Evaluación de la condición fisiológica del ostión japonés ...
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN
PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL
IPN-CIIDIR UNIDAD SINALOA
Evaluación de la condición fisiológica del
ostión japonés Crassostrea gigas (Thunberg,
1851) en condiciones de cultivo ante eventos
de infección provocada por el protozoario
Perkinsus sp.
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRÍA EN
RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE
PRESENTA
FERNANDO RUBIO ZEPEDA
GUASAVE, SINALOA, MÉXICO. ENERO 2016
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Agradecimientos a proyectos y becas
El trabajo de tesis se desarrolló en el Departamento de Acuacultura del Centro
Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional (CIIDIR)
Unidad Sinaloa del Instituto Politécnico Nacional (IPN). El presente trabajo fue
apoyado económicamente a través de los Proyectos ―CICLO REPRODUCTIVO
DEL OSTIÓN JAPONÉS Crassostres gigas CULTIVO EN ISLA LOS REDOS,
ENSENADA PABELLOONES, NAVOLATO, SINALOA‖ (con registro 20150088)
bajo el cargo del M. en C. Andrés Martín Góngora Gómez.
―Selección de un lote de organismos reproductores del pargo Lutjanus colorado
para su desove en cautiverio‖ (Con número de registro 2015000171) y el Proyecto
ciencia básica ―ESTADO DE SALUD DE LA POBLACIÓN SILVESTREDE LOS
PARGOS Lutjanus peru, Lutjanus guttatus y Lutjanus argentiventris EN EL
OCEANO PACÍFICO MEXICANO‖ (con número de registro 166615, (CB-2011-01)
bajo el cargo de la Dra. Apolinar Santamaría Miranda.
El alumno Fernando Rubio Zepeda fue apoyado con una beca CONACYT con
clave CVU: 557602 y una beca BEIFI con clave 65688e.
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Dedicatoria
Esta tesis está dedicada a:
A mis padres por la vida que me han dado, el amor, el apoyo incondicional, los
valores que me han inculcado, comprensión, consejos, experiencias de vida, la
oportunidad de estudiar, por ser mi mayor fuente de motivación. Gracias padres
por ser el mejor ejemplo de voluntad inquebrantable ante las adversidades. Éste
logro también les pertenece!!
A mis hermanos Beatriz Alicia, Baltazar, Ramón Hernando y Ana Patricia por estar
siempre cercas de mí y todo el apoyo que me han brindado. Gracias por ser mis
hermanos!!
A mis abuelas María Alicia y Edelmira, y a mis tíos Elvia Lucina, Edgar Renán,
Wilfredo y Obed por todo su apoyo incondicional brindado, gracias por ser mi
familia.
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Agradecimientos
Al IPN-CIIDIR-SINALOA por haberme aceptado como alumno en el programa
educativo Maestría en Recursos Naturales y Medio Ambiente, y por brindarme las
condiciones necesarias para desarrollarme y adquirir el grado de Maestro en
Ciencias.
A mis directores de tesis: Dra. Apolinar Santamaría Miranda por la oportunidad de
aceptarme como alumno, todo su apoyo y atenciones brindadas durante mi
estancia en IPN-CIIDIR Unidad Sinaloa. M en C. Andrés M. Góngora Gómez por
ser un excelente profesor y amigo durante mi estancia como estudiante del IPN-
CIIDIR Unidad Sinaloa. Gracias por las oportunidades brindadas al realizar la
Estancia Académica Profesional, Verano Científico, Tesis de Licenciatura y la
Maestría, por todo el aprendizaje, su comprensión y apoyo, Muchas gracias.
A mis asesores de tesis Dra. Ana Laura Domínguez Orozco, Dr. Manuel García
Ulloa Gómez y Dr. Ignacio Eduardo Maldonado Mendoza por ser excelentes
profesores, la dedicación, enseñanzas, comprensión, apoyo. Gracias.
Al Dr. Pablo Apún Molina por su apoyo en los análisis de bioquímica y por
prestarme sus pipetas.
A mis maestros del IPN-CIIDIR que fueron una parte esencial de mi formación.
A mis compañeros y amigos del IPN-CIIDIR por todos los momentos que pasamos
juntos en clases, Prácticas de campo y convivencias fuera de la casa de estudio.
Gracias.
A mis compañeros y amigos del laboratorio del IPN-CIIDIR Sinaloa: Departamento
de Acuacultura: Ernesto, Lizeth, Brenda, Teresa, Isabel, Mariela, Melany, Lidian,
Tanis, Eusebio, Antonio ―Tigre‖, Daniel, Carlos, Miguel y Pedro.
A mis amigos con los que he crecido y compartido tantos momentos de vida,
Gracias por el apoyo, motivación y su amistad.
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ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 20
1.1. Ostricultura .................................................................................................. 20
1.2. Ostricultura en México ................................................................................ 20
1.3. Crassostrea gigas en México ...................................................................... 21
1.4 Biología del ostión Crassostrea spp. ............................................................ 21
1.5 Sanidad acuícola y enfermedades en moluscos bivalvos ............................ 23
1.5.1 Principales enfermedades en moluscos bivalvos .................................. 24
1.6 Perkinsus sp................................................................................................. 28
1.6.1. Ciclo de vida y transmisión ................................................................... 29
1.6.2. Infección y condición fisiológica ............................................................ 32
1.6.3. Métodos de diagnóstico y control de la enfermedad ............................. 33
1.6.4. Introducción en México ......................................................................... 34
II. ANTECEDENTES ............................................................................................. 36
2.1. Estudios nacionales sobre cultivos ............................................................. 36
2.2. Estudios internacionales sobre Perkinsus sp. ............................................. 37
2.3. Estudios nacionales sobre Perkinsus sp. .................................................... 38
2.4. Estudios internacionales sobre bioquímica ................................................. 41
2.5. Estudios nacionales sobre análisis bioquímicos ......................................... 42
III. JUSTIFICACIÓN .............................................................................................. 44
IV. HIPÓTESIS ...................................................................................................... 45
V. OBJETIVOS ...................................................................................................... 45
5.1. Objetivo General ......................................................................................... 45
5.2. Objetivos Específicos .................................................................................. 46
VI. MATERIAL Y MÉTODOS................................................................................. 47
6.1 Área de estudio ............................................................................................ 47
6.2 Construcción del sistema de cultivo ............................................................. 49
6.3 Obtención de semillas .................................................................................. 49
6.4 Desarrollo del cultivo .................................................................................... 50
6.4.1 Limpieza y mantenimiento del cultivo .................................................... 50
6.5. Toma de parámetros físicos ........................................................................ 51
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6.6. Toma de parámetros químico-biológicos .................................................... 51
6.6.1. Determinación de sólidos suspendidos totales (SST) y materia orgánica
particulada (MOP) ........................................................................................... 51
6.6.2 Determinación de clorofila (Clo-a) .......................................................... 52
6.7. Toma de parámetros poblacionales ............................................................ 52
6.7.1 Crecimiento ............................................................................................ 52
6.7.2. Tasa de crecimiento especifica ............................................................. 52
6.7.3. Índice de condición fisiológica (ICF) ..................................................... 53
6.7.4. Supervivencia ....................................................................................... 53
6.8 Detección del patógeno Perkinsus sp. ......................................................... 54
6.8.1 Preparación del Medio Fluido de Tioglicolato (FTM) .............................. 54
6.8.2. Ensayo de tejidos .................................................................................. 54
6.8.3. Carga parasitaria total ........................................................................... 54
6.8.4. Índice de infección ................................................................................ 55
6.8.5. Prevalencia de la infección ................................................................... 56
6.9 Bioquímica ................................................................................................... 56
6.9.1 Procesamiento de muestras .................................................................. 56
6.9.2 Triglicéridos ........................................................................................... 57
6.9.3. Lípidos totales ....................................................................................... 57
6.9.4. Proteínas totales ................................................................................... 58
6.9.5. Carbohidratos ....................................................................................... 59
VII. ANÁLISIS ESTADÍSTICO ............................................................................... 60
VIII. RESULTADOS ............................................................................................... 60
8.1. Parámetros fisicoquímicos .......................................................................... 60
8.2. Parámetros químico-biológicos. .................................................................. 62
8.3. Parámetros poblacionales ........................................................................... 65
8.3.1. Crecimiento ........................................................................................... 65
8.3.2. Tasa de crecimiento específico (TCE) .................................................. 66
8.3.3. Índice de condición fisiológica (ICF) ..................................................... 68
8.3.4. Supervivencia ....................................................................................... 70
8.4. Detección de Perkinsus sp. en Medio Fluido de Tioglicolato (FTM)............ 72
10
8.5. Carga parasitaria ......................................................................................... 73
8.6. Índice de infección ...................................................................................... 74
8.7. Prevalencia de la infección por perkinsus sp. ............................................. 75
8.8. Bioquímica .................................................................................................. 77
8.8.1. Triglicéridos .......................................................................................... 78
8.8.2. Lípidos totales ....................................................................................... 83
8.8.3. Proteínas totales ................................................................................... 89
8.8.4. Carbohidratos ....................................................................................... 95
8.9. Correlaciones de sperman ........................................................................ 101
IX. DISCUSIONES .............................................................................................. 106
X. CONCLUSIONES ........................................................................................... 111
XI. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................. 112
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GLOSARIO
Batimetría: Conjunto de métodos que se utilizan para determinar profundidades y
formas del terreno en el fondo de mares, ríos, lagos, presas o canales.
Bivalvo: Organismo de agua dulce o marina perteneciente al filo Mollusca,
caracterizado por la presencia de concha formada por dos valvas unidas entre sí
por una articulación con dientes; también son llamados pelecípodos ó
lamelibranquios en los que se incluyen almejas, ostras y mejillones.
Carga parasitaria: Método que permite estimar el número de parásitos por gramo
de peso fresco del organismo hospedero.
Cariocinesis: División del núcleo en una célula durante el proceso de mitosis. Se
forman núcleos separados con idéntica dotación cromosómica.
Carroñeros: Animales que se alimentan de cadáveres en descomposición de
otros animales.
Citocinesis: Proceso de separación física del citoplasma en dos partes, dentro de
una célula durante su división.
Condición fisiológica: Estado y comportamiento de funciones esenciales de un
organismo, en respuesta a la interacción con factores ambientales.
Desove: Puesta de huevos durante la reproducción de especies animales como
anfibios, peces y moluscos.
Ectoparásito: Organismo huésped que vive en el exterior de otro organismo
(hospedador) y se beneficia de la relación a expensas del hospedador.
Endémico: Termino utilizado para indicar la distribución limitada de una especie a
un ámbito geográfico exclusivo y que no se encuentra en forma natural en ninguna
otra parte del mundo.
Enfermedad: Cualquier desviación genética, nutricional o infecciosa que afecta el
estado de equilibrio de un organismo.
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Epizootias: Enfermedad eventual que se dispersa rápidamente afectando a varios
individuos de una o más especies simultáneamente.
Espectrofotómetro: Instrumento usado para la cuantificación de sustancias en
función de la longitud de onda.
Esquizogonia: Tipo de reproducción asexual en protozoarios. El núcleo se divide
varias veces y cada fragmento adquiere una porción del citoplasma.
Etiología: Ciencia encargada del estudio del comportamiento o de la causalidad
de un evento.
Exótico: Termino utilizado para indicar la distribución externa de una especie a un
ámbito geográfico natural.
Fagocitosis: Proceso por el cual ciertas células capturan y digieren partículas
nocivas o microorganismos unicelulares como patógenos.
Fecundación: Fase de la reproducción sexual en la cual el gameto femenino se
une con el masculino para iniciar el desarrollo de un nuevo ser.
Gametos: Células sexuales haploides de organismos pluricelulares.
Hemocitos: Células componentes del sistema inmune, están especializadas en
reconocer, controlar y matar agentes patógenos y remover sustancias.
Hermafrodita protándrico: Organismos que presentan ambos sexos y tiene la
capacidad de madurar sus órganos sexuales femeninos o masculinos
dependiendo de las condiciones ambientales o estructura de la población.
Histología: Estudio de la composición, estructura y características de los tejidos
orgánicos de los seres vivos mediante técnicas que permiten realizar cortes
microscópicos.
Hospedero: Organismo que alberga en su interior o exterior a otro organismo que
se beneficia de él.
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Infección: Colonización de un organismo por otros organismos generalmente más
pequeños. Dichas especies colonizadoras afectan negativamente el
funcionamiento normal del organismo hospedero.
Liofilización: Método de conservación de tejidos que consiste en deshidratar la
muestra sometiéndola a una rápida congelación y posterior eliminación del hielo
mediante aplicación de vacío.
Metamorfosis: Transformación que experimentan determinados animales en su
desarrollo biológico afectando su forma, funciones y hábitos de vida.
Organismos epibiontes: Organismos no parásitos que vive por lo menos una
fase de su ciclo vital encima de otro de mayor tamaño, al cual generalmente no le
causa ningún problema.
Parasito: Organismo que vive en el interior o sobre la superficie de un organismo
de distinta especie, y se alimenta de las sustancias que elabora causando algún
daño o enfermedad.
Patógeno: Cualquier agente biológico causal de una enfermedad.
PCR (Polymerase Chain Reaction o Reacción en cadena de la Polimerasa):
Metodología empleada para generar múltiples copias de un fragmento de DNA de
interés.
Prevalencia: Proporción de individuos de un grupo o una población que presenta
una enfermedad en un periodo determinado.
Surgencia: Fenómeno oceanográfico que consiste en el movimiento vertical de
las masas de agua, desde niveles profundos hacia la superficie.
Transfaunación: Transferencia de un patógeno a través del movimiento de un
hospedero de un sitio, a otro hospedero (de la misma o diferente especie) de otro
lugar.
Zoosporas: Espora asexual provista de flagelos para su locomoción.
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ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Ciclo de vida y anatomía de Crassostrea gigas (Hickman, 2003). ....................... 22
Figura 2. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en el interior del ostión. Trofozoito inmaduro (1 y
2), trofozoito desarrollando su vacuola (3), trofozoito maduro (4), trofozoito en palintomía
(división interna) (5, 6 y 7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002). ........................................ 30
Figura 3. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en vida libre. Trofozoito libre (1), trofozoito sin
vaculoplasto (2), trofozoito con el tubo de descarga (3), trofozoito en palintomia
(esporulación) (4-6), esporas libres (7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002). .................. 31
Figura 4. Localización geográfica de El Colorado, Municipio de Ahome y Las Aguamitas,
Municipio de Navolato, Sinaloa, sitios de cultivo del ostión C. gigas. .................................... 48
Figura 5. Sistema de cultivo ostrícola Línea suspendida o ―Long line‖. (Villanueva-
Fonseca, 2007). .............................................................................................................................. 49
Figura 6. a) Filtros de fibra de vidrio, b) Filtrado de muestras para sólidos suspendidos
totales (SST) y materia orgánica particulada MOP), c) Horno para secado de filtros para
determinación de SST y d) Mufla para la determinación de MOP. ....................................... 52
Figura 7. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de
cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa. .................................................................................... 65
Figura 8. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de
cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. ............................................................................ 66
Figura 9. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas
durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa. ........................................ 67
Figura 10. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas
durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. ............................... 68
Figura 11. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en
El Colorado, Ahome, Sinaloa. ...................................................................................................... 69
Figura 12. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en
Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. .............................................................................................. 70
Figura 13. Supervivencia de C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, de junio
de 2013 a julio de 2014. ................................................................................................................ 71
Figura 14. Supervivencia de C. gigas cultivado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, de
junio de 2013 a julio de 2014. ....................................................................................................... 72
Figura 15. Detección de células de Perkinsus sp. en FTM. A) Ostión con signos de
enfermedad, B) Frotis de tejidos de C. gigas libre de células de Perkinsus sp. y C) Frotis
15
de tejidos de C. gigas con células de Perkinsus sp. características por su forma esférica y
su color negra-azulada (OIE, 2009). ........................................................................................... 72
Figura 16. Carga parasitaria de Perkinsus sp en C. gigas cultivado durante los 13 meses
en El Colorado, Ahome, Sinaloa. ................................................................................................. 73
Figura 17. Carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas cultivado durante los 13 meses
en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. ........................................................................................ 74
Figura 18. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13
meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa. .................................................................... 76
Figura 19. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13
meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa ..................................................................... 77
Figura 20. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ............................................................................................ 78
Figura 21. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C.
gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ............................................................................................ 79
Figura 22. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................................... 80
Figura 23. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 81
Figura 24. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C.
gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 82
Figura 25. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................................... 83
Figura 26. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés
C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................... 84
Figura 27. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés
C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................... 85
Figura 28. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................................... 86
Figura 29. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 87
Figura 30. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés
C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................... 88
16
Figura 31. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................................... 89
Figura 32. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ............................................................................................ 90
Figura 33. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C.
gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ............................................................................................ 91
Figura 34. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................................... 92
Figura 35. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 93
Figura 36. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C.
gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 94
Figura 37. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................................... 95
Figura 38. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ............................................................................................ 96
Figura 39. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés
C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................... 97
Figura 40. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................................... 98
Figura 41. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C.
gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 99
Figura 42. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés
C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................. 100
Figura 43. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas
cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................................. 101
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ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Algunas enfermedades y parásitos de varios ostiones reportados a nivel
mundial, distribución geográfica y posible causa, en orden cronológico (Tomada y
modificada de Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans, 2013). .............................................. 24
Cuadro 2. Especies de Perkinsus, sus hospederos y su distribución (Tomado y
modificado de Villalba, 2008). ...................................................................................................... 28
Cuadro 3. Índice de infección de acuerdo a la escala de Mackin) (1962). Categorías de
infección por Perkinsus marinus. Modificado por Craig et al.(1989). ..................................... 55
Cuadro 4. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de
cultivo ubicado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, durante el periodo 2013- 2014 (P<0.05).
........................................................................................................................................................... 63
Cuadro 5. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de
cultivo ubicado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, durante el periodo 2013-2014
(P<0.05). .......................................................................................................................................... 64
Cuadro. Índice de infección (Escala de Mackin, 1962, modificada por Craig et al., 1989)
por Perkinsus sp. en ostión C. gigas cultivado en las zonas costeras de los Municipios de
Ahome y Navolato, Sinaloa........................................................................................................... 74
Cuadro 7. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-
biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición
bioquímica de los ostiones cultivados en Ahome. .................................................................. 103
Cuadro 8. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-
biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición
bioquímica de los ostiones cultivados en Navolato. ............................................................... 105
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RESUMEN
El ostión japonés Crassostrea gigas es la especie comercial más importante de las ostras de cultivo en el mundo. En el Noroeste de México la producción de ostión ha visto afectada por numerosas enfermedades infecciosas causando altas mortalidades, siendo Perkinsus sp. uno de los patógenos de mayor importancia. El objetivo del presente estudio fue evaluar la condición fisiológica del ostión japonés C. gigas durante un ciclo de cultivo junio 2013-junio 2014, ante eventos de infecciones de Perkinsus sp. en los municipios de Ahome y Navolato, Sinaloa. La densidad fue de 42 ostiones/canasta. Se realizaron muestreos mensuales para relacionar parámetros fisicoquímicos del agua: Temperatura, oxígeno disuelto, salinidad, pH, profundidad y transparencia, parámetros químico-biológicos: sólidos suspendidos totales, materia orgánica particulada y clorofila a, parámetros poblacionales: crecimiento, tasa de crecimiento específico, índice de condición fisiológica y supervivencia, la infección de Perkinsus sp. y análisis de triglicéridos, lípidos totales, proteínas totales y carbohidratos en músculo abductor, glándula digestiva y gónada del ostión. Se recolectaron 30 ostiones para diagnóstico de Perkinsus sp., con el método de ensayo de tejidos en Medio Fluido de Tioglicolato, la carga parasitaria para estimar la intensidad de la infección. Los cultivos de C. gigas en Ahome y Navolato, alcanzaron tallas comerciales de 80 mm, en 7 meses de cultivo. Las mayores prevalencias ocurrieron en verano, coincidiendo con las mayores temperaturas y salinidades. El patógeno Perkinsus sp. se encontró presente en C. gigas en los dos sitios a partir del segundo mes (julio) de cultivo. En general, en Ahome se presentó una prevalencia media de 55.3 % y una carga parasitaria media de 10.1 cel/g, y en Navolato una prevalencia media de 55.0 % y una carga parasitaria media de 5.3 cel/g. La prevalencia de la infección y carga parasitaria no afectaron el índice de condición fisiológica ni el contenido de los nutrientes (triglicéridos, proteínas, carbohidratos y lípidos) en ninguno de los dos sitios de cultivo. Asimismo no se presentó correlación de Perkinsus sp entre los parámetros fisicoquímicos, quimicos-biológicos, poblacionales, prevalencia, carga parasitaria y el contenido de nutrientes. Sugiriendo que C. gigas es una especie poco susceptible a la infección por el patógeno Perkinsus sp. en Ahome y Navolato, Sinaloa México.
Palabras claves: Cultivo, Crassostrea gigas, Perkinsus sp, Condición.
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ABSTRACT
The Pacific oyster Crassostrea gigas is the most important oyster cultivation in the world commercial species. In the Northwest of Mexico oyster production has been affected by numerous infectious diseases causing high mortality, with Perkinsus sp. one of the most important pathogens. The aim of this study was to evaluate the physiological condition of Pacific oyster C. gigas during crop cycle in June 2013-June 2014, when events infections Perkinsus sp. in the municipalities of Ahome and Navolato, Sinaloa. The density was 42 oysters / basket. Monthly samplings were performed to relate physicochemical water parameters: temperature, dissolved oxygen, salinity, pH, depth and transparency, chemical-biological parameters: total suspended solids, particulate organic matter and chlorophyll a, population parameters: growth, specific growth rate, index of physiological condition and survival, infection of Perkinsus sp. and analysis of triglycerides, total lipids, total protein and carbohydrates in adductor muscle, digestive gland and gonad of the oyster. Diagnostic 30 oysters harvested from Perkinsus sp., With the test method in tissue Fluid Thioglycollate Medium, parasite burden for estimating the intensity of the infection. Cultures of C. gigas in Ahome and Navolato, reached commercial size of 80 mm, in 7 months of cultivation. The highest prevalence occurred in summer, coinciding with higher temperatures and salinities. The pathogen Perkinsus sp. present in C. gigas was found in two places in the second month (July) crop. In general, in Ahome an average prevalence of 55.3% and an average worm burden of 10.1 cells / g was introduced, and in Navolato an average prevalence of 55.0% and an average worm burden of 5.3 cells / g. The prevalence of infection and parasite load did not affect the rate of physiological condition or content of nutrients (triglycerides, proteins, carbohydrates and lipids) in either culture sites. Also no correlation of Perkinsus sp arose between the physicochemical parameters, population-biological chemicals, prevalence, parasite load and nutrient content. Suggesting that C. gigas is a kind little susceptible to infection by the pathogen Perkinsus sp. and Navolato in Ahome, Sinaloa Mexico.
Keywords: culture, Crassostrea gigas, Perkinsus sp Condition.
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I. INTRODUCCIÓN
1.1. Ostricultura
El cultivo de moluscos bivalvos es una actividad acuícola de bajo costo de
operación y de fácil desarrollo en esteros y costas. Para llevar a cabo la
ostricultura, no se requiere de infraestructura especializada o alimentación
balanceada, debido a que los organismos filtran el alimento del agua marina. De
igual manera, la producción es considerada de bajo impacto para el ambiente, y
en el caso del ostión, su alto valor nutritivo le confiere gran valor para el consumo
humano (CONAPESCA, 2008).
En 2013, la producción mundial de moluscos derivada de la pesca registró
un volumen total de 6’918,347 toneladas, mientras que la producción acuícola se
estimó en un total de 15’514,280 toneladas. De este volumen, el ostión de la
especie Crassostrea gigas contribuyó con 35,935 toneladas proveniente de la
pesca y 555,994 toneladas cosechadas por acuacultura (FAO, 2015)
1.2. Ostricultura en México
En México en el año 2013, la producción ostrícola derivada de la
acuacultura fue de 43,611 toneladas en peso vivo, cifra que coloca a nuestro país
dentro de los 10 principales países ostrícolas del mundo (FAO, 2015). Las costas
del Golfo de México concentraron la mayor producción representada por el ostión
americano C. virginica, resultado de una pesquería y un semicultivo con cosechas
de 40,000 t anuales. Mientras que en el Noroeste del país se cultiva el ostión
japonés C. gigas con 4,000 toneladas anuales. Cáceres-Martínez y Vásquez-
Yeomans, (2013) reportan que en menor grado, se producen el ostión Kumamoto
C. sikamea y el ostión nativo o de placer C. corteziensis, este último se cultiva
ocasionalmente junto con el ostión de mangle Saccostrea palmula y el ostión de
piedra C. iridescens, los cuales sostienen una pesquería regional. El estado de
21
Sinaloa contribuye con cerca de 79 toneladas anuales de C. gigas (SAGARPA,
2015).
1.3. Crassostrea gigas en México
El ostión C. gigas, es la especie comercial más importante de las ostras de
cultivo, y se encuentra en el segundo lugar entre las diez principales especies
acuáticas cultivadas de todo el mundo. Es una especie originaria del Japón que
fue introducida a más de 20 países por su alta tasa de crecimiento y tolerancia a
factores ambientales como la salinidad y la temperatura (FAO, 2015).
Este ostión se introdujo en aguas de la costa del estado de Washington
(EUA) en 1902, donde llegó a ser uno de los moluscos de mayor importancia del
Noroeste del Pacífico (Korringa, 1976). Posteriormente, a finales de 1972, fue
introducida de manera experimental en la Bahía de San Quintín en Baja California,
México (Islas-Olivares, 1975); y para principios de 1980, se introdujo en los
estados de Sonora y Sinaloa cultivándose exitosamente e iniciando así, la primera
industria de C. giga en México (Mazón-Suástegui, 1996).
1.4 Biología del ostión Crassostrea spp.
El ostión japonés pertenece al Phylum Mollusca, Clase Bivalvia, Orden
Ostreoida, Familia Ostreidae y género Crassostrea. Es ovíparo y libera sus
gametos en el agua, en donde se realiza la fecundación (Orton, 1928). Por lo
general, tienen sexos separados y son considerados como hermafroditas
protándricos, es decir, en su mayoría son machos funcionales durante su primer
desove (Barnes, 1986). Puede producir hasta 50 millones de gametos, tanto la
hembra como el macho, en un solo desove. Una vez realizada la fecundación, el
cigoto o huevo comienza a dividirse para formar el primer estadio larval, conocido
como larva trocófora (Figura 1) (Hickman, 2003).
22
Figura 1. Ciclo de vida y anatomía de Crassostrea gigas (Hickman, 2003).
La larva trocófora es de vida libre y se alimenta de sus reservas mientras
desarrolla su sistema digestivo y la formación de la concha, la cual no contiene
suficiente carbonato de calcio por lo que es casi transparente (Galtsoff, 1964).
Posteriormente, pasa al estadio de larva véliger, presentando una concha definida
secretada por el manto que cubre a todo el organismo, la cual está compuesta de
carbonato de calcio; la larva es llamada así por el velo que forma para nadar y
capturar su alimento (Kennedy et al., 1996). Posteriormente, su morfología cambia
a larva pedivéliger, que desarrolla el pie para fijarse al sustrato, dando lugar al
estadio de semilla. Finalmente, crece y se convierte en ostión adulto (Galtsoff,
1964).
23
Los órganos internos del ostión están cubiertos por el manto, el cual está
compuesto por tejido conectivo, vasos sanguíneos, fibras musculares y nervios
(Figura 1). El manto se encuentra adherido a las valvas y es el responsable de la
secreción de la concha y del ligamento, que mantiene unidas a las valvas. El
músculo aductor se encuentra unido a ambas valvas y actúa en contra de la
presión ejercida por el ligamento (Kennedy et al., 1996). El sistema digestivo está
formado por boca, esófago, estómago, glándula digestiva, intestino, recto y ano.
Las branquias se extienden desde la boca hasta la proximidad del ano y tienen
una doble función, al encargarse de la alimentación y del intercambio gaseoso en
el proceso de respiración (Kennedy et al., 1996). Presenta un sistema circulatorio
abierto, esto es, ni el suero ni los hemocitos están confinados al interior del
corazón y vasos sanguíneos, sino que también se encuentran en senos y tejidos.
Los hemocitos de los moluscos no sólo funcionan para el proceso digestivo, la
formación de la concha, el transporte de nutrientes y la excreción, sino que
además son los responsables de los mecanismos de defensa del organismo.
Estos tienen un papel fundamental en la fagocitosis, encapsulación de materiales
extraños, inflamación y reparación de daños (Cheng, 1996).
1.5 Sanidad acuícola y enfermedades en moluscos bivalvos
No obstante la creciente producción ostrícola registrada en las últimas
décadas, la producción mundial de moluscos se ha visto afectada por varias
enfermedades ocasionando un impacto negativo sobre el desarrollo económico y
socioeconómico de muchos países productores (OIE, 2006). La dinámica de libre
comercio actual y la búsqueda de nuevas alternativas para producir alimentos y
generar desarrollo económico y social a corto plazo, exigen la realización de
registros sanitarios esenciales en los animales y sus procesos de producción que,
de no considerarse en su justo contexto, pueden hacer fracasar los cultivos de
moluscos (Cáceres-Martínez et al. 2008). Además, la diversificación de los
cultivos, el aumento en la demanda y la globalización de la producción, han
acentuado los riesgos de dispersión de agentes patógenos que en algunos casos,
se han convertido en una restricción primaria para el desarrollo y la sustentabilidad
24
del cultivo de moluscos. La transferencia de agentes infecciosos vía transporte de
moluscos vivos o transfaunación, ha sido la principal causa de brotes de
enfermedades y epizootias (Cáceres-Martínez et al. 2008).
1.5.1 Principales enfermedades en moluscos bivalvos
Los microorganismos Perkinsus marinus, P. olseni, Haplosporidium nelsoni,
Marteilia refringens, Bonamia exitiosa, B. ostreae, Mikrocytos mackini, (Cáceres-
Martínez et al. 2008) y virus de tipo herpes (cuadro 1) (Farley, 1976; Farley, 1978;
Bower, 2001; Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans, 2013), se encuentran entre
los agentes patógenos que mayor impacto han causado en el desarrollo de la
ostricultura y pesquerías de moluscos al ocasionar importantes pérdidas
económicas por disminución en la tasa de crecimiento y mortalidades. Por esta
razón, estos causantes de enfermedades se encuentran sujetos a declaración
obligatoria por la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE, 2015) en la
producción de moluscos.
Cuadro 1. Algunas enfermedades y parásitos de varios ostiones reportados a nivel mundial, distribución geográfica y posible causa, en orden cronológico (Tomada y modificada de Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans, 2013).
Hospedero Área
geográfica
Causa de la
mortalidad
Año que se
encuentra
Autor
Crassostrea
virginica
Canadá (Golfo
de St.
Lawrence)
Enfermedad de
la Bahía de
Malpeque
1915-1933 Needler y Logie
(1947)
C. gigas Japón (Bahía
Kanasawa)
Desconocida 1915 Takeushi et al.
(1960)
Ostrea. edulis Europa (mar
Piccolo-
Taranto, Italia;
Inglaterra,
Holanda y otros
países
europeos)
Desconocida 1919-1923 Cerruti (1941),
Orton (1937)
25
C. gigas Japón (Bahía
de Miura)
Desconocida 1927-1937 Ogasawara et
al. (1962)
O. edulis y
C.angulata
Europa Enfermedad de
la concha
Ostracoblabe
implexa
1930 Korringa (1947)
C. virginica Estados Unidos
(Golfo de
México)
Perkinsus
marinus
1940-presente Mackin et al.
(1950)
C. gigas Japón (Bahía
de Hiroshima)
Desconocida
(probablemente
infección
bacteriana)
1945-1955 Fujita et al.
(1953)
C. gigas Japón, EUA y
otros países del
mundo
Mortalidad de
verano
(Factores
ambientales y
fisiológicos)
1950- presente Mori (1979),
Beattie et al.
(1980) Perdue
et al. (1981)
C. virginica EUA (costa del
Atlántico)
Haplosporidium
nelsoni, H.
costale
1957- presente Mackin (1960)
C.gigas Japón (Bahía
Matsushima)
Desconocida
(probablemente
factores
ambientales y
fisiológicos)
1961 Tamate et al.
(1965)
C. gigas EUA (costa del
Pacífico)
Desconocida
(probablemente
infección
bacteriana)
1963-1969 Sinderman y
Rosenfield
(1967)
C. angulata y C.
gigas
Francia Enfermedad de
las branquias
Iridovirus
1967-1977 Marteil (1969),
Comps (1969)
O. edulis Europa Marteilia
refrigens
1967- presente Comps (1970),
Herrbach
(1971), Bonami
et al. (1977)
26
Saccostrea commercialis
Australia
Marteilia sydneyi
1968- presente
Wolf (1972), Perkins y Wolf (1976)
C. gigas
Francia
Infección hemocítica viral, Iridovirus
1977
Comps y Bonami (1977)
O. edulis
Europa
Bonamia ostreae
1979- presente
Comps et al. (1980)
C. gigas
Francia
Herpesvirus-semilla
1992- presente
Hine et al. (1992), Nicolas et al. (1992)
C. gigas
EUA
Desconocida
1993
Friedman et al. (1997), Cherr y Friedman (1998)
C. gigas
Francia
Herpesvirus-semilla
1998-2006
García et al. (2011)
C. gigas
México
Herpesvirus del ostión
2000
Vásquez-Yeomans et al. (2004)
C. gigas
Francia
Vibrio splendidus- Mortalidades de verano en juveniles
2001
Lacoste et al. (2001)
C. gigas
EUA
Mortalidad de verano y herpesvirus del
2002-2003 Friedman et al. (2005)
27
ostión
C. gigas EUA
Herpesvirus del ostión
2003
Burge et al. (2006)
C. gigas
Francia
Herpesvirus del ostión
2008- presente
Segarra et al. (2010)
C. gigas
México
Mortalidad de verano
2012
Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans (2013)
S. palmula México P.marinus 2012 Cáceres-
Martínez et al.,
(2012)
C. gigas México Perkinsus sp. 2013 Villanueva-
Fonseca y
Escobedo-
Bonilla, (2013)
28
1.6 Perkinsus sp.
El género Perkinsus alberga a nueve especies del Phyllum Apicomplexa,
entre ellas se encuentran P. beihaiensis, P. chesapeaki, P. honshuensis, P.
mediterraneus, P. qugwadii, P. olseni y P. marinus, siendo las últimas dos las que
mayor impacto han tenido sobre la producción de moluscos (Villalba, 2008).
P. marinus es un protozoario parásito facultativo intracelular con la
capacidad de parasitar diversas especies de moluscos bivalvos (Cuadro 2) de
importancia comercial en la pesca y cultivo (Villalba, 2008). Además, se le asocia
a episodios de mortalidad masiva en poblaciones cultivadas de C. virginica
(Aguirre-Macedo et al., 2007), C. gigas (Calvo et al., 1999), C. ariakensis (Calvo et
al., 2001), C. corteziensis (Cáceres-Martínez et al., 2008), y en las almejas M.
arenaria y M. balthica (Dungan et al., 2007).
Cuadro 2. Especies de Perkinsus, sus hospederos y su distribución (Tomado y modificado de Villalba, 2008).
Especie de Perkinsus
Hospedero natural Especies Susceptibles
Distribución
P. marinus Crassostrea virginica C. gigas, C. ariakensis C. rhizophorae, C. corteziensis
EUA, Hawaii, México, Cuba, Puerto Rico, Venezuela y Brasil
P. olseni (P. atlanticus)
Haliotis ruber Almejas: Ruditapes decussatus, R. philippinarum, Anadara trapezia, Austrovenus stutchburyi, Pitar rostrata, Protothaca jedoensis; Ostiones: C. ariakensis, C. hongkongensis; Ostras perleras: Pinctada margaritifera, P. martensii. Abulones: Haliotis laevigata, H. scalaris, H. cyclobates.
Australia, Nueva Zelanda, Korea, Japón, China, Portugal, España, Italia y Uruguay.
P. chesapeaki
Mya arenaria Macoma baltica, M. mitchelli, Mercenaria mercenaria, Tagelus
Estados Unidos
29
(P. andrewsi) plebeius, C. virginica.
P. mediterraneus Ostrea edulis España
P. qugwadi Patinopecten yessoensis
Canadá
P. honsuensis R. philippinarum
Japón
1.6.1. Ciclo de vida y transmisión
El protozoario Perkinsus sp. se multiplica dentro del hospedero en una fase
vegetativa que inicia con un trofozoito inmaduro de forma esférica. Al madurar,
aumenta de tamaño y desarrolla una vacuola excéntrica con forma de anillo que
contiene un organelo libre llamado vaculoplasto. El trofozoito maduro (10 a 20 μm)
inicia la fase de multiplicación por fisión múltiple (esquizogonia), mediante la cual
se obtienen de 8 a 32 células hijas (Soniat, 1996). Cada célula hija es llamada
trofozoito inmaduro (3 a 7 μm), los cuales permanecen juntos rodeados por una
pared, y la estructura de entre 10 a 40 µm que se forma en conjunto, es
denominada tomonte (Goggin y Lester, 1995). Posteriormente, la pared del
tomonte se rompe y libera a los trofozoitos inmaduros los cuales iniciarán un
nuevo ciclo. La rapidez con que P. marinus se desarrolla dentro de su hospedero
dependerá de la susceptibilidad del mismo, las condiciones ambientales y la
variedad del parásito (Chu, 1996). Los trofozoitos pueden ser liberados del
hospedero a través de las heces o al morir el animal, lo cual puede causar la
infección de otros ostiones al entrar en contacto con estos (Bushek et al. 2002)
(Figura 2).
30
Figura 2. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en el interior del ostión. Trofozoito inmaduro (1 y 2), trofozoito desarrollando su vacuola (3), trofozoito maduro (4), trofozoito en
palintomía (división interna) (5, 6 y 7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002).
Otra fase en el desarrollo de P. marinus es la de vida libre, ya que tiene la
capacidad de sobrevivir fuera de su hospedero en un estado de resistencia
denominado hipnospora. La hipnospora se forma a partir de que el trofozoito
aumenta de tamaño, pierde el vaculoplasto y desarrolla una pared gruesa
alcanzando un tamaño de entre 40 y 150 μm. Este desarrollo se ha observado in
vitro, cuando se incubaron tejidos infectados de los hospederos en medio de
tioglicolato (Ray, 1952). En agua de mar, la hipnospora empieza a dividirse por
ciclos de cariocinesis y citocinesis, aunque también puede mantenerse inactiva por
largos periodos con la capacidad de esporular (Casas et al. 2002). La hipnospora
desarrolla un poro con un tubo de descarga, mientras se produce la división o
palintomía para formar numerosas zoosporas, las cuales son uninucleadas, con
diversas vacuolas en el citoplasma y móviles, debido a la presencia de dos
flagelos laterales (Perkins y Menzel, 1966; Casas et al. 2002). Se ha estimado que
se producen alrededor de 1,000 a 2,000 zoosporas por cada hipnospora, siendo
liberadas al ambiente cuando el poro de descarga se abre (Figura 3) (Perkins,
31
1976). Las zoosporas pueden infectar a nuevos ostiones, encontrándose en los
tejidos de branquia, manto o intestino. Presumiblemente, las zoosporas pierden
sus flagelos y complejo apical, convirtiéndose en trofozoitos inmaduros una vez
que entran al hospedero (Perkins, 1996).
Figura 3. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en vida libre. Trofozoito libre (1), trofozoito sin vaculoplasto (2), trofozoito con el tubo de descarga (3), trofozoito en palintomia (esporulación) (4-6), esporas libres (7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002).
La transmisión de Perkinsus sp. entre huéspedes es directa (horizontal), de
hospedero a hospedero, y todas las etapas de vida del parasito son infecciosas
(Andrews, 1996). La proximidad de los ostiones infectados con los no infectados
juega un papel importante en la diseminación de la enfermedad (Andrews y Ray,
1988). Por esta razón, el potencial de una epizootia está estrechamente
relacionado con la distancia de las diferentes poblaciones a la fuente de infección,
patrón de corrientes, mareas, batimetría, etc. También la dispersión del patógeno
se puede dar por la acción de los animales carroñeros que consumen a los
ostiones moribundos (Andrews y Ray, 1988) desconociéndose qué tanto puede
transportar al parásito a través del océano. Como ejemplo están los peces
Gobiosoma bosci, Chasmodes bosquianus y Opsanus tau, en los cuales el
parásito sobrevive dentro del tracto digestivo. Los cangrejos Neopanope texana y
32
Rithropanopeus harrisii lo pueden mantener en la superficie de su exoesqueleto
(Hoese, 1962), y el ectoparásito Boonea impressa lo succiona de los fluidos de
ostiones infectados, pudiéndolo propagar cuando este se alimenta de ostiones
sanos (White et al. 1987).
1.6.2. Infección y condición fisiológica
Las especies de Perkinsus sp. deben superar barreras tanto físicas como
químicas que el hospedero posee para protección de sus tejidos (Chintala et al.
2002). Aunque no está bien comprendido como es que las células de P. marinus
evaden los primeros mecanismos de defensa del ostión, una vez establecido en
éste, el parásito empieza a multiplicarse y colonizar nuevos órganos (Villalba et al.
2004). En C. virginica, la infección provoca infiltración hemocitaria en el tejido
donde el parásito se encuentra presente y los hemocitos fagocitan activamente las
células invasoras. Sin embargo, estas últimas no son destruidas, sino por el
contrario, se multiplicarán dentro del hemocito hasta causar su ruptura (La Peyre
et al. 1995). En este sentido, una infección severa está caracterizada por una
infiltración hemocitaria masiva en los epitelios del intestino, tejido conectivo, manto
y branquia, con células del parásito tanto dentro de los hemocitos como fuera de
éstos de forma libre, lo que finalmente conlleva a la destrucción y pérdida de la
estructura normal del tejido así como a la disfunción de órganos (Mackin, 1951; La
Peyre et al. 1995).
Los ostiones de talla comercial con infecciones avanzadas pueden mostrar una
apariencia de palidez en el manto y glándula digestiva, disminución del índice de
condición debido al severo adelgazamiento, débil cierre de las valvas, contracción
del manto, pobre desarrollo gonadal y disminución de crecimiento (Cáceres-
Martínez, 2002). Consecuentemente, puede haber disminución en las reservas de
energía como respuesta de una mayor actividad en el sistema celular de defensa
(hemocitos) como respuesta inmunitaria a patógenos (Chu et al., 1993; Anderson
et al., 1995), Además, se ha encontrado que cualquier cambio en las condiciones
ambientales puede provocar estrés fisiológico inducido por condiciones
33
ambientales adversas como las bajas de oxígeno disuelto, contaminación, cargas
de sedimentos, nutrientes, entre otros, que influyen en las interacciones
hospedero-parásito, repercutiendo en la sobrevivencia, tasa de crecimiento,
condición del tejido, haciéndolos más susceptibles a los patógenos (Shumway,
1996; Ríos-Quintal et al. 2010).
1.6.3. Métodos de diagnóstico y control de la enfermedad
Existen diferentes métodos de diagnósticos para detectar y vigilar la
infección por Perkinsus sp., entre ellos, la realización de análisis histopatológicos
que ayudan a observar la morfología y localización del patógeno; cultivos de
tejidos en Medio Fluído de Tioglicolato (FTM) líquido de Ray que provoca el
crecimiento de las células facilitando su identificación al microscopio; y técnicas
moleculares como la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) que permite la
identificación a nivel de DNA el agente etiológico. De estos métodos, el cultivo en
FTM es considerado como el estándar en la detección por su alta sensibilidad, ya
que permite crecer casi todas las células de las especies de Perkinsus que se
conocen, además de ser barato y fácilmente reproducible (OIE, 2006).
Se han probado varias técnicas en la producción de semilla ostrícola para
la prevención y control de Perkinsus sp., por ejemplo, se ha observado que la
desecación, cloración y luz ultravioleta inactivan las células del patógeno (Bushek
et al., 1997; Bushek y Howell 2000). La exposición a los compuestos
desinfectantes de N-halamina causan la muerte de las células de Perkinsus sp.,
sin afectar a las larvas de los ostiones (Delaney et al., 2003). La quimioterapias
(Calvo y Burreson, 1994), bacitracina, cicloheximida o agua dulce en organismos
portadores reduce la infección, pero no elimina la presencia de Perkinsus sp.
(Calvo y Burreson, 1994; Faisal et al., 1999; La Peyre et al., 2003). Estos
tratamientos pueden ser relevantes en la acuicultura pero no son prácticos para el
entorno natural (OIE, 2015). Otras alternativas son la producción de especies de
rápido crecimiento y resistentes a la infección, además de las buenas prácticas de
34
manejo, donde se han observado beneficios en los cultivos extensivos en por
ejemplo, áreas con salinidades inferiores a 12 ups (OIE, 2009).
1.6.4. Introducción en México
En México, el primer registro de la presencia de P. marinus se obtuvo para
C. virginica en 1994, en las costas del Golfo de México, en el estado de Tabasco
(Burreson et al.,1994). Mientras que en Pacifico Mexicano, P. marinus se registra
por primera vez en el 2006 en una nueva especie hospedera, C. corteziensis,
mediante un monitoreo sanitario en dos lagunas costeras del Estado de Nayarit
(Cáceres-Martínez et al., 2008).
La presencia de P. marinus en el Pacífico Mexicano es el resultado de una
transfaunación debido al movimiento de C. virginica del Golfo de México al Golfo
de California, lo cual se apoya con los registros de introducciones de ostiones de
la costa Este -áreas endémicas de P. marinus-, a la costa Oeste del territorio
mexicano. Una de estas introducciones fue alrededor de los años 80´s, con la
comercialización de ejemplares de C. virginica provenientes del Estado de
Veracruz, hacia Boca de Camichín, en el Estado de Nayarit. Los ostiones se
distribuyeron en locales comerciales a pie de playa colocándoseles dentro del
agua para su mantenimiento. Los organismos muertos, así como los desechos de
aquellos que se consumieron por los habitantes de esa área, se arrojaron en la
zona (Parra-Laca, 2010). Se sugiere que estas prácticas dispersaron al parásito
que infectó a hospederos susceptibles. Este tipo de movilizaciones son comunes
entre comerciantes y aparentemente han ocurrido a lo largo del tiempo (Cáceres-
Martínez et al., 2008). El segundo registro fue en el año 2005, al introducir un lote
de C. virginica de las costas de Luisiana, EUA, hacia la Bahía de San Jorge, en
Sonora. En este caso, productores de Luisiana, con el fin de evitar la pérdida total
de su producción, enviaron a Sonora reservas de ejemplares de ostiones que
habían sobrevivido al huracán Katrina (Parra-Laca, 2010).
35
36
II. ANTECEDENTES
2.1. Estudios nacionales sobre cultivos
En México, C. gigas se introdujo en la Bahía de San Quintín, Baja
California, con fines de cultivo entre 1972-73. El método de cultivo empleado fue el
de sartas suspendidas en balsas. Paralelamente, se realizaron estudios
hidrológicos de la zona para constatar las condiciones favorables para su cultivo,
con los que se concluyó que la temperatura y salinidad del agua, así como el
aporte de nutrientes por las corrientes de surgencias ocurridas en la zona, hacían
del litoral Oeste de la península de Baja California un lugar muy favorable para el
cultivo de la especie. Se obtuvieron resultados satisfactorios debido a que el ostión
alcanzó la talla comercial en la mitad de tiempo requerido en Europa, Japón y
Estados Unidos (Islas-Olivares, 1975; Rangel-Dávalos, 1990).
Castillo-Duran et al. (2010) reportaron diferencias en el crecimiento de C.
gigas y C. corteziensis cultivados en Las Guásimas, Sonora, México durante el
verano y el invierno. En dicho estudio, se, establecieron tres estaciones de
muestreo para determinar las variaciones de temperatura, salinidad, clorofila a
(Clo-a), oxígeno y pH, obteniendo como resultados una mayor tasa de crecimiento
durante el invierno para ambas especies y una mortalidad mayor en verano,
aunque las diferencias entre estaciones resultaron significativas sólo para C.
gigas. Mientras que la disponibilidad de alimento no fue limitante en ninguna
temporada, las diferencias en crecimiento y supervivencia, estuvieron relacionadas
con la temperatura, la cual varió entre 32.7ºC en verano y 12.7ºC en invierno. Las
bajas temperaturas resultaron propicias para C. gigas, ya que mayores gradientes
parecen causarle estrés fisiológico; por otro lado, C. corteziensis mostró la
capacidad de adaptar sus funciones metabólicas a los cambios de temperatura sin
mostrar variaciones en su crecimiento ni condición durante temporadas extremas.
Los resultados sugirieron que el otoño es propicio para iniciar el cultivo de C.
gigas, mientras que C. corteziensis se puede cultivar todo el año.
37
Camacho-Evans (2008) evaluó el crecimiento y la supervivencia de C. gigas
con relación a los parámetros físico-químicos y biológicos presentes en la
ensenada La Palmita, Navolato, Sinaloa, México, localidad donde el ostión
presentó un crecimiento promedio de 1.52 cm/mes. La temperatura del agua se
mantuvo entre 27-31°C, la temperatura ambiente entre los 29-34.33°C, la salinidad
presentó una variación entre 32.66–36 ups, el oxígeno disuelto fluctuó entre los
5.44-6.29 mg L-1 y el pH se mantuvo entre los 8.96-7.90 upH. La transparencia del
agua fue de 1.30-1.0 m, la profundidad entre 4.46-2.05 m, los silicatos (SiO2) de
11.13-26.97 µM, el nitrógeno inorgánico disuelto (NID) de 0-23 µM, la Clo-a de
3.32-2.05 mg m-3. Los resultados de crecimiento y supervivencia permitieron inferir
que es biológicamente factible el cultivo de ostión en esta laguna. Con esta misma
especie, Villanueva-Fonseca (2011) evaluó el efecto de la densidad de siembra y
los factores ambientales en la península de Lucernilla, Navolato, Sinaloa. En dicho
trabajo, se utilizó el método de Long-line y las semillas fueron sembradas en
canastas Nestier a tres diferentes densidades (14, 28 y 42 organismos por
canasta). Se encontró que la densidad de siembra de 42 organismos por canasta
obtuvo el mejor crecimiento, con una talla de 118.33 mm de largo y un peso de
146.38 g, en 12 meses; mientras que de los factores ambientales como la
temperatura y la salinidad fueron los que más influyeron en su crecimiento.
2.2. Estudios internacionales sobre Perkinsus sp.
Almeida et al. (1999) evaluaron la sensibilidad de los métodos de histología
y carga parasitaria (FTM) en la intensidad de la infección de Perkinsus sp. en 60,
44 y 60 almejas Ruditapes decussatus procedentes de Portugal, Francia e Irlanda
respectivamente. En las almejas de Portugal, la prevalencia de Perkinsus
mediante histología fue del 28 %, mientras que mediante la carga parasitaria, la
prevalencia fue del 95 %. En las almejas de Francia e Irlanda, mediante histología
no se detectó células de Perkinsus sp., mientras que la carga parasitaria detectó
prevalencias del 30 % en Francia y 5 % en almejas de Irlanda. La carga parasitaria
en complementación con FTM es más sensible que la técnica de histología, en
38
especial cuando las infecciones por Perkinsus sp. son tempranas o de baja
intensidad.
Yarnall et al. (2000) evaluaron la eficacia e intensidad de la infección de P.
marinus inducida en C. virginica mediante FTM, la escala de Mackin (1962), la
carga parasitaria (No. células/ gramos de tejido) y PCR en branquia y manto. El
análisis con PCR detectó infección de P. marinus en 24 de 25 ostras, mientras que
la carga parasitaria arrojó valores desde 14 hasta 38´725,490 células por gramo
de tejido. El ensayo de tejido FTM registró sólo 19 infecciones, las cuales fueron
consideradas como moderadas.
Leite et al. (2004) caracterizaron la prevalencia e intensidad de la infección
de Perkinsus atlanticus en 1700 almejas Ruditapes decussatus. Se recogió
muestra de cinco sitios diferentes de la costa Portuguesa y una de España. El
nivel de infección se avaluó por el método de FTM usando el ensayo de la carga
parasitaria. Se encontró presente Perkinsus sp. en todos los sitios de muestreo
con diferentes intensidades. Se encontró una clara correlación entre el índice de
condición fisiológica (ICF) y la intensidad de la infección en primavera, cuando el
ICF se encontró bajo y la intensidad de la infección fue alta.
2.3. Estudios nacionales sobre Perkinsus sp.
El primer registro de P. marinus en México se documentó en 1994 para C.
virginica en las costas del Golfo de México, específicamente en el estado de
Tabasco (Burreson et al. 1994), y en 2006, P. marinus fue detectado por primera
vez en el Pacífico mexicano en C. corteziensis como resultado de un monitoreo
sanitario en dos lagunas costeras del Estado de Nayarit (Cáceres-Martínez et al.,
2008). Un año más tarde, se registró en el mismo hospedero en la Bahía San
Jorge, Sonora (Navarro-Barrera, 2011).
Parra-Laca (2010) sugiere que la presencia de P. marinus en el Pacífico
Mexicano es resultado de una transfaunación debido al movimiento de C. virginica
39
desde el golfo de México. Esto se apoya con los registros de dos introducciones
de organismos de la costa Este -áreas endémicas de P. marinus-, a la costa Oeste
de México.
Aguirre-Macedo et al. (2007) analizaron ostiones de 11 localidades a lo
largo del Golfo de México, en los estados de Tamaulipas, Veracruz, Tabasco y
Campeche. Las muestras se obtuvieron durante la estación seca (octubre-abril) y
la lluviosa (mayo-septiembre). Se cultivó tejido de branquia, manto y recto en FTM,
a temperatura ambiente durante 5 días, el tejido fue teñido con lugol y observado
en un microscopio compuesto. P. marinus estuvo presente en 9 de las 11
localidades. En general, la prevalencia de P. marinus fue baja en las temporadas
muestreadas (<50%). De acuerdo a escala relativa de Mackin (1962), la intensidad
de infección se consideró baja en la mayoría de los casos.
Ríos-Quintal et al. (2010) determinaron la prevalencia de P. marinus en C.
virginica en las costas de Veracruz durante un ciclo anual de muestreos, utilizando
la técnica de FTM. Dicho trabajo resultó en una prevalencia del 89.8% en 360
ostiones muestreados, principalmente en los meses de julio a agosto, y octubre a
diciembre. La intensidad de la infección fue alta en la mayoría de los organismos,
lo cual fue relacionado con la temperatura del agua (26.3 ±4.2ºC) y la salinidad
(19.85±9 ‰). Se concluyó que estos parámetros son los dos principales factores
ambientales que afectan la susceptibilidad, el grado infectivo y transmisión de P.
marinus.
Navarro-Barrera (2011) detectó P. marinus en C. corteziensis del estado de
Nayarit al tomar muestras en 6 localidades de 5 lagunas costeras, en
comunidades naturales y de cultivo. Recolectó 120 ostiones por localidad para ser
analizados en fresco, tomando tejido de branquia, manto y recto para su cultivo en
el FTM; adicionalmente, complementó el estudio con PCR e histología para
identificar al parásito. P. marinus se encontró presente en todas las lagunas
estudiadas del estado de Nayarit, mostrando una prevalencia del 4.16% al
40
69.16%, mientras que su intensidad fue de ligera a severa. Los valores más altos
de prevalencia e intensidad se registraron en las poblaciones de cultivo y fueron
de 50 y 69.16%. La técnica más efectiva para el diagnóstico de P. marinus fue la
histología con un 90.10% de efectividad.
Cáceres-Martínez et al. (2012) reportaron por primera vez la presencia de
P. marinus en ostión de mangle Saccostrea palmula en costas de Sinaloa, en
muestras tomadas entre octubre-noviembre de 2010, en poblaciones del Puerto de
Topolobampo, La Bocanita, La Reforma y Cospita. Se analizaron muestras de
tejido de manto, recto y branquias para análisis de PCR, FTM y análisis
histológico. Los exámenes de tejidos frescos no mostraron signos graves de
infección en ninguno de los sitios. La incubación de los tejidos en FTM mostró que
las ostras de las cuatro localidades fueron infectados por una especie de
Perkinsus sp. Su prevalencia fue de 13.3% en Topolobampo, 6.7% en La
Bocanita, 13.3% en La Reforma y 20% en Cospita. El análisis histológico de las
ostras muestreadas reveló infecciones moderadas con etapas de parásitos en el
epitelio de algunas áreas del intestino y en los tejidos conectivos, con infiltración
sistémica focal de hemocitos producidos en respuesta por el anfitrión. Las células
observadas fueron generalmente pequeñas (<5 µ). Tres muestras positivas por
FTM y la histología de Perkinsus sp. fueron utilizados para el análisis específico de
la especie P. marinus por medio de PCR usando los iniciadores que amplifican la
región NTS que dan un fragmento de 307 pares de bases, lo que indicó presencia
de esta especie en particular.
En lo que respecta a estudios regionales sobre Perkinsus sp. Villanueva-
Fonseca y Escobedo-Bonilla, (2013), evaluaron la presencia de Perkinsus sp. en
390 organismos de C. gigas cultivados en el estero La Pitahaya, Guasave,
Sinaloa, durante 13 meses a densidades de 28 y 42 ostiones por canastas.. Con el
uso de FTM y PCR, obtuvieron la mayor prevalencia de Perkinsus sp. entre julio
(16.6%), octubre (23.3%) y diciembre (20%) de 2011, aumentando en marzo y
abril de 2012, hasta 26% y 40%, respectivamente. Las muestras positivas de FTM
41
con mayor grado de infección fueron utilizadas para realizar el análisis de PCR, de
la cual se determinó la presencia del género Perkinsus sp. No encontraron
correlación significativa entre la prevalencia del patógeno con los parámetros
ambientales.
Rubio-Zepeda (2013) analizó 120 organismos del callo de hacha Atrina
maura, cultivado en sistema en parques durante cuatro estaciones anuales en el
estero La Piedra, Guasave, Sinaloa., Perkinsus sp. fue detectado con FTM y PCR
y la prevalencia total fue de 65.83%. La carga parasitaria promedio fue de
1,032.62 células por gramo de tejido. La infección mostró correlación negativa no
significativa entre la intensidad de la infección y el desarrollo gonadal, pero no se
correlacionó con los parámetros ambientales.
2.4. Estudios internacionales sobre bioquímica
Barber et al., (1988) analizaron la composición bioquímica de los tejidos de
Crassostrea virginica de la bahía de Delaware (EE.UU.), en función de la
intensidad y duración de la infección por el endoparásito Haplosporidium nelsoni.
El contenido de lípidos, glucógeno y proteínas (mg g‾¹) disminuyeron con el
aumento de la intensidad y duración de la infección de H. nelsoni. Las reducciones
en glucógeno y proteínas fueron significativa (P<0.05). El glucógeno fue el
nutriente más rápido en consumirse para satisfacer la carga energética
demandada por el patógeno.
Kesarcodi-Watson et al. (2001) determinaron la concentración y distribución
de energía en los alimentos entre los componentes del cuerpo de ostiones
juveniles y adultos de S. commercialis diploides y triploides, alimentados con
Spongiococcum excentricum a diferentes concentraciones, en una localidad de
Australia. Los ostiones triploides crecieron más mientras que el costo energético
de la respiración y la excreción fue significativamente mayor para las ostras
diploides adultos en baja concentración de alimento. Sin embargo, los triploides
tuvieron menos capacidad para filtrar altas concentraciones de alimento que los
42
diploides. Los triploides desarrollaron concha de mayor peso en comparación con
diploides de la misma longitud. El ciclo reproductivo en triploides no disminuyó los
niveles de energía del tejido blando, en cambio, los diploides gastaron más
nutrientes después del episodio reproductivo.
2.5. Estudios nacionales sobre análisis bioquímicos
García-Esquivel et al. (2001) realizaron cuatro ensayos en estanques
utilizando larvas pedivéliger de C. gigas. El primer día se obtuvieron mediciones
de la tasa fisiológica, crecimiento, mortalidad y bioquímica a un grupo, y al resto
se les adicionó ácido ascórbico y epinefrina, con el objetivo de aumentar los
asentamientos y el éxito metamórfico. Los resultados mostraron que el crecimiento
no fue afectado por los químicos adicionados, pero la concentración de las
proteínas disminuyó durante las primeras 11 horas (de 417 a 321 µg/mg) y
después se presentó de manera irregular. El contenido de lípidos disminuyó
durante la metamorfosis y se mantuvo constante a partir de entonces, mientras
que los hidratos de carbono se acumularon de forma continua de 20-30 µg/mg.
Rodríguez-Jaramillo et al. (2008) describieron la histología e histoquímica
cuantitativa y cualitativa de C. corteziensis provenientes de una laguna costera en
el noroeste de México. Los organismos mostraron una tendencia a acumular
lípidos en el tejido gonadal con la maduración sexual, mostrando una correlación
inversa con los carbohidratos en las gónadas y en el tejido vesicular,
principalmente en las hembras. No se encontraron diferencias en los lípidos o
carbohidratos contenidos en la glándula digestiva. Observaron una correlación
negativa entre contenido de Clo-a y el crecimiento de las gónadas de los machos y
las hembras. La maduración se produjo a temperaturas superiores a 20 ºC, y el
desove cuando la temperatura fue mayor a 27 ºC.
Con base a los antecedentes anteriormente mencionados, los análisis
bioquímicos permiten conocer las rutas de almacenamiento de nutrientes en los
distintos tejidos que componen a los ostiones, como medida de respuesta
43
fisiológica ante la influencia de factores ambientales (Romo-Piñeda, 2010) y
eventos de patógenos (Barber et al., 1988).
44
III. JUSTIFICACIÓN
El ostión japonés C. gigas es la especie comercial más importante de ostras
de cultivo a nivel mundial (FAO, 2015). Se introdujo en México con gran éxito
desarrollándose su cultivo principalmente en los Estados de Baja California, Baja
California Sur, Sonora, Sinaloa y Nayarit (Mazón-Suástegui, 1996) gracias a su
alta tasa de crecimiento, alta tolerancia a la temperatura y salinidad, así como a su
gran aceptación en el mercado nacional e internacional (Shpigel y Blaylock, 1991).
No obstante, a pesar de que México es un país muy importante en producción
ostrícola, no existen estudios realizados sobre la condición fisiológica de ostiones
en condiciones de cultivo ante eventos de infección por patógenos.
Debido a las múltiples detecciones del patógeno P. marinus en C. virginica,
C. cortesiensis, S. palmula y C. gigas en costas mexicanas (Golfo de México y
Golfo de California) y su asociación a mortalidades masivas, se requiere estudiar
la condición fisiológica de C. gigas bajo condiciones de cultivo en el Estado de
Sinaloa, para proponer estrategias de producción oportunas que brinden la
posibilidad de implementar nuevas medidas y técnicas para su control, con la
finalidad de evitar afectaciones en la industria ostrícola de Sinaloa.
45
IV. HIPÓTESIS
La condición fisiológica del ostión japonés C. gigas cultivado en dos
localidades de Sinaloa estará afectada por el protozoario Perkinsus sp.,
disminuyendo su desempeño en cultivo; y la incidencia del patógeno se
relacionará con los parámetros ambientales.
V. OBJETIVOS
5.1. Objetivo General
Evaluar la condición fisiológica del ostión japonés C. gigas durante un ciclo de
cultivo, ante eventos de infección causados por el protozoario Perkinsus sp. en El
Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.
46
5.2. Objetivos Específicos
• Estudiar la relación de los parámetros biológicos (crecimiento, tasa de
crecimiento específica, índice de condición fisiológica y supervivencia) y
químico-biológicos (sólidos suspendidos totales, SST; materia orgánica
particulada, MOP; y clorofila a, Clo-a) con los eventos de infección
provocada por el protozoario Perkinsus sp. en C. gigas durante un ciclo de
cultivo en dos localidades de Sinaloa,
• Identificar la presencia del protozoario Perkinsus sp. con FTM en C. gigas y
su relación con los parámetros fisicoquímicos (temperatura del agua,
salinidad, oxígeno disuelto, pH, profundidad, transparencia) durante el ciclo
de cultivo en dos localidades de Sinaloa.
• Evaluar el efecto de la infección provocada por Perkinsus sp. en la
composición bioquímica (triglicéridos, lípidos, proteínas, y carbohidratos) de
músculo, glándula digestiva y gónada de C. gigas cultivado en dos
localidades de Sinaloa.
47
VI. MATERIAL Y MÉTODOS
6.1 Área de estudio
El cultivo de C. gigas se realizó en dos localidades de Sinaloa: El Colorado,
en el Municipio de Ahome, y Las Aguamitas, en el Municipio de Navolato. La
laguna El Colorado es un cuerpo de agua somero de 146 km² aproximadamente,
con aportes del río Fuerte y los drenes agrícolas Colorado y Pascola (Díez y
Ramírez, 1976). Se localiza en el norte del estado de Sinaloa entre las
coordenadas 25° 39´y 25° 47´de latitud norte, y 109° 16´y 109° 24´ longitud oeste.
Es un cuerpo de agua semicerrado al oeste por la presencia de la isla Lechuguilla
al Oeste. Presenta una conexión al mar por el Suroeste, circundada por una gran
cantidad de esteros y manglar (Diarte-Plata, 2007). En el sitio predomina el clima
tipo árido (Cárdenas-Gàmez, 2007). La laguna cuenta con una boca de
aproximadamente 2.57 Km de longitud. Muy cerca del centro de la boca se
encuentra un área muy somera de 700 m de largo aproximadamente, en la que al
bajar la marea, llega a tener una profundidad menor a 2 m. De la boca se
extienden dos canales pequeños que se ramifican a los lados y al centro con
profundidad descendente al interior de la laguna. La isla Santa María sirve de
división entre la Laguna El Colorado y la Laguna Santa María-Ahome (Bahía
Lechuguilla). Entre El Colorado y Santa María-Ahome, se encuentra un pequeño
canal o estero que las comunica y es navegable durante la pleamar, pero en
bajamar no es navegable, el cual es conocido como el canal de la ―Z‖ o esterito la
―Z‖ (Figura 4).
Las Aguamitas, Navolato, se localiza en la parte central del estado de
Sinaloa (Noroeste de México), en la Bahía de Altata, entre los 107° 30´y los 107°
58’ de longitud oeste y los 24° 20´y 24° 40´de latitud (supongo que es este) este .
Tiene 8,800 ha de superficie, 27 km de longitud y 5 km máximo de ancho, con
valor promedio de 2 km (¿promedio de qué?) y una profundidad promedio de 5 m.
Posee una plataforma de barrera interna y se comunica con el mar por medio de
una boca central con el Océano Pacífico. Al este, se conecta con el estero
48
Lucernilla y la costa. Su principal afluente es el río Culiacán. El clima
predominante es cálido, subhúmedo (aquí está bien, no hay iniciales de A-II, etc.)
con lluvias en verano, precipitación media anual de 716 mm y temperatura 25°C
(Secretaría de Agricultura y Recursos Hidráulicos, 1979). Fisiográficamente, el
cuerpo lagunar principal es de forma alargada y relativamente estrecha, con su eje
mayor paralelo a la costa. Con una extensión aproximada de 360 km², es una
laguna somera (profundidad inferior a 8 m) que se comunica al mar a través de
dos bocas, una permanente y otra temporalmente abierta (INEGI, 1987). La
cuenca de drenaje tiene una superficie de 17,195 km², con un escurrimiento
promedio de 3,276.2 millones de metros cúbicos por año. El río Culiacán
desemboca en el sistema lagunar en su porción central, muy cerca de la boca
principal (INEGI, 1987)(Figura 4).
Figura 4. Localización geográfica de El Colorado, Municipio de Ahome y Las Aguamitas, Municipio de Navolato, Sinaloa, sitios de cultivo del ostión C. gigas.
49
6.2 Construcción del sistema de cultivo
El sistema de línea suspendida o ―Long-line‖ consiste en una o dos líneas
de longitud variable de cabo de polietileno suspendidas en los extremos mediante
flotadores o boyas, los cuales se fijan al fondo con ―muertos‖ de concreto. A estas
líneas se sujetan canastas construidas de polipropileno rígido con dimensiones de
50 X 50 X 10 cm. Se instalan colocando una sobre otra formando módulos de 5 o
más canastas, a los cuales se les fija un flotador en la parte superior y se colocan
a una distancia de 20 a 50 cm entre cada módulo (Figura 5) (Villanueva-Fonseca,
2007).
Figura 5. Sistema de cultivo ostrícola Línea suspendida o ―Long line‖. (Villanueva-Fonseca, 2007).
6.3 Obtención de semillas
Para la realización de los cultivos se utilizaron 3,000 ostrillas (longitud y
peso promedio inicial con media y desviación estándar) para cada sitio, obtenidas
del Centro de Reproducción de Especies Marinas del Estado de Sonora
(CREMES). Las semillas fueron transportadas en una caja de corcho de 20 x 20
cm, en seco y frío hasta cada sitio de cultivo.
50
6.4 Desarrollo del cultivo
La siembra se realizó en el mes de junio de 2013. El proceso consistió en
aclimatar la semilla a las condiciones propias de temperatura y salinidad del agua
presentes en el área de estudio. Una vez aclimatadas, se formó una línea de
aproximadamente medio metro de largo (con el lote total de ostrillas), la cual fue
dividida en partes iguales para ser repartidas por separado en bolsas de malla
plástica mosquitera de 40X40 cm y con una abertura de 1 mm. Las bolsas fueron
ensambladas y amarradas a manera de módulos. Posteriormente, se utilizó una
lancha y un motor fuera de borda para poder transportar los módulos desde la
orilla y atarlos a la línea suspendida. Después del primer mes de la siembra se
llevó a cabo el primer desdoble, que consistió en una revisión del crecimiento de la
semilla que estuvo dentro de las bolsas y así seleccionar la semilla con un tamaño
mayor a los 6 mm de longitud, posteriormente, fueron transferidas a las canastas
tipo Nestier fuera de las bolsas. Las ostrillas de menor tamaño fueron regresadas
a las bolsas. La operación de criba se realizó hasta terminar con el lote total de
semillas contenido en las bolsas.
6.4.1 Limpieza y mantenimiento del cultivo
Los módulos fueron limpiados quincenalmente para evitar la presencia de
organismos que pudieran afectar a los ostiones tales como: crustáceos, peces,
algas, esponjas y otros moluscos. La limpieza consistió en retirar los módulos de
la línea madre o ―Long–line‖ y llevarlos a la orilla de la playa con la ayuda de una
lancha, para así limpiar las canastas, bolsas y ostrillas. La limpieza se realizó
utilizando cepillos y espátulas. Simultáneamente, se revisó el estado físico de los
ostiones para detectar la presencia de algunos depredadores y/o competidores, y
al mismo tiempo, se llevó a cabo la contabilidad de los organismos muertos
presentes en las canastas para determinar la mortalidad al final del cultivo.
51
6.5. Toma de parámetros físicos
Los siguientes parámetros físico-químicos se midieron mensualmente:
temperatura ambiente (termómetro Brannan 76 mm inmersión de – 20 a 10º),
temperatura del agua y oxígeno disuelto (oxímetro, YSI, 55/12 FT, Ohio 45387),
salinidad (refractómetro de precisión, Atago, S/Mill), pH (potenciómetro, Hanna, HI
8314), profundidad y transparencia (disco de Secchi).
6.6. Toma de parámetros químico-biológicos
6.6.1. Determinación de sólidos suspendidos totales (SST) y materia
orgánica particulada (MOP)
Se tomaron muestras de agua de mar mensualmente, mismas que se
transportaron en hielera al Laboratorio de Malacología del CIIDIR-IPN, Unidad
Sinaloa, para la determinación de los sólidos suspendidos totales (SST) y materia
orgánica particulada (MOP), de acuerdo a las técnicas propuestas en APHA
(1995). Se pesaron filtros Whatman GF/C nuevos y se registró como peso 1 (W1).
Con ellos se filtró la muestra de agua de mar hasta saturar los filtros. Éstos se
pusieron en un horno a 100 °C por una hora y posteriormente, se pesó obtuvo el
peso 2 (W2). Se colocaron nuevamente los filtros en una mufla a 550 °C durante
20 min, y se pesaron para obtener el peso 3 (W3) (Figura 6). La concentración de
sólidos suspendidos totales y materia orgánica particulada se determinó
realizando los siguientes cálculos:
Donde:
W1= Peso antes de filtrar la muestra W2= Peso del filtro después de introducirlo a la estufa a 100 °C durante una hora W3= Peso del filtro después de introducirlo a la mufla a 550 °C durante 20 min V= Volumen de agua filtrado 1000= Valor utilizado para convertir los mililitros a litros
SST = W1 – W2 (1000)
V MOP =
W2 – W3 (1000)
V
52
6.6.2 Determinación de clorofila (Clo-a)
Las muestras de agua para determinar clorofila a (Clo-a) fueron filtradas
utilizando filtros de fibra de vidrio Whatman (GF/F, 0.7 µm) y usando una bomba
de vacío. Al momento de realizar la filtración, se protegieron las muestras de la luz
para disminuir la actividad fotosintética, posteriormente, los filtros se guardaron en
papel aluminio y congelaron a -20 °C hasta efectuar la extracción del pigmento
con acetona al 90% durante 24 horas, (Strickland y Parsons, 1972). Se realizó la
lectura a 664 nm en un espectrofotómetro (Genesys 2, Thermo Spectronic).
6.7. Toma de parámetros poblacionales
6.7.1 Crecimiento
Se midieron mensualmente 50 organismos de cada uno de los sitios de
cultivo. Las biometrías se realizaron con un vernier digital (Mitutoyo, CD–8‖ CS)
para determinar la longitud del organismos, y se utilizó una balanza granataria
(OHAUS, Scout Pro SP 2001) para el peso húmedo total.
6.7.2. Tasa de crecimiento especifica
La tasa de crecimiento específica en peso húmedo (g) se estimó mediante
la fórmula propuesta por Ziaei-Nejad et al., (2006):
SRG= InWt – InW0 (100)
b) a) c) d)
Figura 6. a) Filtros de fibra de vidrio, b) Filtrado de muestras para sólidos suspendidos totales (SST) y materia orgánica particulada MOP), c) Horno para secado de filtros para
determinación de SST y d) Mufla para la determinación de MOP.
53
T
donde: t = periodo de cultivo en días, lnW0 = logaritmo natural del peso húmedo
(g) del ostión al inicio del periodo y lnWt = logaritmo natural del peso húmedo (g)
del ostión en el día t.
6.7.3. Índice de condición fisiológica (ICF)
Cada mes, se recolectaron 30 ostiones de cada sitio de cultivo, los cuales
se transportaron al Laboratorio de Malacología del CIIDIR-IPN, Unidad Sinaloa,
para eliminar organismos epibiontes, materia orgánica e inorgánica de su concha.
Se registró su peso húmedo total utilizando una balanza analítica (plus OHAUS
AP210) de 1/100 g de precisión. Posteriormente, fueron diseccionados para
separar el tejido blando de la concha a fin de ser secados y pesados tras
colocarlos en charolas de aluminio dentro de una estufa (Riossa EC-41) a 100 ºC,
durante 24 h. Los pesos secos de la concha y carne se registraron con una
balanza analítica (plus OHAUS AP210) de 1/100 g de precisión. El cálculo del ICF
se obtuvo con la ecuación de Chavez-Villalba et al., (2008):
ICF= Peso seco tejido blando (g)
(1000) Peso seco tejido concha (g)
6.7.4. Supervivencia
La supervivencia se registró cuantificando mensualmente el número de
organismos muertos en cada uno de los módulos hasta el término del cultivo, y
restando al total de organismos sembrados.
54
6.8 Detección del patógeno Perkinsus sp.
6.8.1 Preparación del Medio Fluido de Tioglicolato (FTM)
Cada mes, se preparó FTM para analizar 30 muestras de cada sitio de
cultivo de la siguiente manera: se agregaron 22.35 g de FTM, 21.77 g de dextrosa
y 14.46 g de NaCl en 750 ml de dH2O; posteriormente, fueron disueltos aplicando
calor y agitación para luego esterilizar el medio en autoclave (ALL AMERICAN,
mod. No. 75X) por 15 minutos. Después se adicionaron antibióticos (pemprocilina
a 500 U/ml y estreptomicina a 500 U/ml), se homogeneizo y vertió 25 ml para
cada muestra en tubos Falcon de 50 ml de capacidad y como antifúngico se
aplicó Nistatina a 400 U/ml, el cual fue suministrado directamente en el tubo
Falcón (OIE, 2009).
6.8.2. Ensayo de tejidos
Se pesó el cuerpo blando del ostión (branquia, manto, músculo aductor,
parte gonadal y digestiva) de acuerdo a Diamond (2012). Posteriormente, los
tejidos fueron macerados con una navaja de bisturí y sembrados en un tubo con
MFT. Las muestras fueron incubadas en un sitio oscuro a 22-25°C durante 4 y 7
días (OIE, 2012).
6.8.3. Carga parasitaria total
Después del ensayo con FTM, las muestras fueron centrifugadas a 1500 g
por 10 minutos, posteriormente, el tejido fue separado decantando el FTM. Se
añadió 2 M de NaOH (20 ml/g de tejido) y se incubaron a 60°C durante 2–6 horas
hasta que se digiriera el tejido. Las muestras fueron nuevamente centrifugadas a 1
500 g por 10 minutos, y se decantó el sobrenadante. Las muestras fueron lavadas
tres veces con agua desionizada y el precipitado fue resuspendido en 1 mL de
Lugol (6 g yoduro de potasio, 4 g de yodo y 100 ml de dH2O) (OIE, 2009).
Después de agregar el Lugol, se tomó 100 µL de cada muestra y se depositó
sobre un portaobjetos colocando encima un cubreobjetos para dejarla reposar
55
durante 10 minutos. Los tejidos procesados fueron observados en un microscopio
compuesto a 100X y 400X para el conteo de células de Perkinsus sp. y estimar la
carga parasitaria, la cual resulta de multiplicar el número de células de Perkinsus
sp. por el factor de dilución, y dividido entre el peso húmedo de los tejidos
analizados (Fisher y Oliver, 1996).
CP (cel/g) = (No. células) (factor de dilución)
gramos te tejido analizado
6.8.4. Índice de infección
El índice de infección fue medido con relación al rango de 0 a 5 de la escala
de Mackin (1962), modificada por Craig et al. (1989) (Cuadro 3). Dicho índice se
obtiene determinando el Log10 del total de hipnosporas o células de Perkinsus sp.
contabilizadas, entre el peso húmedo del tejido analizado; (Log10 de la Carga
parasitaria).
Tabla 3. Índice de infección de acuerdo a la escala de Mackin) (1962). Categorías de infección por Perkinsus marinus. Modificado por Craig et al.(1989).
Designación de
letra
Intensidad de
infección
Valor de
numérico Descripción
N Negativo 0.00 Sin hipnosporas
VL Muy ligera 0.33 1-10 hipnosporas
L-
Ligera
0.67
11-74
hipnosporas
L
1.00 75-125
hipnosporas
L+
1.33 >125 pero <25%
del tejido
LM-
Ligera/moderada
1.67 >25% del tejido
LM 2.00 25 % del tejido
LM+ 2.33 >25% pero <50%
56
del tejido
M-
Moderada
2.67
>25 pero <50%
del tejido
M 3.00 50% del tejido
M+
3.33 >50% pero<75%
del tejido
MH-
Moderada/intensa
3.67
>50% pero <75%
del tejido
MH 4.00 75% del tejido
MH+
4.33
>75% pero
mucho>100% del
tejido
H- Intensa
4.67
>75% del tejido
visible
H 5.00 100% del tejido
6.8.5. Prevalencia de la infección
El cálculo de la prevalencia de la infección se expresa en porcentaje, y se
obtiene mediante la fórmula de Thrusfield (1995):
P= Número de animales infectados
(100) Total de animales colectados
6.9 Bioquímica
6.9.1 Procesamiento de muestras
A cada ostión se le extrajo 1 gramo de tejido de tres diferentes órganos
(músculo aductor, glándula digestiva y gónada), los que se maceraron en fresco,
se depositaron en microtubo eppendorf de 2.0 ml y se maceraron con un pistilo.
Después, se cubrieron con parafilm perforado con una aguja. Las muestras fueron
congeladas a -70 °C durante 24 horas, liofilizadas por otras 24 horas, y
pulverizadas con la ayuda de una espátula. Se tomó una muestra de 200 µg en
57
microtubos de cada una, se les agregó 1 ml de solución salina (35 ups) y se
homogenizaron.
6.9.2 Triglicéridos
Para el análisis de triglicéridos se utilizó el kit comercial GPO-PAP (Randox,
Crumlin, UK) de la siguiente manera: En una microplaca, se depositaron 20 µl del
homogenizado (muestra) y 200 µl de la solución reactiva y se dejó reposar 20
minutos. Las absorbancias se midieron con un lector de microplaca
(Spectrophotometer MULTISKAN GO ThermoFisher CIENTIFIC) a una longitud de
onda de 490 nm. Con la solución estándar del kit, se preparó una curva tipo a un
intervalo de concentración de 6.25 a 200 mg/dL⁻¹. La concentración de triglicéridos
se calculó de acuerdo a Hurtado-Oliva (2004):
Donde:
Absorbancia= Absorbancia de la muestra
FD = es el factor de dilución
m= es la pendiente en la curva tipo
6.9.3. Lípidos totales
Los lípidos totales se obtuvieron con el método de la fosfovainillina (Barnes
y Blackstock, 1973). Se colocó una alícuota de 0.025 ml (25 μl) de cada muestra
en tubos de vidrio de 25 ml, a los que se les agregó 0.25 ml de ácido sulfúrico
concentrado y se incubaron en baño maría a 90°C, por 10 minutos. Después, los
tubos se enfríaron en baño de hielo, se extrajeron 20 μl de cada tubo y se
colocaron en el fondo del pozo de una microplaca (placa elisa) de 96 pozos.
Finalmente, se le agregó solución reactiva para lípidos (fosfovainillina al 0.2 % en
ácido sulfúrico al 80%) para incubarse la placa por 40 minutos a temperatura
mg/gr = (Absorbancia) (FD)
(m) (peso de la muestra)
58
ambiente y tomar la lectura en un lector de microplacas (Spectrophotometer
MULTISKAN GO ThermoFisher CIENTIFIC) a 540 nm. Al mismo tiempo, las
muestras se hicieron reaccionar en una curva de calibración preparada de la
siguiente manera: La solución estándar de lípidos (Lin-Trol Sigma L-2648; St.
Louis, MO, USA) contiene 20 mg/ml, de los que se preparan diluciones en
proporción 1:2, en 1ml de solución salina, ajustando las concentraciones: 10, 5,
2.5 1.25, 0.625, 0.3125 y 0.15625 mg/ml de lípidos. Se utiliza solución salina como
blanco. La cantidad de lípidos se calculó con la siguiente relación (Mercier et al.,
2006):
Donde:
Absorbancia= Absorbancia de la muestra
FD = es el factor de dilución
m= es la pendiente en la curva tipo
6.9.4. Proteínas totales
Para la determinación de las proteínas totales se utilizó el método de Bradford
(1976), basado en la reacción de los grupos amino libres con el azul Cromassie en
presencia de ácido fosfórico y metanol. El complejo formado por la proteína y el
colorante provoca un desplazamiento en la absorción máxima del colorante desde
465 a 595 nm. La absorción es proporcional a la concentración de proteína
(albúmina en suero bovino) de manera lineal desde 1 μg a 140 μg usando una
solución reactiva comercial (Spectrophotometer MULTISKAN GO ThermoFisher
CIENTIFIC). Una alícuota de 10 μl del homogenizado se pone a digerir en 100 μl
de NaOH 0.1N durante 120 minutos, posteriormente, se toman 10 μl de la solución
digerida, se deposita en un tubo de vidrio y se agrega un mililitro de reactivo de
Bradford. Después de reaccionar durante 5 minutos se procede a tomar las
lecturas en un lector de microplacas BioRad a 595 nm. La concentración de
proteínas se calcula según la siguiente fórmula (Mercier et al., 2006):
mg/gr = (Absorbancia) (FD)
(m) (peso de la muestra)
59
Donde:
Absorbancia= Absorbancia de la muestra
FD = es el factor de dilución
m= es la pendiente en la curva tipo
6.9.5. Carbohidratos
Para la determinación de carbohidratos se utilizó la técnica basada en el
método de Roe (1955). Una curva tipo fue elaborada utilizando dextrosa anhidra
(Aprotec Mexicana, S.A. de C.V., Tijuana, B.C., México). Se tomaron 0.2 ml de
homogenizado de cada muestra y se mezclaron con 0.2 ml de ácido tricloroacético
(TCA) al 20% en tubos eppendorf de 0.65 ml. Después de que las proteínas que
interfieren en la medición de carbohidratos se precipitan, se agrega 1 ml de
Antrona. La Antrona (Sigma, A-1631; St. Louis, MO, USA) se prepara mezclando
0.1 g en 1 ml de H2SO4 al 96%. Se calienta a baño maría a 90°C durante 5
minutos y se enfría en baño de hielo. Se lee su absorbancia en un lector de placas
(Spectrophotometer MULTISKAN GO ThermoFisher CIENTIFIC) a 630 nm. Curva
estándar: La solución estándar de carbohidratos contiene 5 mg/ml y se preparan
diluciones en proporción 1:2, en 500 μl de TCA, ajustando concentraciones de
0.625, 0.3125, 0.15625, 0.078125, 0.0390625, 0.01953125, 0.009765625 mg/ml
de carbohidratos. La cantidad de carbohidratos se calculó con la siguiente relación
(Hurtado-Oliva, 2004):
mg/gr = (Absorbancia) (FD)
(m) (peso de la muestra)
mg/gr = (Absorbancia) (FD)
60
Donde:
Absorbancia= Absorbancia de la muestra
FD = es el factor de dilución
m= es la pendiente en la curva tipo
VII. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Con el paquete Excel 2013 y Statistica 7.0 se realizaron comparaciones de
medias (ANOVA de 1 y 2 vías) y determinación de diferencias en medias (Tukey)
a una significancia de P<0.05 para cada uno de los parámetros fisicoquímicos,
químico-biológicos, poblacionales, prevalencia, carga parasitaria y el contenido
bioquímico en los ostiones. Además se realizaron correlaciones de Sperman
(P<0.05) de los parámetros poblacionales con los químico-biológicos, prevalencia,
carga parasitaria con los parámetros fisicoquímicos, y carga parasitaria con el
contenido bioquímico de los ostiones.
VIII. RESULTADOS
8.1. Parámetros fisicoquímicos
Los parámetros fisicoquímicos monitoreados en los sitios de cultivo (El
Colorado y Las Aguamitas), mostraron diferencias significativas (P<0.05) en la
mayoría de los meses. En El Colorado de Ahome, la temperatura máxima del agua
(m) (peso de la muestra)
61
registrada ocurrió al inicio del cultivo en los meses de junio, julio y agosto de 2013
(30.3±0.3, 30.3±0.8 y 30.2±0.7 °C respectivamente), mientras que la menor
temperatura (19.6±0.3 °C) se registró en diciembre. El registro de la mayor
salinidad (38.6±0.3 ups) se observó en agosto de 2013, mientras que la menor
concentración salina se registró en marzo, abril y mayo de 2014 (30±0.5, 30±0.0 y
30±0.5 ups, respectivamente). En cuanto al oxígeno disuelto, el mes de mayo de
2014 mostró la mayor concentración (8.13±0.1 mg L‾¹), mientras que la menor se
presentó en agosto de 2013 (3.17±0.0 mg L‾¹). El pH más alto se registró en julio
de 2013 (8.7±0.0 upH), y el más bajo en febrero de 2014 (6.51±0.2 upH). En
febrero de 2014 se observó la mayor profundidad (2±0.0 m), mientras que en
octubre de 2013 se registró el nivel más somero (0.47±0.0 m). La transparencia
fluctuó desde 0.43±0.0 m en octubre de 2013, hasta 1.07±0.0 m en noviembre de
2013(Cuadro 4).
Los parámetros fisicoquímicos monitoreados en Las Aguamitas, Navolato
mostraron diferencias significativas (P<0.05) en la mayoría de los meses de
cultivo. Los meses de junio y agosto de 2013 mostraron la temperatura del agua
más alta (30.6±0.3 y 30.7±0.1 °C, respectivamente), mientras que la más baja se
registró en diciembre (22.5±0.3 °C).
En el caso de la mayor salinidad, los meses de marzo y mayo de 2014
presentaron la mayor concentración (35.6±0.3 ups), el mes de abril de 2014
obtuvo la más baja (30.3±0.3 ups). Para el oxígeno disuelto, febrero de 2014
registró 8.15±0.0 mg L‾¹ y octubre de 2013, obtuvo 3.17±0.0 mg L‾¹. El valor
máximo de pH registrado se presentó en el mes de abril de 2014 con 8.20±0.0
upH, y el menor fue en febrero de 2014 con 7.54±0.0 upH. Para la profundidad, la
mayor se registró en enero y mayo de 2014 (4±0.0 m) y la menor (0.60±0.0 m) en
abril de 2014. En el caso de la transparencia del agua, el valor mayor se registró
en agosto de 2013 (1.93±0.0 m), y el menor valor en junio de 2013 (0.40±0.1 m)
(Cuadro 4).
62
8.2. Parámetros químico-biológicos.
Durante el cultivo en El Colorado, Ahome, la concentración de sólidos
suspendidos totales (SST) en el agua presentó variaciones, el valor mayor fue de
49.0±0.4 mg L‾¹ en marzo de 2014, y el menor fue de 20.2 ± 0.1 mg L‾¹ en mayo
del mismo año. En cuanto a la concentración de materia orgánica particulada
(MOP), registró su menor valor en julio de 2013 (2.7 ± 0.0 mg L‾¹) y un máximo en
diciembre de 2013 (21.6±0.0 mg L‾¹). Con relación a las concentraciones de
biomasa fitoplanctónica (Clo-a), la concentración máxima registrada fue de
10.2±0.0 mg/g3 en marzo de 2014, mientras que el valor mínimo (0.64±0.0 mg/g3)
en diciembre de 2013 (Cuadro 4).
Para el cultivo en La Aguamitas, Navolato, la concentración de
sólidos suspendidos totales (SST) en el agua presentó variaciones, mostrando el
mayor valor de 56.5±0.7 mg L‾¹ en diciembre de 2013 y el menor de 24.4±0.3 mg
L‾¹ en abril de 2014. En cuanto a la concentración de materia orgánica particulada
(MOP), registró su menor valor en noviembre de 2013 (5.8±0.0 mg L‾¹) y un
máximo en diciembre de 2013 (20.6±0.1 mg L‾¹). Con relación a las
concentraciones de biomasa fitoplanctónica (Clo-a), la concentración máxima
registrada fue de 6.8±0.0 mg/g3 en noviembre de 2013, mientras que el valor
mínimo fue de 2.87±0.0 mg/g3 en febrero del 2014 (Cuadro 5).
63
Tabla 4. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de cultivo ubicado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, durante el periodo 2013- 2014 (P<0.05).
Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic Ene Feb Mar Abr May Jun
Tem. Agua (°C) 30.3±0.3
a
30.3±0.8
a
30.2±0.7
a
29.1±0.2
ab
25.9±0.6
cd
24±0.6
cde
19.7±0.3
f
21.9 ±1
ef
23.5±0.0
de
25±0.5
cde
20±0.0
cd
24.2±0.5
cde
26.8±1.4
bc
Salinidad (‰) 35.3±0.3
abc
38.0±1.7
ab
38.6±0.3
a
38.0±0.58
ab
34.3±0.8
c
34.0±1.0
cd
30.6±0.3
de
33.6±0.3
cd
35.0±0.0
bc
30.0±0.5
e
30.0±0.0
e
30.0±0.5
e
34.0±0.0
cd
Oxígeno
disuelto (mg L‾¹)
5.27±0.0
cd
4.37±0.0
def
3.1±0.0
f
3.7±0.2
ef
3.3±0.2
f
4.5±0.2
de
5.0±0.1
d
7.7±0.5
a
6.4±0.2
bc
7.6±0.4
ab
5.1±0.1
d
8.1±0.1
a
5.0±0.0
d
pH (UpH) 8.0±0.0
bc
8.7±0.0
a
8.0±0.0
bc
7.9±0.0
bcd
8.0±0.0
bc
7.5±0.0
d
8.1±0.0 b 7.6±0.0
cd
6.5±0.2
e
8.2±0.0
b
8.1±0.0
b
8.0±0.0
bc
7.9±0.0
bc
Profundidad (m) 0.8±0.0
bcd
0.8±0.0
bcde
1.0±0.0
b
0.9±0.0
bc
0.4±0.0
f
1.0±0.0
b
0.5±0.0
ef
0.9±0.0
bc
2.0±0.0
a
0.6±0.0
def
0.7±0.0
cdef
0.6±0.0
def
0.5±0.0
f
Transparencia
(m)
0.67±0.2
Abcd
0.83±0.0
abcd
0.93±0.0
abc
0.93±0.0
abc
0.43±0.0
d
1.03±0.0
a
0.53±0.0
cd
0.97±0.0
Ab
0.50±0.0
d
0.60±0.0
bcd
0.70±0.0
abcd
0.60±0.0
bcd
0.50±0.0
d
SST (mg L‾¹) 40.33±1.0
c
40.3±1.0
c
30.3±0.6
ef
27.5±0.5
f
42.0±0.6
c
33.4±0.4
d
45.0±0.1
b
42.2±0.1
bc
40.6±0.1
c
49.0±0.4
a
22.1±0.0
g
20.2±0.1
g
31.7±0.6
de
MOP (mg L‾¹) 2.74±0.0
k
2.74±0.0
k
10.1±0.0
f
8.27±0.0
g
11.6±0.1
d
13.2±0.0
c
21.62±0.0
a
4.1±0.0
J
12.9±0.1
c
14.4±0.0
b
7.5±0.1
h
6.2±0.0
i
10.7±0.0
e
Clorofila α (mg
gᶟ)
4.94±0.0
e
4.9±0.0
e
5.8±0.0
c
5.9±0.0
c
5.2±0.0
d
2.1±0.0
h
0.6±0.0
J
6.6±0.0
b
4.9±0.0
e
10.2±0.0
a
1.1±0.0
i
3.8±0.0
g
4.3±0.0
f
64
Tabla 5. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de cultivo ubicado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, durante el periodo 2013-2014 (P<0.05).
Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic Ene Feb Mar Abr May Jun
Tem. Agua (°C) 30.7±0.3
a
29.7±0.3
ab
30.7±0.2
a
28.1±0.7
bc
26.4±0.4
cd
25.97±0.5
d
22.5±0.3
f
23.2±0.0
ef
22.6±0.0
f
23.8±0.0
ef
24.6±0.3
de
24.6±0.7
de
30.8±0.0
a
Salinidad (‰) 35.3±0.3
a
34.7±0.3
a
34.0±0.6
a
34.6±0.8
a
35.0±0.5
a
34.6±0.6
a
34.6±0.3
a
34.6±0.3
a
34.3± 0.3
a
35.6±0.3
a
30.3±0.3
b
35.6±0.3
a
35.0±0.0
a
Oxígeno disuelto
(mg L‾¹)
5.4±0.1
de
4.2±0.0
fg
4.1±0.1
fgh
3.9±0.1
gh
3.1±0.0
h
3.2±0.1
gh
3.6±0.1
gh
6.9±0.3
bc
8.1±0.0
a
5.8±0.2
de
7.5±0.4
ab
6.4±0.0
cd
5.1±0.0
ef
pH (UpH) 8.1±0.0
a
8.0±0.0
abc
8.1±0.0
a
7.9±0.0
abc
7.8±0.0
abcd
7.5±0.0
de
8.0±0.0
abc
7.7±0.0
cde
7.5±0.0
e
7.9±0.0
abc
8.2±0.0
a
7.7±0.0
bcde
7.9±0.0
abc
Profundidad (m) 1.1±0.1
c
2.8±0.1
b
3.9±0.0
a
3.8±0.1
a
3.8±0.1
a
3.8±0.1
a
3.9±0.0
a
4.0±0.0
a
3.2±0.0
b
3.0±0.0
b
0.6±0.0
c
4.0±0.0
a
4.0±0.0
a
Transparencia
(m)
0.4±0.1
h
0.9±0.0
fg
1.9±0.0
a
1.2±0.1
cde
1.3±0.1
bcd
1.0±0.0
def
0.9±0.0
ef
1.5±0.0
bc
0.9±0.0
fg
1.1±0.0
def
0.6±0.0
g
1.6±0.0
b
1.1±0.0
def
SST (mg L‾¹) 37.5±0.6
e
37.5±0.6
e
41.5±0.7
cd
38.5±0.5
e
39.4±0.7
de
31.0±0.0
f
56.5±0.7
a
48.8±0.5
b
28.9±0.5
f
44.1±0.2
c
24.4±0.3
g
37.3±0.5
e
49.4±0.1
b
MOP (mg L‾¹) 8.9±0.0
f
8.9±0.0
f
13.2±0.0
b
6.2±0.1
h
11.7±0.0
d
5.8±0.0
i
20.6±0.1
a
12.4±0.0
c
8.9±0.1
f
12.0±0.0
cd
7.4±0.0
g
10.4±0.0
e
12.2±0.0
c
Clorofila α (mg
gᶟ)
5.6±0.0
c
5.6±0.0
c
3.7±0.0
f
3.7±0.0
f
5.9±0.0
b
6.8±0.0
a
3.3±0.0
g
3.4±0.0
g
2.8±0.0
i
3.7±0.0
f
4.4±0.0
e
4.8±0.0
d
3.1±0.0
h
65
8.3. Parámetros poblacionales
8.3.1. Crecimiento
El cultivo de C. gigas en El Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato
inició en junio de 2013 con la siembra de semillas (6.8±0.9 mm de largo de la
concha y 0.02 g de peso inicial) para cada uno de los sitios y se extendió por 13
meses, hasta junio de 2014.
En El Colorado, el crecimiento promedio mensual de C. gigas presentó
diferencias significativas (P<0.05). La mayor talla en largo de la concha fue de
105.3±1.3 mm, en abril de 2014, a los siete meses de la siembra. El mayor valor
(117.8±2.1 g) se presentó en marzo de 2014(Figura 7).
Figura 7. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa.
En el cultivo de Las Aguamitas, Navolato, el crecimiento en largo y peso de
C. gigas también presentó diferencias significativas (p<0.05) en la mayoría de los
meses del cultivo. La mayor talla de largo de la concha (96.0±1.2 mm) se registró
en el mes de marzo de 2014, a los nueve meses de la siembra, y el mayor peso
(100.9±2.1 g) se obtuvo en junio del mismo año (Figura 8).
0
20
40
60
80
100
120
140
J J A S O N D E F M A M J
Larg
o (
mm
) y P
es
o (
g)
Meses de cultivo (2013-2014)
Crecimiento de C. gigas en El Colorado Largo Peso
a ab b b
c d
e f
g h
i i j
a a b b
c d
e f f
g
66
Figura 8. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.
8.3.2. Tasa de crecimiento específico (TCE)
La tasa de crecimiento específico de C. gigas en los dos sitios de cultivo
presentó diferencias significativas (P<0.05) en la mayoría de los meses. En el
Colorado, Ahome, los ostiones mostraron un crecimiento promedio mensual de
7.64 g. La mayor TCE se registró al inicio del cultivo en los mes de junio y julio de
2013 con 11.8±0.3 y 7.1±0.3 g respectivamente cuando se registraron valores
altos de SST (40.3±1.0 mg g‾¹), MOP (2.7 ± 0.0 mg g‾¹) y Cloα (4.9±0.0 mg g³).
Mientras que los valores mínimos en la TCE se registraron en el mes de
septiembre de 2013 con 4.7±0.4 g que ocurrió cuando se registró una SST con
valores de 27.5±0.5 mg m‾¹, MOP de 8.2±0.0 mg m‾¹ y Cloα de 5.9±0.0 mg g³.
(Figura 9)
0
20
40
60
80
100
120
J J A S O N D E F M A M J
Larg
o (
mm
) y P
es
o (
g)
Meses de cultivo (2013-2014)
Crecimiento de C. gigas en Las Aguamitas
Largo Peso
a a b b b b
c
d
e e
f g
h
a
b b b
c c
d
e
f f g g g
67
Figura 9. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa.
En Las Aguamitas, los ostiones mostraron un crecimiento promedio
mensual en largo de 7.31 g. La mayor TCE se registró al inicio del cultivo en los
mes de junio y agosto de 2013 con 7.4±0.3 y 7.1 ± 0.3 g respectivamente cuando
se registraron valores de SST (37.5±0.6 y 41.5±0.7 mg g‾¹), MOP de 8.9±0.0 y
13.2±0.0 mg g‾¹ y Clo-a (5.6±0.0 y 3.7±0.0 mg m³). Mientras el valor mínimo en la
tasa de crecimiento especifica se registró al final del cultivo en el mes de junio de
2014 (-0.29 ± 0.1 g) cuando se registró SST con valores de 49.4±0.1 mg m‾¹, MOP
de 12.2±0.0 mg m‾¹ y Clo-a de 3.1±0.0 mg m³ (Figura 10)
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J J A S O N D E F M A M J
SS
T (
mg
L‾³
)
TC
E(g
), M
OP
(mg
L‾¹
), C
lo-a
(m
g m
³)
Meses de cultivo (2013-2014)
Crecimiento específico de C. gigas en El Colorado
TCE MOP Clo-α SST
a
b bc c c
c c
d de ef
f g
g
a
b
c
c
d
e f g
h i
j k k
a b
c
d
e e
e
f
g h
i
j
c
a
b c
d e
ef
ef
fg
fg g g g
h
g
68
Figura 10. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.
8.3.3. Índice de condición fisiológica (ICF)
El índice de condición fisiológica presentado durante el ciclo de cultivo en
Ahome fue similar entre los meses de julio a octubre de 2013 y marzo-abril de
2014 pero diferentes a los meses de noviembre y diciembre de 2013, y mayo y
junio de 2014 (P<0.05). Los valores máximos y mínimos de I.C.F. se registraron en
el mes de septiembre de 2013 y junio de 2014 con 72.1±2.6 y 24.0±1.1
respectivamente, coincidiendo en meses con los registros de valores máximos y
mínimos de carga parasitaria con 75.7±19.6 y 24.0±1.1 cel/g. (Figura 11).
0
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J J A S O N D E F M A M J
SS
T (
mg
L‾³
)
TC
E(g
), M
OP
(mg
L‾¹
), C
lo-a
(m
g m
³)
Meses de cultivo (2013-2014)
Crecimiento específico de C. gigas en Las Aguamitas
TCE MOP Clo-α SST
a
a
b c d de de def efg efgh fgh gh h
a
c
b c d e f f
f
g g h i
a
b c
c cd d e f f
f g h
i
a b b c
cd de e e e e
f f g
69
Figura 11. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa.
El índice de condición fisiológica registrada durante el ciclo de cultivo en
Navolato fue similar en los meses de septiembre y noviembre pero diferentes al
resto de los meses (P<0.05). El valor máximo de I.C.F. se registró en el mes de
noviembre (63.9±2.5) cuando se registró una carga parasitaria de 1.9±0.5 cel/g y
el valor mínimo de I.C.F. se registró a final del cultivo con 24.8±1.0 y una carga
parasitaria de 1.6±0.5 cel/g. Por otra parte en el mes de agosto se registró un
I.C.F. de 43.5±1.5 cuando se presentó la mayor carga parasitaria (27.5±9.5 cel/g).
(Figura 12).
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J J A S O N D E F M A M J
Carg
a p
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a (
ce
l/g
)
I.C
.F.
Meses de cultivo en Ahome (2013-2014)
ICF Carga parasitariaa
b ab abc
abcd
abcd
abcd bcd bcd
cd cd
d
a
b b b
b b b b b b b
b
70
Figura 12. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.
8.3.4. Supervivencia
En Ahome la mayor mortalidad de ostiones (8%) ocurrió al inicio del cultivo
entre los meses de junio y agosto de 2013, cuando se presentaron las primeras
infecciones por Perkinsus sp. alcanzando una prevalencia de 80±2 % en la
población. A partir de este último mes (agosto) hasta junio de 2013, la
supervivencia se estabilizó, obteniendo una supervivencia final del 90.5 % al
termino del cultivo aun cuando la prevalencia de Perkinsus sp., se comportó de
forma irregular oscilando entre 43.3±13 y 70±21% (Figura 13)
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J J A S O N D E F M A M J
Carg
a p
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sit
ari
a (
ce
l/g
)
I.C
.F.
Meses de cultivo en Navolato (2013-2014)
I.C.F. ICF Carga parasitaria
a ab
abd abde bde de
cde cde ce ce
c
f
a
b b b b b
b b
b b
b b
71
Figura 13. Supervivencia de C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, de junio de 2013 a julio de 2014.
En Las Aguamitas, Sinaloa, la mayor pérdida de ostiones (7%) ocurrió al
inicio del cultivo entre los meses de junio y octubre de 2013. Meses en que
ocurrieron las primeras infecciones por Perkinsus sp. con una prevalencia máxima
de 63.3±19 % en agosto. A partir de noviembre la prevalencia de Perkinsus sp. se
mantiene oscilando entre 43.3±13 y 80±24 %, sin embargo, a partir de octubre la
supervivencia se estabiliza y se mantiene con el 93 % de la población viva, hasta
junio de 2014. (Figura 14)
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8486889092949698
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J J A S O N D E F M A M J
Pre
va
len
cia
(%
)
Su
perv
ive
ncia
(%
)
Meses de cultivo en Ahome (2013-2014)
Supervivencia Supervivencia Prevalencia
a a
abc ac
abc abc abc
abc abc abc bc
b
72
Figura 14. Supervivencia de C. gigas cultivado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, de junio de 2013 a julio de 2014.
8.4. Detección de Perkinsus sp. en Medio Fluido de Tioglicolato (FTM)
Para los dos sitios de cultivo, la técnica de FTM indicó la presencia de
Perkinsus sp., al observar células esféricas de color marrón oscuro, indicativo de
un estadio vegetativo del parasito (Figura 15).
Figura 15. Detección de células de Perkinsus sp. en FTM. A) Ostión con signos de enfermedad, B) Frotis de tejidos de C. gigas libre de células de Perkinsus sp. y C) Frotis
de tejidos de C. gigas con células de Perkinsus sp. características por su forma esférica y su color negra-azulada (OIE, 2009).
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88
90
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J J A S O N D E F M A M J
Pre
va
len
cia
(%
)
Su
perv
ive
ncia
(%
)
Meses de cultivo en Navolato (2013-2014)
Supervivencia Supervivencia Prevalencia
73
8.5. Carga parasitaria
En El Colorado, Ahome, las primeras infecciones por Perkinsus sp.
ocurrieron desde el segundo mes de cultivo. La carga parasitaria fue diferente
(P<0.05) solo en el mes de septiembre, cuando se presentaron los valores
máximos (74.7±19.6 cel/g) coincidiendo con las mayores temperaturas y
salinidades (29.1±0.1 °C y 38.0±0.5 ups). Y es a partir de este mismo mes que la
intensidad de la infección disminuye y se mantienen baja hasta el término del
cultivo con temperaturas que oscilaron entre 19.6±0.3 y 26.8±1.4 °C y salinidades
entre 30.0±0 y 35.0±0 ups. El valor mínimo de carga parasitaria se presentó en
abril con 1.0±0.4 cel/g, cuando se registraron temperaturas y salinidades bajas de
26.0±0.0 °C y 30.0± 0.0 ups respectivamente (Figura 16).
Figura 16. Carga parasitaria de Perkinsus sp en C. gigas cultivado durante los 13 meses en El Colorado, Ahome, Sinaloa.
Las primeras infecciones de Perkinsus sp. en C. gigas cultivado en Las
Aguamitas, Sinaloa, ocurrieron desde el segundo mes de cultivo. La carga
parasitaria de agosto fue diferente (P<0.05) con respecto al resto de los meses.
En este mes se presentó la mayor carga parasitaria con 27.5±9.5 cel/g, a
temperatura y salinidad de 30.7±0.1 °C y 34.0±0.5 ups, respectivamente. Y es a
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em
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) -
Salin
idad
(u
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Ca
rga p
ara
sit
ari
a (
cel/
g)
Meses de cultivo en Ahome (2013-2014)
Carga parasitaria
Carga parasitaria Temperatura del agua Salinidad
a
b b
b b b b b b b
b b
a ab ab abc bc c cd cd cd de e e e
a a a
b
bc cd cd cde cde cde de ef f
a
74
partir de este mismo mes que la intensidad de la infección disminuye y se
mantiene baja hasta el término del cultivo, cuando la temperatura y la salinidad
oscilaron entre 22.5±0.3 y 30.8±0.0 °C, y entre 30.3±0.3 y 35.6±0.3 ups,
respectivamente. La carga parasitaria más baja se presentó en abril (1.6±0.3
cel/g), cuando la temperatura y salinidad fueron de 24.6±0.3 °C y 30.3±0.3 ups,
respectivamente (Figura 17).
Figura 17. Carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas cultivado durante los 13 meses en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.
8.6. Índice de infección
El índice de infección de Perkinsus sp. en ostión C. gigas de cultivado en
las zonas costeras de los municipios de Ahome y Navolato, Sinaloa, no mostró
diferencias significativas (P>0.05) mensualmente, siendo de ligera a muy ligera
(Cuadro 6).
Tabla 6. Índice de infección (Escala de Mackin, 1962, modificada por Craig et al., 1989) por Perkinsus sp. en ostión C. gigas cultivado en las zonas costeras de los Municipios de Ahome y Navolato, Sinaloa.
Tiempo Ahome Infección Navolato Infección
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Tem
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(°C
) -
Salin
idad
(u
ps)
Ca
rga p
ara
sit
ari
a (
cel/
g)
Meses de cultivo en Navolato (2013-2014)
Carga parasitaria Carga parasitaria Temperatura del agua Salinidad
a
b b b b b b b
b b b b
b
a a a
a a a a a a
a
a a
a a
a bc ab
cd d
de
de ef ef f f
75
Junio (0.0±0.0) N Negativo (0.0±0.0) N Negativo
Julio (0.33±0.06) VL Muy ligera (0.48±0.09) VL Muy ligera
Agosto (0.36±0.06) VL Muy ligera (0.91±0.14) L- Ligera
Septiembre (1.20±0.18) L Ligera (0.48±0.09) VL Muy ligera
Octubre (0.46±0.11) VL Muy ligera (0.44±0.09) VL Muy ligera
Noviembre (0.45±0.08) VL Muy ligera (0.24±0.05) VL Muy ligera
Diciembre (0.39±0.06) VL Muy ligera (0.58±0.06) VL Muy ligera
Enero (0.44±0.07) VL Muy ligera (0.34±0.06) VL Muy ligera
Febrero (0.18±0.04) VL Muy ligera (0.25±0.05) VL Muy ligera
Marzo (0.38±0.09) VL Muy ligera (0.25±0.05) VL Muy ligera
Abril (0.13±0.04) VL Muy ligera (0.23±0.05) VL Muy ligera
Mayo (0.55±0.05) VL Muy ligera (0.33±0.05) VL Muy ligera
Junio (0.20±0.04) VL Muy ligera (0.20±0.05) VL Muy ligera
General (0.39±0.02) VL Muy ligera (0.36±0.02) VL Muy ligera
8.7. Prevalencia de la infección por perkinsus sp.
En el sistema de cultivo realizado en la zona costera de Ahome la
prevalencia de Perkinsus sp. fue similar durante todos los meses del ciclo del
cultivo. Los máximos valores de prevalencia se registraron en los meses de agosto
(80.0±24 %) cuando se presentó temperatura de 30.2±0.7 ºC y salinidad de
38.6±1.7 ups y, en mayo con una prevalencia de 83.3±25 % cuando se presentó
temperatura y salinidad de 24.2±0.5 ºC y 30.0±0.5 ups. Sin embargo la menor
prevalencia se registró en abril con 26.6±8 % cuando se presentó temperatura de
26.0±0.0 ºC y salinidad de 30.0±0.0 ups (Figura 18).
76
Figura 18. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13 meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa.
En el sistema de cultivo realizado en la zona costera de Navolato la
prevalencia de Perkinsus sp. no mostró diferencias significativas (P<0.05) entre los
meses del cultivo. Sin embargo las mayores prevalencias se restringen para los
meses de diciembre (80±24 %) y mayo (73.3±22 %) cuando se presentaron
temperaturas de 22.5±0.3 y 24.6±0.7 ºC y salinidades de 34.6±0.3 y 35.6±0.3 ups.
Mientras la menor prevalencia (40±12 %) se presenta al final del cultivo en el mes
de junio de 2014 cuando se registra temperatura de 30.8±0.0 ºC y salinidad de
35.0±0.0 ups. (Figura 19)
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Pre
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)
Meses de cultivo en Ahome (2013-2014)
Prevalencia Prevalencia Temperatura del agua Salinidad
abc ab
a ab
c cd de
cd bc
e
e e cd
a a a ab cd cde f
ef de cde cd cde bc
abc a abc
abc abc
abc abc
a
bc ac
abc
b
77
Figura 19. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13 meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa.
8.8. Bioquímica
La concentración de reservas energéticas en mg g⁻¹ peso seco en
triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos contenidas en músculo aductor,
glándula digestiva y gónada en los ostiones cultivados durante 13 meses en zona
costera de Ahome y Navolato fueron diferentes (P<0.05) dependiendo del lugar de
cultivo, la estación y tejido analizado. Los ostiones cultivados en zona costera de
Ahome registraron en promedio las mayores concentraciones de triglicéridos con
valor de 88.5±4.3 mg g‾¹ en la glándula digestiva en invierno y lípidos con
concentración de 276.1±6.9 mg g‾¹ en glándula digestiva en primavera. Mientras
que en los ostiones cultivados en zona costera de Navolato se presentó mayor
concentración de proteínas (688.2±10.33 mg g‾¹) en musculo aductor en invierno y
carbohidratos en tejido de gónada en invierno con 459.0±17.2 mg g‾¹.
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Tem
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)- S
alin
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(u
ps)
Pre
vale
ncia
(%
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Meses de cultivo en Navolato (2013-2014)
Prevalencia Prevalencia Temperatura del agua Salinidad
b
a a a
a a a
a a a a a
a
ab a a bc cd d f ef f ef de de a
78
8.8.1. Triglicéridos
La concentración de triglicéridos en los ostiones cultivados en zona costera
de Ahome el contenido de triglicéridos fue diferente (P<0.05) durante las
estaciones de otoño, invierno y primavera, y diferente del contenido de trigliceridos
en el pool de tejidos durante la estaciòn de verano. El mayor contenido de
triglicèrido se encontrò en el pool de tejidos en verano con 75.4±7.3 mg g⁻¹,
periodo en el que la infecciòn en el ostiòn presento una carga parasitaria de 3
celulas de Perkinsus sp. por gramo de tejido blando. Mientras en otoño se registrò
una disminuciòn en el contenido de trigliceridos en mùsculo aductor (39.3±2.2 mg
g⁻¹) despues de presentarse la mayor carga parasitaria de Perkinsus sp. (75
cel/g). Sin embargo, en invierno se registro la menor concentraciòn de triglicèridos
en mùsculo aductor (23.5±0.9 mg g‾¹), cuando la carga parasitaria se habia
mantenido baja (3 a 4 cel/g) durante toda la estaciòn. (Figura 20)
Figura 20. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de triglicéridos en glándula digestiva durante la estación
de invierno fue diferente de la concentración de triglicéridos durante las estaciones
de otoño y primavera, pero similar a la concentración de triglicéridos en el pool de
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Ca
rga
pa
ras
ita
ria
(c
el/
g)
mg
g⁻¹
Triglicéridos
Carga parasitaria
c
d
b
a a
b b
79
tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La mayor y menor concentración
de triglicéridos en la glándula digestiva fueron de 88.5±4.3 y 43.2±1.2 mg g‾¹
durante el invierno y la primavera respectivamente. Los dos registros sucedieron
cuando la carga parasitaria se encontró de 3 a 4 células de Perkinsus sp. por
gramo de tejido blando de ostión. (Figura 21)
Figura 21. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de triglicéridos en gónada no mostro diferencias
significativas (P<0.05) entre las estaciones de otoño, invierno y primavera, pero si
con respecto a la estación de verano. La mayor concentración de triglicéridos en
gónada fue de 36.4±1.6 mg g‾¹ durante la estación de primavera cuando se
presentó una carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus sp. por gramo de
tejido blando de ostión, mientras la menor concentración de triglicéridos se
encontró en la estación de otoño con 30.7±1.5 mg g‾¹ después de que se
registrara una carga parasitaria de 75 cel/g. sin embargo, la concentración de
triglicéridos en invierno se mantuvo similar a la de otoño aun cuando la carga
parasitaria por Perkinsus sp. se mantuvo baja (2 a 11 cel/g). (Figura 22)
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Digestivo
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Triglicéridos
Carga parasitariaa
b
a
b
b b
80
Figura 22. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de triglicéridos en músculo aductor de ostiones cultivados
en zona costera Navolato durante la estación de otoño fue diferente de las
registradas durante las estaciones de invierno y primavera, y diferente de la
concentración de triglicéridos en el pool de tejidos durante la estación de verano
(P<0.05). La mayor concentración fue de 41.2±2.7 mg g‾¹ y se registró al inicio del
cultivo en verano en el pool de tejidos al presentarse una carga parasitaria de 6 a
27 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido blando de ostión. En menor
concentración se registró en músculo aductor en las estaciones de otoño, invierno
y primavera con 22.2±0.7, 30.4±1.1 y 30.5±1.9 mg g‾¹ respectivamente cuando la
intensidad de la infección fue de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido
blando de ostión. (Figura 23)
J J A S O N D E F M A M J
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0102030405060708090
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Gónada
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Triglicéridos
Carga parasitaria
b b
b
a a
b b
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Figura 23. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de triglicéridos en glándula digestiva durante las
estaciones de otoño, invierno, y primavera fueron diferentes, mientras las
concentraciones de primavera fueron similares a las encontradas al inicio del
cultivo en verano en el pool de tejidos (P<0.05). La concentración de triglicéridos
en el pool de tejidos en verano fue de 41.2±2.7 mg g‾¹ cuando se presente una
carga parasitaria de 6 a 27 cel/g. Por otra parte, mayor concentración de
triglicéridos en glándula digestiva fue de 67.2±1.5 mg g‾¹ en otoño y la menor de
37.0±1.4 mg g‾¹ en primavera, las dos cantidades se registraron cuando la
intensidad de la infección de Perkinsus sp. se encontró de 1 a 5 cel/g. (Figura 24)
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Carg
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ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Triglicéridos
Carga parasitaria
a
c b b a
b b
82
Figura 24. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de triglicéridos en gónada durante la estación de otoño
fue diferente de las concentraciones registradas durante las estaciones de invierno
y primavera, pero diferentes de la encontrada en el pool de tejidos en verano
(P<0.05). La concentración de triglicéridos en el pool de tejidos en verano fue de
41.2±2.7 mg g‾¹ cuando se presentó una carga parasitaria de 6 a 27 cel/g.
Mientras la mayor concentración en músculo aductor fue de 41.2±2.7 mg g‾¹ en
otoño y la menor concentración de 26.0±1.4 mg g‾¹ en invierno, periodo en el que
la carga parasitaria por Perkinsus sp. fue de 1 a 5 cel/g. (Figura 25)
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Digestivo
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Triglicéridos
Carga parasitaria
c c
b
a
a
b b
83
Figura 25. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
8.8.2. Lípidos totales
La concentración de lípidos en músculo aductor de ostiones cultivados en
zona costera de Ahome durante las estaciones de otoño, invierno y primavera
fueron similares, pero diferentes de la encontrada en el pool de tejidos en verano
(P<0.05). La mayor concentración de lípidos fue de 255.8±23.4 mg g‾¹ en el pool
de tejidos en la estación de verano cuando se presentó una carga parasitaria de 2
a 3 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido de cuerpo blando de ostión. El
mayor contenido de lípidos en músculo aductor fue de 116.0±2.2 mg g‾¹ en otoño,
después que se presentó una carga parasitaria de 75 cel/g. Mientras el menor
contenido de lípidos en músculo aductor fue de 102.0±4.0 mg g‾¹ cuando se
presentó carga parasitaria de 1 a 11 cel/g. (Figura 26)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Gónada Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Triglicéridos
Carga parasitaria
a b
c c
b b
a
84
Figura 26. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de lípidos en glándula digestiva durante las estaciones de
otoño, invierno y primavera fueron diferentes, pero el contenido de lípidos durante
la estación de primavera fue similar al contenido de lípidos en el pool de tejidos en
verano (P<0.05). El mayor contenido de lípidos en glándula digestiva fue de
276.1±6.9 mg g‾¹ en primavera al presentarse una carga parasitaria de 1 a 11
células de Perkinsus sp. por gramo de tejido blando de ostión y el menor
contenido de lípidos fue de 183.5±6 mg g‾¹ en otoño cuando se presentó una
carga parasitaria de 75 cel/g. (Figura 27)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
ca
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para
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Lípidos
Carga parasitaria
b
a
b b
a
b b
85
Figura 27. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de lípidos en gónada durante la estación de primavera fue
diferente de las concentraciones de otoño e invierno, y diferente de la
concentración de lípidos en el pool de tejidos durante la estación de verano
(P<0.05). El mayor contenido de lípidos fue de 255.8±23.4 mg g‾¹ en el pool de
tejidos en verano cuando se presentó carga parasitaria de 2 a 3 células de
Perkinsus sp. por gramo de tejido de cuerpo blando de ostión. El mayor contenido
de lípidos en gónada fue de 149.7±5.7 mg g‾¹ después de presentarse una carga
parasitaria de 3 a 75 células del parasito por cada gramo del cuerpo blando del
ostión, mientras el menor contenido de lípidos fue de 128.1±4.1 mg g‾¹ al
presentarse una carga parasitaria de 1 a 11 cel/g. (Figura 28)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Digestivo
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Lípidos
Carga parasitariab
c
a a
a
b b
86
Figura 28. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de lípidos totales en tejido de músculo aductor de ostiones
cultivados en zona costera de Navolato durante la estación de otoño fue diferente
de la registrada durante las estaciones de invierno y primavera, y diferente de la
concentración de lípidos en el pool de tejidos durante la estación de verano
(P<0.05). La concentración de lípidos en el pool de tejidos durante el verano fue
de 171.0±8.9 mg g‾¹, cuando se presentó una carga parasitaria de 6 a 27 células
de Perkinsus sp. por cada gramo del tejido blando del ostión. La mayor
concentración de lípidos en músculo aductor fue de 114.7±2.8 mg g‾¹ cuando se
presentó carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo
blando del ostión y la concentración mínima de lípidos en músculo aductor fue de
95.8±2.0 mg g‾¹ en la estación de otoño cuando se presentó una carga parasitaria
de 6 a 27 cel/g. (Figura 29)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Gónada
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Lípidos
Carga parasitariaa
b b c
a
b b
87
Figura 29. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de lípidos totales en glándula digestiva durante la estación
de otoño fue diferente de las estaciones de invierno, primavera, pero similar a la
concentración de lípidos en el pool de tejidos en la estación de verano (P<0.05).
La máxima concentración fue de 186.1±6.3 mg g‾¹ en invierno y la mínima
concentración fue de 159.8±5.4 mg g‾¹ en la estación de otoño, las dos al
presentarse una carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del
tejido blando del ostión. (Figura 30)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Lípidos
Carga parasitaria
c b
a
b
b b
a
88
Figura 30. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de lípidos totales en gónada durante las estaciones de
otoño, invierno y primavera no mostro diferencias significativa (P<0.05), pero si
con respecto a la concentración de lípidos en el pool de tejidos en verano. La
concentración de lípidos en el pool de tejidos durante el verano fue de 171.0±8.9
mg g‾¹, cuando se presentó una carga parasitaria de 6 a 27 células de Perkinsus
sp. por cada gramo del tejido blando del ostión. En tejido de gónada la máxima
concentración fue de 148.0±7.3 mg g‾¹ durante la estación de otoño y la mínima
concentración fue de 137.5±3.4 mg g‾¹, las dos concentraciones se registraron
cuando se presentó carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por cada
gramo de cuerpo blando de ostión. (Figura 31)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Digestivo
Carg
a p
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sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Lípidos
Carga parasitaria
ab b a a
b b
a
89
Figura 31. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
8.8.3. Proteínas totales
La concentración de proteínas en músculo aductor de ostiones cultivados
en zona costera de Ahome durante la estación de invierno fue diferente de las
concentraciones de otoño y primavera, y diferente al contenido de proteínas en el
pool de tejidos en verano (P<0.05). La máxima concentración de proteínas fue de
519.7±45.0 mg g‾¹ en el pool de tejidos durante la estación de verano, cuando se
presentó carga parasitaria de 2 a 3 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido
blando de ostión. La mayor concentración de proteínas en músculo aductor fue de
444.4±20.6 mg g‾¹ en la estación de otoño, después de presentarse carga
parasitaria de 75 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando de ostión y
la menor cantidad de proteínas fue de 380.2±13.6 mg g‾¹ durante la estación de
primavera cuando se presentó carga parasitaria de 1 a 11 células del patógeno
por gramo del cuerpo blando del ostión. (Figura 32)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Gónada
Carg
a p
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sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Lípidos
Carga parasitaria
a b b b
a
b b
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Figura 32. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de proteínas en glándula digestiva durante las estaciones
de otoño, invierno y primavera fueron diferentes entre ellas y diferentes del
contenido de proteínas en el pool de tejidos en verano (P<0.05). La mayor
concentración de proteínas en glándula digestiva fue de 233.3±13.7 mg g‾¹
durante la estación de otoño, después de presentarse carga parasitaria de 75
células de Perkinsus sp. por gramo de cuerpo blando del ostión y la mínima
concentración de proteínas fue de 78.2±9.1 mg g‾¹ durante la estación de
primavera, cuando se presentó carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus
sp. por gramos de tejido blando. (Figura 33)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Proteínas
Carga parasitaria
a
b c
b
a
b b
91
Figura 33. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de proteínas en gónada durante las estaciones de otoño,
invierno y primavera fueron diferentes entre ellas y diferentes al contenido de
proteínas en el pool de tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La mayor
concentración de proteínas en gónada fue de 155.3±9.8 mg g‾¹ durante la estación
de otoño, después de presentarse carga parasitaria de 75 células de Perkinsus sp.
por gramo de cuerpo blando del ostión y la menor concentración de proteínas fue
de 98.2±9.1 mg g‾¹ durante la estación de primavera cuando se presentó una
carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus sp. por gramos de tejido blando.
(Figura 34)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Digestivo
Carg
a p
ara
sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Proteínas
Carga parasitaria
a
b c
d b b
a
92
Figura 34. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de proteínas en músculo aductor de ostiones cultivados
en zona costera de Navolato durante la estación de invierno fue diferente de las
concentraciones registradas durante otoño y primavera, y diferente al contenido de
proteínas en el pool de tejidos en verano (P<0.05). La concentración de proteínas
en el pool de tejidos durante la estación de verano fue de 417.1±18.7 mg g‾¹
cuando la intensidad de la infección por Perkinsus sp. fue de 25 células por gramo
del cuerpo blando del ostión. La mayor y menor concentración de proteínas en
músculo aductor fue de 688.2±10.3 y 593.1±13.8 mg g‾¹ durante las estaciones de
invierno y otoño respectivamente, las dos concentraciones ocurrieron cuando se
presentó una carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramos del
cuerpo blando del ostión. (Figura 35)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Gónada
Carg
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sit
ari
a (
ce
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)
mg
g⁻¹
Proteínas
Carga parasitaria
a
b c d b b
a
93
Figura 35. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de proteínas en glándula digestiva durante la estación de
invierno fue diferente de las estaciones de otoño y primavera, y diferente de la
concentración de proteínas en el pool de tejidos durante la estación de verano
(P<0.05). La concentración de proteínas en el pool de tejidos durante la estación
de verano fue de 417.1±18.7 mg g‾¹ cuando la intensidad de la infección por
Perkinsus sp. fue de 6 a 27 células por cada gramo del cuerpo blando de ostión.
En glándula digestiva la máxima concentración de proteínas fue de 350.9±12.1 mg
g‾¹ durante la estación otoño y la mínima concentración de proteínas fue de
299.1±11.2 mg g‾¹ durante la estación de invierno, los dos valores ocurrieron
cuando la intensidad de la infección por Perkinsus sp. fue de 1 a 5 células por
gramo del cuerpo blando del ostión. (Figura 36)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Carg
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a (
ce
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)
mg
g¹
Proteínas
Carga parasitariab b
c
a
b b
a
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Figura 36. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de proteínas en gónada durante la estación de invierno
fue diferente de otoño y primavera, y diferente del contenido de proteínas en el
pool de tejidos durante el verano (P<0.05). La concentración de proteínas en el
pool de tejidos durante el verano fue de 417.1±18.7 mg g‾¹ cuando la intensidad
de la infección por Perkinsus sp. fue de 6 a 27 células por cada gramo del cuerpo
blando de ostión, mientras la máxima y mínima concentración de proteínas en
gónada fueron de 281.0±9.9 y 169.9±8.6 mg g‾¹en las estaciones de otoño e
invierno respectivamente, las dos ocurrieron cuando la intensidad de la infección
por Perkinsus sp. fue de 1 a 5 células por gramo del cuerpo blando del ostión.
(Figura 37)
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Digestivo
Carg
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sit
ari
a (
ce
l/g
)
mg
g⁻¹
Proteínas
Carga parasitaria
b a
c b
b b
95
Figura 37. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
8.8.4. Carbohidratos
La concentración de carbohidratos en músculo aductor en ostiones
cultivados en zona costera de Ahome durante las estaciones de otoño, invierno y
primavera fueron diferentes entre ellas y diferentes a la concentración de
carbohidratos en el pool de tejidos en verano (P<0.05). La concentración de
carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano fue de
114.8±13.2 mg g‾¹, periodo en el que la infección por Perkinsus sp. fue de 2 a 3
células por gramo de cuerpo blando de ostión. La máxima concentración de
carbohidratos en músculo aductor fue de 59.4±4.9 mg g‾¹ en invierno, cuando la
infección por Perkinsus sp. presentó una carga parasitaria de 1 a 3 células por
gramo de cuerpo blando de ostión, mientras la mínima concentración de
carbohidratos fue de 7.9±0.5 mg g‾¹ cuando la infección por Perkinsus sp. fue de 1
a 11 células por gramo de cuerpo blando de ostión. (Figura 38)
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Gónada
Carg
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a (
ce
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)
mg
g⁻¹
Proteínas
Carga parasitaria
b
a
b
c
b b
a
96
Figura 38. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de carbohidratos en glándula digestiva durante la estación
de otoño fue diferente de las registradas en las estaciones de invierno y
primavera, y diferente de la concentración de carbohidratos en el pool de tejidos
durante el verano (P<0.05). La concentración máxima de carbohidratos en
glándula digestiva fue de 192.2±12.6 mg g‾¹y se presentó en la estación de
invierno, cuando se registró una carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus
sp. por gramo de cuerpo blando de ostión. La mínima concentración de
carbohidratos fue de 129.2±12.3 mg g‾¹ durante la estación de otoño, después de
que se presentó una carga parasitaria de 75 células de Perkinsus sp. por gramo
de cuerpo blando de ostión. (Figura 39)
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Carg
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a (
ce
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)
mg
g⁻¹
Carbohidratos
Carga parasitaria
c
a
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a
b b
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Figura 39. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de carbohidratos en gónada durante la estación de
primavera fue diferente de la registrada durante las estaciones de otoño e invierno,
y diferente de la concentración de carbohidratos en el pool de tejidos durante la
estación de verano (P<0.05). La máxima concentración de carbohidratos en
gónada fue de 370.7±39.2 mg g‾¹ y se al final del cultivo, en la estación de
primavera, cuando se presentó cuando una carga parasitaria de 1 a 11 células de
Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando del ostión y la mínima concentración
de carbohidratos fue de 262.2±16.4 mg g‾¹ durante la estación de invierno, cuando
la carga parasitaria de 1 a 3 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando
del ostión. Mientras que la concentración de carbohidratos en el pool de tejidos
durante la estación de verano fue de 114.8±13.2 mg g‾¹, periodo en el que la
infección por Perkinsus sp. fue de 2 a 3 células por gramo de cuerpo blando de
ostión. (Figura 40)
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)
mg
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Carbohidratos
Carga parasitaria
a a
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b b
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Figura 40. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.
La concentración de carbohidratos en músculo aductor de ostiones
cultivados en zona costera de Navolato durante las estaciones de otoño, invierno y
primavera fueron similares entre ellas, pero diferentes de la concentración de
carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La
concentración de carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano
fue de 88.3±12.3 mg g‾¹, periodo en el que la infección por Perkinsus sp. fue de 6
a 27 células por gramo de cuerpo blando de ostión. Mientras la máxima y mínima
concentración de carbohidratos en musculo aductor fueron de 68.2±6.4 y 56.7±6.2
mg g‾¹ durante las estaciones de otoño e invierno respectivamente, las dos
concentraciones ocurrieron cuando se presentó una carga parasitaria de 1 a 5
células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando del ostión. (Figura 41)
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Pool Gónada
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)
mg
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Carbohidratos
Carga parasitaria a
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c b b
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Figura 41. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de carbohidratos en glándula digestiva durante la estación de
invierno fue diferente de la obtenida en otoño y primavera, y diferente de la
concentración de carbohidratos registrada en el pool de tejidos durante el verano
(P<0.05). La máxima y mínima concentración de carbohidratos en glándula
digestiva fueron de 269.5±13.9 y 180.5±16.0 mg g‾¹ durante las estaciones de
invierno y otoño respectivamente, las dos concentraciones ocurrieron cuando se
presentó una carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del
cuerpo blando del ostión. (Figura 42)
J J A S O N D E F M A M J
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Verano Otoño Invierno Primavera
Pool Músculo
Carg
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a (
ce
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)
mg
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Carbohidratos
Carga parasitaria
b
a
b b
a b b
100
Figura 42. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
La concentración de carbohidratos en gónada durante las estaciones de
otoño, invierno y primavera fue diferente, y diferente de la concentración de
carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La
máxima y mínima concentración de carbohidratos en gónada fueron de
459.0±17.2 y 283.5±34.8 mg g‾¹ durante las estaciones de invierno y otoño
respectivamente, las dos concentraciones ocurrieron cuando se presentó una
carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando
del ostión. (Figura 43)
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Pool Digestivo
Carg
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a (
ce
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)
mg
g⁻¹
Carbohidratos
Carga parasitaria
b b a
c
b b
a
101
Figura 43. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.
8.9. Correlaciones de sperman
Se realizaron correlaciones entre las variables de los parámetros
fisicoquímicos, químico-biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria
de Perkinsus sp., y composición bioquímica de los ostiones cultivados en Ahome y
Navolato. En el cultivo realizado en Ahome no se encontró correlación (P<0.005)
entre los parámetros poblacionales (largo, peso, tasa de crecimiento especifica e
índice de condición fisiológica) y parámetros quimico-biologicos (SST, MOP, Clo-
a). No se encontró correlación entre la presencia e intensidad de la infección por
Perkinsus sp. (prevalencia y carga parasitaria) y los parámetros fisicoquímicos
(Temperatura del agua, salinidad, oxígeno, pH, profundidad y transparencia). No
se presentó correlación entre prevalencia, carga parasitaria y la composición
bioquímica (triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos) de los ostiones. La
salinidad presentó correlación inversa (-0.7276) con el peso de los ostiones, (-
0.8880) con el contenidos de carbohidratos en el pool de tejidos en la estación
de verano. Los sólidos suspendidos (SST) en la columna de agua se
correlacionaron significativamente (0.7887) con el contenido de triglicéridos en
glándula digestiva, (0.7600) con el contenido de lípidos en gónada y (0.8888) con
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Pool Gónada
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a (
ce
l/g
)
mg
g¹
Carbohidratos
Carga parasitaria
c b
a
d b b
a
102
el contenido de carbohidratos en músculo aductor. La MOP se correlacionó
significativamente (0.8964) con el contenido de proteínas en glándula digestiva. El
crecimiento en largo (mm) en el ostión presentó una correlación significativa
(0.9182) con el crecimiento en peso, y una correlación inversa (-0.7011) con el
contenido de proteínas en glándula digestiva. El crecimiento en peso (g) presento
una correlación inversa (-0.7320) con el contenido de proteínas en glándula
digestiva. En el pool de tejidos, el contenido de triglicéridos se correlacionó
(0.9288 y 0.8501) significativamente con el contenido de lípidos y proteínas
respectivamente. (Cuadro 7)
103
Tabla 7. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición bioquímica de los ostiones cultivados en Ahome.
Tem-agua
(°C)
Salinidad
(‰)
Oxigeno
(mg L‾¹)
SST
(mg L‾¹)
MOP
(mg L‾¹)
Clo-a
(mg m³)
Largo
(mm)
Peso
(g)
TCE I.C.F.
Carga parasitaria
(cel/g)
Prevalencia
(%)
Triglicéridos-Pool
(mg g‾¹)
Triglicéridos-Gónada
(mg g‾¹)
Lípidos-Pool
(mg g‾¹)
Lípidos-Musculo
(mg g‾¹)
Tem-agua
Salinidad
Oxigeno
Peso
-0.7275
0.9192
TCE
Triglicéridos-Pool
Triglicéridos-Musculo
Triglicéridos-Digestivo
0.7667
Triglicéridos-Gónada
Lípidos-Pool
0.9288
Lípidos-Musculo
Lípidos-Digestivo
Lípidos-Gónada
0.7500
Proteínas-Pool
0.8501
Proteínas-Musculo
Proteínas-Digestivo
0.8954
-0.7011 -0.7320
Proteínas-Gónada
Carbohidratos-Pool
-0.8660
Carbohidratos-Musculo
0.8333
Carbohidratos-Digestivo
Carbohidratos-Gónada
104
En el cultivo realizado en zona costera del municipio de Navolato no se
encontró correlación (P<0.005) entre los parámetros poblacionales (largo, peso,
tasa de crecimiento especifica e índice de condición fisiológica), parámetros
quimico-biologicos (SST, MOP, Clo-a) y los eventos de infección por Perkinsus sp.
No se encontró correlación entre la presencia e intensidad de la infección por
Perkinsus sp. (prevalencia y carga parasitaria) y los parámetros fisicoquímicos
(Temperatura del agua, salinidad, oxígeno, pH, profundidad y transparencia). No
se presentó correlación entre prevalencia, carga parasitaria y la composición
bioquímica (triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos) de los ostiones. La
temperatura del agua presentó correlación significativa (0.5977) con la TCE,
(0.7364) con el contenido de triglicéridos en glándula digestiva, y una correlación
inversa (0.8786) con el contenido de triglicéridos en músculo aductor. La salinidad
del agua se correlacionó inversamente (-0.6503) con el contenido de carbohidratos
en músculo aductor. La transparencia del agua mostro correlación significativa
(0.7798) con el contenido de lípidos en músculo y correlación inversa de -0.8660, -
0.7104, -0.8660, -0.8660, -0.8751 y -0.7191 con el contenido de triglicéridos en
pool de tejidos durante el verano, triglicéridos en músculo aductor, lípidos en pool,
proteínas en pool y músculo, y carbohidratos en gónada respectivamente. Solidos
suspendidos totales (SST) presentó correlación significativa (0.8000) con el
contenido de lípidos en músculo aductor y una correlación inversa (-0.7000) con
las proteínas en músculo. La materia orgánica particulada (MOP) mostró una
correlación (0.9166) con el contenido de lípidos en gónada y una correlación
inversa (-0.7166) con el contenido de carbohidratos en gónada. La Clo-a mostró
correlación significativa (0.8833) con el contenido de triglicéridos en glándula
digestiva. (Cuadro 8)
105
Tabla 8. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición bioquímica de los ostiones cultivados en Navolato.
Tem-agua
(°C) Salinidad
(‰) Oxígeno (mg L‾¹)
Profundidad (m)
Transparencia (m)
pH (UpH)
SST (mg L‾¹)
MOP (mg L‾¹)
Clo-a (mg m³)
Largo (mm)
Peso (g)
TCE ICF Carga parasitaria
(cel/g) Prevalencia
(%) Triglicéridos-Pool
(mg g‾¹)
Tem-agua
Salinidad
SST
Mop
Clo-a
Largo
Peso
TCE 0.5977
ICF
Carga parasitaria
Prevalencia
Triglicéridos-Pool
-0.8660
Triglicéridos-Musculo -0.8786
-0.7104
Triglicéridos-Digestivo 0.7364
0.8833
Triglicéridos- Gónada
Lípidos-Pool
-0.8660
Lípidos-Musculo
0.7798
0.8000
Lípidos-Digestivo
Lípidos- Gónada
0.9166
Proteínas-Pool
-0.8660
Proteínas-Musculo
-0.8751
-0.7000
Carbohidratos-Digestivo
Carbohidratos-Gónada
-0.6503
-0.7191
-0.7166
106
IX. DISCUSIONES
El cultivo de C. gigas realizado tanto en El Colorado como en Las
Aguamitas, Sinaloa, mostró que los organismos alcanzaron la talla comercial de
80 mm de longitud después de 7 meses de cultivo, y finalizaron con tallas de hasta
105 mm en la cosecha final. Estos resultados son similares a los obtenidos por
Villanueva-Fonseca y Escobedo-Bonilla (2013) para C. gigas en costas de
Sinaloa, quienes alcanzaron tallas comerciales a los 8 meses después de su
siembra, y coinciden con Leal-Sepúlveda (2011) con C. corteziensis al reportar la
talla comercial a los 7 meses de iniciado su cultivo. Sin embargo, el desempeño de
crecimiento de los ostiones cultivados en ambas localidades del presente trabajo
fue diferente (P<0.05), ya que parámetros poblacionales para los animales en el
sitio de Ahome fueron mayores.
En general, el crecimiento de moluscos bivalvos está afectado por cambios
estacionales que modifican la composición de la biomasa del tejido blando y su
relación con el ciclo reproductivo, reflejando una compleja interacción entre los
factores ambientales externos e internos (Giese y Pearce, 1974; Sastry, 1979).
Entre los factores externos estudiados, los que presentan mayor influencia sobre
la reproducción de bivalvos son la temperatura, la salinidad y el alimento
disponible (Muranaka y Lannan, 1984; Robinson, 1992). En este sentido, el cultivo
de C. gigas realizado en Las Aguamitas se desarrolló a mayor temperatura
(22.5±03-30.8 °C) y salinidad (30.3±0.3-35.6±03 ups) con respecto a las
registradas en El Colorado, sin embargo, estos parámetros parecieran no haber
afectado su crecimiento ya que fue continuo a lo largo del cultivo y por otra parte,
los valores obtenidos se encuentran dentro de los límites de tolerancia (16-32 °C
de temperatura y 25-37 ups de salinidad) para el cultivo de C. gigas (Mazón-
Suástegui, 1996).
Deslous-Paoli, et al., (1982) menciona que la cantidad del alimento presente
en el medio tiene influencia directa sobre la acumulación de reservas energéticas
en el ostión. Esto podría explicar parcialmente el mayor crecimiento mostrado por
los ostiones cultivados en El Colorado, Ahome, ya que en dicho sitio se presentó
107
mayor disponibilidad de alimento (1.1 a 10.2 mg m³ de Clo-a), en comparación con
Las Aguamitas, Navolato (2.8 a 6.8 mg m³ de Clo-a).
El ICF está asociado al almacenamiento de energía y la reproducción, y
puede ser influenciado, al igual que el crecimiento, por factores ambientales como
la temperatura, salinidad, disponibilidad de alimento (Muranaka y Lannan, 1984;
Robinson, 1992), al igual que por la incidencia y prevalencia de parásitos
(Shumway, 1996; Ríos-Quintal, et al. 2010). El ICF en los ostiones cultivados en El
Colorado y en Las Aguamitas, Sinaloa, fluctuó dependiendo de los meses de
muestreo. No se encontró correlación (P>0.05) entre el ICF, temperatura,
salinidad, disponibilidad de alimento y carga parasitaria para ninguno de los dos
sitios. Sin embargo, se observó que los valores mínimos de ICF en Ahome y
Navolato se presentaron en junio de 2014, en contraste, los valores máximos se
presentan con dos meses de diferencias, en septiembre (Ahome) y noviembre
(Navolato) de 2013 respectivamente. Estos resultados podría deberse a que las
reservas energéticas y su comportamiento de almacenamiento pueden cambiar
ligeramente entre localidades una vez que estas están influenciadas por factores
externos como temperatura, salinidad, disponibilidad de alimento (Gabbott, 1975 y
Bayne, 1975), la presencia de patógenos (Barber et al., 1988). En el presente
trabajo el ICF y carga parasitaria fue diferente (P<0.05) para cada sitio
dependiendo de la estación. Los máximos valores del ICF se encontraron en
verano e invierno, mientras que la carga parasitaria fue mayor en verano con
respecto al invierno y no se encontró correlación entre los dos parámetros. El
comportamiento del ICF y carga parasitaria difieren de lo reportado por Leite et al.,
(2004) al analizar seis poblaciones cultivadas de almeja Ruditapes decussatus
durante el verano e invierno de los años 2000/2001 y 2002/2003 ( )en costas entre
Portugal y España, encuentran diferencias significativas en el ICF y carga
parasitaria en cada año, sin embargo, en dos de los sitios no encuentran
diferencias entre la carga parasitaria de verano e invierno, encontrando mayor
valor de ICF en verano con respecto al invierno con una correlación inversa entre
ICF y carga parasitaria.
108
La presencia de Perkinsus sp. en Sinaloa estaba reportada solamente para
poblaciones cultivadas y silvestres del ostión de mangle S. palmula en La Cospita,
La Reforma, Topolobampo y La Bocanita (Cáceres-Martínez et al., 2012), en el
ostión japonés C. gigas cultivado en el estero la Pitahaya, Guasave (Villanueva-
Fonseca, 2012), y en el callo de hacha Atrina maura, en el estero la Piedra,
Guasave (Rubio-Zepeda, 2013). Con el presente trabajo, es posible establecer
que la distribución del patógeno es más amplia al reportar su presencia en otras
localidades del estado de Sinaloa. De acuerdo a Burreson y Calvo (1996), la
temperatura del agua y la salinidad son los parámetros ambientales que tienen
mayor influencia en el crecimiento y supervivencia de la C. gigas, y en la dinámica
de las infecciones por patógenos como Perkinsus sp., lo cual coincide con lo
observado en estos resultados. Durante los trece meses de cultivo, las
temperaturas del agua para los dos sitios oscilaron entre 19.7±03 y 30.8±0 °C, lo
que de acuerdo a Villanueva-Fonseca (2012) se encuentra dentro de los límites de
tolerancia para C. gigas. Las salinidades oscilaron entre 30.0±05 y 38.6±0 ups,
valores por encima de los limites (25-37 ups) adecuados para el desarrollo del
cultivo de ostión (Mazón-Suástegui, 1996).
Por otra parte, en el presente estudio las infecciones por Perkinsus sp.
presentaron su máxima intensidad (72 cel/g) y prevalencia (80%) a mediados del
verano con temperaturas de 30.7 °C y la más baja intensidad (1 cel/g) y
prevalencia (26 %) al final del invierno con temperaturas de 19.7 °C . Estos
resultados concuerdan con el patrón general de la infección encontrado en otros
trabajos donde se ha demostrado que la temperatura del agua controla el ciclo
anual en la dinámica de Perkinsus sp., de tal manera, que la máxima prevalencia e
intensidad se producen 1-2 meses después de las máximas temperaturas del
agua en verano, y la prevalencia e intensidad más bajas se suceden 1-2 meses
después de las temperaturas mínimas del invierno (Burreson y Calvo, 1996; Leite
et al.,2004; Rubio-Zepeda, 2012 y OIE, 2012). Aun cuando Perkinsus sp. se
multiplica más rápidamente en temperaturas de 25 a 30 °C (Burreson et al., 1994),
en el presente estudio la temperatura y la salinidad no mostraron correlación
109
significativa con el crecimiento del ostión, prevalencia de la infección y carga
parasitaria.
La prevalencia de la infección por Perkinsus sp. encontrada en el cultivo de
C. gigas del presente estudio, es mayor a lo reportado por Villanueva-Fonseca y
Escobedo-Bonilla, (2013) al evaluar mediante la escala de Mackin, (1962),
infecciones por P. marinus en C. gigas cultivado en el estero La Pitahaya,
Guasave, registraron prevalencias que variaron entre 6.6 y 20 %. Mientras que en
el presente estudio, se obtuvieron prevalencias que variaron entre 26 y 83% en El
Colorado, Ahome, y 40 y 80% en Las Aguamitas, Navolato. La diferencia entre las
mayores prevalencias del presente trabajo podrían deberse a la cantidad de
muestra utilizada en el cultivo de tejido en MFT. Villanueva-Fonseca y Escobedo-
Bonilla, (2013) utilizaron pequeños fragmentos de 1 a 3 g de tejido y en el
presente trabajo, se utilizaron 5 g de tejido. Esto puede apoyarse en los resultados
obtenidos por Yarnall et al., (2000), al comparar la sensibilidad entre la técnica de
cultivo de tejidos en MFT con la metodología para estimar la intensidad con la
escala relativa de Mackin, (1962) y la metodología para la carga parasitaria (Fisher
y Oliver, 1996). Se analizó tejido de manto y branquias de 25 ostiones de C.
virginica infectados con P. marinus para los dos técnicas. En la escala de Mackin
se detectaron 19 de 25 infecciones, mientras que en la carga parasitaria se
detectaron 24 de 25 infecciones. Por otra parte, Oliver et al. (1998) y Cáceres-
Martínez et al. (2012) encuentran una distribución no homogénea del parásito
entre los diferentes órganos del hospedador. Fisher y Oliver, (1996) y OIE, (2010)
sugieren que aumentando la cantidad de tejido también se aumenta la posibilidad
de detectar las células de Perkinsus sp.
Los contenidos de nutrientes encontrados en el presente trabajo son
similares a los reportados por Hurtado-Oliva (2008) para una población C.
corteziensis en Laguna Ceuta, Sinaloa, y similares a los obtenidos por Ícaro-
Gomes (2013) en poblaciones cultivadas de C. gigas en Ria de Arousa, Galicia,
España. La concentración de reservas nutricionales (triglicéridos, lípidos, proteínas
y carbohidratos) contenidas en músculo aductor, glándula digestiva y gónada en
110
los ostiones cultivados durante 13 meses en ambos sitios de Sinaloa del presente
trabajo, mostraron diferencias dependiendo del lugar de cultivo, la estación y tejido
analizado. Estos resultados concuerdan con lo reportado por Gabbott (1975),
Bayne (1975), Sastry (1979) y Fabioux et al. (2005), quienes reportan que el ciclo
estacional de almacenamiento y movilización de reservas energéticas en ostras
mantiene una estrecha relación con el ciclo reproductivo, donde los periodos de
movilización de las reservas pueden cambiar ligeramente entre localidades, una
vez que las etapas del ciclo reproductivo están influenciadas por factores
exógenos como disponibilidad de alimento, temperatura, salinidad y la presencia
de parásitos. Sin embargo, en el presente trabajo no se encontró correlación entre
el crecimiento, la supervivencia, el índice de condición fisiológica, el
almacenamiento y movilización de reservas energéticas, la carga parasitaria y la
prevalencia de la infección por Perkinsus sp. Esta nula correlación podría ser una
evidencia más sobre la poca vulnerabilidad de C. gigas ante la infección de
Perkinsus sp., tal como lo reporta Barber (1996), Calvo et al. (1999, 2001) y Villanueva-Fonseca y Escobedo-Bonilla (2013).
111
X. CONCLUSIONES 1.- C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa,
alcanzó la talla comercial (80 mm) en 7 meses de cultivo.
2.- Se encontró al patógeno Perkinsus sp. en cultivos de C. gigas en El Colorado,
Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. En El Colorado, la prevalencia y carga
parasitaria de Perkinsus sp. fueron de 55.27 % y 10.11 cel/g respectivamente,
mientras que en Las Aguamitas, presentó una prevalencia de 54.99 % y una
carga parasitaria de 5.32 cel/g. Se confirma la presencia de Perkinsus sp. en los
dos sistemas lagunares estudiados.
3.- La infección por Perkinsus sp. en ostiones cultivados en El Colrado, Ahome y
Las Aguamitas, Navolato fue ligera.
4.- La prevalencia de la infección y carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas
no mostraron correlación con ninguno de los parámetros ambientales de ambos
sitios de cultivo.
5.- La prevalencia de la infección y la carga parasitaria de Perkinsus sp. en C.
gigas no afectaron su índice de condición fisiológica.
6.- La prevalencia de la infección y carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas
no afectaron sus contenidos de triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos.
7.- C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa,
mostró ser poco susceptible a la infección por Perkinsus sp.
8.- La técnica del FTM aplicada en el presente trabajo mostró ser viable, sensible y
específica para la detección de Perkinsus sp.
9.- El presente trabajo contribuye al conocimiento de la distribución geográfica del
patógeno en las costas de Sinaloa.
112
XI. BIBLIOGRAFÍA
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