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Anestesia General en el caballo

ISABEL SANTIAGO LLORENTE, LETICIA GARCÍA COIRADAS, RAFAEL CEDIEL ALGOVIA, IGNACIO ÁLVAREZ GÓMEZ DE SEGURAServicio de Anestesia. Hospital Clínico Veterinaria.Facultad de Veterinaria. Universidad Complutense de Madrid

La mayoría de procedimientos quirúrgicos requie-ren el empleo de anestesia general pero, dadas las carac-terísticas de la especie equina, algunos de estos son rea-lizados en el campo mientras que otros, más complejos,requieren de un quirófano preparado que incorporauna máquina de anestesia general inhalatoria. De formagenérica, y a efectos prácticos, podemos diferenciardos tipos de técnicas anestésicas utilizadas en caballosque son la anestesia intravenosa y la inhalatoria. La pri-mera es, como se ha indicado, la técnica de elecciónen condiciones de campo aunque ello no implica queno pueda emplearse también en un quirófano debida-mente preparado. Independientemente de la técnicaempleada, la evaluación preanestésica del paciente, supreparación y premedicación son similares para ambascomo se describe a continuación. En este artículo sedescriben ambas técnicas anestésicas incluyendo losprotocolos y consideraciones más habituales.

• Evaluación clínica y preparación del paciente:En todo caballo que vaya a ser sometido a una

anestesia se debe realizar una exploración clínicacompleta que incluya parámetros básicos como la fre-cuencia cardiaca y respiratoria, tiempo de rellenocapilar, calidad de pulso, temperatura y motilidadintestinal, además de una analítica sanguínea queincluya los valores más significativos de hematologíay bioquímica. El caballo debe permanecer en ayunas12 horas antes del procedimiento quirúrgico, no res-tringiendo en ningún caso el aporte de agua, en casode potros lactantes no se limitará la ingesta de leche.Dado que todos los sedantes y anestésicos parentera-les se administran por vía intravenosa (salvo rarísimasexcepciones), se debe colocar un catéter intravenosopara facilitar la administración de estos ó de otros fár-macos que fueran necesarios en caso de complicacio-nes, así como para la aplicación de fluidoterapia. Lavía de elección en el caballo es la vena yugular, colo-cando en la misma un catéter de 12-16 G, fijado pormedio de puntos de sutura ó pegamento orgánico. Esrecomendable la retirada de las herraduras previa a la

cirugía, así como el enjuague de la boca para evitarposibles arrastres de comida a la traquea en el momen-to de la intubación (para la anestesia inhalatoria).

Premedicación:

Normalmente persigue la sedación del animalmediante la administración de fármacos que se admi-nistran antes de la inducción y mantenimiento anes-tésicos. Su objetivo es facilitar el manejo del caballo,mejorar la calidad de la inducción y de la recupera-ción, permitir la disminución la cantidad de otros fár-macos y prevenir las reacciones de tipo excitatorioque inducen ciertos anestésicos. Dos grupos farmaco-lógicos engloban a los sedantes más utilizados:

• Fenotiacinas (acepromacina; Calmo Neosan))Proporciona una tranquilización suave sin produ-

cir ataxia y es particularmente útil en caballos ner-viosos. Entre sus efectos secundarios destaca su poten-te efecto hipotensor por lo que está contraindicadoen caballos hipovolémicos o deshidratados. Provocaprolapso de pene y ocasionalmente priapismo.

• Agonistas de los receptores adrenérgicos alfa-2(xilacina, detomidina, romifidina)

Fig. 1. Instalación de un catéter en la yugular en un animaladulto. La implantación debe realizarse en condiciones

asépticas y con una fijación segura. Los fármacosanestésicos y fluidos se administrarán por esta vía.

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Además de producir una sedación profunda tam-bién tienen propiedades analgésicas.

Producen ataxia, bradicardia típica con apariciónde bloqueo de primer o segundo grado, y un aumen-to inicial de la presión arterial con disminución de lamisma posteriormente. Son muy utilizados en la pre-medicación previa a la anestesia con ketamina ó bar-bituricos.

ANESTESIA INTRAVENOSA

Es la más difundida en caballos debido a su bajocoste y mayor sencillez de aplicación así como por-que no se necesitan equipos especiales para su admi-nistración, a diferencia de la anestesia inhalatoria querequiere conocimientos más amplios de la técnicaanestésica así como un equipamiento de coste eleva-do. Debido a estas características, este tipo de anes-tesia es la más utilizada por los clínicos de campo parala realización de procedimientos quirúrgicos meno-res y de corta duración.

Inducción y mantenimiento anestésico

Una vez administrado el agente sedante se proce-derá a realizar la inducción y posteriormente el man-tenimiento anestésico. En procedimientos muy cortospuede ser suficiente la anestesia lograda con el agen-te inductor. Aunque existen muchos anestésicos inyec-tables empleados en los caballos, se utilizan casi exclu-sivamente los barbitúricos, los agentes disociativos ylos relajantes musculares de acción central (guaifene-sina). Se han utilizado otros fármacos, experimental-mente ó en casos muy concretos, y aunque puedenpresentar ciertas ventajas sobre los agentes "clásicos",por diversos motivos no se ha extendido su utilización.

• Barbitúricos: El más utilizado es el tiopental sódi-co. Es un anestésico de acción ultracorta que propor-ciona unos 10 minutos de anestesia que suele ir acom-pañada de una recuperación con atáxia y excitación.No tiene propiedades analgésicas y produce una pro-funda depresión del SNC, depresión respiratoria ehipotensión pero estos efectos nosuelen tener consecuencias en elcaballo sano y a la dosis apropiada.Las principales complicaciones quepresentan son la sobredosificaciónpor una estimación incorrecta delpeso y estado del animal, que puedeproducir una recuperación de malacalidad, apnea y depresión cardio-vascular. La extravasación del pro-ducto puede producir necrosis porsu pH elevado. Se suele utilizar encombinación con otros anestésicosy/ó sedantes y existen varios proto-colos de uso como por ejemplo:

• Tiopental (5-6 mg/kg) + guai-fenesina (25-100 mg/kg)

Se recomienda la administraciónprevia de acepromacina (0,03mg/kg) ó un agonista de los recepto-

res alfa-2 a dosis bajas (xilacina 0,5 mg/kg, detomidi-na 0,01 mg/kg, romifidina 0,05 mg/kg). Método deadministración: la guaifenesina se infunde rápidamen-te hasta que el caballo comience a presentar ataxia.En este momento se administra tiopental sódico enbolo produciendo un derribo suave. También se puederealizar la inducción infundiendo guaifenesina al 10%(500ml), a la que se habrá añadido 2,5 g de tiopentalsódico, y hasta la caída del caballo. Se puede prolon-gar el efecto anestésico administrando dosis sucesivasde guaifenesina y tiopental pero no se recomiendaexceder los 100 mg/kg de guaifenesina y 10 mg/kg detiopental porque la recuperación será prolongada y demala calidad.

• Tiopental 5-6 mg/kg + xilacina 1mg/kg, detomi-dina 0,02 mg/kg ó romifidina 0,1 mg/kg.

Se debe administrar primero el agonista de los recep-tores alfa-2 y esperar hasta que haga efecto (normal-mente 5 min). En este momento se administrará el tio-pental sódico en bolo y el caballo cae suavemente en

1-2 min. Se puede prolongar el efec-to anestésico mediante la administra-ción de dosis sucesivas de tiopentalsin llegar a exceder los 11 mg/kg.

• Anestésicos disociativos: Inclu-yen la ketamina y la tiletamina, éstaúltima comercializada como unacombinación de una benzodiacepi-na (zolacepam) con el nombre deZoletil (Virbac). Producen una anes-tesia caracterizada por catalepsia,rigidez muscular y analgesia. Losefectos depresores del sistema cardio-vascular son menores que los produ-cidos por los barbitúricos. El patrónrespiratorio típico producido porestos agentes es el apnéusico carac-terizado por una serie de inspiracio-nes seguidas de una pausa espirato-ria prolongada. Producen una buena

Fig. 2. Caballo sedado antes de realizar la inducción de laanestesia. El aspecto del animal sedado con agonistas alfa-

2 adrenérgicos, incluye el cuello, belfo y orejas caídas,cierto balanceo y prolapso de pene en los machos.

“En todo caballo quevaya a ser sometido auna anestesia se debe

realizar unaexploración clínica

completa que incluyaparámetros básicoscomo la frecuencia

cardiaca yrespiratoria”

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analgesia pero no se deben utilizar como únicos agen-tes en la inducción de la anestesia porque producensobreexcitación, rigidez muscular y temblores.Para evi-tarlo se recomienza premedicar antes de su administra-ción con un agonista de los receptores alfa-2, benzo-diacepinas, guaifenesina ó una combinación de estos.

• Ketamina 2 mg/kg + xilacina 1 mg/kg ó Deto-midina 0,02 mg/kg ó Romifidina 0,1 mg/kg.

Se administrará en primer lugar el fármaco agonis-ta de los receptores alfa 2, seguido, tras observar elefecto sedante en unos 5 min con la cabeza típica-mente caída, de ketamina en bolo. El caballo debeestar en un ambiente tranquilo evitando movimientosbruscos ó ruidos en esta fase. Se puede mantener laanestesia mediante la aplicación de distintos agentesinductores. Se puede añadir a este protocolo la admi-nistración de diacepam (0,01-0,2 mg/kg) pudiendomejorar la relajación muscular, sobre todo en caballosnerviosos ó en un ambiente ruidoso.

• Ketamina 2 mg/kg + xilacina 0,5 mg/kg ó deto-midina 0,01 mg/kg ó romifidina 0,05 mg/kg + Guai-fenesina 25-50 mg/kg.

El agonista de los receptores alfa-2 se administrahasta que haga efecto, a continuación se infunde laguaifenesina hasta que se produce una ataxia mode-rada seguida de ketamina en bolo. Se puede mante-ner la anestesia mediante la aplicación de ketamina(0,2 mg/kg) y guaifenesina (5 mg/kg).

• Ketamina 2 mg/kg + xilacina 0,5 mg/kg ó Deto-midina 0,01 mg/kg ó Romifidina 0,05 mg/kg + Guai-fenesina 25-50 mg/kg + diacepam 0,05 mg/kg.

Muchos clínicos utilizan esta combinación rutina-riamente ya que consideran que produce una induc-ción anestésica más adecuada. Se administra el ago-nista de los receptores alfa-2 hasta efecto, acontinuación se infunde la guaifenesina seguida deldiacepam y por último la ketamina. Se puede mante-ner la anestesia mediante la aplicación de ketamina(0,2 mg/kg) y guaifenesina (5mg/kg).

Triple goteoEs la técnica de anestesia general intravenosa más

utilizada porque permite prolongar la anestesia duran-

te un tiempo prolongado y es muy segura. Es, comose ha visto anteriormente, una combinación de un ago-nista de los receptores alfa-2, guaifenesina y ketami-na. Aunque estos tres fármacos tiene un efecto mode-radamente acumulativos si se administran de formarepetida, sobre todo la guaifenesina, se ha observadoque esta técnica es muy útil y segura en el manteni-miento de la anestesia de corta duración en caballossiendo muy utilizada para procedimientos de campo.Es recomendable su aplicación en cirugías de dura-ción menor a dos horas. La depresión cardiovasculary respiratoria que produce es moderada, las condicio-nes quirúrgicas son buenas y la recuperación suele serbuena y suave. Método de administración: la preme-dicación e inducción se realiza según el protocolohabitual, a continuación se infunde una solución cons-tituida por 500 ml de guaifenesina al 10% a los quese añade 1 g de ketamina y 10 mg de detomidina ó500 mg de xilacina. La velocidad de infusión es apro-ximadamente de 1 ml/kg/hora aunque normalmentese requiere un poco más de rapidez durante los 10-15primeros minutos.

ANESTESIA INHALATORIA

En los procedimientos quirúrgicos de media y largaduración el uso de anestesia inhalatoria resulta másadecuado debido las ventajas inherentes que propor-cionan los anestésicos inhalatorios frente a los paren-terales. La administración de anestésicos por esta víafacilita el rápido y fácil ajuste de la profundidad anes-tésica, aunque en estas especies, y debido fundamen-talmente a su masa corporal y a alteraciones de dis-tribución y perfusión sanguínea en situaciones dedecúbito, son ajustes relativamente más lentos que enotras especies animales. Otra ventaja fundamental esque nos proporcionan un tiempo de recuperación rela-tivamente más corto frente a otras técnicas parente-rales. Sin embargo, los anestésicos inhalatorios noestán desprovistos de efectos secundarios no desea-bles, y la sobredosificación produce depresión car-diovascular o respiratoria entre otros efectos. Tal vez,el mayor inconveniente de esta técnica anestésica

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Fig. 3. Intubación endotraqueal ciega. Se debe traccionarde la lengua hacia un lado para facilitar la intubación. Hay

que esperar el momento de máxima inspiración paraintroducir el tubo convenientemente colocado y lubricado.

Fig. 4. Caballo tras la inducción e intubación. Obsérvesela colocación de un abrebocas entre los incisivos asícomo las protecciones sobre los cascos para evitar

lesiones durante el derribo.

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radique en la necesidad de equiposanestésicos especiales, así comoconocimientos técnicos avanzadosen anestesiología y fisiología.

PremedicaciónLos fármacos sedantes de elec-

ción son los agonistas de los recep-tores adrenérgicos alfa-2 como laxilacina, detomidina o romifidina, yadescritos en las técnicas de aneste-sia parenteral. Algunos autores admi-nistran además la benzodiacepinadiazepam (IM o IV) como coadyu-vante con el fin de proporcionar una mayor relajaciónmuscular y, por tanto, una inducción anestésica mássuave y una intubación más fácil.

Inducción anestésicaSe realizará como se ha descrito previamente en la

anestesia intravenosa. El fármaco más comúnmenteempleado es la ketamina a dosis de 2,2 mg/kg o las yacomentadas alternativas que incorporan guaifenesina.

Intubación endotraquealUna vez inducida la anestesia se procede a la intu-

bación endotraqueal. Los tubos endotraqueales vie-nen identificados en relación a su diámetro interior(15 - 30 mm). La intubación en el caballo es un pro-cedimiento que se realiza “a ciegas”. El método aseguir consiste en colocar un abre-bocas entre los inci-sivos, tras lo cual se extiende la cabeza y cuello delanimal (hasta formar un ángulo de 100 – 120 º) y sehace pasar el tubo (lubricado con gel hidrosoluble)sobre la base de la lengua hacia la faringe; la ligeraconcavidad del tubo debe dirigirse hacia el dorso delanimal. Alcanzada la zona laríngea el paciente puededeglutir. Deberemos extraer ligeramente el tubo e

introduciremos el tubo durante lainspiración realizando un movi-miento de rotación a medida queavanzamos hacia la laringe y trá-quea. Una vez situado el mismo severifica por la salida de aire durantela espiración. Una vez colocado eltubo endotraqueal, se infla el man-guito y se comprueba que no exis-ten fugas. Es importante evitar inflar-lo en exceso para prevenir traqueitis,necrosis de la mucosa traqueal oincluso rotura traqueal con el consi-guiente enfisema subcutáneo, por lo

general en un paciente de 500 Kg son suficientes 50-100 ml de aire, pero depende mucho del grado deajuste del tubo a la traquea. Finalmente, el tubo endo-traqueal se conecta al sistema anestésico.

En potros se colocan los tubos a través de los ori-ficios nasales, introduciendo “a ciegas” un tubo endo-traqueal suficientemente estrecho. Este procedimien-to es también útil en adultos porque deja libre elacceso oral y a laringe. En ocasiones el diámetro estre-cho del tubo no permite el sellado efectivo de la tra-quea y provoca un estrechamiento de la vía aérea; noes pues una técnica de rutinaria en animales adultos.

Mantenimiento de la anestesiaPara suministrar la mezcla anestésica (normalmen-

te oxígeno + anestésico inhalatorio) al caballo se uti-liza un circuito anestésico semicerrado circularconectado al tubo endotraqueal mediante una piezaen ‘Y’. En este tipo de circuito el flujo está dirigido porválvulas unidireccionales en las ramas espiratoria einspiratoria. Esto provoca que los gases espirados seanempujados en forma continua en una sola direcciónatravesando la cal sodada. En caballos se emplea unreservorio de cal sodada de 5- 10 litros y un balón dereserva, cómo mínimo, de cinco veces el volumencorriente (15- 30 litros).

Antes de cada procedimiento anestésico, la máqui-na de anestesia debe revisarse para verificar que elvaporizador tiene un nivel adecuado de anestésico,comprobar, y en lo posible cuantificar, la existenciade fugas. Esta comprobación se realiza mediante laoclusión de la pieza en ‘Y’ que conecta el tubo endo-traqueal, cerrando la válvula espiratoria y limpiandoel sistema con un flujo alto de oxígeno, si se mantie-ne la presión indica que el sistema no tiene fugas Asi-mismo se comprobará la disponibilidad y presión ade-cuada de oxígeno en la botella o circuito de gases yque la cal sodada del sistema tiene menos de 6 horasde uso.

El aporte de oxígeno al paciente se establece entre8 y 10 ml /kg/ min, es decir, entre 4,5 y 5 L para unpaciente de 500 Kg. Además se deberá aportar suple-mentariamente el caudal necesario para compensarlas fugas de gases. Estas fugas se comprueban de unmodo sencillo; se observaría que en un periodo devarios ciclos respiratorios, la concertina (el equivalen-te al balón en ventilación controlada) o el balón reser-vorio en ventilación espontánea, irían perdiendo volu-

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Fig. 5. La elevación y traslado del caballo a la mesa deoperaciones debe realizarse con las debidas

precauciones para evitar lesiones al paciente y habiendoconseguido un plano anestésico suficiente.

“La anestesiaintravenosa es la másdifundida en caballos

debido a su bajocoste y mayor

sencillez deaplicación”

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men durante la pausa espiratoria. Durante los prime-ros minutos deberá mantenerse el porcentaje de vapo-rización alto, en el caso del isoflurano al 5%, y unosflujos de gas portador (oxígeno) igualmente elevados,8-10 l/min. De este modo aseguramos que el aportede anestésico compensa la captación por los tejidosdel paciente, ya que de lo contrario la concentracióninspirada disminuiría significativamente dentro del cir-cuito y el animal podría aligerar su plano anestésicoy despertarse. Una vez que desaparece el reflejo pal-pebral por completo se puede disminuir el porcenta-je de gas proporcionado por el vaporizador pero ellorequiere tiempos mucho más prolongados que en ani-males de pequeño tamaño. Ello quiere decir que elvaporizar marcará concentraciones mucho más eleva-das (3-5%) y durante largos periodos (1-2 h) y a dife-rencia de lo que ocurriría en pequeños animales. Elplano anestésico debe comprobarse periódicamentevalorando los reflejos oculares de modo que el refle-jo palpebral esté abolido, pero se mantenga el corne-al. El mantenimiento de la fracción inspirada de anes-tésico se ve facilitada si podemos disponer de unmonitor de gases espirados.

Como anestésicos pueden emplearse el halotano,isoflurano o sevoflurano, adecuando las concentracio-nes anestésicas al valor de referencia o concentraciónalveolar mínima (CAM):

Anestésico CAM (%) caballoHalotano 0,9Isoflurano 1,3Sevoflurano 2,3

La Concentración alveolar mínima (CAM) de unanestésico, es la mínima concentración inspirada (medi-

da a presión atmosférica de 760 mmHg.) que impide larespuesta voluntaria a un estímulo doloroso supramá-ximo en el 50% de los animales sometidos a la misma.Es una unidad que nos permite establecer un patrónsobre la potencia de los anestésicos inhalatorios. Amayor CAM, menor potencia, siendo por lo tanto elhalotano el anestésico inhalatorio más potente.

La administración de sedantes o algunos analgé-sicos en la premedicación o intraoperatoriamentepueden reducir la CAM, o lo que es lo mismo aumen-tan la potencia relativa del anestésico en ese pacien-te y procedimiento. Debemos considerar que opiáce-os como la morfina, no siempre producen este efectoen los equinos, por lo que se deben evitar las dosisaltas de opiáceos durante la premedicación.

Anestésicos inhalatoriosPor lo general son líquidos que se evaporan con

facilidad y permiten alcanzar concentraciones devapor elevadas a temperatura ambiente y presiónatmosférica. Para controlar la cantidad de anestésicoliberada al circuito, se utilizan los vaporizadores. Porejemplo, en condiciones normales de presión atmos-férica y temperatura (20ºC) la presión de vapor del Iso-flurano es aproximadamente del 32% mientras que lacantidad que debemos administrar al paciente duran-te los minutos iniciales no supera el 5%, razón por lacual empleamos vaporizadores que regulan la concen-tración suministrada. Veremos a continuación algunascaracterísticas de los principales.

• Halotano: Tiene una CAM es de 0,9% por lo queuna concentración alveolar del 1-1,5% suele ser sufi-ciente para mantener la anestesia durante la cirugía, sibien existe gran variabilidad individual. Debemosrecordar de nuevo que la concentración marcada en el

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Tabla 1. Dosis de los fármacos más utilizados en anestesia de caballos

Fámaco Nombre comercial*Concentración

(mg/ml)Dosis

(mg/kg)V?

500 kg(ml)

Sedantes

Acepromacina Calmoneosan 5 0,03 IV-IM 1-10

Detomidina (premed.) Domosedan 10 0,01 IV 0,5

Detomidina (sedaci?) Domosedan 10 0,02 IV 1

Romifidina (premed.) Sedivet 10 0,1 IV 5

Romifidina (rec. Anest.) Sedivet 10 0,008 IV 0,4

Xilacina (premed.) Xilagesic 20% 200 1,1 IV 2,75

Xilacina (sedaci?) Xilagesic 20% 200 0,5-1,1 IV 1,25-2,75

Diacepam Valium 5 0,01-0,2 IV 1-2

Agentes inductores

Ketamina Imalgene 100 2,2 IV 11

Tiopental Pentotal 50 5-6 IV 5-10

Tiopental(coadyuvante de la inducci?)

Pentotal 50 0,5-1 IV 5-10

Guaifenesina (relajante musc.) Myolaxin 150 25-100 IV 83-333

Analgésicos

Butorfanol Torbugesic 10 0,05-0,2 IV 2,5-5

Meloxicam Metacam 20 0,2 IV 5

Fenilbutazona Butasyl 200 4 IV 10

Flunixin meglumine Flunex, Meflosyl, Finadyne 50 1,1 IV 11

Dexametasona Resdex 2 0,04 IV 10

Soporte cardiovascular

Adrenalina Adrenalina Braun 1 0,003 IV 1,5

Dobutamina Dobutamina 25 0,5-5,0 _g/kg/min IV 20-200/min

Atropina Atropina Braun 1 0,01 IV 5

Otros

Doxapram Docatone 20 0,44 IV 11

Tabla 1. Dosis de los fármacos más utilizados en anestesia de caballos

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vaporizador puede ser significativa-mente superior, especialmente alprincipio de la anestesia (2-2,5%)debido a la captación de anestésicopor el animal. Produce depresión dela contractilidad miocárdica e hipo-tensión. Sensibiliza el corazón fren-te a las arritmias inducidas por cate-colaminas. Causa depresión de loscentros respiratorios, reduciendo larespuesta al incremento del dióxidode carbono, disminuyendo el volu-men corriente y la frecuencia respi-ratoria.

• Isoflurano: en la actualidad esel fármaco más utilizado en aneste-sia inhalatoria en caballos. Su CAMse acerca al 1,3%, por lo que con una fracción espira-da cercana al 1,5-1,8% puede ser suficiente para man-tener la anestesia durante la cirugía. Es menos solubleque el halotano en la sangre y tejido adiposo, por loque la inducción y recuperación son más rápidas,representando una ventaja en esta especie. Causamenor depresión miocárdica que el halotano y, comoel sevoflurano, no sensibiliza al corazón a las arritmiasinducidas por catecolaminas. Produce una depresiónrespiratoria ligeramente más potente que el halotano.La principal diferencia de ambos es que la práctica tota-lidad del isoflurano se elimina del organismo por víapulmonar; muy poca cantidad se metaboliza en el híga-do y elimina renalmente, esto proporciona unas recu-peraciones mucho mas cortas y que afectan en menormedida a la función hepática y renal.

• Sevoflurano: Con una CAM próxima al 2,5%,posee características depresoras cardiovasculares yrespiratorias similares al isoflurano. Es menos solubleen sangre y tejido adiposo que el isoflurano, consi-guiendo una inducción más rápida que con isoflura-no, y más aun que con el halotano. Por ello podemoscorrer un mayor peligro de sobredosificación. Su eli-minación acelerada conduce a recuperaciones disfó-ricas con desorientación, violencia e incoordinación,durante el periodo de recuperación. Esto ocurre enmenor medida con el isoflurano. En ambos casos esrecomendable la administración de sedantes agonis-tas de los receptores alfa-2 durante la recuperación.

Monitorización del pacienteDurante el mantenimiento de la anestesia es impor-

tante monitorizar una serie de parámetros que ofre-cen información relevante sobre la situación delpaciente, así entre otros destacan:

Monitorización del sistema car-diovascular

El objetivo principal de la anes-tesia es mantener una plano anesté-sico adecuado al procedimiento qui-rúrgico pero al mismo tiempopreservar las funciones fisiológicas,especialmente las más importantes.Una buena perfusión tisular que

garantice un aporte adecuado de oxígeno es una deellas y esta depende en gran medida del gasto cardia-co por lo que su determinación sería idónea. Desgra-ciadamente, medir este parámetro resulta difícil y uti-lizan otros parámetros, indirectos, para conocer elestado de perfusión tisular.

Pulso: Debe valorarse antes y después de la anes-tesia, así como regularmente durante la misma. En elcaballo existen varias arterias periféricas que se pal-pan bien como la arteria facial (es la que se utilizacon más frecuencia en la monitorización), metatarsia-na, facial tranversa, digital y metacarpiana. La calidaddel pulso aporta información acerca del estado de lacirculación periférica e, indirectamente, sobre la con-tractibilidad cardiaca. Puede ser débil cuando se pro-duce una fuerte vasoconstricción como ocurre inme-diatamente después de la administración de alfa-2agonistas ó catecolaminas, aunque en estos casos lapresión arterial es elevada.

Color de las membranas mucosas: El color de lasmucosas y el tiempo de llenado de estas, aporta infor-mación sobre el grado de oxigenación y el estado de laperfusión periférica. En los caballos se usa principal-mente la mucosa gingival. El tiempo de llenado debeser inferior a los 2 segundos; tiempos superiores se aso-cian con una perfusión periférica inadecuada. La inter-pretación del color de las mucosas es subjetiva pero dauna buena aproximación al estado de la perfusión peri-férica y funcionalidad cardiaca.

Presión arterial: Aporta buena información, aun-que indirecta, sobre el estado del sistema cardiovas-cular. Es, junto con el pulso y la respiración, el pará-metro más importante que hay que monitorizar. Unincremento agudo de la presión arterial podría ser indi-cativo de un insuficiente plano anestésico por respues-

ta a la cirugía. La hipotensión estáasociada a un aumento de la inci-dencia de miopatía, por lo que sedebe mantener la presión arterialmedia por encima de 70 mmHg. Paramedir la presión arterial directamen-te (método invasivo) se debe colocarun catéter en una arteria, (en loscaballos se utiliza la facial, facialtransversa ó la metatarsiana) estecatéter se conecta a un prolongador

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Fig. 6. Colocación de los electrodos para la monitorización delelectrocardiograma durante la anestesia. Normalmente el tercer electrodo se

coloca en la espalda del animal.

“Las complicacionesmás frecuentes en laanestesia del caballoson la hipotensión y

la hipoxemia”

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lleno de solución salina hepariniza-da (5 UI/mL) que irá conectado a suvez a un transductor electromecáni-co y conectado a un monitor de pre-sión arterial. Este sistema nos propor-ciona los valores de presión sistólica,diastólica, media y/o la onda de pre-sión en pantalla.

Electrocardiografía: Aportainformación sobre la normalidad dela actividad eléctrica del corazón.Los cambios en el ritmo cardiaco oen la configuración de las ondas pue-den ir asociados a anormalidades cir-culatorias o de oxigenación. En gene-ral los cambios en el ECG tambiénpueden ir asociados a alteracionessistémicas (por ejemplo, la onda Tpuede cambiar si se produce hipo-xemia ó desequilibrios electrolíticos)o de condiciones intrínsecas del músculo miocárdicoo del estado del sistema nervioso autónomo (dolor,predominancia simpática…). En grandes animales espreferible utilizar electrodos de pinza (‘cocodrilos’).Para ello debemos aplicar previamente gel conductorsobre el lugar de colocación. El emplazamiento pre-ferente de los mismos, para una derivación unipolares en el cuello, pecho y espalda.

Monitorización del sistema respiratorioVentilación: Se debe supervisar el movimiento res-

piratorio de la pared torácica y del balón del circui-to anestésico ó concertina (en caso de ventilaciónmecánica), ya que la disparidad entre ellos indica obs-trucción de la vía aérea o desconexión. También esimportante controlar la frecuencia respiratoria (> 4respiraciones por minuto).

Capnografía: La lectura del dióxido de carbono alfinal de la espiración sirve como guía para inferir laconcentración arterial de CO2. La muestra se obtienenormalmente del tubo endotraqueal de forma continua.Durante la espiración, se produce una elevación conuna pendiente muy pronunciada, seguida de una zonade meseta o con una inclinación poco pronunciada que

corresponde con el gas alveolar ycuya concentración de CO2 es unreflejo muy aproximado de la con-centración en sangre. Después apare-ce una caída brusca de los niveles deCO2 durante la inspiración de gasfresco. Cuando la concentracióncorriente final es elevada es indicati-vo de una función respiratoria insufi-ciente para excretar todo el dióxidode carbono producido. Durante laventilación asistida (ventilación inter-mitente con presión positiva, IPPV) lacapnografía sirve para ajustar losparámetros óptimos del mismo.

Pulsioximetría: Es un método noinvasivo de medir la saturación dela hemoglobina, es sensible en ladetección de cambios en la oxigena-ción arterial. Se debe colocar en la

lengua, en labios no pigmentados ó septo nasal. Lasaturación debe permanecer por encima del 95%.

Gasometría: El análisis de gases sanguíneos no esun procedimiento rutinario. Se debe realizar preferi-blemente con sangre arterial tomada en condicionesanaeróbicas.

Monitorización básica en condiciones de campo:El procedimiento de monitorización anteriormentedescrito sería ideal porque nos permite un control bas-tante preciso sobre la función cardiovascular y respi-ratoria, aunque en condiciones de campo no vamos adisponer de los medios necesarios para realizarla. Enestos casos, se debe aplicar una monitorización bási-ca que consiste en la observación permanente delpatrón respiratorio, palpación regular del pulso paracomprobar su calidad, regularidad y frecuencia y colo-ración de las membranas mucosas. Se debe disponersiempre de una vía venosa permeable para la admi-nistración rápida de sueros ó fármacos. Es muy reco-mendable tener disponible un equipo para revertir laapnea que suele ser la complicación más frecuente,este equipo consistiría en un tubo endotraqueal, conuna válvula de demanda (Hudson) y una botella deoxígeno pequeña.

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Fig. 7. Maquina anestésica para caballos. Fig. 8. Línea arterial en la Arteria Metatarsiana, paramonitorización de la presión arterial invasiva. Otra vía

común es la arteria facial.

“La mayor parte delos problemas que sedesarrollan durante la

anestesia se hacenevidentes en el

periodo derecuperación siendo

las miopatías yneuropatías las más

comunes”.

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Profundidad de la anestesiaPuede ser monitorizada indirec-

tamente mediante la observación dela posición del ojo, respuesta al refle-jo palpebral y corneal, grado de rela-jación muscular y ausencia de movi-miento ante un estímulo doloroso.La monitorización de la presión arte-rial, frecuencia cardiaca y respirato-ria también puede ser utilizada comométodo indirecto para determinar laprofundidad de la anestesia, peroningún signo valorado es un indica-dor claro de la misma. La concen-tración alveolar de agente anestési-co determina la profundidad de laanestesia. La dosis de agente volátilnecesaria para una intervención qui-rúrgica es reducida por los fármacosutilizados en la premedicación y enla inducción debido al efecto depre-sor sobre el SNC. Después de la pre-medicación y la inducción una concentración alveo-lar de 1,2- 1,5 CAM es suficiente para la mayoría delos procedimientos quirúrgicos.

Frecuencia cardiaca 30-45Presión arterial media 70-100Tiempo de llenado capilar <2 sFrecuencia respiratoria 6-20Capnometría 35-45 mmHgPaO2 >100Temperatura 38-39Reflejo corneal positivo

Complicaciones AnestésicasLas complicaciones más frecuentes en la anestesia

del caballo son la hipotensión y la hipoxemia. Todos losanestésicos inhalatorios producen hipotensión y en loscaballos es, probablemente, una de las principales cau-sas de riesgo anestésico. Consideramos que el pacien-te está hipotenso cuando presenta una presión arterialmedia inferior a 60 mmHg. El protocolo de tratamien-to de la hipotensión consiste en reducir el plano anes-tésico (si se puede), incrementar el ritmo de adminis-tración de fluidos durante la anestesia, recurrir afármacos simpaticomiméticos como la dobutamina (1-5 µg/ Kg/ min). Durante la anestesia debemos aportaruna mezcla rica en oxígeno (>30%) para evitar situa-ciones de hipoxemia. Además, debemos garantizar unaventilación adecuada, que garantice la oxigenación dela sangre, así como una función cardiovascular adecua-da, que permita que la sangre oxigenada llegue a lostejidos, especialmente aquellos situados en zonas decli-ve. La acidosis respiratoria producida por hipoventila-ción (dióxido de carbono corriente final > 45 mmHg)es frecuente en procedimientos largos cuando el ani-mal ventila espontáneamente.

Recuperación de la anestesia Debe realizarse en un lugar sin obstáculos, prefe-

rentemente un box acolchado. Se debe evitar la exci-

tación en la recuperación anestésica manteniendo unambiente sin ruidos y, si es necesario, administrarsedantes a dosis bajas (los más usados son los agonis-tas adrenérgicos alfa-2). La mayor parte de los pro-blemas que se desarrollan durante la anestesia sehacen evidentes en el periodo de recuperación sien-do las miopatías y neuropatías los más comunes aun-que el problema se generó en el periodo operatorio.Las neuropatías surgen por apoyos inadecuados de lacabeza o extremidades, comprimiendo nervios queterminan dañados. La extubación se realiza cuandoel animal recupera el reflejo de deglución, normal-mente en un periodo de unos 15-25 minutos depen-diendo de la duración de la cirugía. Finalmente, elanimal debe estar vigilado a lo largo de todo el pro-ceso de recuperación.

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Fig. 9. Pieza en Y del circuito circular equino. Obsérvese la conexión de lalínea de muestreo de gas sobre la rama espiratoria y la colocación de la sondade pulsioximetría sobre la lengua del paciente. Las cabezadas y otros arreosdel paciente deben retirarse para evitar compresiones de los nervios durante

el decúbito.

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