanólicos de C. costata (Chaikina et al., 2009).
Contradictoriamente, el extracto etanólico del alga verde Ulva fasciata si mostró
actividad bioestimulante sobre la germinación y el crecimiento del frijol común
(Phaseolus vulgaris), sin embargo, el polisacárido ulvano tuvo una mayor actividad
(Paulert et al., 2009). Concordando con la actividad mostrada por los polisacáridos
fucoidano y agar en comparación a la de los extractos etanólicos en el presente
estudio.
El uso de solventes orgánicos como el etanol, metanol, acetona y acetato de etilo
para la obtención de extracto bioestimulantes de crecimiento vegetal ha sido poco
estudiado. Sin embargo, se ha reportado el efecto BCV del extracto etanólico del
alga parda Costaria costata en plantas de Soja (Chaikina et al., 2009).
89
Los extractos etanólicos evaluados en el presente estudio tuvieron un aumento en
la longitud de la raíz y el peso fresco de frijol mungo, especialmente la mezcla de
E. arborea y G. parvispora similar al efecto reportado para florotaninos,
floroglucinol y ecklol del alga Ecklonia máxima en plantas de frijol mungo (Kannan
et al., 2014) y maíz (Kannan et al., 2015).
Todos los extractos líquidos, individuales, combinados y polisacáridos, obtenidos
con diferentes tipos de extracción (baño María y autoclave) y formas de mezcla
(mezcla de extractos y mezclas de algas previa al proceso de extracción), tuvieron
actividad bioestimulante de crecimiento vegetal. Este es un resultado esperado ya
que la extracción acuosa implica un proceso de hidrólisis, en menor o mayor
medida y es este proceso el que convierte la materia orgánica (biomasa algal) en
materia inorgánica (minerales) disponible para la absorción por los vegetales,
facilita la extracción de compuestos con actividad tipo hormona como
polisacáridos-oligosacáridos, aminoácidos y deja disponibles las fitohormonas.
90
9. CONCLUSIONES
Las algas marinas de la Península de Baja California son una fuente natural de
bioestimulantes de crecimiento vegetal, especialmente el alga parda E. arborea y
la roja G. parvispora. Sin embargo, aunque los extractos líquidos de estas
especies tuvieron actividad bioestimulante, los polisacáridos fucoidano y agar,
promovieron de mejor forma la germinación de frijol mungo y produjeron una
reducción del tiempo de germinación al día primero.
Además de las especies actualmente explotadas en México: M. pyrifera y G.
robustum, como materia prima en la producción de bioestimulantes, este trabajo
reporta actividad bioestimulante de tres especies más: Sargassum horridum,
Ecklonia arborea y Gracilaria parvispora que pueden ser consideradas como
materia prima para las industrias, con miras a generar bioestimulantes con una
actividad mayor como la que reporta este estudio.
La mezcla de extractos produjo un efecto sinérgico que aumenta la actividad
bioestimulante a niveles mayores que cuando se analizaron individualmente. El
extracto con el mayor efecto bioestimulante fue la mezcla de E. arborea y G.
parvispora (EAGP) en una proporción 50:50 v/v de mezcla de los extractos,
aplicada a una concentración de 0.25 y 0.5 %.
La combinación producida con el tejido algal previa al proceso de extracción del
alga parda S. horridum con el alga roja G. parvispora SHGP, tuvo un mayor efecto
bioestimulante que el mostrado por el extracto individual del ELA de S. horridum.
La aplicación de mezclas líquidas de algas marinas como bioestimulantes de
crecimiento y germinación de semillas usando el método de imbibición es una
opción prometedora para la agricultura sostenible, con el objetivo de reducir el uso
de fertilizantes minerales y pesticidas.
91
La composición química de los extractos sugiere una nueva formulación de
bioestimulantes orgánicos algales, teniendo en cuenta un alto contenido de sólidos
totales, carbohidratos y boro. Esta formulación debe estar basada en las
propiedades multifuncionales de los extractos obtenidos individualmente.
El uso de autoclave como método de extracción produce los extractos con mayor
bioactividad, siendo el EMA de SHGP el que produce el mayor aumento el
crecimiento de frijol mungo a una concentración de 0.12 %. Estos resultados
muestran que el uso de la extracción alcalina a pH de 10 con autoclave como
método de producción de bioestimulantes líquidos algales es la mejor opción para
obtener extractos que promuevan el crecimiento vegetal.
En conclusión, esta investigación muestra que los polisacáridos algales,
especialmente los fucoidanos extraídos de E. arborea y S. horridum y el agar de
G. parvispora pueden ser utilizados como bioestimulantes de crecimiento vegetal,
en contraste con la baja actividad de los alginatos.
92
10. RECOMENDACIONES
Se recomienda realizar una comparación entre los métodos de extracción líquidos
a diferentes pH. Así como, evaluar la actividad bioestimulante de otros
polisacáridos algales como ulvanos de especies locales como Ulva lactuca.
Además, es importante evaluar la actividad de los extractos en cultivos locales, en
miras de realizar la formulación de un bioestimulante comercial.
93
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