Alicante España Julio 2013 · 2013-10-15 · Trabajo Fin de Máster “Bioindicación para el...

Trabajo Fin de Máster

“Bioindicación para el control del proceso de tratamiento

biológico de aguas residuales industriales en la EDARi de

Helados Alacant. Estudio comparativo entre esta biofauna y la

del MBR piloto de Rincón de León”

Autor: Luis Alfredo Sánchez Bello

Tutor: Dr. Ing. Arturo Trapote Jaume

Alicante – España

Julio 2013

INSTITUTO UNIVERSITARIO DEL AGUA Y DE LAS

CIENCIAS AMBIENTALES

Bioindicación para el control del proceso de tratamiento biológico de aguas residuales industriales en la EDARi de Helados Alacant. Estudio comparativo entre esta Biofauna y la del MBR piloto de Rincón de

León

Luis Alfredo Sánchez Bello Página 2

INDICE GENERAL

1. RESUMEN ................................................................................................................................................... 5

2. INTRODUCCION ......................................................................................................................................... 6

3. OBJETO Y ALCANCE DEL TRABAJO ........................................................................................................... 16

3.1. OBJETIVO GENERAL......................................................................................................................... 16

3.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS.................................................................................................................. 16

4. MATERIALES Y METODOS ........................................................................................................................ 17

4.1. DESCRIPCION DE MATERIALES ........................................................................................................ 17

4.2. METODOLOGIA ............................................................................................................................... 18

4.2.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO ACTIVO ................................................................ 18

4.2.2. ESTIMACION DE LA CANTIDAD DE MICROORGANISMOS FILAMENTOSOS EN FANGOS ACTIVOS ................................................................................................................................................ 23

4.2.3. IDENTIFICACION DE MICROORGANISMOS FILAMENTOSOS .................................................. 24

5. RESULTADOS Y DISCUSION ...................................................................................................................... 39

5.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO ...................................................................................... 39

5.1.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS ALACANT ...................................... 39

5.1.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON DE LEON ............................. 42

5.2. EVALUACION CUALITATIVA Y CUANTITATIVA DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ............................... 43


5.2.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS PILOTO DE RINCON DE LEON ............................................. 46

5.2.3. DESCRIPCION DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ENCONTRADAS .............................................. 46

5.3. EVALUACION CUANTITATIVA Y CUALITATIVA DE PROTOZOOS Y METAZOOS ............................... 49


5.3.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON DE LEON ............................. 51

5.3.3. DESCRIPCION DE ORGANISMOS REPRESENTATIVOS ENCONTRADOS ................................... 51

5.4. ESTUDIO COMPARATIVO Y CORRELACION DE DATOS .................................................................... 55

6. CONCLUSIONES ........................................................................................................................................ 59

7. BIBLIOGRAFIA .......................................................................................................................................... 60

8. ANEXOS .................................................................................................................................................... 61


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INDICE DE FIGURAS

FIGURA 2.1. DIAGRAMA DEL FLUJO DEL PROCESO DEPURADORA H.A. ............................................................. 8

FIGURA 2.2. DIAGRAMA DE FLUJO ESQUEMÁTICO DE LA PLANTA PILOTO MBR RINCÓN DE LEÓN ........................ 14

FIGURA 2.3. TANQUE DE MEMBRANAS ...................................................................................................... 14

FIGURA 2.4. TANQUE DE MEMBRANAS DE FIBRA HUECA. .............................................................................. 15

FIGURA 5.1. NOSTOCOIDA LIMICOLA I. 1000X, CAMPO CLARO. REPUESTA GRAM +. ........................................ 47

FIGURA 5.2. TIPO 0211. 1000X, CAMPO CLARO. RESPUESTA GRAM - ........................................................... 47

FIGURA 5.3. NOSTOCOIDA LIMICOLA II. 1000X, CAMPO CLARO. ................................................................... 48

RESPUESTA GRAM - ............................................................................................................................... 48

FIGURA 5.4. TIPO 0041. 1000X, CAMPO CLARO. RESPUESTA GRAM – .......................................................... 48

FIGURA 5.5. MICROTHRIX PARVICELLA. 1000X, CAMPO CLARO. RESPUESTA GRAM + ....................................... 49

FIGURA 5.6. ARCELLA SP. 400X, CAMPO CLARO .......................................................................................... 52

FIGURA 5.7. CARCHESIUM POLYPINUM. 200X, CAMPO CLARO ...................................................................... 52

FIGURA 5.8. EPISTYLIS SP. 400X, CAMPO CLARO ......................................................................................... 53

FIGURA 5.9. ASPIDISCA CICADA. 400X, CAMPO CLARO ................................................................................ 53

FIGURA 5.10. ROTARIA SP. 100X, CAMPO CLARO ....................................................................................... 54

FIGURA 5.11. LECANE SP. 200X, CAMPO CLARO ........................................................................................ 54

FIGURA 5.12: NEMATODOS. 100X, CAMPO CLARO .................................................................................... 55

FIGURA 5.13: ANÉLIDO. 100X, CAMPO CLARO. .......................................................................................... 55

FIGURA 5.14: REPARTO PORCENTUAL PROTOZOOS Y METAZOOS MBR HELADOS ALACANT¡ERROR! MARCADOR NO DEFINIDO.

FIGURA 5.15: REPARTO PORCENTUAL PROTOZOOS Y METAZOOS MBR RINCÓN DE LEÓN ................................. 58


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INDICE DE TABLAS

TABLA 4. 1: VALORACIÓN DEL ÍNDICE DE FANGO......................................................................................... 21

TABLA 4. 2: CATEGORÍAS DE ÍNDICE DE FANGOS ......................................................................................... 22

TABLA 4.3: CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS IDENTIFICATIVAS PARA BACTERIAS FILAMENTOSAS ....................... 24

TABLA 4.4: CARACTERÍSTICAS APLICABLES A TINCIONES PARA IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ........ 25

TABLA 4.5: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS MOVILES ...................................................................... 286

TABLA 4.6 A: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CREADORAS DE TURBIDEZ .............................................. 27

TABLA 4.6 B: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CREADORAS DE TURBIDEZ .............................................. 28

TABLA 4.7 A. CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM .............. 29

TABLA 4.7 B: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM ............ 300

TABLA 4.8 A: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............. 311

TABLA 4.8 B: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DE TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............... 322

TABLA 4.8 C: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............. 344

TABLA 4.8 D: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............ 355

TABLA 4.9: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS DE ASPECTO RAMIFICADO. .............................................. 366

TABLA 4.10: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS QUE NORMALMENTE ACUMULAN GRÁNULOS DE AZUFRE. .. 377

TABLA 5.1: CARACTERISTICAS MACROSCÓPICAS H.A. PONDERACIÓN ASIGNADA .............................................. 39

TABLA 5.2 A: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS H.A. PONDERACIÓN ASIGNADA .......................................... 400

TABLA 5.2 B: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS H.A. PONDERACIÓN ASIGNADA........................................... 411

TABLA 5.3 : CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS R.L. PONDERACIÓN ASIGNADA ............................................. 422

TABLA 5.4 A: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS R.L. PONDERACIÓN ASIGNADA ........................................... 422

TABLA 5.4 B: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS R.L. PONDERACIÓN ASIGNADA ........................................... 433

TABLA 5.5: BACTERIAS FILAMENTOSAS MBR H.A. .................................................................................... 433

TABLA 5.6: BACTERIAS FILAMENTOSAS MBR R.L. ..................................................................................... 466

TABLA 5.7: PROTOZOOS Y METAZOOS MBR H.A ........................................................................................ 49

TABLA 5.8. PROTOZOOS Y METAZOOS MBR R.L ....................................................................................... 511

TABLA 5.9: COMPARACIÓN DE DATOS ANALÍTICOS CON LAS CATEGORÍAS OBTENIDAS MBR HELADOS ALACANT .. 566

TABLA 5.10: COMPARACIÓN DE DATOS ANALÍTICOS CON LAS CATEGORÍAS OBTENIDAS MBR PILOTO RINCÓN DE

LEÓN ........................................................................................................................................... 57


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1. RESUMEN

En el presente trabajo se describen actividades realizadas para aplicar la

bioindicación para el e proceso de tratamiento biológico de aguas residuales

en la EDARi de Helados Alacant, y en el MBR Piloto de Rincón de León, para

su posterior comparación.

Para aplicar ésta técnica de control, se realizó una valoración de la calidad del

fango, aplicando el Índice de Fangos, el cual categoriza la calidad del fango a

través de la observación de las características macroscópicas y microscópicas

del mismo en cada una de las observaciones.

Posteriormente, se realizó un análisis cualitativo y cuantitativo de bacterias

filamentosas, así como también de protozoos y metazoos presentes en las

muestras. Para conseguir este objetivo, se utilizaron diferentes métodos y

técnicas para el conteo e identificación de los microorganismos, como la

observación microscópica a diferentes aumentos y campos (a campo claro y

contraste de fase); la técnica aplicada de conteo de filamentosas, descrita por

Estévez et al; la aplicación de una tinción diferencial, como la de Gram para

este caso; el conteo de protozoos y metazoos en cámaras de conteo

Neubauer.

La toma de muestras y posterior análisis microbiológico se llevó a cabo en un

intervalo de tiempo de 6 semanas, con una frecuencia de muestreo de 3 tomas

por semana, para el caso del MBR de Helados Alacant, y una por semana para

el caso del MBR Piloto de Rincón de León.

Al finalizar el estudio, se puede constatar que los resultados obtenidos, poseen

una fiabilidad alta, debido a que se correlacionan directamente de forma

coherente con las condiciones generales de trabajo en cada una de las plantas,

lo que nos permite concluir que la bioindicación es una herramienta sencilla y

de fácil aplicabilidad, apta para realizar un control complementario en

estaciones depuradoras, tanto industriales como urbanas.


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2. INTRODUCCION

El estudio de los microorganismos implicados en la depuración biológica de

aguas residuales comienza en el momento que se definen equipos para este

fin.

La concentración de microorganismos dentro de un recinto de aireación, para

que realicen la degradación de la materia orgánica presente en el agua

residual, mediante su metabolismo, implica el desarrollo de comunidades y

cadenas tróficas complejas.

Los primeros estudios profundos de identificación de estos microorganismos,

(bacterias y protozoos fundamentalmente), datan de la década de los 60,

(Curds en protozoos y Eikelboom en bacterias) y desde entonces estos

estudios se han ido desarrollando, tanto a nivel de taxocenosis como de

significación ecológica aplicable al control de los mecanismos depuradores. Sin

embargo, el conocimiento de estas técnicas se encuentra reducido a una elite

de profesionales, pero no son de divulgación general entre los técnicos

encargados de la explotación de estaciones depuradoras de aguas residuales.

El uso generalizado de este tipo de análisis en las estaciones depuradoras con

tratamiento biológico, permitirá una optimización de los procesos, así como un

mejor control del vertido, lo cual repercutirá en la mejora del medio ambiente,

tanto a nivel de ahorro energético, como de mejora sustancial de la calidad del

agua tratada en las estaciones de tratamiento de aguas residuales (Técnicas

de bioindicación en depuradoras de aguas residuales, 2002).

Los biorreactores de membrana (BRM) (reactor biológico + MF/UF) se incluyen

en las denominadas tecnologías de membrana, las cuales han experimentado

un gran desarrollo en la última década. La aplicación de estas tecnologías

permite la separación del licor de mezcla (fango) y el agua depurada mediante

membranas, obteniendo ventajas importantes frente a los procesos

convencionales de depuración de aguas residuales, tales como mayor calidad

del agua tratada, posibilidad de operar con altas concentraciones de biomasa,

baja producción de fangos, (inhibición del crecimiento de bacterias


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filamentosas que tampoco serían un problema ya que no hay etapa de

decantación) y tamaño compacto de la planta.

El aumento de la demanda de agua unido a la escasez de la misma, ha

impulsado la implantación de estos sistemas, empleándose tanto para aguas

residuales industriales como para aguas urbanas, especialmente en aquellos

casos en que se plantea la posibilidad de reutilización de agua (Moro, 1998).

Helados Alacant

La depuradora de Helados Alacant está diseñada para tratar un caudal de agua

de 400 m3/día. Consta de las siguientes etapas que se detallan a continuación:

Pozo de bombeo. Punto donde recibe el agua de proceso a la planta. Está

situado en el patio exterior. En él se encuentran las bombas que impulsan el

agua hacia la depuradora y consta de: cesta de gruesos y reja de gruesos.

Pretratamiento. Consta de un tamiz rotativo y un separador de grasas

Homogeneización. Se regula el pH del agua de entrada, además de

mezclar el agua, el depósito está aireado.

DAF. Es un flotador de aire por difusión basado en la inserción de micro

burbujas de aire.

Reactor biológico. Se trata de un depósito aireado con la presencia de una

zona anóxica, dispone de agitador y de bombas de recirculación.

MBR. Consta de membranas, bombas de aspiración, soplante y equipo de

limpieza.

Línea de fangos. En la línea de fangos tenemos el siguiente proceso:

acumulación y estabilización química en el depósito, espesador de fangos,

centrífuga y tolva.


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Figura 2.1. Diagrama del Flujo del Proceso Depuradora H.A.

Línea de Agua del proceso de la EDARI Helados Alacant

Pozo de bombeo

El pozo de bombeo recibe el agua procedente del procesado de elaboración

del helado de la planta y las aguas grises y negras procedentes de los

sanitarios de la planta.

En el pozo de bombeo se distinguen dos cámaras; la primera recibe toda el

agua procedente de la fábrica, y en la segunda se halla un sistema de bombas,

mandando el agua bombeada al tamizado y al desengrasador.

El pozo dispone de rebose de seguridad que debe evitar usarse en todo

momento, pues conduce el agua residual directamente a vertido sin pasar por

el proceso depurativo.

El pozo está equipado con unas rejas de desbaste situadas entre las dos

cámaras, y de una cesta sumergida cuya finalidad es recoger los sólidos

flotantes de gran tamaño que quedan atascados en la reja de desbaste y que

podrían dañar las bombas del pretratamiento.

Pretratamiento

- Rototamiz

El agua de entrada a la planta tiene unos niveles altos de contaminación

aproximadamente (DQO 15.000 mg/L, DBO5 2.000 mg/L), dicha materia


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se encuentra en suspensión, por lo que un proceso de separación físico como

es el rototamiz es de gran efectividad en estos casos. Este proceso de

tamizado tiene como finalidad retirar gruesos pero sobretodo es un desbaste de

finos con paso de < 1 mm del agua de aporte al proceso de depuración

propiamente dicho.

Los sólidos separados por el rototamiz caen desde el dispositivo rascador en

toda la longitud del cilindro filtrante, al tornillo compactador, los residuos sólidos

separados en este proceso son: almendras, coco, piña, palos de helado entre

otros, estos residuos son equiparables con RSU (residuos sólidos urbanos) y

son tratados como tal a través de gestores registrados dando una disposición

final en vertederos autorizados

- Desengrasador

Esta unidad está diseñada para la eliminación de flotantes por medios

mecánicos., se recibe el fluido en el desengrasador disponiéndolo de tal

manera, que permite la formación de una alfombra de grasa en la superficie

longitudinal del tanque. Se dispone también de dos difusores de aire en el

fondo, que favorecen la suspensión de las grasas a la superficie, la cual es

retirada fuera del mismo por un mecanismo barredor.

El depósito ubicado en la parte posterior del tanque de retención recibe las

aguas claras y las conduce al exterior, al depósito de homogeneización. Las

grasas y flotantes arrastrados van a parar a un compartimento donde por

gravedad caen al depósito de recogida de grasas.

- Tanque de homogenización

En esta cámara se homogeniza el agua y se dosifica, si fuese necesario, ácido

y/o base para el control del pH, de gran importancia tanto para mantener un

buen rendimiento del proceso, como para que el agua clarificada entre al

reactor biológico con un pH adecuado para los microorganismos. El tanque

dispone de una soplante para asegurarse la oxigenación a una razón de 50

m³/h.

- DAF

El DAF es un sistema de flotación para la separación de contaminantes

específicos en agua de seguridad. Su funcionamiento se basa en la Flotación


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por aire disuelto, el agua residual llega aquí desde el tanque de

homogenización.

El agua dentro de esta unidad es presurizada (aproximadamente 4 bares) y

saturada con aire. Bajo presión el aire se disolverá en el agua, generando así el

“agua blanca”. El agua blanca es inyectada al agua procedente de

homogeneización a su entrada a la DAF. En este punto se produce la

despresurización del agua (su efecto visual es el de un líquido lechoso), dando

lugar a la expansión del aire; obteniendo finas burbujas que se adhieren

fácilmente a los flóculos dándoles flotabilidad. El agua limpia sale por rebose al

vertedero y de ahí es conducida al reactor biológico.

Los flóculos flotados son arrastrados por unos brazos y descargados en el

depósito de fangos.

Reactor biológico

El reactor biológico es el corazón de la planta, donde el objetivos que persigue

es la eliminación o reducción de la contaminación orgánica mediante la

intervención de microorganismos que actúan sobre la materia orgánica e

inorgánica, suspendida, disuelta y coloidal existente en el agua residual,

consiguiendo una “separación sólido-líquido” que puede separarse fácilmente,

en el reactor se tiene la presencia de una parte anóxica donde se desarrollan

las fases de nitrificación y des-nitrificación en paralelo, el nitrógeno debe

eliminarse para evitar la eutrofización o su toxicidad a elevadas

concentraciones para la vida acuática. La primera consideración a tener en

cuenta es la concentración de oxígeno disuelto en el agua. Dicha concentración

ha de encontrarse entre 1 y 2 mg/L. Para conseguir mantener la concentración

de oxígeno constante, se emplean tres soplantes de 2300 m³/h que airean el

reactor a través de 1000 difusores de aire dispuestos en dos parrillas situadas

en el fondo del tanque.

Para conseguir que haya una adecuada circulación y remoción de agua dentro

del reactor biológico se dispone de un agitador. Este agitador evita también una

decantación del licor mezcla.

Cuando la concentración de sólidos en suspensión de las analíticas resultantes

del biológico es mayor que 8 g/l surge la necesidad de purgar. Para ello se

dispone de las bombas de purga, que aspiran el agua del fondo del reactor


León


biológico. De la corriente recirculada extraemos la cantidad de fangos en

exceso que sea necesaria para que la concentración del biológico permanezca

aproximadamente constante en el valor deseado.

En el reactor biológico es importante tener controlado el pH y debe estar

comprendido entre 6 y 9.

Filtración con membranas

Dentro del reactor biológico están ubicadas las membranas. Estas membranas

separan el agua limpia del licor-mezcla por la acción de las bombas de succión.

El MBR tiene de 4 módulos, cada módulo tiene dos element block compuesto

de 100 membranas c/u, con un total de 800 membranas, el sistema funciona

mediante el uso de 2 bombas de succión, el agua es filtrada a través de las

membranas, y el agua obtenida, es decir el agua de permeado se envía a

tratamiento terciario.

El sistema funciona según un ciclo programable: las bombas están trabajando

durante un tiempo, siempre 9 minutos, y descansando durante otro tiempo,

normalmente 1 minuto, momento en el que se realiza una limpieza de las

membranas, el sistema limpia los conductos de aire cada 12 horas.

El sistema necesita un aporte continuo de aire 100 Nm³/h*módulo, que se

realiza con una soplante y se regula mediante una válvula automática.

Es importante mencionar los siguientes conceptos:

- Caudal: de 4 – 4.5 m³/h*módulo

- Flujo: si SST > 8 g/L > 16 L/m²*h si SST ≤ 8 g/L > 8 L/m²*h

- Permeabilidad: 100 - 300 L/m²/h/bar, que indique cuando debe realizarse

la limpieza química

Para el caso del ensuciamiento de membranas identificado plenamente por el

valor de turbidez elevado en el agua de permeado, podemos notarlo también

debido a la presión de succión requerida dado que ésta aumenta y debido a la

permeabilidad < 100 L/m²/h/bar. Para llevar a cabo la limpieza química, se llena

un tanque de agua de 3 m³ de capacidad y se introducen 20 L de hipoclorito

sódico, es decir por cada 3 m³ de agua de añaden 20 L de hipoclorito sódico,

una vez lleno, se hace un juego de válvulas para proceder a la limpieza de un

módulo de membranas de los 4 existentes, es decir la limpieza se realiza por

cada element block permitiendo que la solución llegue a toda la superficie de


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las membranas. Se espera aproximadamente una hora para que la limpieza

química sea efectiva y pasado ese tiempo, se vuelven a abrir las válvulas

continuando con el funcionamiento normal.

Tratamiento terciario

El agua que sale del proceso de la EDARI, es decir el agua procedente del

proceso de permeado pasa a un tratamiento terciario destinado a eliminar la

materia en suspensión del afluente secundario, mediante una filtración directa

(filtro de arena), y a desinfectar completamente el efluente mediante la adición

de cloro líquido. Este proceso de tratamiento constituye propiamente la fase de

regeneración del agua residual de la EDARI Helados Alacant.

Línea de Fangos del proceso de la EDARI Helados Alacant

Estabilización

El objetivo de la estabilización es reducir el contenido de la materia volátil a fin

de hacer el residuo menos putrescible y más estable. Esta estabilización se la

realiza en un depósito de 125 m³ de capacidad de forma química por elevación

del pH mediante la adición de cal.

Espesamiento

El espesado tiene como objetivo fundamental reducir el volumen del fango (y

por tanto aumentar su concentración) para favorecer su posterior

deshidratación del 2 – 3 % de sequedad obtenida.

Los fangos procedentes del tratamiento físico-químico, concretamente del

flotador DAF, y los correspondientes a las purgas del reactor biológico son

enviados a un depósito de fangos y posteriormente a un espesador rotativo.

Acondicionamiento

El acondicionamiento tiene como objeto desestabilizar la suspensión que forma

el fango con el agua y hacer factible su secado mecánico, es decir es la adición

de polielectrolito (catiónico)

Desde el depósito de fangos se bombea el agua hasta un espesador rotativo. A

la entrada del fango al espesador o tambor rotativo se añade polielectrolito

catiónico, favoreciéndose de este modo la formación de los flóculos, La

preparación de poli-electrolitos se lleva a cabo, mezclando el reactivo con agua

en una máquina con un sistema de agitación y mezcla.


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Deshidratación

Los fangos ya espesados, son sometidos a una separación mediante

centrífuga, obteniéndose por un lado una fase acuosa, y por otro una torta. Los

fangos sólidos obtenidos, son transportados mediante un tornillo sinfín a una

tolva.

En esta etapa y para producir la deshidratación, se le añade a los fangos una

preparación de polielectrolito catiónico.

Los fangos tratados procedentes de la EDARI que previamente han reducido

su masa y volumen son un producto estable y que es aprovechado, estos lodos

(biosólidos) son reutilizados en aplicaciones agrícolas, forestales o degradados

de los campos de Monforte, dado que es un lodo enriquecido con materia

orgánica debido a su procedencia, idóneo para los suelos del sector. Helados

Alacant, responsable de la gestión de los lodos lo hace a través de la empresa

CESPA, empresa que prestar servicios medioambientales de recogida de

residuos (Carrillo 2011).

Planta piloto MBR Rincón de León

La figura 3 muestra un diagrama de la planta piloto empleada para la

investigación. Se encuentra ubicada en la planta de tratamiento de aguas

residuales (EDAR) "Rincón de León", en Alicante. La planta dispone de 4

tanques principales (desnitrificación o anóxico, reactor biológico, tanque de

membranas planas y tanque de membranas de fibra hueca), cuya capacidad

máxima es de 11.000 litros. Consta de dos sistemas de membranas: uno de

membrana plana (MP) de la empresa Kubota y otro de membrana de fibra

hueca (FH) de la empresa Porous Fibers. El tanque de MP (Figura 4a) se

compone de dos módulos de filtración con 10 unidades (LF10) cada uno, con

un área total de 16 m2(0,8 m2/membrana) y un caudal nominal de 400 L/h. El

tanque de FH (Figura 4b) está compuesto por 4 módulos de filtración (Micronet

R), con un área total de 20 m2 (5 m2/módulo) y un caudal nominal de filtración

de 400 L/h. Las dos membranas tienen un tamaño nominal de poro de 0,4

micras.


León


La aireación en ambos tanques de membrana (burbuja gruesa) fue

proporcionada mediante un sistema de aire comprimido a través de sendas

parrillas de aireación colocadas en la parte inferior de las membranas. Por su

parte, para suministrar el oxígeno necesario en el tanque biológico (burbuja

fina) se empleó un sistema de difusores instalados en la base del tanque. El

oxígeno disuelto en este depósito fue controlado con un variador de frecuencia

y una sonda de oxígeno disuelto. El funcionamiento de la bomba de entrada a

la planta se controló mediante un sistema de boyas de nivel en los tanques de

membrana. El permeado (agua tratada) en ambas líneas se obtuvo a través de

las membranas mediante una bomba de succión en cada tanque.

Figura 2.2. Diagrama de flujo esquemático de la planta piloto MBR Rincón de León

planas.

Figura 2.3. Tanque de membranas

TANQUE DESNITRIFIC

ACIÓN

DECANTADOR

PRIMARIO

LIMPIEZA IN

SITU

MEMBRANA FIBRA

HUECA

TANQUE

AIREACIÓN

PERMEADO

C.L.

RECIRCULACIÓN

PU

R

GA

L: Tanque limpieza C.L.: Tanque contralavado L.M: Tanque limpieza de mantenimiento

LODO DECANTADOR

SECUNDARIO

L.M.

15% 85%

MEMBRANA

PLANA

L.


León


Figura 2.4. Tanque de membranas de fibra hueca

Para el control y adquisición de datos de la planta se instaló un controlador

lógico programable (PLC – Programmable logic controller) que recogía datos

de todas las variables de control del sistema, como la presión transmembrana

(PTM), temperatura y oxígeno disuelto entre otras. El programa detiene la

filtración cuando la PTM alcanza el valor máximo de 0,3 bar para las MP y 0,55

bar para las membranas de FH.


León


3. OBJETO Y ALCANCE DEL TRABAJO

3.1. OBJETIVO GENERAL

El objetivo general de este proyecto es aplicar la bioindicación para el control

del proceso biológico de tratamiento de aguas residuales en el MBR de

Helados Alacant y llevar a cabo un estudio comparativo con la microfauna del

MBR piloto de Rincón de León.

3.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS

Evaluar la calidad del fango. Caracterización macroscópica y microscópica

del fango activo. Índice de fangos.

Identificar las diversas clases de bacterias filamentosas presentes en ambos

MBRs a lo largo del estudio.

Cuantificar en cada muestra el número total de bacterias filamentosas

Identificar y cuantificar la población de protozoos y metazoos en el proceso

de depuración biológica.

Correlacionar los datos obtenidos y realizar un estudio comparativo entre

ambos casos, en base a condiciones y/o parámetros conocidos durante el

tiempo de estudio.


León


4. MATERIALES Y METODOS

4.1. DESCRIPCION DE MATERIALES

- Microscopio óptico.

Las observaciones se llevaran a cabo en un microscopio óptico Zeiss (modelo

Axioscope 2), a diferentes aumentos según se precise. Las técnicas

microscópicas usadas serán las de campo claro y contraste de fases, según

requerimiento.

- Cámara de Neubauer

Para el conteo de bacterias filamentosas, se utilizará el método usado por

Estévez et al., éste se basa en el conteo del número de intersecciones de los

filamentos con las líneas la cuadrícula demarcada en una cámara de

Neubauer. Para la cuantificación de protozoos y metazoos se realizará un

conteo sobre la misma cámara, en la cual contamos con una superficie y un

volumen conocido de muestra.

En el retículo central, la cámara de Neubauer posee un cuadrado primario que

contiene nueve cuadrados secundarios cada uno de ellos divididos a su vez en

16 cuadrados terciarios, el cuadrado central contiene 25 cuadrados, cada uno

de ellos dividido a su vez en 16 cuadrados cuaternarios, éste último tiene una

superficie de 1mm2, en el cual se realiza la valoración tanto de bacterias

filamentosas, como de protozoos y metazoos.

- Reactivos para tinción de Gram

La tinción de Gram, es una técnica de tinción diferencial que permite distinguir

entre bacterias Gram + y Gram -, en función del grado de permeabilidad de las

paredes celulares al disolvente aplicado durante la tinción. Los filamentos Gram

+ se observan de color azul – violeta, y los Gram – de color rosado. Los

reactivos a utilizar son: Cristal de Violeta al 10% (p/v) en etanol, Lugol,

Safranina al 2.5% (p/v) en etanol, y solución decolorante (acetona).

- Material de laboratorio

Se utilizaron materiales de uso habitual en laboratorio, como micropipetas,

portaobjetos, cubreobjetos, probetas, vasos precipitados.


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4.2. METODOLOGIA

En el presente estudio se realizó la valoración del fango activo, así también se

identificó y cuantificó la microfauna presente en el reactor biológico de la

EDARi de Helados Alacant durante un tiempo aproximado de 6 semanas, con

una frecuencia de tres tomas de muestra por semana. La toma de muestra del

MBR piloto de Rincón de León, se llevó a cabo semanalmente de forma

simultánea.

4.2.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO ACTIVO

Para realizar la valoración tanto macroscópica como microscópica del fango en

este estudio, se basó en lo indicado en el “Manual Práctico para el Estudio de

Grupos Bioindicadores en Fangos Activos”, del Grupo de Bioindicación Sevilla.

4.2.1.1. CARACTERISTICAS MACROSCOPICAS

La valoración de las características macroscópicas del fango activo se realiza a

través del ensayo de la V30, que determina la cantidad de fango activado que

decanta en una probeta pasados treinta minutos. Se analizaran tanto las

propiedades del proceso de decantación como las características del

clarificado. Se valoran las siguientes características:

1. Turbidez del clarificado

- Alta: pobre visibilidad a través de la probeta

- Media: media visibilidad a través de la probeta

- Baja: buena visibilidad a través de la probeta

2. Flóculos en suspensión en el clarificado

- Alta: abundancia de microflóculos

- Media: presencia de microflóculos

- Baja: prácticamente ausencia de microflóculos

3. Sedimentabilidad del fango

- Alta: la mayor parte del fango decanta en los 10 primeros minutos del

ensayo y el fango está muy compactado

- Media: la mayor parte del fango decanta entre 10-20 minutos y se observa

un ligero esponjamiento


León


- Baja: la mayor parte del fango decanta después de 20 minutos y se

observa un claro esponjamiento

4. Olor: Característica macroscópica del fango activado que se define como

correcto o incorrecto. Por ejemplo, un olor incorrecto podría darse por un

vertido puntual a la planta, o condiciones de septicidad

El máximo valor obtenido por las características macroscópicas es de 30 sobre

100. La turbidez se mide, colocando un objeto detrás de la probeta y viendo si

se aprecian la figura del mismo. La clasificación se determina de la siguiente

manera: si el objeto se ve claramente, turbidez baja; si no se ve a detalle el

objeto de referencia, la turbidez es media; y por último, si el objeto no se

distingue, estamos hablando de una turbidez alta.

4.2.1.2. CARACTERISTICAS MICROSCOPICAS

El conjunto de características microscópicas que se recogen a continuación se

refieren al examen del estado morfológico y estructural del flóculo de fango

activo (forma, tamaño, estructura, textura, cobertura, etc.) y al examen del

componente biótico del "ecosistema fango activo", representado por las

poblaciones de bacterias filamentosas y de protozoos (principalmente ciliados).

La evaluación de estas características proporciona información sobre las

propiedades de decantación y compactación del fango activo durante la fase de

clarificación del licor mezcla, así como el nivel y estado de colonización de la

microfauna, lo que se traduce indirectamente al grado de actividad biológica del

proceso depurador.

1. Forma del flóculo: característica que define la morfología externa del flóculo

como regular si aparece de forma redondeada e irregular si difiere de esta

configuración.

2. Tamaño del flóculo:

-Pequeño: tamaño menor de 150 μm

-Medio: tamaño entre 150 y 500 μm (incluidos ambos valores)

-Grande: tamaño mayor de 500 μm

3. Estructura del flóculo:


León


-Compacto: no existen prácticamente huecos en la estructura interna del

flóculo.

-Medio: se detectan algunos huecos

-Abierta: existen bastantes huecos dentro del flóculo que rompen la unidad

interna.

4. Textura del flóculo: característica que alude al grado de cohesión entre las

partículas que forman el flóculo, estableciéndose las categorías "fuerte" y

"débil" en función a la sustancia o presencia de disgregación de los

flóculos, respectivamente, tras punción sobre el cubreobjetos

5. Cobertura: característica que valora si la unión de todos los flóculos

presentes en el ocular de 10X cubre menos del 10% de su superficie, del

10-50% o más del 50%.

6. Filamentos en el flóculo:

- Menos de 5 filamentos/flóculo

- Entre 5-20 filamentos/flóculo (incluidos ambos valores)

- Más de 20 filamentos/flóculo.

7. Filamentos en disolución: característica que cuantifica la existencia de

filamentos libres entre los espacios interfloculares del licor mezcla. Si no

son observables será, "baja" (categoría bacteriana <2), mientras que si se

observan normalmente, será "alta" (categoría bacteriana >2). La categoría

bacteriana > 2 se define como "abundancia de algún filamento”.

8. Diversidad de protozoos:

- Menos de 4 especies

- De 4-7 especies (incluidos ambos valores)

- Más de 7 especies

La información obtenida, tanto del estudio microscópico como del ensayo de

decantación (V30), dan lugar a una puntuación final del índice de fangos, como

se observa en la Tabla 4.1 a continuación.


León


Tabla 4. 1. Valoración del Índice de Fango

Características macroscópicas

Turbidez

Alta 0

Media 4.5

Baja 9

Flóculos en suspensión

Alta 0

Media 4.5

Baja 9

Sedimentabilidad

Alta 9

Media 4.5

Baja 0

Olor

Correcto 3

Incorrecto 0

Características Microscópicas

Forma

Regular 4

Irregular 0

Tamaño

Grande 4

Medio 7

Pequeño 0

Estructura

Compacta 18

Media 9

Abierta 0

Textura

Fuerte 4

Débil 0


León


Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia

De acuerdo a la puntuación obtenida, se clasifica luego en base a la siguiente tabla.

Tabla 4. 2. Categorías de Índice de Fangos

Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008 Elaboración: Propia

Cobertura

< 10% 0

10 – 50% 7

> 50% 3.5

Filamentos en flóculos

> 20 0

5 – 20 7

< 5 14

Filamentos en

disolución

Alta 0

Baja 3

Diversidad de

protozoos

> 7 especies 13

4 – 7 especies 7

< 4 especies 0

ÍNDICE DE FANGOS TOTAL

INDICE DE FANGOS

0 – 20 pésimo

20 – 40 malo

40 – 60 regular

60 – 80 bueno

80 – 100 óptimo


León


4.2.1.3. FORMATO DE RECOGIDA DE DATOS

Para realizar el levantamiento de datos, se prepararon formatos específicos

para plasmar los datos obtenidos.

Los formatos utilizados se observan en el Anexo 1.

4.2.2. ESTIMACION DE LA CANTIDAD DE MICROORGANISMOS

FILAMENTOSOS EN FANGOS ACTIVOS

Esta técnica de recuento de microorganismos filamentosos del fango activo,

establecida en Estévez et al, se presenta como un método de determinación de

filamentos, sencillo y compatible con la explotación de una EDAR, ya que no

consume mucho tiempo. Al igual que los métodos tratados con anterioridad,

éste se basa una vez más en el conteo del número de intersecciones de los

filamentos con las líneas de una cuadrícula. La cuadrícula utilizada es una

cámara de recuento Neubauer, al ser más asequible que un ocular con una

cuadrícula grabada. Sólo se van a contar las intersecciones con los cuadros de

las diagonales centrales. Hay que decir, que este método fue concebido como

una técnica de recuento cuantitativa de bacterias filamentosas, para optimizar

el uso del hipoclorito sódico en sistemas de fangos activos, con problemática

de esponjamiento de fangos. La observación de muestras se realiza in vivo, sin

prensar ni teñir.

El procedimiento a seguir es el que se describa a continuación.

1º Transferir un volumen conocido de muestra de fango activo bien

mezclado, a la cámara de Neubauer.

2º Se cuenta el número de intersecciones con cada uno de los lados de los

20 cuadrados pequeños que forman una de las diagonales del cuadrado

central. Con el objetivo de 200 aumentos y contraste de fases, realizar el

recuento de la muestra in vivo.

3º El último paso es sumar el número de intersecciones observadas en todos

los campos examinados, para finalmente obtener el resultado del recuento

aplicando las siguientes fórmulas.


León


L = Longitud de filamentos

n = número de intersecciones

r = número de recuentos

V = volumen de muestra (1 µL)

F = 10,5

A = área del cuadrado central de la cámara de Neubauer (1 mm2)

l = Σ perímetros de los cuadrados de la diagonal

Reemplazando los datos conocidos se resume:

En el segundo cálculo, se tiene en cuenta el área total observada, longitud total

de transecto sobre el que se realiza el recuento (suma de perímetros de los

cuadrados pequeños) y se extrapola al número total de cuadrados pequeños

del cuadrado grande central, de la cámara de Neubauer (F=10,5).

4.2.3. IDENTIFICACION DE MICROORGANISMOS FILAMENTOSOS

La clave de filamentos se ha diferenciado en función de las características

físicas más notables. Es por eso que se especifican las características en las

siguientes tablas.

Tabla 4.3. Características morfológicas identificativas para bacterias filamentosas

CARACTERISTICAS MORFOLÓGICAS

Forma del Filamento Recto/ligeramente

curvo/torcido/irregular/enrollado/micelial

Color del filamento Transparente/ opaco/oscuro

Localización del Filamento Flocular/extendiéndose desde el floculo

/extraflocular


León


Crecimiento epifitico Detección de la aparacion y el grado

Septos celulares Detección

Constricciones celulares Detección

Dimensiones Longitud/ diámetro

Forma celular Cuadrada/rectangular/oval/en

tonel/discoidal/bacilar/coco

Dimensiones celulares Longitud y diámetro


Tabla 4.4. Características aplicables a tinciones para identificación de bacterias filamentosas

Tinción de Gram Positiva/negativa/variable

Tinción de Neisser Positiva/negativa

Gránulos Neisser Positiva/negativa

Granulo PHB Positiva/negativa

Tinción Vaina Ausencia/presencia


Tabla 4.5. Clave identificativa para bacterias móviles

Característica

predominante

MOVIL

Bacteria

filamentosa

Flexibacter SP. Beggiators SP: Cianophicea

Tinción Gram - +

-

+

-

Tinción Neisser

Tricoma

- - -

Tinción Neisser

gránulos

- + -


León


Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Otras inclusiones

celulares

PHB PIGMENTOS

Diámetro tricoma

(µm)

1 1-3 2-5

Longitud tricoma

(µm)

20-100 100-500 100-1000

Morfología tricoma RECTOS/POCO

CURVADOS

RECTOS/POCO

CURVADOS

RECTOS

Localización

tricoma

LIBRE LIBRE LIBRE

Septos celulares

visibles

NO SI SI

Constricciones

septos celulares

NO NO SI

Vaina NO NO NO

Crecimiento epífito NO NO NO

Ancho celular (µm) 1 1-3 2-5

Largo celular (µm) 4-8 5-15

Morfología celular RECTANGULAR CUADRADAS/R

ECTAS/EN

TONEL

otros MOVILIDAD POR

DESLIZAMIENTO

S IN SITU


Tabla 4.6 A. Clave identificativa para bacterias creadoras de turbidez

Característica

predominante

CREADORAS DE TURBIDEZ

Bacteria

filamentosa

Tipo 1863 Tipo 0211 Tipo 1852

Tinción Gram - - -

Tinción Neisser

Tricoma

- - -


León



Tinción Neisser

gránulos

+

-

- -

Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Otras inclusiones

celulares

Diámetro tricoma

(µm)

0.8-1.5 0.3-0.5 0.6-0.8

Longitud tricoma

(µm)

<150 <100 20-80

Morfología tricoma CADENA

IRREGULAR

CELULAS

TORCIDO O

ENROLLADOS

RECTOS O

TORCIDOS

Localización

tricoma

LIBRE LIBRE EXTENDIENDOS

E DESDE

FLOCULO

Septos celulares

visibles

SI SI SI

Constricciones

septos celulares

SI SI NO

Vaina NO NO NO

Crecimiento

epifitico

NO NO NO

Ancho celular (µm) 0.8 0.3-0.5 0.6-0.8

Largo celular (µm) 1.5 0.5-0.7 1-2

Morfología celular ESFERICAS

COCOIDALES

EXTREMOS

REDONDEADO

S

RECTANGULAR

ES

otros CELULAS

TRANSPARENTE

S


León


Tabla 4.6 B. Clave identificativa para bacterias creadoras de turbidez

Característica

predominante

CREADORAS DE TURBIDEZ

Bacteria

filamentosa

Tipo 0411 STREPTOCOC

CUS SP.

BACILIUS SP.

Tinción Gram - + +/-

Tinción Neisser

Tricoma

- - -

Tinción Neisser

gránulos

- - -

Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Otras inclusiones

celulares

Diámetro tricoma

(µm)

0.8 0.7-0.8 0.8-1

Longitud tricoma

(µm)

50-150 <100 20-50

Morfología tricoma RECTOS

TORCIDOS

LIGERAMENTE

CURVOS

CADENA

IRREGULAR

CADENAS

CELULARES

Localización

tricoma

BORDES

FLOCULARES

LIBRE LIBRE

Septos celulares

visibles

SI SI

Constricciones

septos celulares

SI NO

Vaina NO NO NO

Crecimiento

epifitico

NO NO NO

Ancho celular (µm) 0.8 0.7 0.8-1

Largo celular (µm) 2-4 0.8 2-4

Morfología celular EXTREMOS

REDONDEADOS

ESFERICAS EXTREMOS

REDONDEADOS


León


otros


Tabla 4.7 A. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma superior a 1 µm

Característica

predominante

DIAMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM

Bacteria

filamentosa

Tipo 021N Tipo 0041 Tipo 0961

Tinción Gram - +

-

-

Tinción Neisser

Tricoma

- - -

Tinción Neisser

gránulos

+

-

+

-

-

Test gránulos de

azufre

SI NO NO

Otras inclusiones

celulares

PHB

Diámetro tricoma

(µm)

1-2 1.2-1.6 0.8-1.4

Longitud tricoma

(µm)

100-1000 100-500 40-500

Morfología tricoma RECTOS

LIGERAMENTE

CURVADOS,

ENROLLADOS

RECTOS,

LIGERAMENTE

CURVADOS

RECTOS

Localización tricoma EXTENDIENDOS

E DESDE EL

FLOCULO

INTERIOR O

LIBRES

EXTENDIENDOS

E DESDE EL

FLOCULO

Septos celulares

visibles

SI SI SI

Constricciones

septos celulares

SI NO NO


León


Vaina NO SI NO

Crecimiento epifitico NO -, ++ NO

Ancho celular (µm) 1-2 1.2-1.6 0.8-1.4

Largo celular (µm) 0.4-3 1.5-2.5 1.5-4

Morfología celular OVALES,

DESCOIDALES,

CUADRADAS,

RECTANULARES

, EN TONEL

CUADRADAS/R

ECTANGULAR

ES

RECTANGULAR

ES

otros A VECES

CUBIERTA N+

CELULAS

TRANSPARENTE

S


Tabla 4.7 B. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma superior a 1 µm

Característica

predominante

DIAMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM

Bacteria

filamentosa

NOSTOCOIDA L II NOSTOCOIDA L III

Tinción Gram +

-

+

-

Tinción Neisser

Tricoma

+

-

+

-

Tinción Neisser

gránulos

- -

Test gránulos de

azufre

NO NO

Otras inclusiones

celulares

PHB PHB

Diámetro tricoma

(µm)

1-1.4 1.6-2

Longitud tricoma

(µm)

100-200


León



Tabla 4.8 A. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma inferior a 1 µm

Característica

predominante

DIAMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µm

Bacteria

filamentosa

NOSTOCOIDA

L I

HALISCOMENOBAC

TER H.

MICROTRIX

P.

Tinción Gram + - +

Tinción Neisser

Tricoma

+ - -

Tinción Neisser

gránulos

- - +

Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Morfología tricoma TORCIDOS O

ENROLLADOS

TORCIDOS O ENROLLADOS

Localización

tricoma

INTERIOR INTERIOR EXTENDIENDOSE

Septos celulares

visibles

SI SI

Constricciones

septos celulares

SI SI

Vaina NO NO

Crecimiento

epifitico

NO NO

Ancho celular (µm) 1.2-1.4 1.6-2

Largo celular (µm) 1 1.5-2

Morfología celular DISCOIDALES, OVALES ESFERICAS, OVALES,

DISCOIDALES

otros RAMIFICACION A VECES

VERDADERA


León


Otras inclusiones

celulares

PHB

Diámetro tricoma

(µm)

0.6-0.8 0.3-0.5 0.6-0.8

Longitud tricoma

(µm)

100-300 20-100 100-400

Morfología tricoma TORCIDOS,

CURVADOS O

ENROLLADOS

RECTOS O

TORCIDOS

ENROLLADO

S

Localización

tricoma

INTERIOR O

EXTENDIENDO

SE

BORDE FLOCULAR Y

LIBRES

EN FLOCULO

Y LIBRES

Septos celulares

visibles

DIFICIL VER NO NO

Constricciones

septos celulares

NO NO

Vaina NO SI NO

Crecimiento

epifitico

NO -, + NO

Ancho celular (µm) 0.6 0.3 0.6

Largo celular (µm) 0.8 0.5 0.8

Morfología celular OVALES

otros AGUJAS

IRRADIADAS

ABULTAMIEN

TO EN

CONTORNO

FILAMENTO


Tabla 4.8 B. Clave identificativa para bacterias con diámetro de tricoma inferior a 1 µm

Caracteristica

predominante


Bacteria

filamentosa

Tipo 0675 Tipo 0092 Tipo 1701

Tinción Gram + - -


León



-

Tinción Neisser

Tricoma

- + -

Tinción Neisser

gránulos

+

-

- -

Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Otras inclusiones

celulares

PHB

Diámetro tricoma

(µm)

0.5-1 0.8-1 0.7-1

Longitud tricoma

(µm)

50-150 <100 10-200

Morfología tricoma RECTOS, POCO

CURVADOS

RECTOS,

TORCIDOS O

LIGERAMENTE

CURVADOS

CURVADOS O

TORCIDOS

Localización

tricoma

INTERIOR INTERIOR O

LIBRE

TODOS SITIOS

Septos celulares

visibles

SI NO SI

Constricciones

septos celulares

NO NO SI

Vaina SI NO SI

Crecimiento

epifitico

++ NO ++

Ancho celular (µm) 0.5-1 0.8 0.7-1

Largo celular (µm) 0.5-1 1 1-3.5

Morfología celular CUADRADAS RECTANGULA

RES

EXTREMOS

REDONDEADOS

otros CLAVE

TINCION

NEISSER

A VECES

RAMIFICACIONE

S


León


Tabla 4.8 C. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma inferior a 1 µm

Característica

predominante


Otras características Tipo 1702 Tipo 1851 Tipo 0581

Tinción Gram - + (LIGERO) +

-

Tinción Neisser

Tricoma

- - -

Tinción Neisser

gránulos

- - -

Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Otras inclusiones

celulares

Diámetro tricoma (µm) 0.6-0.8 0.5-0.8 0.4-0.7

Longitud tricoma (µm) 20-150 200-400 100-300

Morfología tricoma RECTOS O

TORCIDOS

RECTOS O

ALGO

CURVADOS

RECTOS

LIGERAMENTE

CURVOS O

ENROLLADOS

Localización tricoma EXTENDIENDO

SE DESDE

FLOCULO

EXTENDIENDO

SE DESDE

FLOCULO

LIBRES

Septos celulares

visibles

NO SI/NO NO

Constricciones septos

celulares

NO NO NO

Vaina SI SI NO

Crecimiento epifitico NO -,+ NO

Ancho celular (µm) 0.6 0.5-0.8 0.4

Largo celular (µm) 0.8 1.7-3.5 0.7

Morfología celular RECTANGULA

RES


León


otros A VECES EN

MANOJOS


Tabla 4.8 D. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma inferior a 1 µm


.

Característica predominante

DIAMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM

Otras características Tipo 0803

Tinción Gram -

Tinción Neisser Tricoma -

Tinción Neisser gránulos +

Test gránulos de azufre NO

Otras inclusiones celulares

Diámetro tricoma (µm) 0.8

Longitud tricoma (µm) 50-300

Morfología tricoma RECTOS, TORCIDOS O LIGERAMENTE CURVADOS

Localización tricoma LIBRE

Septos celulares visibles SI

Constricciones septos

celulares

DIFICIL VER

Vaina NO

Crecimiento epifitico NO

Ancho celular (µm) 0.8

Largo celular (µm) 1.5-2

Morfología celular CUADRADAS O RECTANGULARES

otros


León


Tabla 4.9. Clave identificativa para bacterias de aspecto ramificado

Característica

predominante

ASPECTO RAMIFICADO

Bacteria

filamentosa

GALO SPHAEROTILU

S N.

HONGOS

Tinción Gram + - -

Tinción Neisser

Tricoma

- - -

Tinción Neisser

gránulos

+ - -

Test gránulos de

azufre

NO NO NO

Otras inclusiones

celulares

PHB PHB GRANULOS

Diámetro tricoma 1 1-1.8 3-8

Longitud tricoma

(µm)

10-100 100-1000 300-1000

Morfología tricoma MICELIAL RECTOS,

LIGERAMENTE

CURVADOS

Localización

tricoma

EN FLOCULO Y

LIBRE

EXTENDIENDO

SE DESDE

FLOCULO

TODOS SITIOS

Septos celulares

visibles

NO SI SI

Constricciones

septos celulares

NO SI SI

Vaina NO SI NO

Crecimiento

epifitico

NO NO NO

Ancho celular (µm) 1 1-1.8 3-8

Largo celular (µm) 1.5-3 5-15

Morfología celular EXTREMOS

REDONDEADO

S


León


otros RAMIFICACION

VERDADERA

RAMIFICACION

FALSA, TIPO

ARBOL

LIGERAMENTE +

AL GRAM


Tabla 4.10. Clave identificativa para bacterias que normalmente acumulan gránulos de azufre

Característica

predominante

PRESENTAN AZUFRE NORMALMENTE

Bacteria

filamentosa

THIOTHRIX I THIOTHRIX II TIPO 0914

Tinción Gram +

-

- +

-

Tinción Neisser

Tricoma

- - -

Tinción Neisser

gránulos

+

-

+

-

-

Test gránulos de

azufre

SI SI NO

Otras inclusiones

celulares

PHB PHB PHB

Diámetro tricoma

(µm)

1.4-2.5 0.8-1.4 0.7-1

Longitud tricoma

(µm)

100-500 50-800 50-200

Morfología tricoma RECTOS,

LIGERAMENTE

CURVADOS

RECTOS,

LIGERAMENTE

CURVADOS

RECTOS,

LIGERAMENTE

CURVADOS

Localización

tricoma

EXTENDIENDOSE

DESDE FLOCULO

EXTENDIENDO

SE DESDE

FLOCULO

LIBRE

Septos celulares

visibles

SI SI SI

Constricciones

septos celulares

NO NO NO


León


Vaina SI SI NO

Crecimiento

epifitico

NO NO NO

Ancho celular (µm) 1.4-2.5 0.8-1.4 0.7-1

Largo celular (µm) 3-5 1-2 0.7-1

Morfología celular RECTANGULARE

S

RECTANGULARE

S

CUADRADAS

otros ROSETAS Y

GONIDIOS

ROSETAS Y

GONIDIOS

GRANULOS

CUADRADOS


Para llevar a cabo la identificación de las bacterias filamentosas en este

estudio, aparte de la observación microscópica en campo claro, como en

contraste de fases, se utilizó la técnica de tinción diferencial de Gram. Como se

describe anteriormente en la descripción de los materiales, éste método se

basa en la diferenciación de la tinción en las paredes celulares de acuerdo al

grado de permeabilidad de las mismas al disolvente aplicado.

Los filamentos Gram + se observan de color azul-violeta, y los Gram – de color

rosado.


León


5. RESULTADOS Y DISCUSION

5.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO

5.1.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS

ALACANT

Tabla 5.1. Caracteristicas macroscópicas H.A. Ponderación asignada

CARACTERISTICAS MACROSCÓPICAS / PONDERACIÓN

FECHA Turbidez Flóculos en

suspensión

Sedimentabilidad Olor

20/03/13 Alta / 0 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3

21/03/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3

25/03/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Media / 4.5 Correcto / 3



04/04/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Baja / 0 Correcto / 3




15/04/13 Baja / 9 Baja / 9 Alta / 9 Correcto / 3








León



Fuente y elaboración: Propia

Tabla 5.2 A. Características microscópicas H.A. Ponderación asignada

CARACTERISTICAS MICROSCÓPICAS / PONDERACIÓN

FECHA Forma Tamaño Estructura Textura

20/03/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4


25/03/13 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4

02/04/13 Irregular / 0 Pequeño / 4 Abierta / 0 Fuerte / 4




10/04/13 Irregular / 0 Pequeño / 4 Abierta / 0 Débil / 0




17/04/13 Irregular / 0 Pequeño / 4 Abierta / 0 Débil / 0








León


Tabla 5.2 B. Características microscópicas H.A. Ponderación asignada


FECHA Cobertura Filamentos en

floculo

Filamentos en

disolución

Diversidad de

protozoos

20/03/13 > 50% / 3.5 5 – 20 / 7 Alta / 0 < 4 especies / 0

21/03/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

25/03/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

02/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

03/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 > 7 especies / 13

04/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

05/04/13 > 50% / 3.5 5 – 20 / 7 Alta / 0 < 4 especies / 0

10/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 < 4 especies / 0

11/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0

15/04/13 > 50% / 3.5 5 – 20 / 7 Alta / 0 4 – 7 especies / 7

16/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0

17/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

19/04/23 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0

23/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0

25/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0

26/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

29/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7



León


5.1.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON

DE LEON

Tabla 5.3: Características macroscópicas R.L. Ponderación asignada

CARACTERISTICAS MACROSCÓPICAS - PONDERACIÓN

FECHA Turbidez Flóculos en

suspensión

Sedimentabilidad Olor

21/03/13 Media / 4.5 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3

05/04/13 Baja / 9 Baja / 9 Alta / 9 Correcto / 3


19/04/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Alta / 9 Correcto / 3



Tabla 5.4 A. Características microscópicas R.L. Ponderación asignada


FECHA Forma Tamaño Estructura Textura








León


Tabla 5.4 B. Características microscópicas R.L. Ponderación asignada


FECHA Cobertura Filamentos en

floculo

Filamentos en

disolución

Diversidad de

protozoos

21/03/13 > 50% / 3.5 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

05/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

10/04/13 > 50% / 3.5 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7

19/04/13 > 50% / 3.5 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7



5.2. EVALUACION CUALITATIVA Y CUANTITATIVA DE BACTERIAS

FILAMENTOSAS


ALACANT

Tabla 5.5. Bacterias filamentosas MBR H.A.

BACTERIAS FILAMENTOSAS

FECHA Relación de

filamentos

IRF (m/mL)

Especie

dominante

Especie

Secundaria

Parámetros

bioindicadores

asociados

20/03/13 65,625 Tipo 0211 Microthrix Parvicella

Turbidez en el

clarificado. Bajas

concentraciones de

oxígeno disuelto.

Influentes ricos en

grasas. pH > 7.

21/03/13 65,625 Tipo 0041 Tipo 0411 Turbidez en el

clarificado. Elevada


León


edad del fango.

Asociado a vertidos

industriales.

25/03/13 39,375 Microthrix

Parvicella Tipo 021N

Bajas

concentraciones de

oxígeno disuelto.

Influentes ricos en

grasas. pH > 7.

Deficiencia de

Nitrogeno.

02/04/13 26,25 Tipo 0211 - Turbidez en el

clarificado.

03/04/13 65,625 Nocardia sp. Tipo 0211

Elevada edad de

fango. Buena

aireación.

Compuestos

grasos en el

influente

04/04/13 91,875 Tipo 0041 -

Elevada edad del

fango, bajas cargas

másicas

05/04/13 65,625 Microthrix

Parvicella

Nostocoida Limicola

II

Baja carga másica.

Niveles bajos de

oxígeno disuelto.

Vertidos

industriales.

10/04/13 52,5 Tipo 021N Tipo 0041

Baja carga másica.

Elevada edad de

fangos. Afluentes

industriales bajos

en nitrógeno.

11/04/13 78,75 Tipo 0041 Tipo 0211

Turbidez en el

clarificado. Baja

carga másica.

Elevada edad de

fangos.

15/04/13 78,75 Nostocoida

Limicola I

Nostocoida

Limicola II

Bajas cargas

másicas. Baja

concentración de

oxígeno disuelto.

Vertidos


León



industriales.

16/04/13 91,875 Nostocoida

Limicola I -

Bajas cargas

másicas. Baja

concentración de

oxígeno disuelto.

Vertidos

industriales

17/04/13 39,375 Nocardia sp. Tipo 0211

Elevada edad del

fango. Turbidez.

Condiciones de

buena aireación.

19/04/23 52,5 Microthrix

Parvicella -

Bajas

concentraciones de

oxígeno disuelto.

Influentes ricos en

grasas. pH > 7.

Deficiencia de

Nitrogeno.

23/04/13 131,25 Tipo 021N Tipo 0211

Bajas cargas

másicas. Turbidez

en el clarificado

25/04/13 65,625 Nostocoida

Limicola II

Nostocoida

Limicola I

Baja carga másica.

Niveles bajos de

oxígeno disuelto.

Vertidos

industriales

26/04/13 91,875 Microthrix

Parvicella -

Bajas

concentraciones de

oxígeno disuelto.

Influentes ricos en

grasas.

29/04/13 65,625 Tipo 0211 -

Turbidez en el

clarificado.

Asociada a aguas

de origen industrial.


León


5.2.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS PILOTO DE RINCON DE LEON

Tabla 5.6. Bacterias filamentosas MBR R.L.


5.2.3. DESCRIPCION DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ENCONTRADAS

Nostocoida limícola I

La morfología de este organismo es ligeramente curvada y enrollada. Posee

un diámetro del tricoma entre 0.3 y 0.5 µm. Presenta una fuerte respuesta

Gram +.

Parámetros bioindicadores: Baja carga másica. Vertidos industriales. Eliminado

del sistema con tiempos de retención celular inferiores a los 4 días.


FECHA Relación de

filamentos

IRF (m/mL)

Especie

dominante

Especie

Secundaria

Parámetros

bioindicadores

asociados

21/03/13 78,75 Tipo 0041 Tipo 0092 Elevada edad de

fangos. Baja carga

másica.

05/04/13 65,625 Tipo 0581 Tipo 0411

Turbidez en el

clarificado. Elevada

edad del fango.

Asociado a vertidos

industriales.

10/04/13 65,625 Tipo 0041 -

Elevada edad de

fangos. Baja carga

másica.

19/04/13 39,375 Nostocoida

Limicola I -

Baja carga másica.

Niveles bajos de

oxígeno disuelto.

26/04/13 52,5 Nocardia sp. Tipo 0211

Elevada edad de

fango. Buena

aireación.


León


Figura 5.1. Nostocoida limicola I. 1000x, campo claro. Repuesta Gram +

Tipo 0211

Filamentos de forma curvada y doblada. Diámetro del tricoma entre 0.6 y 0.8

µm. Se extienden fuera del flóculo y no presenta vaina ni crecimiento adherido.

Respuesta intensa Gram -.

Parámetros bioindicadores: turbidez en el clarificado. Asociada a aguas

residuales de origen industrial.

Figura 5.2. Tipo 0211. 1000x, campo claro. Respuesta Gram -

Nostocoida limícola II

Filamentos torcidos o enrollados. Diámetro del tricoma entre 1.0 y 1.4 µm.

forma celular oval, semiesférica. Respuesta Gram -. Septos celulares visibles

así como las constricciones de dichos septos.


León


Parámetros bioindicadores: baja carga másica. Deficiencias de oxígeno en el

reactor. Característicos de vertidos industriales.

Figura 5.3. Nostocoida limicola II. 1000x, campo claro Respuesta Gram -

Tipo 0041

Filamentos ligeramente curvados. Diámetro del tricoma entre 1.2 y 1.6 µm.

Respuesta Gram -. La presencia de crecimiento epiftico importante puede

provocar que no se vean los septos celulares.

Parámetros bioindicadores: Asociados a altas edades del fango y bajas cargas

másicas.

Figura 5.4. Tipo 0041. 1000x, campo claro. Respuesta Gram –


León


Microthrix parvicella

Filamentos enrollados. Diámetro del tricoma entre 0.6 y 0.8 µm. No presenta

ramificaciones ni movilidad. Respuesta intensa a la tinción Gram +.

Parámetros bioindicadores: bajas cargas másicas. Influentes ricos en grasas.

Bajas temperaturas y pH > 7 siendo el óptimo 8.

Figura 5.5. Microthrix parvicella. 1000x, campo claro. Respuesta Gram +

5.3. EVALUACION CUANTITATIVA Y CUALITATIVA DE PROTOZOOS Y

METAZOOS


ALACANT

Tabla 5.7. Protozoos y metazoos MBR H.A

PROTOZOOS METAZOOS

FE

CH

A

Fla

gela

do

s

Am

eb

as

Ca

rnív

oro

na

dad

or

Carn

ívo

ro s

uc

tor

Bac

teri

ófa

go

na

da

do

r

Bac

teri

ófa

go

re

pta

nte

Bac

teri

ófa

go

sé

sil

Ro

tífe

ros

Nem

ato

do

s

An

éli

do

s

20/03/13 1 - - - - - - 2 - -


León


21/03/13 1 1 1 - - 1 - 2 - -

25/03/13 - - - - - 2 - 1 - -

02/04/13 - - 1 - - 1 - 2 - -

03/04/13 - 1 - 1 - 2 2 4 - -

04/04/13 - - - - - 3 - 2 - -

05/04/13 - 1 - - - 1 - 2 - 1

10/04/13 - - - - - 3 - 0* - -

11/04/13 - - - - - 3 - 0* - -

15/04/13 - - - - - 1 - 1 2 1

16/04/13 - - - - - - - 2 - -

17/04/13 - - - - - - - 2 2 -

19/04/23 - - 1 - - - - 1 - -

23/04/13 - - - - - 6 - 1 - -

25/04/13 - - - - - 1 - 1 - -

26/04/13 - - - - - 2 - 1 - -

29/04/13 - - - - - 3 2 2 - -

* Se observaron varios rotíferos muertos en la muestra

Fuente y elaboración: propia

Como se puede apreciar en la tabla 5.6, la mayor parte de microorganismos

hallados se encuentran entre ciliados bacteriófagos reptantes y rotíferos. En

base a esta relevante agrupación, podemos aseverar que las condiciones del

reactor biológico son óptimas, debido a que las especies sindicadas en cada

una de los grupos mencionados, tienen asociados parámetros bioindicadores

de buenos rendimientos en la depuración.

En los días 10 y 11, se observó una mortandad, especialmente de lecánidos, lo

que se atribuye a que ingresó algún compuesto de limpieza de características

un tanto tóxicas utilizado en la fábrica, que provoco este suceso.


León


5.3.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON

DE LEON

Tabla 5.8. Protozoos y metazoos MBR R.L

PROTOZOOS METAZOOS

FE

CH

A

Fla

gela

do

s

Am

eb

as

Carn

ívo

ro n

ad

ad

or

Carn

ívo

ro s

uc

tor

Bac

teri

ófa

go

na

da

do

r

Bac

teri

ófa

go

re

pta

nte

Bac

teri

ófa

go

sé

sil

Ro

tífe

ros

Nem

ato

do

s

An

éli

do

s

21/03/13 - - - - - - 3 4 - -

05/04/13 - 2 - - - 1 - 2 - -

10/04/13 - - - - - 1 1 3 - -

19/04/13 - - - - - 1 - 2 - -

26/04/13 - 1 - - - 2 - - - -

Fuente y elaboración: propia

Como se aprecia en la tabla anterior, la distribución de la microfauna muy

similar a las muestras tomadas del licor mezcla de Helados Alacant, nos

permite confirmar también, que el licor mezcla del MBR piloto de Rincón de

León, posee buenos rendimientos en la depuración, así como también una

elevada edad del fango.

5.3.3. DESCRIPCION DE ORGANISMOS REPRESENTATIVOS

ENCONTRADOS

A continuación se describen las características más relevantes y los

parámetros bioindicadores asociados a las especies más representativas

encontradas en las observaciones de ambos casos.

Arcella sp.

Esta ameba testácea fue observada con frecuencia. Presenta una testa

pequeña, dorsoventralmente aplanada y de perfil circular. La clave identificativa


León


es la abertura ventral centrada e invaginada, con una célula visible en su

interior.

Parámetros bioindicadores: en general, buenos rendimientos en la depuración.

Buena oxigenación y condiciones de nitrificación.

Figura 5.6. Arcella sp. 400x, campo claro

Carchesium polypinum

Este bacteriófago sésil fue observado en colonias ramificadas en varias

observaciones. Poseen pedúnculo ramificado y zooides ligeramente

acampanados. Presentan espasmodesmas discontinuos que permite la

contracción independiente de cada individuo en la colonia.

Parámetros bioindicadores: licor mezcla de muy buena calidad. Buena

oxigenación.

Figura 5.7. Carchesium polypinum. 200x, campo claro


León


Epistylis sp.

Organismo colonial, con pedúnculo ramificado. La colonia no es contráctil pero

los zooides pueden contraer el labio peristomal de forma independiente.

Parámetros bioindicadores: Media carga.

Figura 5.8. Epistylis sp. 400x, campo claro

Aspidisca cicada

Este bacteriófago reptante, es el organismo más representativo en este grupo,

debido a que aparece en gran parte de las muestras observadas. Posee un

lado dorsal abombado y ventral aplanado. Costillas en el lado dorsal y cirros en

el lado ventral.

Parámetro bioindicador: en general, característico de fangos bien estabilizados.

Figura 5.9. Aspidisca cicada. 400x, campo claro


León


Rotaria sp.

Uno de los metazoos más abundante en las muestras. De forma alargada,

color pardo, movimientos locomotores por plegamientos.

Parámetros bioindicadores: Elevadas edades de fango. Buena calidad de agua

tratada.

Figura 5.10. Rotaria sp. 100x, campo claro

Lecane sp.

Rotifero de cuerpo redondeado con caparazon externo. Movimiento por

contracciones.

Parámetros bioindicadores: Procesos muy estabilizados. Eficiencia en la

depuración.

Figura 5.11. Lecane sp. 200x, campo claro

Nematodos


León


Se observaron en algunas muestras, junto a rotiferos y aspidiscas en algunas

muestras. Son gusanos planos de importante tamaño. Su alimentacion se basa

en otros protozoos.

Parametros bioindicadores: Indicadores de una elevada edad del fango.

Figura 5.12: Nematodos. 100x, campo claro

Anélidos

Organismos vermiformes, muy activos. Poseen vacuolas de color rojo

Parámetros bioindicadores: altas edades del fango, buenos rendimientos en la

depuración.

Figura 5.13: Anélido. 100x, campo claro

5.4. ESTUDIO COMPARATIVO Y CORRELACION DE DATOS


León


Para llevar a cabo el estudio comparativo, se solicitaron los datos de las

analíticas realizadas en ambas plantas en los días que se realizó el análisis

microbiológico de las muestras (o cercanas a éstos).

En la siguiente tabla, tenemos la relación entre la categoría del fango obtenida,

a través del Índice de Fangos, la edad del lodo correspondiente a la fecha, y la

concentración en el reactor biológico.

Tabla 5.9: Comparación de datos analíticos con las categorías obtenidas MBR Helados Alacant

MBR H.A. Índice de Fangos (IF)

Edad del lodo (días)

SSLM (g/l)

20/03/13 Malo 15.32 6.05

21/03/13 Regular 15.32 7.5

25/03/13 Bueno 15.32 7.5

02/04/13 Regular 15.32 7.6

03/04/13 Regular 15.32 7.45

04/04/13 Bueno 15.32 7.5

05/04/13 Regular 15.32 7.5

10/04/13 Malo 15.32 5.65

11/04/13 Regular 15.32 5.65

15/04/13 Bueno 15.32 8.6

16/04/13 Regular 15.32 8.6

17/04/13 Regular 15.32 8.6

19/04/23 Regular 15.32 11.8

23/04/13 Regular 15.32 10.5

25/04/13 Regular 15.32 12.0

26/04/13 Regular 15.32 10.5

29/04/13 Regular 15.32 9.6

Media SSLM

8.38

Fuente: Datos analíticos MBR Helados Alacant Elaboración: Propia


León


Tabla 5.10: Comparación de datos analíticos con las categorías obtenidas MBR Piloto Rincón de León

MBR R.L. Índice de Fangos (IF)

Edad del lodo (días)

SSLM (g/l)

21/03/13 Bueno 40 9.4

05/04/13 Óptimo 44 6.65

10/04/13 Bueno 49 7.65

19/04/13 Bueno 58 7.3

26/04/13 Bueno 65 8.3

Media SSLM

7.86

Fuente: Datos analíticos MBR Piloto Rincón de León Elaboración: Propia

Claramente, se observa que en las muestras del MBR de Helados Alacant, al

tener una edad del lodo inferior al del MBR piloto de Rincón de León, la

categoría del lodo, como media, está en regular, mientras que en el otro caso

se tiene una categoría buena como media.

Como aclaración, la edad del lodo en la planta piloto de Rincón de León, es

bastante elevada y tiende a aumentar en el tiempo, debido a que está sometida

a un estudio de trabajo a una edad del lodo “infinita”, por lo que los operarios

suprimen la purga y aumentan dicha edad para los fines de su investigación.

Mientras que en la EDARi de Helados Alacant, la edad del lodo se mantiene

constante, debido a que ya tienen una frecuencia de purga establecida,

procurando tener en las mejores condiciones del licor mezcla en el reactor

biológico.

El reparto porcentual de protozoos y metazoos en el estudio, genera una

sensibilidad elevada a la hora de evaluar y controlar el proceso de depuración

en ambas plantas. Como se puede apreciar en las figuras 12 y 13, la

distribución media de los organismos encontrados, la predominancia de

rotíferos, como Rotaria sp y Lecane sp, y por el otro lado, de bacteriófagos

reptantes, como la Aspidisca sp y Euplotes sp, en base a las características

bioindicadoras de los mismos, dan fe de la estabilidad del sistema y la

eficiencia de depuración en ambos casos.


León



Figura 5.14. Reparto porcentual Protozoos y Metazoos MBR Helados Alacant


Figura 5.15. Reparto porcentual Protozoos y Metazoos MBR Rincón de León


León


6. CONCLUSIONES

El estudio del fango activo, así como de la microbiología del mismo, es una

técnica de control que otorga una eficacia y sensibilidad alta a la hora de

realizar un seguimiento al proceso biológico de depuración, como se ha visto

reflejado en el presente trabajo.

La aplicación de ciertos métodos, como el Índice de Fangos, Relación de

filamentosas, técnicas de cuantificación de protozoos, tinciones diferenciales;

ayudan en gran medida a la aplicación de la bioindicación para el control del

proceso biológico en el tratamiento de aguas, tanto industriales como de origen

urbano. Las principales ventajas que ofrecen estos métodos, entre otras, son la

rapidez y facilidad para aplicarlos en la rutina de trabajo en estaciones

depuradoras.

La similitud de los resultados obtenidos para ambos casos, se deben en gran

parte, a las condiciones estables de trabajo, que presentan una aireación

constante, concentraciones similares, niveles de pH en un rango óptimo (entre

7 y 8), una edad de lodos avanzada, aunque en este punto se notó una ligera

diferencia al correlacionar las categorías de fango determinadas por el Indice

de Fangos, pero como se definió con anterioridad, la planta piloto de Rincón de

León, se encuentra trabajando a edades de lodo infinitas, por lo que la

comparación se aplicó exclusivamente para demostrar la sensibilidad de la

categorización del mismo.

Para la aplicación de éste método de control, se recomienda programarlo, los

días que no se lleven a cabo analíticas de laboratorio, para así poder hacer el

seguimiento diario, con las analíticas realizadas, como con la observación

microbiológica y del fango activo, lo que proporcionará un control completo al

proceso de depuración biológica.


León


7. BIBLIOGRAFIA

Moro, P. (1998). Aparición de organismos filamentosos en fangos activos.

Ingeniería química. pág 97-106.

Trapote, A. (2012). Apuntes de clase. Módulo 4: Estaciones de

tratamiento. pág. 30, 31.

Estévez, F. (2005). Transferencia de tecnología sobre ejercicios

interlaboratorios en fangos activos como sistema de control de calidad en la

EDAR. Pág. 82-92.

BIOTEC (2002). Técnicas de bioindicación en depuradoras de aguas

residuales. pág. 2-4.

Grupo Bioindicación Sevilla (2008). Manual práctico para el estudio de

grupos bioindicadores en fangos activos. Capítulo 3. Tinciones, Capítulo 4.

Claves Identificativas, Capítulo 5. Técnica analítica

Carrillo, A. (2011). Trabajo fin de máster. EDARi Helados Alacant.

Subtítulo 2.2.2 Descripción de las etapas del proceso de la EDARI Helados

Alacant.

Esteban Peneles, G. (1989). Los protozoos ciliados como bioindicadores

en el tratamiento de aguas residuales. Tesis doctoral del Departamento de

Microbiología de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad

Complutense de Madrid.

Streble – Krauter (1987). Atlas de los microorganismos de agua dulce. La

vida en una gota de agua.

Garrido, A. Canals, M. Ramírez, J. y Castaneda, C. (1988). Seguimiento

práctico por microscopía de la formación de flóculos de fango activo en la

puesta en marcha de una depuradora de aguas residuales. Tecnología de

agua pag. 35-44.


León


ANEXOS

Anexo 1. Formatos de levantamiento de datos

FECHA: COD DE MUESTRA

GRUPO SPP OBS 1° CONT 2° CONT ind/ml ind/l %ind/l %GRUPO FUNC

pequeños

grandes

con teca

sin teca

Litonotus

Amphileptus

Hemiophrys

otros

Acineta

Podophrya

Tokophrya

otros

Colpoda

Uronema

Tetrahymena

Paramecium

Colpidium

Glaucoma

otros

Aspidisca

Acineria

Euplotes

Oxitrichia

Stentor

otros

Carchesium

Epistylis

Opercularia

V. microstoma

V. convallaria

Zoothanium

otros

Rotíferos

Nematodos

Anélidos

N° total sp

bacteriófago

sésil

EVALUACION DE LA MICROFAUNA

Densidad (No.

Total ind/L)

FLAGELADOS

AMEBAS

carnívoro

nadador

C

I

L

I

A

D

O

S

carnívoro

suctor

bacteriófago

nadador

bacteriófago

reptante

METAZOO


León


Fecha: COD DE MUESTRA

PESIMO MALO REGULAR BUENO OPTIMO

DECANTABILIDAD Y ESTADO FLOCULAR

IF: 0

IRF

MICROFAUNA PROTOZOARIA M/ML

0

0

0

CALIDAD PREVISIBLE DEL AGUA TRATADA

DATOS REALES DE SALIDA

PARAMETROS ASOCIADOS

SS DQO

DBO

EVALUACION FINAL DEL FANGO ACTIVADO

CONCLUSIONES

VALORACION CALIDAD FANGO

VALORACION AGUA DE SALIDA


DOMINANTE: 0

EFEC. SOBRE FLOCULO 0

CATEGORIA NUMERICA

SECUNDARIO: 0

OTROS: 0

PARAMETROS ASOCIADOS

REPARTO PORCENTUAL

0

RELACION FILAMENTOS

CILIADOS NADADORES

CILIADOS REPTANTES

CILIADO SÉSIL

METAZOOS

GRANDES FLAGELADOS

AMEBAS

Alicante España Julio 2013 · 2013-10-15 · Trabajo Fin de Máster “Bioindicación para el...

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