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ENDODONCIA • Volumen 28 • Número 4 • Octubre-Diciembre 2010Revisión bibliográfica

Endodoncia 2010; 28 (Nº 4):241-256 241

Biofilm. Un nuevo concepto de infección en EndodonciaF. Sirvent Encinas1, E. García Barbero2

1Profesor Colaborador del Máster de Endodoncia. 2Profesor Titular. Director del Máster deEndodoncia. Departamento de Odontología Conservadora. Facultad de Odontología. UniversidadComplutense de Madrid.

Correspondencia: Prof. Dr. Ernesto García Barbero. Máster de Endodoncia. Departamento de Odontología Conservadora. Facultad deOdontología. Pza. Ramón y Cajal s/n, 28016 Madrid. Email: [email protected]

RESUMENDistintos estudios concluyen que el porcentaje de éxito del tratamiento de conductos en dientes necróticos es menor que en dientes vitales.Hoy día, se postula que la verdadera causa de fracaso de muchos tratamientos de conductos aparentemente correctos es la entidad infecciosaconocida como biofilm. Además, se ha mostrado como un tipo de infección muy difícil de eliminar del conducto. Por tanto, se trata de uno delos retos para la Endodoncia moderna. El objetivo de este artículo de revisión es doble. Por un lado, conocer el papel del biofilm en Endodoncia:morfología, metabolismo, formación, evolución y localización. Por otro, actualizar los métodos que propone la Endodoncia para controlarlo yeliminarlo, poniendo especial atención EN la técnica de irrigación, elegida por muchos autores como la clave para su tratamiento.

PALABRAS CLAVEBiofilm; Periodontitis apical crónica; Irrigantes; Hipoclorito de sodio; Clorhexidina.

ABSTRACTDifferent studies have conc luded that the success rate o f roo t canal treatment in necro tic teeth is lower than in vital teeth. Nowadays, the real cause o ffailure in many root canal treatments that have apparently been correctly carried out is considered to be the infectious matter known as bio film. Eliminationfrom the canal o f this type o f infection has proved to be very difficult and has become one o f the great challenges in modern endodontics. The aim o f thisreview artic le is two fo ld: firstly, to understand the ro le o f b io film in endodontics, with respec t to its morpho logy, metabo lism , fo rmation, evo lution andlocalization, and, secondly, to update endodontic procedures for contro lling and eliminating it, paying particular attention to the technique o f irrigationwhich is the preferred key to treatment o f many authors.

KEY WORDSBio film; Chronic apical periodontitis; Irrigants; Sodium hypoclorite; Clorhexidine.

F. Sirvent, E. García

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INTRODUCCIÓN

El tratamiento de conductos pretende prevenir y/o curarla patología periapical(1-3). La causa más frecuente de esta pato-logía son los microorganismos(4-14). Cuando ya se ha instau-rado una necrosis del tejido pulpar, dicho tratamiento pre-tende eliminar, o al menos, reducir el número de microorga-nismos presentes en el sistema de conductos mediante la pre-paración biomecánica y, posteriormente, evitar su reinfec-ción mediante la obturación de dicho sistema(9, 15-24). Hay auto-res que han evaluado la eficacia del tratamiento de conduc-tos con y sin presencia de infección previa y, en sus resulta-dos, muestran mayor éxito del tratamiento si no existe infec-ción previa(1,3,9,10,13,18,19,25-36).

La esterilización completa del sistema de conductos es unode los objetivos del tratamiento endodóntico pero, a día dehoy, es más un objetivo académico que realista, ya que exis-ten factores que impiden dicha esterilización(37). El objetivoreal debe ser la reducción al mínimo posible de agentes pató-genos, ya que se postula que existe una cantidad crítica demicroorganismos capaces de producir patología y, que si sedisminuye por debajo de ese umbral, el tratamiento de con-ductos surte efecto(8). Además, otros autores afirman que dichareducción de microorganismos puede conseguirse por méto-dos indirectos, no pensando en atacar al agente patógeno direc-tamente sino buscando alterar su entorno, ya que se ha com-probado que un cambio en el medio donde se desarrolla lainfección puede desestabilizar el metabolismo bacteriano,reduciendo la cantidad de bacterias e incapacitando a las super-vivientes a producir patología(10,13,16,37-40). Resumiendo, debeperseguirse el dejar el conducto en las mejores condicionesbiológicas posibles para ser obturado.

Una de las causas más importantes que dificultan la eli-minación de los microorganismos en Endodoncia es la ana-tomía del sistema de conductos. Las zonas a tratar son varia-das y de características diferentes, distinguiendo entre ana-tomía macroscópica y microscópica. La macroscópica cons-taría del conducto o conductos principales, conductos late-rales o accesorios, ramificaciones o “deltas” apicales y anas-tomosis entre conductos y/o istmos(9,28,41). Como anatomíamicroscópica nos referimos a todos los miles de tubulillosdentinarios que tapizan todas las paredes de las zonas dela anatomía macroscópica. En ambas pueden existir agen-tes patógenos, pero por sus diferentes características, el tra-tamiento específico de cada una de ellas es decisivo para eléxito del tratamiento de conductos(39,42-44). Para muchos estu-

dios, el uso complementario de los instrumentos de endo-doncia y del líquido irrigante constituye la base para elimi-nar la infección intraconducto(8,10,13,21,38,40). Se puede resumiren que la mayoría de áreas de la anatomía macroscópica selimpian con las limas y el líquido irrigante es el encargadode reducir la infección en las áreas microscópicas, ya queexisten estudios que afirman que hay zonas del sistema deconductos que son inaccesibles para las limas (manuales orotatorias) pero no para el irrigante(18,19,32,45-48). Por tanto, esteirrigante debe ser desinfectante para conseguir la máximareducción posible de la población de dichos microorganis-mos, además de cumplir otras funciones.

Una de las grandes preguntas de este campo es por quéalgunos irrigantes con buenos resultados en los ensayos invitro convencionales no se comportan de la misma forma enlos estudios in vivo o en estudios in vitro del tipo de modelode diente infectado, es decir realizando las pruebas en el inte-rior de conductos de dientes extraídos(49-55). Para Wilson(60),una de las razones por las que la infección presenta más dis-posición a ser eliminada in vitro que in vivo proviene de lasmismas bacterias y no del irrigante. En el interior del con-ducto las bacterias crecen y se desarrollan, en muchas oca-siones, de forma distinta a cómo se han estudiado común-mente en Endodoncia. Esta forma de vida bacteriana alter-nativa es el novedoso concepto de biofilm.

El objetivo de este trabajo es revisar lo publicado al res-pecto del biofilm, para conocer su metabolismo, formación,localización y evolución. Además, esta revisión pretende actua-lizar los conocimientos de tratamiento para eliminar el bio-film, poniendo especial interés en la irrigación.

CONCEPTO Y PATOGENIA DEL BIOFILM

El biofilm o biopelícula se puede definir como una estruc-tura asociativa de una o varias estirpes bacterianas, embe-bidas en una matriz extracelular de polisacáridos autopro-ducida y que se encuentra adherida a una superficie o sus-trato. Según la OMS, el biofilm se puede definir tambiéncomo un ecosistema bacteriano proliferante y enzimática-mente activo. Los biofilms se unen a superficies inertes, tantobiológicas como sintéticas. Dentro de las biológicas optanpreferentemente por tejidos necróticos(56-59, 61-65). La impor-tancia para la Endodoncia de esta forma de vida bacterianaes que es más resistente a los distintos germicidas conoci-dos que las bacterias en suspensión y que se postula como

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la causa de fracaso de tratamientos de conductos aparente-mente correctos(66). Produce en el paciente signos y/o sínto-mas clínicos leves o imperceptibles durante su crecimiento,debido a una baja tasa de división bacteriana, inusual enlos organismos bacterianos individules. Además, dicha capa-cidad de resistencia es la característica principal del biofilmy no la virulencia, aunque no carece de ella, por lo que setrata de cuadros de avance lento y leve, pero de muy difícilerradicación(8, 58). Para Siqueira y Rôças(37) los casos de infec-ción periapical crónica deben considerarse, a día de hoy,causadas por infecciones de tipo biofilm.

Se ha postulado que la asociación de bacterias en formade biofilm no es más que un mecanismo de adaptación deestos microbios a un entorno nuevo, generalmente hostil(55,67,68).Chávez de Paz y cols.(63) opinan que el biofilm no es raro niinfrecuente en el conducto necrótico sino que es la forma devida bacteriana más habitual, y que es incorrecto pensar queson entidades excepcionales sólo porque sea reciente su cono-cimiento y estudio en Endodoncia. Dicha asociación puedeser entre bacterias de la misma o de distinta especie. La pri-mera de ellas se denominada autoagregación y la segundacoagregación. La coagregación esta considerada una formade biofilm más compleja y difícil de eliminar, ya que bacte-rias de distinta especie pueden compartir distintos mecanis-mos de defensa en pos del mantenimiento de la comunidadasociada en biofilm(55,64,65). Otro estudio concluye que las bac-terias endémicas de la flora bucal tienen mayor tendencia aformar biofilms mediante coagregación, por lo que su erra-dicación podría ser más complicada(69).

La primera noción sobre biofilm que, sin saberlo, tene-mos los dentistas es la relativa a la profilaxis de la endocar-ditis bacteriana. Recordemos que esta profilaxis se admi-nistra a pacientes portadores de prótesis valvulares y/o arti-culares, previa a la realización de procedimientos odonto-lógicos que involucren sangrado y, por tanto, posible bac-teriemia. La profilaxis pretende eliminar las bacterias quepodrían pasar al torrente sanguíneo durante el tratamientoy anidar en superficies inertes, como las de esas prótesis.Por esto, la administración de antibiótico se recomienda demanera profiláctica, ya que la eliminación de las bacteriasrecién ingresadas en el torrente sanguíneo (bacterias en sus-pensión) es más fácil y predecible que si se les da la opor-tunidad de formar biofilm en alguna superficie apta(58). Asi-mismo, en Odontología se estudia el biofilm desde otrosmuchos puntos de vista, como la Cariología, la Periodon-cia, la Prostodoncia o la Implantología(58,61,65,70-72).

MORFOLOGÍA DEL BIOFILM

Las formas de biofilm se han descrito muy variadas, desdepequeñas formaciones hasta cadenas de biofilm(8), pero la for-mación más característica encontrada es la de biofilm en formade champiñón (mushroom-shape)(61). Estas colonias se obser-van al microscopio como estructuras unitarias de la formaseñalada, separadas de otras por canales de agua, todo den-tro de la matriz de polisacárido. Se piensa que estos canalespermiten la distribución de los nutrientes y la eliminaciónde los residuos de las colonias, así como la atenuación de losagentes biocidas externos, tales como antibióticos, irrigantesy medicaciones intraconducto(58, 61). Se postula que este tipode organización bacteriana se trata de biofilm con un alto nivelde organización y se asemeja a un prototejido, con un primi-tivo sistema circulatorio (los canales de agua). Además, enlos estudios consultados, estas formaciones sólo se origina-ron en biofilm de larga evolución y no en los casos de colo-nias jóvenes e inmaduras(8,10,37,56,58,61,70).

FORMACIÓN Y EVOLUCIÓN DEL BIOFILM

El conocimiento de esta forma de vida bacteriana no ha sidoevidente hasta hace relativamente pocos años, debido a los méto-dos de estudio microbiológico, cuyo objetivo no era las bacte-rias en biofilm, sino bacterias de estirpes únicas y en suspen-sión, fundamentalmente. Hasta la fecha, la estrategia de estu-dio de las bacterias en Endodoncia puede considerarse reduc-cionista, es decir, a partir de hallazgos de pocas estirpes o colo-nias bacterianas se explicaba una infección mayor. En cambio,y a tenor de la complejidad del biofilm y de su estudio, diver-sos autores promueven trabajos de tipo holístico, es decir, nosólo estudiar individuos sino sus interacciones en la comuni-dad para obtener datos más reales acerca del biofilm y propo-ner tratamientos más específicos(37). Además, la incubación deestas entidades necesita de sistemas más complejos que los tra-dicionales en Microbiología(73). Las técnicas más novedosas quepretenden analizar específicamente el biofilm se pueden resu-mir en análisis metagenómicos de ADN, transcriptivos de ARNy proteico-metabólicos, pero su empleo en el estudio de bio-film en Endodoncia es muy precoz(37).

El proceso de formación del biofilm en el conducto radicu-lar es aún muy desconocido. La teoría más aceptada consta decuatro fases y fue descrita por Svensäter y Bergenholtz(74), aun-que, por novedosa, no deja de ser modificada por otras, debi-


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do al poco conocimiento que se dispone actualmente sobre eltema(59, 64). En la primera fase se forma una película adhesivasobre la dentina promovida por el depósito de proteínas y otroscompuestos derivados de las bacterias en suspensión, del pro-ceso necrosis y/o inflamación, etc. En la segunda, sobre esapelícula pegajosa, se fijan algunas bacterias específicas con capa-cidad de adhesión, de todas las que están en suspensión. En latercera, la primera capa de bacterias ya adherida, segrega media-dores que, por un lado van fijando más y más bacterias, de esaestirpe o de otras, y por otro, va formando la matriz extracelu-lar de polisacárido, primera barrera defensiva característicadel biofilm. En la cuarta y última, el biofilm va madurando ycreando sistemas de defensa más complejos. Al mismo tiem-po, arroja bacterias al exterior que cronifican la respuesta infla-matoria del huésped. Siqueira y Rôças(37) exponen que en estaetapa el conjunto del biofilm puede consistir en 15% de bacte-rias y 85% de matriz de polisacáridos, además de contar conmás de 300 capas de bacterias superpuestas.

La evolución del biofilm es aún un misterio y no se cono-cen los mecanismos por los cuales las bacterias se asocian enbiofilm. Lo que sí se conoce es que la madurez del biofilm esdirectamente proporcional a su capacidad de defensa y a suresistencia a ser eliminado, por lo que, a día de hoy, la desin-fección prematura del mismo o de las bacterias en suspensiónque lo promueven parece ser un factor clave en el tratamiento.Hay que recordar que no se puede saber clínicamente cuandose está tratando un biofilm, pero sí se debe sospechar su exis-tencia en dientes con necrosis de larga evolución o retratamien-tos. Por tanto, en estos casos, el tratamiento precoz será pri-mordial para mejorar el pronóstico del caso, ya que el biofilmo no se habrá formado aún o estará en un estadio tan inicialque su capacidad de defensa es mínima(10,23,54,64,65). La teoría másaceptada hasta el momento respecto a la supervivencia del bio-film admite que no es más resistente el biofilm compuesto porbacterias resistentes en solitario, sino que es más resistente cuan-to mayor número de bacterias con capacidad de autoagregarsey, sobre todo, de coagregarse lo integren. A más tiempo de evo-lución, más tiempo para mejorar y sofisticar los sistemas dedefensa del biofilm por parte de diferentes estirpes bacteria-nas(73). Incluso, a día de hoy, se considera por los microbiólo-gos como un factor de virulencia más de las bacterias la capa-cidad de asociarse en biofilms, es decir, entre dos estirpes bac-terianas distintas que presenten parámetros similares de tasasde división, permanencia en tejido vivo, capacidad de liberarendotoxinas, etc., se considera una estirpe más peligrosa aque-lla que haya mostrado más capacidad para iniciar un biofilm(37).

Otra característica importante de la evolución biofilm esque puede aislarse del hábitat que le rodea si éste se vuelveexageradamente hostil y se han descrito formaciones en esta-do inerte en medios extremos(58). El biofilm puede mantenerdicho status por un tiempo, a la espera de que la situacióndel medio mejore, antes de perecer. Si el medio cambia a mejor,el biofilm abandona el estado de latencia y sigue desarro-llándose. Si el ambiente extremo se mantiene tiempo sufi-ciente, puede hacer inviable la existencia del biofilm. Por ello,los estudios enfocan el tratamiento hacia la eliminación direc-ta o indirecta del biofilm. La eliminación directa consiste enla remoción y/o lisis de la entidad mediante la instrumenta-ción y, sobre todo, la irrigación. La eliminación indirecta con-sistiría en alterar el hábitat lo suficiente como para hacerlohostil al biofilm, en un primer paso y mediante la irrigación.En un segundo paso, la obturación de la zona, mantendríaese hábitat sin llegada de nutrientes nuevos el tiempo sufi-ciente como para que el biofilm, finalmente, pereciera porinanición(37). Por tanto, en el momento actual, la mayoría deautores consideran que para el tratamiento del biofilm en Endo-doncia todas las fases son importantes, pero la irrigación resul-ta un elemento clave(8,10,35,55,58,68,73).

MECANISMOS DE DEFENSA DEL BIOFILM

El biofilm se caracteriza, fundamentalmente, por una grancapacidad de resistencia. Esta capacidad se ve aún más aumen-tada en el interior del sistema de conductos ya que, como seha explicado anteriormente, su anatomía proporciona zonasde difícil acceso a los agentes desinfectantes. Los sistemas dedefensa conocidos hasta el momento con los que cuenta estaentidad infecciosa se resumen a continuación. La matriz depolisacáridos supone una barrera física y química, evitandola penetración de agentes externos indeseables, cambios depH, etc., manteniendo un ambiente interior adecuado parala supervivencia y es considerado uno de los mecanismosmás importantes(51,55,58,73,75,76). Un aspecto interesante que seapunta es que este aislamiento del exterior pero con vías decomunicación interna fomenta el intercambio de material gené-tico entre las bacterias que lo forman, favoreciendo las resis-tencias y, por tanto, aumentando la capacidad de defensa delbiofilm(37). Las enzimas producidas por el biofilm, promue-ven la adhesión a otros sustratos o de otras bacterias y tam-bién actúan inactivando agente químicos antiinfecciosos(51,55,58,60).El biofilm puede ir desprendiendo bacterias sobrantes de su


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interior de forma paulatina para “distraer” la atención de losmecanismos de defensa del huésped, cronificando el proce-so y ocasionando en el paciente picos de signos y/o sínto-mas puntuales que remiten tras la administración de anti-bióticos pero sin curar el “nido de origen”(51,55,58,59). El meta-bolismo interno presenta una tasa de actividad muy inferioral de las bacterias en suspensión (las estudiadas comúnmen-te), ralentizando el gasto de nutrientes, por lo que éstos, seeconomizan. Además, la tasa de división de las bacterias delbiofilm es baja, por lo que también se ahorran nutrientes y elefecto de los antimicrobianos que inciden en esa división (comolos antibióticos bacteriostáticos) se reduce(51,55,60). Otros auto-res afirman que las bacterias están organizadas dentro delbiofilm de tal manera que su situación favorezca al propiobiofilm(37). Por último, se cree que en el biofilm existe una estir-pe bacteriana primordial, con muy baja tasa de división ygran capacidad de supervivencia, que se encuentra en faseinactiva o durmiente la práctica totalidad de la vida del bio-film pero que se activa cuando el medio externo se vuelvemás hostil, para producir nuevas estirpes bacterianas queperpetúen el biofilm(51,58-60).

En resumen, el biofilm tiene mayor capacidad de defensaque las bacterias en suspensión porque interacciona menoscon el medio donde vive y depende menos de él, además deque su tasa de mitosis es mucho menor(51,56-59). Las bacteriasasociadas en biofilm no fomentan infecciones agudas, sinocrónicas, debido al tipo de metabolismo del mismo y sus carac-terísticas. Siqueira y Rôças(37) llegan a originalizar este con-cepto y lo bautizan como “biofilm lifestyle”.

TIPOS BACTERIANOS QUE FORMAN EL BIOFILM

Los tipos bacterianos observados en el biofilm de origenendodóntico son, fundamentalmente, cocos, bacilos y fila-mentos, aunque ocasionalmente se han detectado espiroque-tas(8,55,65). Las especies del género Prevotella son muy frecuen-tes debido a su capacidad de autoagregarse y coagregarse(55).Otros autores opinan que el Fuso bac terium nuc leatum es elcomponente central de muchos de los biofilms en infeccio-nes odontogénicas, gracias a su enorme capacidad de coa-gregación y de resistencia a biocidas e incluso algunos consi-deran el F. nucleatum la bacteria clave o “puente” para el desa-rrollo del biofilm(65,77,78). Ozok y cols.(77) encuentran sinergis-mo en la asociación en forma de biofilm de Peptostrepto coc-cus m icro s y F. nuc leatum . Metzger y cols.(79-81) comprobaron

en varios estudios la importancia del F. nuc leatum para ini-ciar biofilms y la afinidad con la Porphyromonas g ing ivalis.

Respecto al estudio del Enterococcus faecalis en relación albiofilm, se ha postulado que la resistencia de esta bacteria a sereliminada del interior del conducto, ya sea con instrumenta-ción, irrigación y/o con medicación intraconducto, se debe aque puede asociarse en forma de biofilm(10,13,82,83). George y cols.(68)

analizaron la ultraestructura del biofilm de E. faecalis combi-nando medios ricos y pobres en nutrientes con medios aeróbi-cos y anaeróbicos en dientes extraídos. En sus resultados, expo-nen que el biofilm más desarrollado en madurez y organiza-ción es el que se da en medio rico y anaeróbico, advirtiendoincluso las estructuras en forma de champiñón y canales deagua descritas por Distel y cols.(61). En cambio, el medio rico yaeróbico formaba más cantidad de biofilm pero de menor orga-nización, aunque era el más proclive a invadir los tubulillosdentinarios en profundidad. Postulan que esto quizás se debaa que al aumentar la cantidad de microbios, éstos buscan nue-vas zonas de colonización, huyendo de la masificación, comoya expresaron Peters y cols.(16). Llama la atención que los bio-films que crecen en medios pobres en nutrientes, aunque pre-sentan un número de bacterias significativamente menor quelos de medios ricos, aumentan el ratio calcio/fósforo en sus-pensión y degradan más la dentina que les rodean, por lo quese cree que, en esas circunstancias de supervivencia compleja,estos biofilms tienden a calcificarse para aumentar sus defen-sas y ser aún más resistentes(68,84). Estos hallazgos se podríanresumir en que las bacterias inmersas en ambientes ricos estánmás predispuestas a procrear e invadir y las de ambientes pobresa defenderse y resistir(23, 84).

Otra de las bacterias que se han descrito como formado-ras de biofilm en Endodoncia es el Strepc to co c cus interm e-dius. Se trata de una bacteria anaerobia facultativa Gram-posi-tiva, como el E. faecalis. Tarsi y cols.(85) opinan que es una delas más importantes en la formación de biofilm, ya que des-cubrieron que tiene una gran capacidad adhesiva y postulanque incluso puede ser una de las especies primarias, genera-doras de biofilm. Además, se trata de una bacteria que se aíslacomúnmente en infecciones endodónticas y presenta ciertaresistencia a la remoción(50).

Khemaleelakul y cols.(55) identifican más de 15 tipos dis-tintos de especies capaces de formar biofilm, sobre todomediante coagregación. Otros estudios identifican hasta nueveespecies bacterianas que pueden formar biofilm sobre conosde gutapercha extruídos al espacio periapical, pero remar-can la capacidad de las anaerobias facultativas Gram-positi-


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vas sobre las demás(86). Yamane y cols.(87) descubren una bac-teria aeróbica Gram positiva (Bacillus subtilis) en biofilms pro-venientes de pacientes con periodontitis apical crónica.

LOCALIZACIÓN DEL BIOFILM Y SU RELEVANCIA ENEL ÉXITO DEL TRATAMIENTO

Se han descrito formaciones de biofilm tanto en el inte-rior del conducto radicular como en la superficie externa dela raíz. Dicha localización determinará el tipo de tratamien-to, ya que no se enfocará de igual manera si se trata de bio-film intrarradicular o extrarradicular(71, 88).

El más frecuente es el biofilm intrarradicular, alojado enzonas de difícil acceso, mientras que las bacterias en suspen-sión se reparten por todo el sistema de conductos. Las zonasaccesibles a las limas no necesitan de más ayuda para la eli-minación de ambos tipos de presentación bacteriana, peromuchas zonas de este sistema no están al alcance de las limas,por lo que no pueden contactar con la infección y eliminarla.El irrigante es el único que puede penetrar en ciertas zonasdel sistema y contactar con la infección, no sin ciertas difi-cultades y mediante una técnica depurada. Aún así, el irri-gante puede dejar zonas sin desinfectar, fundamentalmentepor problemas de acceso. Si ha esto le sumamos el factor, antesexplicado, de que las bacterias tienden a asociarse y formarbiofilm en caso de crecer en un hábitat extremo, para sobre-vivir, es más probable que ese hábitat se de en zonas de acce-so compleja dentro del sistema de conductos(8, 89).

Resumiendo, tenemos la entidad infecciosa más resistente(el biofilm) residiendo en el área de más difícil acceso y, portanto, de tratamiento. Es posible que una buena obturacióntermine por englobar y sepultar bacterias no eliminadas pri-meramente, disminuyendo su espacio vital y cortando las comu-nicaciones y el aporte de nutrientes desde el medio bucal y/operiapical, haciendo que éstas perezcan por inanición. Pero sino es así, es fácil que puedan sobrevivir a la totalidad del tra-tamiento de conductos, desarrollándose y haciendo fracasardicho tratamiento. Por tanto, un irrigante debe demostrar capa-cidad de penetración antes que capacidad de desinfección, yaque si no hay contacto con la infección, ni el mejor desinfec-tante podrá desinfectar. Además, la posibilidad de que la obtu-ración pueda “asfixiar” al biofilm es menor si el irrigante noha abierto camino previo hasta él, porque si un producto másfluido (el irrigante) que cualquier material de obturación (guta-percha y/o sellador), no es capaz de contactar con los micro-

organismos, es mucho menos probable que lo haga la obtura-ción, por razones físicas obvias(8, 37). Dentro del conducto radi-cular, el biofilm se puede encontrar a lo largo de todo su reco-rrido y entramado, pero es el tercio apical la zona más pre-dispuesta a su anidamiento. En ella, se dan los factores ade-cuados para la formación de biofilm: anatomía más compleja,menor acción de los irrigantes y medicamentos, baja tensiónde oxígeno y cierto acceso a nutrientes, provenientes de lostejidos pulpares y/o periapicales. Por tanto, en los casos denecrosis de larga evolución, el biofilm encuentra un hábitatadecuado para desarrollarse y perpetuarse a lo largo del tiem-po, con sus consiguientes repercusiones(73). Nair y cols.(8) encon-traron conductos en los cuales permanecían istmos inaltera-dos por la preparación biomecánica, después de haber emple-ado tanto limas manuales como rotatorias, complementadascon irrigantes. En dichos istmos, no sólo persistía el biofilmsino que dicha infección estaba asociada a tejido necrótico fibro-dentinario. Argumentan que, de haber llegado los instrumen-tos, o al menos el irrigante, dicho tejido debía haberse dese-cho y haber desaparecido, poniendo en peligro la evolucióndel biofilm e, incluso, provocar su muerte por inanición. Larespuesta del biofilm al contacto con el irrigante es un enig-ma, y no se puede saber si hubiese sido disuelto, pero deduceque el contacto entre irrigante e interior del istmo no se pro-dujo por la presencia de ese tejido asociado.

Según la literatura disponible hoy en día, el biofilm es unade las razones por las cuales fracasan endodoncias (aparen-temente correctas) y que no sufren otro tipo de patología con-comitante como fisuras o patología periodontal. Del mismomodo, los casos fracasados tras un (aparentemente) correctoretratamiento no quirúrgico y/o quirúrgico, se imputan a laposibilidad de existencia de biofilm extrarradicular, aunquese ha descrito en menos casos que el intrarradicular. Leonar-do y cols.(62) realizaron un estudio con microscopía electróni-ca sobre dientes extraídos donde observaron formaciones debiofilm en la superficie externa de la raíz. Esas formacionesde biofilm se advirtieron, fundamentalmente, en microrre-absorciones de la superficie externa radicular y constatan laheterogeneidad de las bacterias que lo forman. Los autoresdudan si esas reabsorciones son creadas primariamente porel conjunto de procesos de tipo ácido propios de la periodon-titis apical crónica y aprovechadas por el biofilm o creadaspor él mismo para asegurarse un asentamiento más propicioa la defensa de ataques externos. En su discusión, enfatizanel hecho de que la mayor parte estudios publicados al res-pecto de microorganismos encontrados en la superficie exter-


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na de la raíz, se dan en dientes con periodontitis apical cró-nica y refractaria ante uno o varios tratamientos conservado-res. Ricucci y cols.(88) publican dos casos clínicos donde obser-van biofilm depositado en cálculos que se encuentran en lasuperficie externa de la raíz. Postulan que ese cálculo puedeprovenir del mismo biofilm aprovechando los minerales delpropio cemento y/o dentina de la raíz, como teorizaban Geor-ge y cols.(68) o captar los iones calcio y fósforo del entorno óseoe incluso de la saliva a través de las fístulas existentes en estoscasos. Concluyen que hay posibilidades de que algunos casosno se curen incluso si el tratamiento/retratamiento conser-vador es correcto. Por tanto, en los caso de sospecha de bio-film, no sólo hay que realizar un tratamiento (o retratamien-to no quirúrgico) de conductos enfocado a la eliminación deesas bacterias, sino alertar al paciente que es posible necesi-tar de fase quirúrgica posterior para asegurar el pronóstico,por el posible biofilm extrarradicular(62,68,72).

TRATAMIENTO ANTIBIÓTICO DEL BIOFILM

Ante cualquier infección que asiente en el organismo, laprescripción de antibióticos es una de las primeras accionesindicadas para su eliminación. En cambio, en casos de bio-film, la antibioterapia se ha mostrado menos efectiva, e inclu-so inocua, y únicamente han disminuido los signos y sínto-mas clínicos del paciente en la mayoría de los casos(51,58,61,65,90-

92). Las cifras de eficacia de los antibióticos ante bacterias ensuspensión o ante biofilm son del orden de entre 100 y 1500veces menos eficaces ante biofilm que ante bacterias en sus-pensión, dependiendo del tipo de fármaco. Los antibióticosque menor eficacia presentan frente al biofilm son los de tipobacteriostático, como las tetraciclinas. Esto se debe en granmedida a la matriz de polisacárido, las enzimas y la baja tasade división de las bacterias del biofilm(51,55,57,58,60,75,91,92). Noiriy cols.(93) examinaron al microscopio electrónico 11 dientescon periodontitis apical crónica cuyos tratamientos de con-ductos fracasaron. Los tratamientos fueron realizados pordentistas generalistas, con administración de antibiótico coad-yuvante previo y posterior al tratamiento. En sus resultados,todos los dientes presentaron formaciones polimicrobianasde biofilm, tanto en ápices, en superficie externa radicular yen conos de gutapercha extruídos al periápice. La utilizaciónde sistemas de cultivo microbiológico-clínico pueden deter-minar el antibiótico más adecuado a la hora de complemen-tar el ataque local de limas e irrigantes, mejorando nuestra

estrategia terapéutica. Asimismo, estos estudios microbioló-gicos pueden ofrecer datos epidemiológicos muy interesan-tes para estudios posteriores. López-Piriz y cols.(65) recomien-dan altas dosis de amoxicilina/ácido clavulánico (875/125mg cada 8 horas o 2000/125 mg cada 12 horas). Como alter-nativa a betalactámicos recomiendan clindamicina tambiéna altas dosis (600 mg. cada 8 horas).

ASPECTOS ACTUALES DE LA IRRIGACIÓNEN EL TRATAMIENTO DEL BIOFILM

Desde el punto de vista de la irrigación, como se va ir expli-cando a continuación, los factores clave en el tratamiento delbiofilm son la anatomía del sistema de conductos, la madu-rez del biofilm y la estrategia de irrigación. Ya se ha explica-do que la posibilidad de que las bacterias se asocien en bio-film, aumenta con el tiempo, así como aumenta también laorganización, complejidad y sistemas de defensa del mismo,disminuyendo la eficacia de los agentes biocidas. Kara y cols.(94)

afirman que biofilms maduros necesitan concentraciones deantisépticos cien veces más potentes que biofilms jóvenes ymás tiempo de contacto entre biofilm y antiséptico. Por tanto,un paciente con necrosis de larga evolución presenta peorpronóstico a la curación con tratamiento endodóntico con-vencional que otro con menor tiempo de evolución o que nola presente. Por ello, el objetivo del tratamiento de conduc-tos en casos de sospecha de biofilm debe ser el de eliminarloo, al menos, cambiar el ambiente de hostil a completamentenocivo para esas bacterias de la forma más precoz y rápidaposible(10,35,37,55,58,68). Tras el tratamiento de conductos, se eli-mina la mayor cantidad de biofilm, pero se ha descubiertoque aún puede verificarse en conductos laterales, deltas api-cales, tubulillos dentinarios, istmos y los microespacios pro-ducidos por la falta de ajuste entre la pared dentinaria y elmaterial de obturación(13,33,49,50). Nair y cols.(8) opinan que laclave en la eliminación del biofilm está en la interrelaciónirrigante-anatomía, y que la complejidad del sistema de con-ductos no permite al líquido llegar a contactar con el biofilmde forma eficaz y destruirlo. Williamson y cols.(95) opinan quelos estudios más valiosos son los que se basan en modelosde diente infectado, ya que simulan mejor las condicionesreales en las que se produce el contacto irrigante-biofilm.

El estudio clásico de los irrigantes se ha modernizado yenfocado hacia la eliminación del biofilm. El efecto antibac-teriano de los irrigantes es amplio y han demostrado capaci-


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dad para eliminar bacterias, esporas, hongos y virus(96-99). Engeneral, los distintos resultados (en ocasiones, contradicto-rios) de los diferentes estudios se imputan a diferencias demetodología y evaluación, por lo que sacar conclusiones gene-rales y extrapolar los datos a la clínica supone un ejerciciodudoso. Los estudios con biofilm monomicrobiano no se ajus-tan a la realidad, ya que generalmente en el conducto infec-tado se encuentran polimicrobianos y su metabolismo y meca-nismos de defensa son más complejos y, por extensión, enti-dades más difíciles de erradicar. Aún así, el estudio de bio-film monomicrobiano inicia la cadena de investigación y dedesarrollo de nuevos tratamientos y enfoques(37,58,61,68,77,82). Algu-nos autores opinan que, hasta el desarrollo de más estudiosal respecto, el tratamiento del biofilm en Endodoncia es másempírico que específico, pero no debe enfocarse sólo a la eli-minación del mismo sino también a la alteración del medioen el que vive para empobrecerlo(37).

Spratt y cols.(33) cultivaron varias cepas bacterianas forman-do biofilms y las pusieron en contacto con hipoclorito de sodioal 2,25%, clorhexidina al 0,2% y povidona yodada al 10% (Beta-dine®). Aunque en su estudio no lo emplean, defiende el reali-zar este tipo de estudios en los llamados modelos de dienteinfectado, es decir, inocular el agente patógeno en un conduc-to real pero in vitro ya que opinan que el contacto entre bio-film e irrigante es crucial para la eficacia y que la complejidadanatómica real del sistema de conductos es una factor clavepara valorar el contacto irrigante-biofilm. En sus resultados,describen que los irrigantes empleados pueden ser eficacessegún tiempo de actuación (15 o 60 minutos) y según agentepatógeno al que se enfrentan. Así, encontraron que el E. faeca-lis sólo era destruido por completo por hipoclorito de sodio al2,25% y en tan sólo 15 minutos de contacto. En cambio, el F.nucleatum era destruido por cualquiera de los tres irrigantespero necesitaban 60 minutos. Su estudio concluye con la reco-mendación de alternar irrigantes durante tiempo suficiente.

Sena y cols.(10) estudiaron la capacidad de diferentes agen-tes irrigantes, con y sin agitación del mismo, sobre varios bio-films monomicrobianos. Los resultados muestran que el hipo-clorito de sodio al 5,25% es el más eficaz, aún sin agitar, y elgel de clorhexidina al 2% el menos, aún con agitación. Estedato está en consonancia con Gomes y cols.(32) y lo mostradoen su estudio. La clorhexidina al 2%, en fase líquida, tam-bién consigue buenos resultados pero sólo con agitación. Unade las especies más resistentes fue el E. faecalis. En sus con-clusiones, los autores remarcan la importancia de conseguirel mayor contacto posible entre irrigante-biofilm, además de

complementar al irrigante con un sistema mecánico queaumente la distribución del mismo dentro del conducto.

Siguiendo con estudios para la erradicación del E. faecalis,Abdullah y cols.(82) evaluaron distintos irrigantes ante dichabacteria, tanto en suspensión como en biofilm. Los resulta-dos mostraron que el hipoclorito de sodio al 3% fue el mejorirrigante, ya que conseguía erradicar el 100% de infeccióntanto en suspensión como en biofilm en 1 y 2 minutos, res-pectivamente, coincidiendo con los datos de Spratt y cols(33).La clorhexidina al 0,2% llega a conseguir altos índices de desin-fección pero nunca del 100%. Aún así, los autores opinan quelos resultados obtenidos son muy buenos porque no emple-an conductos infectados sino placas de laboratorio, pero remar-can, al igual que Ferraz y cols.(100) y Buck y cols.(101,102), que esimportante usar un irrigante que disuelva tejido orgánico,como el hipoclorito de sodio, al mismo tiempo que se combi-na con otro que elimine el barrillo dentinario, como el EDTA,para asegurar el contacto irrigante-biofilm.

Dunavant y cols.(54) intentaron asemejar las condicionesreales del periápice mediante un modelo de flujo y evaluarla resistencia de biofilms de E. faecalis ante la irrigación conhipoclorito de sodio al 1% y 6%, clorhexidina al 2%, MTAD(siglas de Mixture of Tetracyclin, Acid and Detergent, cuyonombre comercial es BioPure®) y quelantes como SmearCle-ar® y REDTA®. El modelo de flujo intenta imitar las condi-ciones en las que viven los biofilms intraconducto, donde losnutrientes se encuentran sometidos al flujo de fluidos peria-picales. En sus resultados muestran que el hipoclorito de sodioal 6% es el único capaz de eliminar la totalidad del biofilm,con significación estadística. Además, aseguran que uno delos factores clave es la edad del biofilm y, por tanto, los bio-films de larga evolución presentan más capacidad de defen-sa. Los quelantes no mostraron apenas capacidad antibacte-riana y el MTAD, producto que contiene un antibiótico bac-teriostático (doxiciclina) no tuvo casi acción sobre el biofilm.

Williamson y cols.(95) expusieron in vitro monocultivos deE. faecalis ante varios hipocloritos de sodio al 6% y clorhexi-dinas al 2%, de diferentes marcas comerciales, y obtuvieronmejores resultados estadísticamente significativos con loshipocloritos que con las clorhexidinas, aunque éstas mostra-ban cierta capacidad desinfectante. No mostraron diferen-cias entre distintas marcas comerciales ni de hipoclorito nide clorhexidina. Arias-Moliz y cols.(103) también expusieronin vitro biofilms de E. faecalis a hipoclorito y clorhexidina, conresultados similares a los anteriores. El EDTA, ácido cítricoy fosfórico no mostraron capacidad alguna frente al biofilm.


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Resulta muy interesante el estudio publicado por Clegg ycols.(51) ya que recogen bacterias provenientes de conductos necró-ticos de 10 pacientes con periodontitis apical sin ningún trata-miento previo, ni siquiera antibiótico. Estas bacterias se inocu-lan en otros dientes extraídos y se favorece su crecimiento enforma de biofilm. Tras corroborar la existencia del biofilm, seirriga con hipoclorito de sodio al 1%, 3% y 6%, MTAD y clor-hexidina al 2%, sin instrumentación mecánica complementa-ria, durante 15 minutos, pero sin ofrecer datos de temperatura.Los resultados reflejan que el hipoclorito de sodio al 6% es elúnico capaz de eliminar todas las cepas de biofilm. Estos datosconcuerdan con lo publicado por Dunavant y cols.(54). Los demásirrigantes producen desde alteración del biofilm hasta elimina-ciones del 90%, pero sin llegar a la contundencia del hipoclori-to al 6%. En su discusión creen que esta gran habilidad para ladesinfección se debe a la capacidad de diluir el material y, desdeun mecanismo de acción estrictamente químico, producir unefecto similar al mecánico y lo proponen como el más aconse-jable ya que diluye el biofilm. La clorhexidina sólo se mostrótan eficaz como éste para bacterias en suspensión y los autoresopinan que, si se complementa a la clorhexidina con algún sis-tema físico de disrupción del biofilm, los resultados podríanser parejos a los del hipoclorito. Esta opinión surge de un estu-dio piloto previo de los autores con clorhexidina al 12% dondelos resultados fueron similares que al 2%. El MTAD sólo alterael biofilm, sin eliminarlo, y los autores creen que esto ni siquie-ra se debe al MTAD sino a la acción del hipoclorito al 1% quese aplica siempre previo al MTAD, coincidiendo con Khemale-elakul y cols.(55).

A este respecto, recientemente, Giardino y cols.(104) com-pararon la eliminación de biofilm de E. faecalis con hipoclori-to al 5,25%, MTAD y Tetraclean®. El Tetraclean® es un com-puesto idéntico al MTAD, salvo que con menor concentra-ción de doxiciclina. Sus resultados muestran que el hipoclo-rito de sodio al 5,25% elimina más biofilm y más rápido quelos otros dos. Hems y cols.(105) estudiaron el poder antibacte-riano del ozono sobre E. faecalis en comparación con hipoclo-rito al 0,05%. La efectividad de ambos, frente a bacterias ensuspensión, fue similar. Sin embargo, sobre biofilms, el ozonofue considerablemente peor que el hipoclorito de sodio. Brycey cols.(106) comprobaron que el hipoclorito de sodio fue el mejorirrigante ante varios biofilms, todos compuestos por distin-tas estirpes bacterianas.

Respecto a la clorhexidina, Lima y cols.(107) estudiaron sueficacia ante biofilms de E. faecalis y encontraron que la con-centración más efectiva era la del 2%, aunque se realizó en pla-

cas de laboratorio y no se comparó con hipoclorito, lo que quizáreste validez al estudio. Varios autores publican que las difi-cultades por las que la clorhexidina no elimina tan bien el bio-film como otros se debe a que diversos agentes como el colá-geno de la dentina, los exudados inflamatorios y las bacteriasmuertas sobrenadantes la inactivan parcialmente(108, 109).

Con la base de la literatura expuesta, el hipoclorito de sodiotiende a ser el mejor irrigante, aunque tenga que usarse a con-centraciones mayores y durante más tiempo que frente a bac-terias en suspensión. Siqueira y Rôças(37) alaban este produc-to porque no sólo elimina biofilm, sino que su capacidad dedegradar el tejido vivo produce que los restos pulpares o bio-lógicos que sirven de nutrientes al biofilm desaparezcan, porlo que empobrece el medio de donde se nutre.

Aún así, en nuestra opinión personal y con los escasos estu-dios publicados al respecto, no creemos recomendable usarconcentraciones de hipoclorito al 6%, por la potencial peli-grosidad de la dosis, aún en casos sospechosos de biofilm.Por ello, debe estudiarse más acerca de la repercusión de estasaltas concentraciones, no sólo en lo referente a posibles extru-siones hacia el tejido periapical, sino también la posible alte-ración del tejido dentinario. Creemos que una concentraciónmás acreditada, como es el 5,25%, junto a estrategias de com-plemento de la acción del irrigante como aumento del tiem-po de actuación, aumento de la temperatura, combinacióncon irrigantes quelantes, etc. que ya han sido descritas comopotenciadoras del efecto del irrigante(14,110,111), pueden favore-cer la eliminación del biofilm, sin mayor perjuicio para elpaciente. Puede que los hallazgos científicos nos hagan cam-biar de opinión en el futuro, pero por el momento nos pare-ce la opción más adecuada.

RELEVANCIA DE LAS LIMAS Y OTROS SISTEMAS DE LIMPIEZA EN LA ELIMINACIÓN DEL BIOFILM

Respecto a la eficacia de la técnica de instrumentación enla eliminación del biofilm, Nair y cols.(8) encuentran 88% deconductos con biofilm tras instrumentar in vivo raíces mesia-les de molares inferiores con limas manuales y rotatorias, sindiferencias estadísticamente significativas entre ambas. Irri-gan en ambas situaciones con hipoclorito de sodio al 5,25% yEDTA al 17%, aunque no aportan datos sobre temperatura,tiempo de actuación del irrigante ni estrategia de irrigación.

El empleo de ultrasonidos como elemento coadyuvante ala irrigación ha presentado buenos resultados frente a bio-


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film(112). Recordemos que la acción del ultrasonido mejora cier-tas características de algunos irrigantes, sobre todo el hipo-clorito de sodio, por lo que resulta más eficaz. En los estu-dios donde se comparó con la técnica de introducir la agujahasta el tercio apical, el ultrasonido presentó mejores resul-tados, aunque la combinación de ambas eliminó más biofilmque por separado(113, 114). Gutarts y cols.(115) compararon la irri-gación ultrasónica y las agujas intraconducto con el mismoirrigante (hipoclorito al 6%) frente a biofilm en un ensayo invivo. Las agujas eran introducidas en el conducto sin trabary con ligeros movimientos corono-apicales y, al mismo tiem-po, activadas por medio de ultrasonidos. Los resultados refle-jaron una limpieza de istmos estadísticamente significativamejor empleando los ultrasonidos.

En cuanto al empleo de láser, la metodología clásica apli-cada a la irrigación no ha obtenido mejores resultados al eva-luar la eficacia de eliminación de biofilm que estudios anterio-res(116). Pero en los últimos años, en Endodoncia se ha trabaja-do sobre la teoría conocida como Terapia Fotodinámica, Foto-sensibilización Letal, o Desinfección Fotoactivada. Ésta con-siste en que un agente fotosensibilizante sea absorbido selecti-vamente por el organismo responsable de la infección, siendoinocuo mientras permanece inactivo. Cuando este agente reci-be la luz del láser, se activa y produce una serie de reaccionesde oxidación-reducción en el interior de microorganismo quefinaliza con la muerte del mismo. El láser más empleado es elde Helio y Neón (He-Ne) y el agente fotosensibilizante máscomún en los estudios es el azul de toluidina O(50, 117-121). En elestudio de Seal y cols.(50) se comparó esta teoría a la acción delhipoclorito de sodio para eliminar Strepctococcus intermediusen forma de biofilm del interior del conducto radicular in vitro.El láser empleado fue el de He-Ne a 35 mW con Azul de Tolui-dina O como fotosensibilizante e hipoclorito de sodio al 3%durante 10 minutos a temperatura ambiente. Los resultadosmuestran que el láser elimina gran cantidad de biofilm perono tanto como el hipoclorito, admitiendo que aún es una téc-nica en ciernes aunque con mucho porvenir por delante. Encambio Bonsor y cols.(117, 118), que encontraron en sus estudiosresultados parecidos a los anteriores, también con hipocloritode sodio pero al 2,25%, concluyen que supone una alternativareal de desinfección intraconducto. Soukos y cols.(122) discre-pan de esta afirmación y concluyen su estudio recomendandomás trabajos de investigación al respecto al considerar la tera-pia sólo prometedora, pero no a la altura de los irrigantes actua-les, ya que no es posible asegurar aún el contacto entre el foto-sensibilizante y los microorganismos o el biofilm. Otros inves-

tigadores apuestan por combinar la Terapia Fotodinámica conla terapia endodóntica convencional para mejorar la desinfec-ción intraconducto(119).

Respecto a la electrofulguración y a las técnicas no instru-mentales, no existen datos a día de hoy sobre su eficacia a lahora de eliminar biofilm, quizá debido a que los resultadosobtenidos frente a bacterias convencionales han sido medio-cres(123-126). Huth y cols.(127) compararon la eficacia del ozono ydel hipoclorito de sodio sobre monoespecies de biofilm y susresultados mostraron que sólo altas concentraciones de ozonolograban las mismas tasas de desinfección que el hipoclorito.

TRATAMIENTO DEL BIOFILM EXTRARRADICULAR

Para el tratamiento del biofilm de la superficie externa dela raíz, se necesita de terapia específica de la zona, funda-mentalmente a base de legrado y curetaje en un procedimientoquirúrgico. Hasta el momento, la fase de legrado del periá-pice remanente tras una apicectomía, se consideraba unamaniobra secundaria, ya que el sellado era el objetivo funda-mental(128-131). El sellado retrógrado es imprescindible para eltratamiento del biofilm intraconducto pero no tiene efectoalguno sobre el que anida en la superficie externa de la raíz.La remoción mecánica de esas estructuras constituiría un tra-tamiento eficaz, por lo que la apicectomía y el legrado de lazona son claves para el tratamiento del biofilm extraconduc-to. Aún así, para Lopez Piriz y cols.(65) el factor mecánico debecomplementarse con agentes químicos. Recientemente, Arakiy cols.(132) publicaron un estudio donde exponían ápices connichos de biofilm en la superficie externa al láser Er:YAG,como alternativa al legrado y curetaje mecánico de la zona.Los resultados arrojaban datos acerca de la eliminación totaldel biofilm junto a ligeras alteraciones del cemento radicu-lar. En su discusión, apoyan el uso del láser con este fin yaque el clínico, en el transcurso de la intervención quirúrgica,no tiene manera de comprobar si el legrado ha eliminado latotalidad del biofilm, y el láser permite aumentar las posibi-lidades de eliminación del mismo.

OTROS FACTORES RELACIONADOS CON EL BIOFILM

El sellado coronal tras la realización del tratamiento deconductos se ha mostrado como un factor más a la hora devalorar el pronóstico del mismo y como elemento fundamental


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para evitar la reinfección(36, 133). Barrieshi y cols.(134) observa-ron formaciones de biofilm de F. nucleatum y Campilobacterrec tus en un estudio sobre filtración coronal y preparaciónde postes intrarradiculares, concluyendo que la filtracióncoronal puede desarrollar biofilm posterior al tratamientode conductos, por lo que recomiendan buenas obturacionesprovisionales.

Uno de los eternos debates en Endodoncia es la conve-niencia de realizar el tratamiento de conductos en una o variascitas. Desde luego, la aparición del biofilm no ha hecho másque ampliar el debate hasta este concepto y actualizar la dis-cusión. El hidróxido de calcio ha sido uno de los productosmás empleados hasta el momento para asegurar o mejorar lalimpieza y desinfección del sistema de conductos. El meca-nismo de acción de este compuesto se basa en crear un ambien-te eminentemente alcalino y, por tanto, más hostil para el cre-cimiento de la mayoría de bacterias. Además, tiene efecto anti-bacteriano químico sobre el metabolismo celular y capaci-dad para disolver tejido orgánico cuando se encuentra en ínti-mo contacto con él(37,135,136). Distel y cols.(61) estudiaron la reper-cusión del hidróxido de calcio sobre biofilms de E. faecalis enel interior de conducto radiculares in vitro. Observaron queel biofilm se forma aún en presencia de hidróxido de calcio,en la mayoría de los casos, pero que el medicamento ayudaa disminuir las bacterias en el conducto y, por tanto, ralenti-zar la formación de biofilm. Además, una vez establecido elbiofilm, el hidróxido de calcio atenúa su nivel de organiza-ción, impidiendo las formaciones de tipo champiñón, perono lo elimina. Kayaoglu y cols.(137) publicaron que el E. faeca-lis es más resistente al hidróxido de calcio cuando sus bio-films se asocian a colágeno extraído de la matriz de la denti-na. Siqueira y Rôças(37) recomiendan la medicación intracon-ducto como imprescindible y la equiparan en importancia auna adecuada instrumentación biomecánica.

CONCLUSIONES FINALES

Tras una lectura pausada y crítica de lo publicado al res-pecto hasta el momento, no es posible sacar conclusiones cla-ras e inequívocas. La distinta metodología empleada en lossistemas de cultivo del biofilm, en los métodos de evalua-ción del mismo, en el uso (o no) de modelos del tipo dienteinfectado y en la aplicación de diferentes irrigantes (a distin-tas concentraciones, temperaturas, tiempos de contacto, etc.)no permiten emitir juicios definitivos. El proceso investiga-

dor debe continuar analizando el biofilm, para conseguir cono-cimientos basados en la evidencia científica que nos permi-tan tratar con más rigor y certeza estos casos en la clínica.Para sacar alguna conclusión práctica de esta revisión, pode-mos resumir la información en estos diez puntos:1. No es posible conocer que casos albergan biofilm, pero

se debe sospechar en casos de necrosis de larga evolu-ción, retratamientos y/o periodontitis apicales crónicas.El tratamiento de dientes con biofilm inmaduro mejorael pronóstico de curación, ya que a mayor tiempo de evo-lución del biofilm, aumenta su capacidad de defensa antetratamientos desinfectantes.

2. La anatomía del sistema de conductos es un factor clave.A mayor complejidad anatómica, menor eficacia del tra-tamiento de conductos, aumentando la posibilidad de alber-gar biofilm o bacterias que lo formen, haciendo fracasardicho tratamiento, e incluso retratamientos posteriores.Por tanto, se debe prestar atención a las zona de mayorcomplejidad anatómica y en especial al tercio apical.

3. La matriz de polisacáridos que embebe al biofilm, per-mite a las bacterias crear un hábitat interior más favora-ble que el externo y evitar la entrada de agentes externosindeseables para el mantenimiento de toda la comuni-dad. Por tanto uno de los objetivos debe ser empobreceral máximo posible el medio externo del biofilm.

4. Las enzimas que puede producir el biofilm, tanto las quepromueven la adhesión a otras bacterias o a sustratos comolas que actúan contra los agente químicos que atacan bio-film son parte de los mecanismos de defensa conocidosdel biofilm.

5. Las bacterias asociadas en biofilm presentan tasas decrecimiento y división muy inferiores a las bacterias ensuspensión. Por lo tanto, los agentes antisépticos queselectivamente atacan esa multiplicación, fundamental-mente antibióticos bacteriostáticos, muestran eviden-cias científicas de tener menor efecto que ante bacteriasen suspensión.

6. Según esas bajas tasas de división, los biofilms puedenpermanecer inertes en entornos con baja cantidad denutrientes pero pueden reactivarse al llegar nuevos nutrien-tes y/o bacterias. Por tanto, además de un tratamientode conductos correcto, hay que procurar un sellado estan-co y tridimensional del sistema de conductos, así comoproporcionar un adecuado sellado coronal, para mante-ner la tasa de desinfección y el medio hostil obtenidosdurante el tratamiento.


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7. La mayoría de estudios actuales remarcan el hecho de quela instrumentación ideal es aquella en la que los instru-mentos y el irrigante se complementan y enfatizan laimportancia del irrigante como el arma terapéutica máseficaz contra el biofilm. Fomentar el contacto biofilm-irri-gante, aumenta las posibilidades de eliminación del mismo.El hipoclorito de sodio a altas concentraciones parece serel irrigante más eficaz pero se necesitan más estudios paraasegurar que dichas concentraciones no son perjudicia-les para el diente y/o el paciente.

8. La mayoría de los irrigantes aumentan su eficacia al com-binarse con algún mecanismo físico que desestructure enun primer momento el biofilm y permita el paso del irri-gante, como una correcta e individualizada secuencia deinstrumentación con limas y la aplicación de ultrasonidos.

9. Existen situaciones donde el biofilm asienta más allá delsistema de conductos y se ha observado en la superficieexterna de la raíz, haciendo inútil el tratamiento únicode los conductos. Ese biofilm solo puede ser eliminadocon técnicas quirúrgicas y dichos casos, al poder alber-gar biofilm intra y extrarradicular, deben ser planifica-dos de manera combinada.

10. El conocimiento de la existencia del biofilm es un granpaso para la Endodoncia actual pero no deja de ser aúnun gran desconocido. La falta de datos sobre su metabo-lismo y su tratamiento hacen que esta entidad sea unode los retos actuales para la Endodoncia y son necesariosmuchos más esfuerzos investigadores para poder abor-dar con garantías esta cuestión.

Por último, y mostrando actitud optimista de lo explicadoen este trabajo es que, aunque se hayan expuesto algunos fac-tores que dificultan la eliminación del biofilm, también se haconstatado que es posible eliminarlo o al menos desestabilizary empobrecer el medio que lo sustenta, en condiciones propi-cias. Deberíamos, a la espera de conocer más sobre el biofilm,favorecer en nuestros tratamientos esas condiciones propicias.Sospechar durante la fase de diagnóstico la posibilidad de encon-trarse frente a un caso de biofilm y proponer una correcta apli-cación del tratamiento de conductos, puede mejorar el pronós-tico y aumentar el número de casos resueltos.

BIBLIOGRAFÍA

1. Sjogren U, Hagglund B, Sundqvist G, Wing K. Factors affecting thelong-term results of endodontic treatment. J Endod 1990;16:498-504.

2. Lin LM, Pascon EA, Skribner J, Gangler P, Langeland K. Clinical,radiographic, and histologic study of endodontic treatment failures.Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1991;71:603-11.

3. Lin LM, Skribner JE, Gaengler P. Factors associated with endodon-tic treatment failures. J Endod 1992;18:625-7.

4. Kakehashi S, Stanley HR, Fitzgerald RJ. The effects of surgical expo-sures of dental pulps in germ-free and conventional laboratory rats.Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1965;20:340-9.

5. Moller AJ, Fabricius L, Dahlen G, Ohman AE, Heyden G. Influenceon periapical tissues of indigenous oral bacteria and necrotic pulptissue in monkeys. Scand J Dent Res 1981;89:475-84.

6. Nair PN, Sjogren U, Krey G, Kahnberg KE, Sundqvist G. Intraradi-cular bacteria and fungi in root-filled, asymptomatic human teethwith therapy-resistant periapical lesions: a long-term light and elec-tron microscopic follow-up study. J Endod 1990;16:580-8.

7. Nair PN, Sjogren U, Figdor D, Sundqvist G. Persistent periapicalradiolucencies of root-filled human teeth, failed endodontic treat-ments, and periapical scars. Oral Surg Oral Med Oral Pathol OralRadiol Endod 1999;87:617-27.

8. Nair PN, Henry S, Cano V, Vera J. Microbial status of apical rootcanal system of human mandibular first molars with primary apicalperiodontitis after "one-visit" endodontic treatment. Oral Surg OralMed Oral Pathol Oral Radiol Endod 2005;99:231-52.

9. Mandel E, Machtou P, Torabinejad M. Clinical diagnosis and treat-ment of endodontic and periodontal lesions. Quintessence Int1993;24:135-9.

10. Sena NT, Gomes BP, Vianna ME, Berber VB, Zaia AA, Ferraz CC,Souza-Filho FJ. In vitro antimicrobial activity of sodium hypochlori-te and chlorhexidine against selected single-species biofilms. Int EndodJ 2006;39:878-85.

11. Vianna ME, Conrads G, Gomes BP, Horz HP. Identification and quan-tification of archaea involved in primary endodontic infections. JClin Microbiol 2006;44:1274-82.

12. Vianna ME, Horz HP, Gomes BP, Conrads G. In vivo evaluation ofmicrobial reduction after chemo-mechanical preparation of humanroot canals containing necrotic pulp tissue. Int Endod J 2006;39:484-92.

13. Wu MK, Dummer PM, Wesselink PR. Consequences of and strate-gies to deal with residual post-treatment root canal infection. IntEndod J 2006;39:343-56.

14. Zehnder M. Root canal irrigants. J Endod 2006;32:389-98.

15. Ramachandran Nair PN. Light and electron microscopic studies ofroot canal flora and periapical lesions. J Endod 1987;13:29-39.

16. Peters LB, Wesselink PR, Moorer WR. The fate and the role of bacte-ria left in root dentinal tubules. Int Endod J 1995;28:95-9.

17. Peters LB, Wesselink PR, Buijs JF, van Winkelhoff AJ. Viable bacte-ria in root dentinal tubules of teeth with apical periodontitis. J Endod2001;27:76-81.

18. Gomes BP, Lilley JD, Drucker DB. Associations of endodontic symp-toms and signs with particular combinations of specific bacteria. IntEndod J 1996;29:69-75.

19. Gomes BP, Lilley JD, Drucker DB. Variations in the susceptibilitiesof components of the endodontic microflora to biomechanical pro-cedures. Int Endod J 1996;29:235-41.


Endodoncia 2010; 28 (Nº 4):241-256 253

20. Siqueira JF Jr, Rocas IN, Santos SR, Lima KC, Magalhaes FA, de UzedaM. Efficacy of instrumentation techniques and irrigation regimensin reducing the bacterial population within root canals. J Endod2002;28:181-4.

21. Chugal NM, Clive JM, Spangberg LS. Endodontic infection: somebiologic and treatment factors associated with outcome. Oral SurgOral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2003;96:81-90.

22. Zehnder M, Schmidlin P, Sener B, Waltimo T. Chelation in root canaltherapy reconsidered. J Endod 2005;31:817-20.

23. Haapasalo M, Qian W, Portenier I, Waltimo T. Effects on dentin onthe antimicrobial properties of endodontic medicaments. J Endod2007;33:917-25.

24. Kirkevang LL, Vaeth M, Horsted-Bindslev P, Bahrami G, Wenzel A.Risk factors for developing apical periodontitis in a general popula-tion. Int Endod J 2007;40:290-9.

25. Bystrom A, Sundqvist G. Bacteriologic evaluation of the efficacy ofmechanical root canal instrumentation in endodontic therapy. ScandJ Dent Res 1981;89:321-8.

26. Bystrom A, Sundqvist G. The antibactericidal action of sodium hypoch-lorite and EDTA in 60 cases of endodontic therapy. Int Endod J1985;18:35-40.

27. Bystrom A, Happonen RP, Sjogren U, Sundqvist G. Healing of peria-pical lesions of pulpless teeth after endodontic treatment with con-trolled asepsis. Endod Dent Traumatol 1987;3:58-63.

28. Mandel E, Machtou P, Friedman S. Scanning electron microscopeobservation of canal cleanliness. J Endod 1990;16:279-83.

29. Sjögren U, Figdor D, Spangberg L, Sundqvist G. The antimicrobialeffect of calcium hydroxide as a short-term intracanal dressing. IntEndod J 1991;24:119-25.

30. Sjogren U, Figdor D, Persson S, Sundqvist G. Influence of infectionat the time of root filling on the outcome of endodontic treatment ofteeth with apical periodontitis. Int Endod J 1997;30:297-306. Erra-tum in: Int Endod J 1998;31:148.

31. Molander A, Reit C, Dahlen G, Kvist T. Microbiological status ofroot-filled teeth with apical periodontitis. Int Endod J 1998;31:1-7.

32. Gomes BP, Ferraz CC, Vianna ME, Berber VB, Teixeira FB, Souza-Filho FJ. In vitro antimicrobial activity of several concentrations ofsodium hypochlorite and chlorhexidine gluconate in the elimina-tion of Enterococcus faecalis. Int Endod J 2001;34:424-8.

33. Spratt DA, Pratten J, Wilson M, Gulabivala K. An in vitro evalua-tion of the antimicrobial efficacy of irrigants on biofilms of root canalisolates. Int Endod J 2001;34:300-7.

34. Grande NM, Plotino G, Falanga A, Pomponi M, Somma F. Interac-tion between EDTA and sodium hypochlorite: a nuclear magneticresonance analysis. J Endod 2006;32:460-4.

35. Love RM. Hemin nutritional stress inhibits bacterial invasion of radi-cular dentine by two endodontic anaerobes.Int Endod J 2007;40:94-9.

36. Chugal NM, Clive JM, Spångberg LS. Endodontic treatment outco-me: effect of the permanent restoration. Oral Surg Oral Med OralPathol Oral Radiol Endod 2007;104:576-82.

37. Siqueira JF Jr, Rôças IN. Community as the unit of pathogenicity: anemerging concept as to the microbial pathogenesis of apical periodonti-tis. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2009; 107:870-8.

38. Wu MK, Wesselink PR. Efficacy of three techniques in cleaning theapical portion of curved root canals. Oral Surg Oral Med Oral Pat-hol Oral Radiol Endod 1995;79:492-6.

39. Card SJ, Sigurdsson A, Orstavik D, Trope M. The effectiveness ofincreased apical enlargement in reducing intracanal bacteria. J Endod2002;28:779-83.

40. Peters OA. Current challenges and concepts in the preparation ofroot canal systems: a review. J Endod 2004;30:559-67.

41. Vertucci FJ. Root canal anatomy of the human permanent teeth. OralSurg Oral Med Oral Pathol 1984;58:589-99.

42. Cunningham CJ, Senia ES. A three-dimensional study of canal curvatu-res in the mesial roots of mandibular molars. J Endod 1992;18:294-300.

43. Stropko JJ. Canal morphology of maxillary molars: clinical observa-tions of canal configurations. J Endod 1999;25:446-50.

44. Peters OA, Laib A, Ruegsegger P, Barbakow F. Three-dimensionalanalysis of root canal geometry by high-resolution computed tomo-graphy. J Dent Res 2000;79:1405-9.

45. Zeldow BI, Ingle JI. Correlation of the positive culture to the prog-nosis of endodontically treated teeth: a clinical study. J Am DentAssoc 1963;66:9-13.

46. Bystrom A, Sundqvist G. Bacteriologic evaluation of the effect of 0.5percent sodium hypochlorite in endodontic therapy. Oral Surg OralMed Oral Pathol 1983;55:307-12.

47. Siqueira JF Jr. Aetiology of root canal treatment failure: why well-treated teeth can fail. Int Endod J 2001;34:1-10.

48. Grawehr M, Sener B, Waltimo T, Zehnder M. Interactions of ethyle-nediamine tetraacetic acid with sodium hypochlorite in aqueous solu-tions. Int Endod J 2003;36:411-7.

49. Lomcali G, Sen BH, Cankaya H. Scanning electron microscopic obser-vations of apical root surfaces of teeth with apical periodontitis. EndodDent Traumatol 1996;12:70-6.

50. Seal GJ, Ng YL, Spratt D, Bhatti M, Gulabivala K. An in vitro com-parison of the bactericidal efficacy of lethal photosensitization orsodium hyphochlorite irrigation on Streptococcus intermedius bio-films in root canals. Int Endod J 2002;35:268-74.

51. Clegg MS, Vertucci FJ, Walker C, Belanger M, Britto LR. The effectof exposure to irrigant solutions on apical dentin biofilms in vitro. JEndod 2006;32:434-7.

52. De-Deus G, Paciornik S, Mauricio MH. Evaluation of the effect ofEDTA, EDTAC and citric acid on the microhardness of root dentine.Int Endod J 2006;39:401-7.

53. De-Deus G, Paciornik S, Pinho Mauricio MH, Prioli R. Real-time ato-mic force microscopy of root dentine during demineralization whensubjected to chelating agents. Int Endod J 2006;39:683-92.

54. Dunavant TR, Regan JD, Glickman GN, Solomon ES, Honeyman AL.Comparative evaluation of endodontic irrigants against Enterococ-cus faecalis biofilms. J Endod 2006;32:527-31.

55. Khemaleelakul S, Baumgartner JC, Pruksakom S. Autoaggregationand coaggregation of bacteria associated with acute endodontic infec-tions. J Endod 2006;32:312-8.

56. Costerton JW, Lewandowski Z, DeBeer D, Caldwell D, Korber D,James G. Biofilms, the customized microniche. J Bacteriol 1994;176:2137-42.


Endodoncia 2010; 28 (Nº 4):241-256254

57. Costerton JW, Lewandowski Z, Caldwell DE, Korber DR, Lappin-Scott HM. Microbial biofilms. Annu Rev Microbiol 1995;49:711-45.

58. Costerton JW, Stewart PS, Greenberg EP. Bacterial biofilms: a com-mon cause of persistent infections. Science 1999;284(5418):1318-22.

59. Costerton JW. Cystic fibrosis pathogenesis and the role of biofilmsin persistent infection. Trends Microbiol 2001;9:50-2.

60. Wilson M. Susceptibility of oral bacterial biofilms to antimicrobialagents. J Med Microbiol 1996;44:79-87.

61. Distel JW, Hatton JF, Gillespie MJ. Biofilm formation in medicatedroot canals. J Endod 2002;28:689-93.

62. Leonardo MR, Rossi MA, Silva LA, Ito IY, Bonifacio KC. EM eva-luation of bacterial biofilm and microorganisms on the apical exter-nal root surface of human teeth. J Endod 2002;28:815-8.

63. Chavez de Paz LE, Bergenholtz G, Dahlen G, Svensater G. Responseto alkaline stress by root canal bacteria in biofilms. Int Endod J2007;40:344-55.

64. Duggan JM, Sedgley CM. Biofilm formation of oral and endodonticenterococcus faecalis. J Endod 2007;33:815-8.

65. Lopez-Piriz R, Aguilar L, Gimenez MJ. Management of odontogenicinfection of pulpal and periodontal origin. Med Oral Patol Oral CirBucal 2007;12:116-21.

66. Ricucci D, Siqueira JF Jr, Bate AL, Pitt Ford TR. Histologic investiga-tion of root canal-treated teeth with apical periodontitis: a retros-pective study from twenty-four patients. J Endod 2009;35:493-502.

67. O'Toole G, Kaplan HB, Kolter R. Biofilm formation as microbial deve-lopment. Annu Rev Microbiol 2000;54:49-79.

68. George S, Kishen A, Song KP. The role of environmental changes onmonospecies biofilm formation on root canal wall by Enterococcusfaecalis. J Endod 2005;31:867-72.

69. Hughes CV, Kolenbrander PE, Andersen RN, Moore LV. Coaggre-gation properties of human oral Veillonella spp: relationship to colo-nization site and oral ecology. Appl Environ Microbiol 1988;54:1957-63.

70. Cook GS, Costerton JW, Lamont RJ. Biofilm formation by Porphyro-monas gingivalis and Streptococcus gordonii. J Periodontal Res1998;33:323-7.

71. Socransky SS, Haffajee AD. Dental biofilms: difficult therapeutictargets. Periodontol 2002;28:12-55.

72. Walter C, Weiger R. Antibiotics as the only therapy of untreated chro-nic periodontitis: a critical commentary. J Clin Periodontol 2006;33:938-9; author reply 940-1.

73. de Paz LC. Redefining the persistent infection in root canals: possi-ble role of biofilm communities. J Endod 2007;33:652-62.

74. Svensäter G, Bergenholtz G. Biofilms in endodontic infections. EndodTopics 2004;9:27-36.

75. Stewart PS, Costerton JW. Antibiotic resistance of bacteria in bio-films. Lancet 2001;358:135-8.

76. Mah TF, O'Toole GA. Mechanisms of biofilm resistance to antimi-crobial agents. Trends Microbiol 2001;9:34-9.

77. Ozok AR, Wu MK, Luppens SB, Wesselink PR. Comparison of growthand susceptibility to sodium hypochlorite of mono -and dual- spe-

cies biofilms of Fusobacterium nucleatum and Peptostreptococcus(micromonas) micros. J Endod 2007;33:819-22.

78. Siqueira JF Jr, Rôças IN, Alves FR, Silva MG. Bacteria in the apicalroot canal of teeth with primary apical periodontitis. Oral Surg OralMed Oral Pathol Oral Radiol Endod 2009;107:721-6.

79. Metzger Z, Blasbalg J, Dotan M, Tsesis I, Weiss EI. Characterizationof coaggregation of Fusobacterium nucleatum PK1594 with six Porphy-romonas gingivalis strains. J Endod 2009;35:50-4.

80. Metzger Z, Blasbalg J, Dotan M, Weiss EI. Enhanced attachment ofPorphyromonas gingivalis to human fibroblasts mediated by Fuso-bacterium nucleatum. J Endod 2009;35:82-5.

81. Metzger Z, Lin YY, Dimeo F, Ambrose WW, Trope M, Arnold RR.Synergistic pathogenicity of Porphyromonas gingivalis and Fuso-bacterium nucleatum in the mouse subcutaneous chamber model. JEndod 2009;35:86-94.

82. Abdullah M, Ng YL, Gulabivala K, Moles DR, Spratt DA. Suscepti-bilties of two Enterococcus faecalis phenotypes to root canal medi-cations. J Endod 2005;31:30-6.

83. van der Sluis LW, Wu MK, Wesselink PR. The evaluation of remo-val of calcium hydroxide paste from an artificial standardized groo-ve in the apical root canal using different irrigation methodologies.Int Endod J 2007;40:52-7.

84. Kishen A, George S, Kumar R. Enterococcus faecalis-mediated bio-mineralized biofilm formation on root canal dentine in vitro. J Bio-med Mater Res A 2006;77:406-15.

85. Tarsi R, Corbin B, Pruzzo C, Muzzarelli RA. Effect of low-molecu-lar-weight chitosans on the adhesive properties of oral streptococci.Oral Microbiol Immunol 1998;13:217-24.

86. Takemura N, Noiri Y, Ehara A, Kawahara T, Noguchi N, Ebisu S.Single species biofilm-forming ability of root canal isolates on gutta-percha points. Eur J Oral Science 2004;112:523-9.

87. Yamane K, Ogawa K, Yoshida M, Hayashi H, Nakamura T, Yama-naka T, Tamaki T, Hojoh H, Leung KP, Fukushima H. Identificationand characterization of clinically isolated biofilm-forming gram-positive rods from teeth associated with persistent apical periodon-titis. J Endod 2009;35:347-52.

88. Ricucci D, Martorano M, Bate AL, Pascon EA. Calculus-like depositon the apical external root surface of teeth with post-treatment api-cal periodontitis: report of two cases. Int Endod J 2005;38:262-71.

89. Carr GB, Schwartz RS, Schaudinn C, Gorur A, Costerton JW. Ultras-tructural examination of failed molar retreatment with secondaryapical periodontitis: an examination of endodontic biofilms in anendodontic retreatment failure. J Endod 2009;35:1303-9.

90. Marrie TJ, Nelligan J, Costerton JW. A scanning and transmissionelectron microscopic study of an infected endocardial pacemakerlead. Circulation 1982;66:1339-41.

91. Stewart PS. Theoretical aspects of antibiotic diffusion into microbialbiofilms. Antimicrob Agents Chemother 1996;40:2517-22.

92. Takahashi N, Ishihara K, Kimizuka R, Okuda K, Kato T. The effectsof tetracycline, minocycline, doxycycline and ofloxacin on Prevote-lla intermedia biofilm. Oral Microbiol Immunol 2006;21:366-71.

93. Noiri Y, Ehara A, Kawahara T, Takemura N, Ebisu S. Participationof bacterial biofilms in refractory and chronic periapical periodonti-tis. J Endod 2002;28:679-83.


Endodoncia 2010; 28 (Nº 4):241-256 255

94. Kara D, Luppens SB, Cate JM. Differences between single- and dual-species biofilms of Streptococcus mutans and Veillonella parvula ingrowth, acidogenicity and susceptibility to chlorhexidine. Eur J OralSci 2006;114:58-63.

95. Williamson AE, Cardon JW, Drake DR. Antimicrobial susceptibilityof monoculture biofilms of a clinical isolate of Enterococcus faecalis.J Endod 2009;35:95-7.

96. Fardal O, Turnbull RS. A review of the literature on use of chlorhe-xidine in dentistry. J Am Dent Assoc 1986;112:863-9.

97. Jeansonne MJ, White RR. A comparison of 2,0% chlorhexidine glu-conate and 5,25% sodium hypochlorite as antimicrobial endodonticirrigants. J Endod 1994;20:276-8.

98. Siqueira JF, Rocas IN, Favieri A, Lima K. Chemomechanical reduc-tion of the bacterial population in the root canal after instrumenta-tion and irrigation with 1%, 2,5% and 5,25% sodium hypoclorite. J.Endod 2000;6:331-34.

99. Zamany A, Safavi K, Spangberg LSW. The effect of chlorhexidine asan endodontic disinfectant. Oral Surg Oral Med Oral Pathol RadiolEndod 2003;96:578-81.

100.Ferraz CC, Figueiredo de Almeida Gomes BP, Zaia AA, Teixeira FB,Souza- Fihlo FJ. In vitro assessment of the antimicrobial action andthe mechanical ability of clorhexidine gel as an endodontic irrigant.J Endod 2001;27:452-5.

101.Buck R, Eleazar PD, Staat RH. In vitro disinfection of dentinal tubu-les by various endodontics irrigants. J Endod 1999;25:786-8.

102.Buck RA, Eleazer PD, Staat RH, Scheetz JP. Effectiveness of threeendodontic irrigants at various tubular depths in human dentin. JEndod 2001;27:206-8.

103.Arias-Moliz MT, Ferrer-Luque CM, Espigares-García M, Baca P. Ente-rococcus faecalis biofilms eradication by root canal irrigants. J Endod2009;35:711-4.

104.Giardino L, Ambu E, Becce C, Rimondini L, Morra M. Surface ten-sion comparison of four common root canal irrigants and two newirrigants containing antibiotic. J Endod 2006;32:1091-3.

105.Hems RS, Gulabivala K, Ng YL, Ready D, Spratt DA. An in vitro eva-luation of the ability of ozone to kill a strain of Enterococcus faeca-lis. Int Endod J 2005;38:22-9.

106.Bryce G, O'Donnell D, Ready D, Ng YL, Pratten J, Gulabivala K. Con-temporary root canal irrigants are able to disrupt and eradicate sin-gle- and dual-species biofilms. J Endod 2009;35:1243-8.

107.Lima KC, Fava LR, Siqueira JF Jr. Susceptibilities of Enterococcus faeca-lis biofilms to some antimicrobial medications. J Endod 2001;27:616-9.

108.Shen Y, Qian W, Chung C, Olsen I, Haapasalo M. Evaluation of theeffect of two chlorhexidine preparations on biofilm bacteria in vitro:a three-dimensional quantitative analysis. J Endod 2009;35:981-5.

109.Mohammadi Z, Abbott PV. The properties and applications of chlor-hexidine in endodontics. Int Endod J 2009;42:288-302.

110.Sirvent Encinas F, Martín Buyolo N, Tapia Guadix A, García Barbe-ro E. Importancia de la irritgación en el éxito del tratamiento de con-ductos radiculares necróticos. Parte 1. Endodoncia 2008;26:172-85.

111.Sirvent Encinas F, Martín Buyolo N, Tapia Guadix A, García Barbe-ro E. Importancia de la irritgación en el éxito del tratamiento de con-ductos radiculares necróticos. Parte 2. Endodoncia 2008;26:218-27.

112.McGill S, Gulabivala K, Mordan N, Ng YL. The efficacy of dynamicirrigation using a commercially available system (RinsEndo) deter-mined by removal of a collagen 'bio-molecular film' from an ex vivomodel. Int Endod J 2008;41:602-8.

113.van der Sluis LW, Shemesh H, Wu MK, Wesselink PR. An evalua-tion of the influence of passive ultrasonic irrigation on the seal ofroot canal fillings. Int Endod J 2007;40:356-61.

114.van der Sluis LW, Versluis M, Wu MK, Wesselink PR. Passive ultra-sonic irrigation of the root canal: a review of the literature. Int EndodJ 2007;40:415-26.

115.Gutarts R, Nusstein J, Reader A, Beck M. In vivo debridement effi-cacy of ultrasonic irrigation following hand-rotary instrumentationin human mandibular molars. J Endod 2005;3:166-70

116.Bergmans L, Moisiadis P, Teughels W, Van Meerbeek B, QuirynenM, Lambrechts. Bactericidal effect of Nd:YAG laser irradiation onsome endodontic pathogens ex vivo. Int Endod J 2006;39:547-57.

117.Bonsor SJ, Nichol R, Reid TM, Pearson GJ. An alternative regimenfor root canal disinfection. Br Dent J 2006;201:101-5.

118.Bonsor SJ, Nichol R, Reid TM, Pearson GJ. Microbiological evalua-tion of photo-activated disinfection in endodontics (an in vivo study).Br Dent J 2006;200:337-41.

119.Garcez AS, Ribeiro MS, Tegos GP, Núñez SC, Jorge AO, HamblinMR. Antimicrobial photodynamic therapy combined with conven-tional endodontic treatment to eliminate root canal biofilm infec-tion. Lasers Surg Med 2007;39:59-66.

120.George S, Kishen A. Advanced noninvasive light-activated disinfec-tion: assessment of cytotoxicity on fibroblast versus antimicrobialactivity against Enterococcus faecalis. J Endod 2007;33:599-602.

121.Konopka K, Goslinski T. Photodynamic therapy in dentistry. J DentRes 2007;86:694-707.

122.Soukos NS, Chen PS, Morris JT, Ruggiero K, Abernethy AD, Som S,Foschi F, Doucette S, Bammann LL, Fontana CR, Doukas AG, Stas-henko PP. Photodynamic therapy for endodontic disinfection. J Endod2006;32:979-84.

123.Lussi A, Nussbacher U, Grosrey J. A novel noninstrumented techni-que for cleansing the root canal system. J Endod 1993;19:549-53.

124.Lussi A, Messerli L, Hotz P, Grosrey J. A new non-instrumental tech-nique for cleaning and filling root canals. Int Endod J 1995;28:1-6.

125.Lendini M, Alemanno E, Migliaretti G, Berutti E. The effect of high-frequency electrical pulses on organic tissue in root canals. Int EndodJ 2005;38:531-8.

126.Virtej A, MacKenzie CR, Raab W, Pfeffer K, Barthel CR. Determina-tion of the performance of various root canal disinfection methodsafter in situ carriage. J Endod 2007;33:926-9.

127.Huth KC, Quirling M, Maier S, Kamereck K, Alkhayer M, PaschosE, Welsch U, Miethke T, Brand K, Hickel R. Effectiveness of ozoneagainst endodontopathogenic microorganisms in a root canal bio-film model. Int Endod J 2009;42:3-13.

128.Donado A, Gomeza A, Sirvent F, Martínez-González JM, DonadoM. Cirugía, ¿una solución en endodoncia? Recursos actuales. ParteI. Endodoncia 2001;19:110-24.

129.Donado A, Gomeza A, Sirvent F, Martínez-González JM, DonadoM. Cirugía, ¿una solución en endodoncia? Perspectivas futuras: ParteII. Endodoncia 2001;19:195-207.


Endodoncia 2010; 28 (Nº 4):241-256256

130.Baca R, Alobera, MA, Sirvent, F. La cirugía periapical del nuevo mile-nio (1ª parte). Profesión Dental 2002;5:23-31.

131.Baca R, Alobera, MA, Sirvent, F. La cirugía periapical del nuevo mile-nio (2ª parte). Profesión Dental 2002;5:39-47.

132.Araki AT, Ibraki Y, Kawakami T, Lage-Marques JL. Er:Yag laser irra-diation of the microbiological apical biofilm. Braz Dent J 2006;17:296-9.

133.Roach RP, Hatton JF, Gillespie MJ. Prevention of the ingress of a knownvirulent bacterium into the root canal system by intracanal medica-tions. J Endod 2001;27:657-60.

134.Barrieshi KM, Walton RE, Johnson WT, Drake DR. Coronal leakage ofmixed anaerobic bacteria after obturation and post space preparation.Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1997;84:310-4.

135.Hasselgren G, Olsson B, Cvek M. Effects of calcium hydroxide andsodium hypochlorite on the dissolution of necrotic porcine muscletissue. J Endod 1988;14:125-7.

136.De la Casa ML, López ME, Raiden G. Acción solvente de solucionesde irrigación endodóncica. Endodoncia 2006;24:214-8.

137.Kayaoglu G, Erten H, Bodrumlu E, Ørstavik D. The resistance ofcollagen-associated, planktonic cells of Enterococcus faecalis to cal-cium hydroxide. J Endod 2009;35:46-9.

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