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INSTITUTO DE INVESTIGACIONES MARINAS Y COSTERAS José Benito Vives D´andreis

INVEMAR

PROYECTO INDICADORES DE LÍNEA BASE PROTOCOLOS DE MONITOREO

Protocolo: FRAGMENTACÓN DE ECOSISTEMAS MARINOS Y COSTEROS Objetivo: Determinar el estado de fragmentación de los principales ecosistemas marinos y costeros (Arrecifes de Coral, Praderas de pastos marinos, manglares, humedales) Alcance: Se aplica en áreas de referencia y control así: Arrecifes coralinos: Islas del rosario Archipiélago de San Bernardo Archipiélago de San Andrés y Providencia Praderas de pastos marinos: Departamento de la Guajira Archipiélago de San Bernardo Archipiélago de San Andrés y Providencia Manglares: Ciénaga Grande de Santa Marta Golfo de Morrosquillo Ciénaga de la Virgen – Bolívar Bahía de Cispatá Golfo de Uraba Departamento del Choco Departamento del Valle de Cauca Departamento del Cauca Departamento de Nariño Humedales Ciénaga Grande de Santa Marta Bahía de Cispatá Ciénaga de la Virgen Escala de Trabajo: 1:100.000 Formato de salida: Gráfico multitemporal de fragmentación de ecosistemas. Requerimientos: Información: Mapa de extensión de ecosistemas actual. Mapa de extensión de ecosistemas de referencia (año 1987) Software: Procesador de Sensores Remotos PCI Geomatica ILWIS EXCEL ARCVIEW

Hardware: Estación de trabajo SIG Personal: Experto en SIG- Sensores Remotos.

Apoyo: Expertos temáticos en ecosistemas marinos.

Diagrama de procesos: Recomendaciones:


Protocolo: FRAGMENTACÓN DE ECOSISTEMAS MARINOS Y COSTEROS

Proceso: CALCULO DE LA FRAGMENTACIÓN

Términos y definiciones: Fragmentación del habitat. Definición. La fragmentación es la división de un hábitat continuo en pedazos más pequeños y aislados, cuyos resultados son: la reducción del área total del hábitat, la reducción del tamaño de los parches de hábitat y el aumento del aislamiento en las poblaciones que los habitan (ECOTONO, 1996). Según Primack (1998) el proceso de fragmentación no ocurre al azar, las áreas mas accesibles de topografía poco accidentada y con alta productividad son las primeras en ser alteradas para utilizar las tierras en agricultura, asentamientos humanos o extracción forestal. Consecuencias. La fragmentación puede ocasionar la extinción local o regional de especies, la pérdida de recursos genéticos, el aumento en la ocurrencia de plagas, la disminución en la polinización de cultivos, la alteración de los procesos de formación y mantenimiento de los suelos (erosión), evitar la recarga de los acuíferos, alterar los ciclos biogeoquímicos, entre otros procesos de deterioro ambiental (Bustamante & Grez, 1995). Caracteristicas de ecosistemas fragmentados. La fragmentación del paisaje produce una serie de parches de vegetación remanente rodeados por una matriz de vegetación distinta y/o uso de la tierra. Los efectos primarios de esta fragmentación se reflejan en las alteraciones microclimáticas dentro y alrededor del remanente (parche) y el otro efecto es el aislamiento de cada área con respecto a otras áreas remanentes dentro del paisaje. Es así que, en un paisaje fragmentado existen cambios en el ambiente físico como en el biogeográfico (Saunders et al., 1991). Cambios Microclimáticos. La fragmentación del paisaje tiene como resultado cambios en los flujos físicos a través del paisaje. Alteraciones en los flujos de radiación, viento y agua pueden tener efectos importantes sobre la Vegetación nativa remanente (Saunders et al., 1991). Flujos de radiación.- El balance energético de un paisaje fragmentado sería muy distinto de otro con una total cobertura vegetal nativa, especialmente donde la vegetación nativa fue densa antes de ser removida. La remoción de vegetación nativa y el reemplazo de ésta con especies cultivables con diferente morfología y fenología altera el balance de radiación por el incremento de la radiación solar en la superficie durante el día, cambiando el albedo, e incrementando la reradiación en la noche. Esto produce que las especies tolerantes a las sombras se vean restringidas al interior de los parches. Por otro lado el proceso del ciclo de nutrientes puede ser afectado por el incremento de la temperatura del suelo y sus efectos sobre la actividad de microorganismos del suelo y numerosos invertebrados (Parker 1989). Viento.- El incremento de la exposición al viento de los paisajes fragmentados puede ocasionar daños sobre la vegetación, también por daños físicos directos, o por el aumento de la evapotranspiarción, reduciendo así la humedad y aumentando la desecación (Lovejoy et al., 1986). Flujo de agua.- La fragmentación del paisaje influye en la modificación del régimen local del agua por la alteración de varios componentes del ciclo hidrológico. La remoción de la vegetación nativa produce

cambios en la intercepción de la cantidad de agua de lluvia y de la evapotranspiración y en consecuencia cambios en los niveles de humedad del suelo (Kapos, 1989). Aislamiento. La fragmentación del paisaje tiene dos consecuencias importantes para la biota. Primero, existe una reducción del área de hábitat disponible, con posibles incrementos en la densidad de la fauna sobreviviente en los remanentes, y la segunda consecuencia, es que los hábitats que son dejados fragmentados en remanentes se aíslan en diferentes grados. El tiempo desde el aislamiento, la distancia entre remanentes adyacentes y el grado de conectividad entre ellos son importantes para determinar la respuesta de la biota frente a la fragmentación (Saunders et al., 1991). Influencias modificantes. Tamaño del remanente: Los remanentes mas pequeños, tienen una gran influencia por los factores externos, en estos la dinámica del ecosistema es probablemente dirigida por factores externos que por fuerzas internas. En estos remanentes adquiere la importancia del efecto de borde. Los remanentes mas grandes tienen un gran área núcleo que no es afectado por el medio y los cambios bióticos asociados con el borde (Harris, 1988). El “área mínima dinámica” según Pickett & Thompson (1978) o “ las áreas mínimas con un régimen de disturbación natural las cuales mantienen recursos internos aprovechables” probablemente podrían existir solamente en extensos sitios de conservación. Por otro lado, trabajos realizados recientemente por Steenmans y Pinborg (2000) y Elorrieta et al. (2001) consideran parches de 6250 m2 (pixels de 250m) para determinar índices de fragmentación. Posición en el paisaje: La posición del remanente en el paisaje afecta a la prefragmentación de patrones geomorfológicos, de suelos y vegetación, y a partir de ésta se determina la estructura y la composición de la vegetación de algún remanente dado (Harris, 1988). Indices de Fragmentación. La fragmentación de los bosques, es un tipo de degradación que determina cambios en la relación perímetro/superficie, y tiene una directa relación en la formación del área de borde (Ab), y en la forma de las unidades de bosque. Es por esta razón que, un importante número de trabajos relacionados al tema utilizan índices estructurales simples (Cuadro 1) para la cuantificación de cambios en la cobertura forestal, un ejemplo de ello son los trabajos realizados en Argentina por Zerda et al. (1998) en zonas chaqueñas. Cuadro 1. Algunos índices estructurales simples para la cuantificación de cambios en la cobertura forestal.

(*) MAB: es la máxima superficie contínua de bosques en el paisaje estudiado Donde: S = superficie total

Ssj = sumatoria áreas de bosque Max ¦j ) = Area máxima (parche) de bosque

Al tratar de uniformizar metodologías con respecto a estudios ambientales en Europa, el índice de fragmentación utilizado (Cuadro 2) es el mismo, como se puede ver en trabajos de Steenmans y Pinborg (2000) realizado en gran parte de Europa y por Elorrieta et al. (2001) realizado en España. Fórmula utilizada para la obtención de índices de fragmentación IF = f / ((mean count/16) * (sum count / 16 )) Donde: f = frecuencia

mean count = Número total de celdas sensibles / número de complejos sum count = Número total de celdas sensibles 16 = Número de pixels a 250 m

Requerimientos específicos: Información: Información de referencia –línea base- sobre extensión de ecosistemas. Mapas y cartografía de referencia. Condiciones previas:

• Delimitación normalizada del área a medir (zona de referencia) y mascara sobre el o los ecosistemas a medir.

Desarrollo: El índice de fragmentación elegido proviene de un trabajo de Steenmans y Pinborg (2000), de la Agencia Europea de Medio Ambiente, recogido en el capítulo 5 (Anthropogenic fragmentation of potencial seminatural and natural areas) de la publicación digital: From Land Cover to Landscape Diversity in the European Union. Se reclasificó el mapa de cobertura en dos clases: áreas naturales y no naturales o antropizadas. Se procedió a un remuestreo (resample) del mapa, para trabajar con pixels de 250 metros según indica el trabajo de Steenmans y Pinborg (2000). Se dividió la zona de estudio en cuadrantes de dos kilómetros por lado mediante una grilla. Para cada celda de la grilla se determinaron cuantos complejos naturales conectados y no conectados se encontraban dentro de la celda. Posteriormente se utilizó el filtro binario PEPPSALT con cuatro conexiones con el fin de eliminar aquellas áreas naturales que se encontraran aisladas o sin una de las cuatro conexiones (arriba, abajo, izquierda, derecha) a otro pixel de área natural. Posteriormente se obtuvieron los histogramas de cada celda de trabajo, antes del filtro y después del filtro, para saber exactamente cuantos complejos conectados y no conectados existían en dicha celda. Luego se llevaron todos los valores obtenidos a una tabla de EXCEL y a partir de estos datos un índice de fragmentación fue calculado para cada celda de la grilla, mediante la siguiente fórmula: Indice de fragmentación = frecuencia/((Cuenta media/16) * (Suma de areas naturales/16)) Donde: Frecuencia = Número de “pixels sensitivos” (complejos) conectados en cada celda de la grilla Cuenta media / 16 = tamaño promedio de los clases (clusters) en Km2 Suma de áreas naturales / 16 = área total de todos los pixels que son áreas naturales Cada pixel tiene un tamaño de 250 m, por eso 4 x 4 = 16 pixels que representan 1 km2

En la figura 4 se muestra un ejemplo para una celda de 2 x 2 Km.

Figura 4. Ejemplo para calcular un índice de fragmentación Los índices de fragmentación obtenidos fueron clasificados dentro de un rango de clases determinado según el trabajo de Stennmans y Pinborg (2000) que va de mínimo a extremo como se muestra en la siguiente tabla: Tabla 3. Clasificación de la fragmentación según el valor del índice.

Algoritmo: Cálculo estándar en ILWIS y EXCEL.

Ejemplo: 4

Ejemplo 15 Bosque de Manglar Bahía de Cispatá año 2000

Ejemplo 16 Identificación de fragmentos de manglar Bahía de Cispatá año 2000

Ejemplo 17 Resample a 250 mt y Grilla a 2000 Bosque de manglar bahía de Cispatá año 2000

Ejemplo 18 Grilla a 2000 metros para calcular el Índice de Fragmentación Bahía de Cispatá

Ejemplo 19 Índice de Fragmentación (Ifpromedio = 49.01) Bahía de Cispatá año 2000

Ejemplo 20 Tabla en ILWIS para el cálculo del IF Bahía de Cispatá

Ejemplo 21 Bosque de Manglar Bahía de Cispatá 1986

Ejemplo 22 Índice de Fragmentación (IFpromedio = 61.31) Bahía de Cispatá 1986

Observaciones:

Referencias: AGUILAR, C., E. MARTINEZ, L. ARRIAGA. 2000. Publicación digitaleEn: www.conabio.gob.mx/biodiversitas/deforestacion.html. BUSTOS, J., & P. CHACON DE ULLOA. 1999. Mirmecofauna asociada a dos zonas de perturbación variable en el Parque de los Farallones de Cali, In Memorias del primer Simposio de Biología, Universidad del Valle, Cali-Colombia, 3 p. BUSTAMANTE, R. Y A. GREZ. 1995. Consecuencias ecológicas de la fragmentación de los bosques nativos. Ciencia y ambiente, 11(2): 58-63. CEC. 1993. CORINE Land Cover, guide technique, Report EUR 1285EN. Office for Publications of the European Communities, Luxembourg, 144 pp. DALENCE, S., J. GUTIERREZ, G. GUZMAN, G. SEGOVIA. 1999. Levantamiento semidetallado de suelos en el valle alto. Zona Punata –Arani. Informe de trabajo de campo. CLAS. Cochabamba-Bolivia. 56 p. ECOTONO. 1996. Fragmentación y Metapoblaciones. Centro para la Biología de la Conservación. Invierno (1996): 2. European Environment Agency (EEA) & European Topic Centre (ETC). 1999. Land Cover, Corine Land Cover Technical Guide. En http://www.etc.satellus.se/the_data/technical_Guide.html. ELORRIETA, J. R. TORTAJADA, F. ALONSO-PASTOR, M. CABALLERO. 2000. En: http:/www.cfnavarra.es/Medioambiente/agenda/Biodiv/Intro.htm. FAO. 1999. Land Use Planning and Farming Systems Analysis. Rome. FUPAGEMA-PROBONA. 1994. Plan piloto de manejo de recursos forestales, agrícolas y de pastoreo en la comunidad de Pajchanti, La Paz-Bolivia, 205 p. HARRIS, L.D., 1988. Edge effects and conservation of biotic diversity. Conservation Biology 2:330-332. · KAPOS, V. 1989. Effects of isolation on the water status of forest patches in the Brazilian Amazon. Journal of Tropical Ecology 5 : 173-185. LOVEJOY, T.E., B.O. BIERREGAARD, A. RYLANDS, 1986. Edge and other effects of isolation on Amazon forest fragments. In Burges and Sharpe Editor. Conservation biology. The science of scarcity and diversity, Sinauer Associates, Sunderland, Massachusetts, pp. 257-285. PARKER, C. A. 1989. Soil biota and plants in the rehabilitation of degraded agricultural soils. In Majer editor. The role of fauna in reclaimed lands. Cambridge University Press, Cambridge-England, pp. 341-351. PLAN DE DESARROLLO MUNICIPAL (PDM), 1997. Municipio de Independencia. pp. 234 – 289. PICKETT, S., & N. THOMPSON. 1978. Patch dynamics and the size of nature reserves. Biological Conservation, 13: 27-37. PRIMACK, B. 1998. Essentials of conservation Biology. 2da edición, Ed. Sinauer Associates, Massachusetts-USA, 660 pp. SALINAS, R., E. CHAVEZ, J. MIDDLETON. 1998. La ecología del paisaje como base para el desarrollo sustentable en América Latina / Landscape ecology as a tool for sustainable development in Latin America. http:/brocku.ca/epi/lebk/lebk.html

SAUNDERS, D., R. HOBBS & C. MARGULES, 1991. Biological consequences of ecosystem fragmentation: A review, Conservation Biology (5) 1 : 18-27 STEENMANS, C., U. PINBORG. 2000. En: http://europa.eu.int/comm/agriculture/publi/landscape/ch5.htm VARGAS, J. 1996. Estudio de la vegetación del estrato arbóreo para el establecimiento de areas de conservacion en los bosques de Pajchanti-Independencia y el Parque Nacional Tunari. Tesis de grado Escuela Forestal, Cochabamba-Bolivia, pp. 15-18 ZERDA, H.R. (1998): Monitoring der Vegetations- und Landnutzungsveränderungen durch Brandrodung und Übernutzung im Trocken-Chaco Argentiniens mit Satellitenfernerkundung und GIS. Dissertation. Cuvillier Verlag, Goettingen, Alemania, 175 p.(ISBN 3-89712-335-5)


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Protocolo: ESTADO DE CONSERVACIÓN DE ÁREAS CORALINAS Objetivo: Establecer el estado de conservación de las áreas coralinas mediante la calificación de la integridad biológica de las áreas coralinas, a partir de medidas directas en campo en un tiempo dado respecto a la línea base. Alcance: Se aplica en áreas de referencia y control así: Caribe: Urabá chocoano (Capurganá y Zapsurro)

PNN Corales del Rosario y San Bernardo (Archipiélagos de San Bernardo y de Rosario) PNN Tayrona (Bahía a de Chengue) Archipiélago de San Andrés y Providencia (Isla de San Andrés)

Pacífico: PNN Isla Gorgona PNN Utría (Ensenada de Utría) Escala de Trabajo: Trabajo de campo, toma directa de la información (1:1) Geográfica 1:100.000 y 1:50.000 Formato de salida:

Mapa temático de deterioro ecológico de las áreas coralinas expresado en una escala relativa de calificación del IBIC ajustada al sistema semáforo. Gráficos multitemporal comparativo de cambios de estado por área de referencia.

Requerimientos: Información: Series de tiempo del SIMAC Software: Windows, Microsoft Office y Paquete estadístico PRIMER Hardware: Dos computadores Pentium 4, Una impresora láser

Personal: Tres biólogos con habilidades para el buceo y conocimientos en monitoreo y flora y fauna marinas

Apoyo: Universidades, CAR, UAESPNN, Centros de investigación marinos y

costeros

Materiales: Cintas métricas de 20 m Estacas de acero inoxidable de 1.3 cm de diámetro y 60 cm de largo para el Caribe Estacas de acero inoxidable de 1.3 cm de diámetro y un metro de largo para el Pacífico Cuerda sintética blanca de 12 m de largo, de 3-5 mm de diámetro y marcada cada metro Cuerda sintética de 2-4 mm de diámetro cortada en tramos de 35 cm

Cuerda parafinada delgada cortada en tramos de 70 cm Cuerda sintética de 3-5 mm de diámetro cortada en tramos de 4 m Clavos de acero inoxidable de 8-10 cm de largo Cinceles de estrella Martillos y mazos de 2 kg Cadenas livianas de cobre de 15 m de largo (eslabones de 1.7 cm) Esparadrapo delgado Boyas acrílicas de 15 y 6 cm de diámetro de color blanco o amarillo preferiblemente (pueden emplearse bolas de icopor o tarros plásticos) Tubos, “Ts” y codos de PVC de ½ pulgada Tablas acrílicas de 18 cm de ancho y 25 cm de largo Lápices Geoposicionador GPS Equipo de buceo autónomo Computador de buceo

Diagrama de procesos:

Recomendaciones:

• Aprovechar la existencia de un sistema de monitoreo en arrecifes coralinos con amplia experiencia (personal capacitado) y series de tiempo

• Complementar el sistema de monitoreo existente (SIMAC) con las variables y metodología faltantes que se proponen para el uso del indicador de conservación

• Fortalecer la base de datos existente del SIMAC para proceder con la fase de validación y calibración del indicador

• Fortalecer los convenios ya existentes con las entidades promotoras del SIMAC y crear nuevos convenios de cooperación para ampliar la cobertura y asegurar la toma de datos ininterrumpida cada año

• Establecer con el SIMAC las debilidades del sistema de monitoreo para hallar soluciones conjuntas de mutuo beneficio

Referencias Bibliográficas

-Barrios, L.M. 2000. Evaluación de las principales condiciones de deterioro de los corales pétreos en el Caribe colombiano. Tesis M. Sc. Biol. Mar. Univ. Nal. de Colombia. Santa Marta. 160 p.

SALIDAS DE CAMPO

(Colección de los datos en la primera mitad del año)

DIGITALIZACIÓN DE LOS DATOS (BASE DE DATOS)

(Se incluyen en las bases de datos la información recogida en campo)

ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN

(Se aplica el IBI a los datos organizados en la base y se analizan los resultados)

ELABORACIÓN DE PUBLICACIONES

(Se redactan los informes anuales y se publican los resultados en distintos escenarios)

DISPOSICIÓN DE LA INFORMACIÓN EN RED

(Se dispone de los datos en la red que para tal efecto diseño en SIMAC-INVEMAR)

SALIDAS DE CAMPO

(Colección de los datos en la primera mitad del año)

DIGITALIZACIÓN DE LOS DATOS (BASE DE DATOS)

(Se incluyen en las bases de datos la información recogida en campo)

ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN

(Se aplica el IBI a los datos organizados en la base y se analizan los resultados)

ELABORACIÓN DE PUBLICACIONES

(Se redactan los informes anuales y se publican los resultados en distintos escenarios)

DISPOSICIÓN DE LA INFORMACIÓN EN RED

(Se dispone de los datos en la red que para tal efecto diseño en SIMAC-INVEMAR)

- CARICOMP. 2001. Methods manual, levels 1 and 2. Manual of methods for mapping and monitoring of physical and biological parameters in the coastal zone of the Caribbean http://isis.uwimona.edu.jm/centres/cms/caricomp/methods_manual.html. Consultado en noviembre de 2002 -Garzón-Ferreira, J. 1999. Primer taller del SIMAC – Sistema Nacional de Monitoreo de Arrecifes Coralinos en Colombia. Informe de Resultados, INVEMAR, Santa Marta, 37 p. -Garzón-Ferreira, J. 2000. Segundo taller del SIMAC – Sistema Nacional de Monitoreo de Arrecifes Coralinos en Colombia. Informe de Resultados, INVEMAR, Santa Marta, 22 p. -Garzón-Ferreira, J. y J.M. Díaz. 2000. Assessing and monitoring coral reef condition in Colombia during the last decade: 51-58. En Done, T. & D. Lloyd (eds.): Information Management and Decision Support for Marine Biodiversity Protection and Human Welfare: Coral Reefs. Australian Inst. Mar. Sci. (AIMS), Townsville, Australia. -Garzón-Ferreira, J. y A. Rodríguez-Ramírez. 2001. Monitoreo de arrecifes coralinos, pastos marinos y manglares en la Bahía de Chengue (Parque Natural Tayrona) en el marco del programa CARICOMP – Síntesis de datos obtenidos en el año 2000. Informe de Resultados, INVEMAR, Santa Marta, 22 p. -Garzón-Ferreira, J., M. C. Reyes-Nivia y A. Rodríguez-Ramírez, 2002. Manual de métodos del Sistema Nacional de Monitoreo de Arrecifes Coralinos en Colombia-SIMAC -Jameson, S., M. Erdmann, J. Karr, GR. Gibson and K Potts. In press. Charting a course toward diagnostic Monitoring: A continuing review of coral ref. attributes and a research strategy for creating coral reef index of biotic Integrity. Bull. Mar. Sel. 51 p. - Karr, J. 1991. Biology Integrity: a long-negleted aspect of water resource management. Ecological application 1(1):66-84 p.


Protocolo: Estado de conservación de áreas coralinas Proceso: Estrategia de muestreo Requerimientos específicos Información: Determinar o estimar, a partir del índice de corales, la clasificación de unidades de

Paisaje que componen cada área coralina. Determinar el valor medio de DN para las estaciones propuestas La varianza de DN Cartografía base: La estrategia de muestreo, específicamente la selección de los sitios de referencia y de estaciones, así como el tamaño y número de muestras serán definidos con base en la cartografía del proyecto denominado “Áreas coralinas de Colombia”, que constituye la línea base de esta propuesta. Esta cartografía consignada en la sala SIG de INVEMAR consiste en mapas temáticos a escala nacional (escala 1:100.000), y regional (1:50.000). Condiciones previas: El proceso de selección de sitios de muestreo requiere de la cartografía resultante del indicador de extensión y vitalidad de áreas coralinas, obtenido a partir de imágenes Landsat. Por otro lado, para establecer el número óptimo de unidades muestrales (transectos) por área coralina es preciso determinar a priori algunos estimativos estadísticos acerca de los atributos estructurales de cada áreas, tales como extensión, cobertura de coral vivo en Km2, diversidad de unidades de paisaje, la varianza de las variables extensión y cobertura de coral vivo. Desarrollo Antes de entrar en los detalles del protocolo específico de cada uno de los procesos, conviene mencionar algunos aspectos comunes de las metodologías con el fin de ahorrar explicaciones y poner en contexto cada una de las variables incluidas en el presente indicador. A continuación se describirá la estrategia para la selección de los sitios estación, la determinación del numero de muestras, aclarando que la unidad de muestreo en todos los casos está dada por el transecto, así como para la instalación de las estaciones en las áreas arrecifales colombianas (modificado a partir de Garzón-Ferreira el al., 2002). Selección de sitios para monitoreo La selección de los sitios y el número de estaciones en cada sector se planificará para cumplir simultáneamente con dos objetivos: 1) la verificación de los indicadores de extensión, estado y vitalidad determinados por sensor remoto y 2) el levantamiento de información para los indicadores de estado de conservación. En primera instancia, es importante recopilar información secundaria del área coralina escogida para el monitoreo que permita tener una idea general de sus características y condiciones, para así facilitar el

trabajo en el campo y la selección de las estaciones. Los lugares para establecer las estaciones de monitoreo deben ser representativos del ambiente local, representar la diversidad de unidades de paisaje existentes, y en lo posible las diversas condiciones de conservación. Aunado a lo anterior, con base en la interpretación visual y digital de las imágenes multiespectrales del área de interés y luego de una clasificación preliminar, se determinará el área coralina más probable, su extensión y localización geográfica. A partir de esta información, se identificaran las unidades de paisaje (áreas homogéneas visualmente) que corresponde al conjunto de cuadriculas (30*30 m2) con igual valor de DN. Luego de contar con el mosaico, se determinará mediante la ecuación de poblaciones finitas (ver algoritmos) el numero optimo de cuadriculas a muestrear, total y por unidad de paisaje. Este numero optimo de cuadriculas serán distribuidas equidistantemente a lo largo de transectos perpendiculares o longitudinales, trazados a priori buscando que cubran la mayor cantidad de unidades de paisaje que sea posible (máxima heterogeneidad), y de esta forma obtener una huella espectral. Se sugiere elegir inicialmente localidades protegidas y con buen desarrollo coralino para el establecimiento de las estaciones y los transectos permanentes. Mediante buceos de exploración en el área seleccionada, escoger al menos dos localidades que pueden estar separadas como mínimo por 500 metros pero que pertenecen a la misma expresión de la comunidad arrecifal. En cada localidad identificar una o más estaciones donde se distribuyen los transectos o unidades muestrales en cada una de las parcelas (niveles de profundidad). Las parcelas deben corresponder a un nivel somero o planicie arrecifal (entre los 2 y 5 m), y a un nivel medio (entre los 9 y 12 m). Se opta por éstas profundidades para facilitar el trabajo subacuático y evitar limitaciones por tiempo de buceo. Idealmente cada estación contará con dos parcelas y cada una de éstas con tres transectos para un total de seis transectos por estación, sin embargo está distribución puede variar ya que depende de las características propias de cada zona arrecifal. Instalación de transectos permanentes Labores previas a la instalación de los transectos: -Con la cuerda sintética delgada hacer marcas de reconocimiento de los transectos. Estas consisten en pares de cuerdas con un número determinado de nudos que va de 1 a 3 e identificaran la pareja de varillas que forman un transecto. Por ejemplo el par de marcas con dos nudos corresponde al transecto Nº 2. -Amarrar a cada boya de 5 cm de diámetro un tramo de cuerda parafinada de 70 cm o acondicionar las bolas de icopor para construir boyas. Estas serán útiles para marcar los transectos y para facilitar su relocalización (ver procedimiento). -Amarrar a cada boya de 15 cm de diámetro un tramo de cuerda sintética de 4 m o acondicionar los tarros plásticos para construir boyas. Estas serán de gran utilidad para dejar marcada la estación y para facilitar su relocalización durante el trabajo (ver procedimiento). Procedimiento de instalación: -En el sitio seleccionado para la parcela, registrar con el GPS su posición (indicando el sistema de coordenadas utilizado) y amarrar un par de boyas (15 cm de diámetro) a media agua para facilitar la reubicación del sitio desde la superficie. -Mediante buceo con equipo autónomo, escoger al “azar” los puntos de inicio de los transectos sobre sustratos coralinos muertos. Se recomienda para el caso de arrecifes del Caribe, utilizar cabezas macizas muertas o parcialmente muertas de Montastraea faveolata, Siderastrea siderea y Diploria spp. que favorecen el agarre de las estacas y evitar especies frágiles como Colpophyllia natans y M. annularis. -Ubicar el cincel en el punto inicial y golpearlo con el mazo hasta perforar verticalmente el sustrato unos cuantos centímetros. -Reemplazar el cincel por la estaca y continuar golpeando firmemente hasta que esté bien clavada. Es importante verificar que la estaca haya quedado bien agarrada, halándola con fuerza hacia arriba. -Registrar con el computador la profundidad de la estaca.

-Desplegar el flexómetro 10 m en línea recta a partir de la estaca (punto inicial) e instalar la otra estaca tratando de conservar el mismo nivel de profundidad. Luego medir con el flexómetro la longitud exacta del transecto entre los extremos superiores de las estacas. -Amarrar a cada pareja de varillas que forman un transecto la cuerda anudada que lo identificará. -Amarrar a cada varilla una boya (5 cm de diámetro) para facilitar la relocalización de los transectos en el campo. -Establecer los otros dos transectos de la misma manera, procurando que estos queden separados por al menos 5 m. La ubicación de los transectos dependerá en últimas de las características particulares del área arrecifal que será monitoreada. Sin embargo en la medida de lo posible, es muy importante dejar un espacio prudencial entre los transectos tanto por sus extremos como por los costados. -Una vez que los tres transectos que conforman una parcela estén instalados, amarrar las líneas guía (cuerda de 12 m) entre cada par de estacas para delimitar los transectos. -Dibujar en una tabla acrílica un mapa esquemático que contenga la ubicación de cada transecto con respecto a: norte geográfico, línea de costa más cercana, los demás transectos, boyas de media agua, isobata o alguna característica conspicua del fondo (por Ej.: canal de arena). Además, con la ayuda de un flexómetro, determinar la distancia entre las estacas de los diferentes transectos para incluir esta información en el esquema. También anotar el número que identifica cada transecto y la dirección como serán registrados los datos -por ejemplo de sur a norte indicando con un flecha- porque así mismo deben ser muestreados en cada monitoreo. Muestreo de transectos permanentes Labores previas al muestreo: -Las cadenas se rotulan con el esparadrapo cada 10 eslabones a partir del inicio o eslabón “cero” y se marcan con color negro cada 10 eslabones a partir del eslabón “cinco”. Los eslabones 0, 10, 20, etc., llevan rótulos de esparadrapo donde va inscrito con marcador indeleble el número correspondiente y los eslabones 5, 15, 25, etc., quedan pintados de color negro. Se recomienda dejar al inicio 10 eslabones libres antes de comenzar con la rotulación de la cadena (figura 1) pues estos servirán para sujetarla durante el registro de datos (ver procedimiento de muestreo). -Con los tubos y codos de PVC diseñar carretes para enrollar las cadenas, lo que facilitará su transporte, su despliegue y su posterior recolección (figura 1). -Asegurar la cadena al carrete y enrollarla a partir el extremo final (últimos eslabones numerados) de modo que el eslabón “cero" inicie cuando la cadena sea desplegada en el campo.

Figura 1. Cadena rotulada y enrollada en su carrete para la estimación de la cobertura de organismos sésiles. CA= cadena, RM= rótulos de marcador, RE= rótulos de esparadrapo, ESR= eslabones sin rotular. Procedimiento de muestreo: Consiste en establecer para cada transecto la secuencia de los componentes del sustrato y su cobertura mediante el método de intersección continua utilizando la cadena liviana numerada. Los componentes del sustrato se han clasificado en diferentes categorías, las cuales son recomendadas para la caracterización de la estructura arrecifal. Estas categorías se concentran para efectos del indicador IBIc en la cobertura coralina viva (discriminada por especie) y en la cobertura del sustrato duro total.

-Dibujar en las tablas acrílicas los mapas esquemáticos de la parcela que será muestreada. -Identificar la pareja de estacas (con ayuda de los mapas y la cuerda anudada) (figura 2). -Asegurar la línea guía lo más templada posible entre las estacas para delimitar el transecto. La línea guía debe sujetarse del extremo superior de las estacas (figura 3) porque a partir de ese punto fue medida la longitud de cada transecto y ahí se inicia el registro de datos. -Enrollar a la base de la estaca inicial los eslabones que se dejaron sin rotular y ubicar el punto “cero” como el primer eslabón del transecto (figuras 2 y 3). Si la estaca inicial está un poco inclinada, el eslabón cero debe quedar perpendicular al punto de amarre de la línea guía en el extremo superior de la estaca. -Desplegar la cadena sobre el sustrato justo debajo de la línea guía. Llevar la cadena hasta el otro extremo del transecto tratando de que ésta siga lo más fielmente posible el relieve de la superficie (figura 3). La cadena no debe pasar formando puentes por encima de los huecos sino que debe describir el contorno de los mismos, a menos que estos sean muy estrechos (figura 3). Para corales ramificados o foliáceos en los cuales habrá normalmente espacios entre las ramas y sobrelapamientos, se debe dejar que la cadena tome la forma general de la colonia y no forzarla a que se acomode a los techos y huecos (figura 3). -Nadar por arriba de la línea guía para inspeccionar la posición de la cadena y hacer los ajustes necesarios para que ésta quede ubicada exactamente debajo de la línea. -Clavar las puntillas de acero inoxidable a lo largo del transecto por lo menos a intervalos de un metro justo al lado de la cadena (preferiblemente sobre sustrato muerto). Adicionalmente, algunos clavos pueden ubicarse en posiciones que se consideren necesarias para evitar que la cadena se mueva o resbale por la forma del sustrato. Los clavos servirán como referencia permanente para colocar la cadena en la misma posición durante cada muestreo. -Antes de iniciar el registro de los datos, anotar el nombre de la estación, el nivel de profundidad, el número del transecto y la fecha del muestreo. -Comenzar la observación desde el eslabón “cero” y anotar el número de eslabones hasta donde haya un cambio en el componente del sustrato. Es decir, se debe registrar el número de eslabones de forma sucesiva como lo indica la cadena y no intervalos o cantidad de eslabones que pasan por un componente dado. -Anotar el código de la categoría general a la que pertenece el componente del sustrato observado e identificarlo hasta especie para el caso de los corales. -Hacer lo mismo para el siguiente componente y continuar el registro sucesivamente hasta el final del transecto, anotando siempre el número del último eslabón que toca cada nuevo componente. -El punto final de lectura de la cadena debe corresponder perpendicularmente al punto de amarre de la línea guía en el extremo superior de la estaca final.

Figura 2. Estaca instalada con sus marcas de relocalización y posición inicial de la cadena para la estimación de la cobertura de organismos sésiles.

Figura 3. Transecto permanente instalado en la estación arrecifal y posición de la cadena a lo largo del transecto para estimar la cobertura de organismos sésiles. Algoritmo: El área mínima de muestreo por área coralina será determinado mediante la ecuación para poblaciones finitas (FAO, 1982), utilizando los valores digitales (DN) que registra cada banda en la imagen multiespectral para cada estación (punto de verificación digital) establecida a priori mediante el indicador extensión de áreas coralinas.

2

2

)ˆ()(

)ˆ()(*

+

=

xCVxCVA

xCVxCVA

n

p

p

Donde Ap es el área o extensión del área coralina en Km2. CV(x) es el coeficiente de variación de DN y CV(x) es el coeficiente de variación asumido como el grado de precisión de trabajo (15%).


Protocolo: Estado de Conservación de áreas coralinas Proceso: Valoración de la estructura de las áreas coralinas Términos y definiciones: La valoración de la estructura de las áreas coralinas se hará con base en la cobertura de coral vivo y la composición. La cobertura de coral vivo se debe interpretar como la cantidad de tejido carnoso vivo correspondiente a corales pétreos, que cubre el sustrato en un arrecife. Para tener una idea general de los corales pétreos presentes en Colombia y el grupo al cuál pertenecen, se presenta la siguiente lista:

9. Masivos: colonias coralinas que han desarrollado una tercera dimensión tal que la colonia se extiende

fuera del sustrato en forma de domo o monte pero no tiene ramas. 10. Incrustantes: colonias de coral que crecen lateralmente y permanecen relativamente planas tomando

la forma del sustrato. Muchos juveniles de corales masivos o corales pequeños pueden hacer parte de esta categoría.

11. Ramificados: corales erectos, colonias casi cilíndricas que han producido extensiones laterales o ramas.

12. Foliáceos: colonias de coral que tienen forma de plato o de hoja y se extienden fuera del sustrato, proyectándose hacia el agua.

13. Milepóridos: todas las especies del género Millepora deben incluirse en esta categoría. La composición es la identidad de cada una de las especies de coral que aportan a la variable de cobertura de tejido coralino. Para el caso de las áreas coralinas del Caribe se presentan muchas más especies, razón por la cual los rangos y la valoración correspondiente difieren en relación a las a’reas coralinas del Pacífico. Para ver una lista detallada y fotografías de las especies, ver Garzón-Ferreira et al. (2002). La rugosidad del sustrato es una medida que indica el desarrollo de estructuras tridimensionales en un arrecife. Se asume que a mayor rugosidad mayor cantidad de espacio y micro-estructuras, luego mejor es el estado del arrecife. Requerimientos específicos: Información: Cobertura de coral vivo Composición de especies de coral Distancia recorrida en cada transecto Longitud de la cadena Condiciones previas: Idealmente se requieren series de tiempo para la calibración y validación de estas variables. El SIMAC cuenta el la actualidad con series de tiempo de 7 áreas coralinas (5 en el Caribe y 2 en el Pacífico).

Desarrollo: La medición de estas variables se explica en la parte introductoria de este protocolo. En términos generales consiste en el conteo del número de eslabones que cubren el tejido coralino discriminado por cada una de las especies en el transecto fijo. Algoritmo: Cobertura de coral vivo

%100*#

#durosustratodeeslabonesvivocoraldeEslabonesCVI =

El valor resultante para CVI es el promedio entre los transectos por cada estación. El promedio resultante para cada área coralina se organiza de acuerdo a los rangos y se asignan los valores del indicador, como se muestra a continuación

Litoral Rango de cob. CVI Valor corresp. IBIc

x ≤ 10% 1 10% < x ≤ 50% 3

Caribe

> 50% 5 x ≤ 20% 1

20% < x ≤ 60% 3 Pacífico

> 60% 5 Composición por especie de coral

nSpC #=

Donde: n es el número de transectos por estación y Sp es el número de especies de coral presentes en cada transecto. Dependiendo del promedio de especies por estación se asigna el valor correspondiente del IBIc, así:

Litoral Composición

(# promedio de especies) Valor corresp. IBIc

1 a 5 1 6 a 10 3

Caribe

más de 10 5 1 1

2 a 5 3 Pacífico

más de 5 5

Rugosidad

100*LDRS =

Donde: RS es la rugosidad del sustrato, D: distancia recorrida y L: longitud de la cadena. Los valores correspondientes al IBIc se asignan dependiendo de la relación así:

Rugosidad del sustrato Valor corresp. IBIc

RS > 65% 1 36% < RS ≤ 65% 3

RS ≤ 35% 5 Observaciones:

- Tratar de que cada transecto quede instalado en el mismo nivel de profundidad. - Si la cadena no alcanza a cubrir la totalidad del transecto, es necesario marcar en el fondo la

posición exacta del último eslabón para así desplegarla nuevamente a partir de este punto y continuar el cubrimiento del siguiente tramo.

- Si al registrar los datos, la transición de un componente a otro queda justo en la mitad de un eslabón, anotarlo como parte del primer componente y no como el primer eslabón del siguiente.

- Tener experiencia en el trabajo de campo para no rayar o partir las colonias de coral. - Programar el monitoreo durante la época de mar calmo para aumentar la precisión de las

mediciones y reducir los daños al coral (ya sea por los buzos, por el movimiento de la cadena, etc).

- En caso de que el monitoreo se lleve a cabo durante cualquier mes del año, es necesario repetirlo durante el mismo mes en los siguientes años.


Protocolo: Estado de Conservación de áreas coralinas Proceso: Valoración del estado de salud Términos y definiciones: El estado de salud de las área coralinas se determina mediante la valoración de la ocurrencia de condiciones de deterioro, las cuales se definen como respuesta de los corales, asociadas por repetición, ante estímulos naturales (Barrios, 2002) y de enfermedades. Las condiciones de deterioro de origen humano consisten en las consecuencias de actividades adelantadas por el hombre que, de manera directa o indirecta, causan perdida de tejido coralino o destrucción de los esqueletos constituyentes del andamio arrecifal. Las condiciones de deterioro pueden ser de dos tipos: a) Signos: Características observables en el tejido vegetal (emergido) que indica la presencia o acción de un agente de deterioro y/o b) Agente: son los elementos causantes de deterioro y por lo tanto de signos en el tejido del coral. La variable Enfermedades incluye todas aquellas condiciones epidémicas que afectan de manera negativa los corales pétreos causándoles pérdida de tejido vivo. Las enfermedades pueden ser caracterizadas por un grupo identificable de signos (anomalías observables que indican la presencia de la enfermedad y que pueden incluir alteraciones estructurales, similar a los síntomas humanos, o por la ocurrencia del agente causal o etiológico. En los arrecifes coralinos, las enfermedades pueden ser de origen biótico o abiótico. Las de origen abiótico son aquellos desordenes estructurales que resultan solamente de exposición a factores de estrés ambiental, como un cambio en las condiciones físicas (salinidad, temperatura, intensidad lumínica, exposición al oleaje, sedimentación, concentración de oxigeno, corrientes) o exposición a sustancias químicas tóxicas (metales pesados o sustancias orgánicas como aceites y pesticidas). Las enfermedades bióticas, son aquellas en las que el agente causal es un organismo vivo, como por ejemplo un parásito y se diferencian de las abióticas porque usualmente se desarrollan en un lugar especifico (Peters, 1997). Los parásitos se denominan patógenos cuando causan enfermedades infecciosas y muerte al hospedero, pero no todos los parásitos causan la muerte de su hospedero Sin embargo se puede evidenciar dos estados: un estado previo a la aparición de signos de lesión, durante el cual la enfermedad se propaga pero no produce efectos evidentes, seguido por un estado de infección evidente o clínica, cuando aparecen signos (Myrvik et al, 1977). Aunque las enfermedades pueden ser de origen biótico o abiótico, pueden estar relacionadas de tal forma que un patógeno puede causar daño, si el hospedero esta estresado por un factor abiótico o biótico. De esta manera, las enfermedades se presentan como el resultado de interacciones entre hospederos susceptibles, un patógeno y una condición ambiental prevaleciente. La fuerza o intensidad de una enfermedad estará directamente relacionada con el grado de interacción que se presente entre estos factores. Barrios (2000) como parte de su evaluación de las condiciones de deterioro de los corales pétreos en el Caribe Colombiano, presenta ocho categorías de condiciones, útiles para elaborar un diagnostico rápido y eficiente del estado de salud de áreas coralinas, a saber:

1. Colonias sanas: sin signos de deterioro. 2. Mortalidad: se refiere a la pérdida del tejido vivo de la colonia en un área dada.

a. Muerte actual, es decir la perdida de tejido recientemente, se caracteriza por la poca colonización de algas, y la posibilidad de reconocer parte de la estructura de la colonia.

b. Muerte reciente de una colonia, refiriéndose a áreas muestras de la colonia que no han sido suficientemente erosionadas.

3. Invasiones: recubrimiento del tejido coralino por otros organismos, tales como algas (comunes las algas rojas costrosas), esponjas, octocorales, zoantideos, tunicados, ascidias, otros corales inclusive de la misma especie, etc.

4. Agresiones por organismos móviles: refiriéndose al deterioro causado por el movimiento de organismos móviles:

a. Territorialismo: Ejemplo de ello es la agresión de pomacentridos al eliminar pólipos de la colonia para inducir el crecimiento de ciertas algas que son su alimento.

b. Depredación, es decir perdida del tejido vivo del coral para alimentación, por parte de peces, del gusano de fuego, gastrópodos, etc. Se observa la perdida de la capa superior de la colonia, dejando una depresión sobre la colonia en donde no se pueden apreciar las estructuras.

5. Agresión por organismos sésiles: donde los daños son por vías químicas, diferente a las invasiones, puesto que es el contacto el que genera deterioro, no el recubrimiento o el ahogamiento. Ejemplo: agresión por esponjas, otros corales, esponjas escavantes y por algas.

6. Signos generales de deterioro: Fenómenos que indican alteraciones de las condiciones normales de los corales, ejemplo: el blanqueamiento, palidecimiento, oscurecimiento,

7. Signos causados por agentes físicos: no se reconoce al agente causante, pero se identifica el daño. Por ejemplo, los lunares de sedimento, rayones y raspaduras, fragmentación, volcamiento.

8. Enfermedades En general, se define enfermedad como cualquier desorden de las funciones vitales, ya sea a nivel de órganos, sistemas o funciones corporales globales (Peters, 1997). En el Caribe se reconocen enfermedades como la banda amarilla, banda roja, banda negra, banda blanca, lunares oscuros, plaga blanca, lunares blancos.

Requerimientos específicos: Materiales:

Cuerda sintética blanca de 3-5 mm de diámetro y de 12 m de largo (línea guía) marcada cada metro Tubo de PVC de un metro de largo y ½ pulgada de diámetro, graduado a intervalos de 10 cm y subdividido a los 5 cm en los intervalos de los extremos Cuadrantes de PVC de 1x1 m divididos en 16 subcuadrantes de 25x25 cm Tablas acrílicas Lápices Equipo de buceo autónomo

Información: Ocurrencia de las signos de deterioro Ocurrencia y abundancia de organismos que agredan las colonias Ocurrencia e intensidad de enfermedades Condiciones previas:

Existencia de información base para establecer los rangos de deterioro o de incidencia que afectan las colonias.

Desarrollo: a. Ocurrencia de organismos sésiles La unidad de muestreo corresponde a un corredor de 10x2 m, cuyo eje central es la línea guía entre las dos estacas que forman un transecto permanente para el monitoreo de organismos sésiles, tal y como se explicó en la parte introductoria. Procedimiento: -Anotar en la tabla acrílica el código de la parcela, el nivel de profundidad y el número que identifica el transecto. -Ubicar un extremo de la vara de PVC a partir de la línea guía para obtener la amplitud del sustrato (un metro) que debe ser examinado (figura 4). -Iniciar las observaciones detalladas por alguno de los costados de la línea guía y continuar luego por el otro costado (figura 4). -Buscar cuidadosamente en todas las cuevas y grietas presentes en el sustrato arrecifal abarcado por el corredor de 1 m de ancho. -Registrar en todos los transectos los datos correspondientes discriminados por variable. Figura 4. Forma de estimar la abundancia de invertebrados vágiles para el Caribe y el Pacífico y evaluar la salud coralina del Caribe. b. Enfermedades Para evaluar las enfermedades (incluido el blanqueamiento) y signos de deterioro se utilizan los mismos transectos permanentes para el monitoreo de organismos sésiles (sección 2.2.1.3). La evaluación se realiza en un corredor de 10x2 m, cuyo eje central es la línea guía entre las dos estacas. Debido a las marcadas diferencias en cuanto a la estructura, formas de crecimiento y composición de las áreas arrecifales coralinas examinadas en el Caribe y el Pacífico, se requiere de una metodología diferente para cada zona.

Procedimiento: Caribe: el método consiste en examinar todas las colonias de corales pétreos mayores a 5 cm presentes en el corredor y registrar la incidencia de enfermedades y de algunos signos de deterioro (figura 14). Para este propósito, se entiende como una colonia a la unidad genética (“genet”), la cual puede estar constituida por una sola masa compacta o por varias masas o ramas desconectadas (“ramets”) que estuvieron unidas anteriormente y cuyo origen común puede reconocerse por la forma, coloración, morfología de los coralites y tamaño de los cálices. -Anotar en la tabla acrílica el código de la parcela, el nivel de profundidad y el número que identifica el transecto.

-Ubicar un extremo de la vara de PVC a partir de la línea guía para obtener la amplitud del sustrato (un metro) que debe ser examinado. -Iniciar las observaciones detalladas por alguno de los costados de la línea guía y continuar por el otro costado. -Registrar hasta el nivel de especie todas las colonias mayores de 5 cm de diámetro que están dentro de la banda de 2x10 m. -Reconocer el estado de salud de cada colonia como “sana”, con algún signo de deterioro o con algún tipo de enfermedad. -Realizar el anterior procedimiento en todos los transectos permanentes.

Pacífico: El crecimiento de tipo ramificado y denso de las especies que conforman los arrecifes de esta zona dificulta considerablemente la diferenciación de colonias como una unidad claramente distinguible (figura 5). Teniendo en cuenta lo anterior, aunque el muestreo se realiza en la misma banda de 2x10 m, para el Pacífico ésta es delimitada por un cuadrante de 1 m2 dividido en 16 subcuadrantes de 25x25 cm (figura 5) los cuales reemplazan a la colonia como unidad de muestreo. -Colocar sucesivamente el cuadrante a lo largo de la línea guía por uno de los costado del transecto (banda de 1x10 m) (figura 5). -El cuadrante es rotado 10 veces a lo largo del transecto para un total de 10 m2 de superficie examinada por transecto. -En cada colocación del cuadrante, escoger al azar 4 de los 16 subcuadrantes en los que está dividido y registrar por subcuadrante las especies de coral presentes y su estado de salud como “sana”, con signos de deterioro o enfermedades. -Realizar el anterior procedimiento en todos los transectos permanentes. Figura 5. Forma de evaluar la salud coralina en los arrecifes del Pacífico. Algoritmo: Frecuencia de aparición de enfermedades

n

FE

F

ii∑

== 1

Donde F es la frecuencia de aparición de la i-ésima enfermedad y n es el número de colonias. Los valores correspondientes del IBIc para este caso, están dados según la siguiente tabla de rangos:

Enfermedades (presencia y frecuencia) Valor corresp. IBIc

Presencia de al menos una enfermedad con frecuencia promedio superior a 3 1 Presencia de una sola enfermedad con frecuencia promedio por debajo de 3 3 Ausencia de enfermedades 5

La información en campo debe ser registrada en el siguiente formato

Condición Características Cantidad (#colonias)

Extensión

Colonia sana Colonia sin ninguna evidencia de deterioro Mortalidad actual Mortalidad Mortalidad reciente Algas Esponjas

Invasiones

Otros organismos: octocorales, zoantideos, tunicados, ascidias, y otros corales.

Territorialismo (abundancia de peces Stegastes planifrons)

** ** Agresiones por organismos móviles Depredación

Esponjas Otros corales Algas

Agresión por organismos sésiles

Esponjas escavanes Blanqueamiento Oscurecimiento

Signos generales de deterioro Palidecimiento

Lunares de sedimento Rayones o raspaduras Fragmentación

Signos causados por agentes físicos

Volcamiento Banda Amarilla Banda roja Banda negra Banda Blanca Lunares oscuros Plaga blanca

Enfermedades

Lunares blancos Frecuencia de aparición de condiciones de deterioro

D

CdCD

K

ii∑

== 1

Donde: CDi es la frecuencia de aparición de la i-ésima condición de deterioro y D es la distancia recorrida. En el protocolo se explican con mayor detalle. A continuación se presentan los valores correspondientes del IBIc:

Condiciones de deterioro de origen humano (presencia y frecuencia)

Valor corresp.

IBIc presencia de al menos una condición de deterioro con frecuencia promedio superior a 3 1 presencia de una sola condición de deterioro con frecuencia promedio por debajo de 3 3 ausencia de condiciones de deterioro 5 Observaciones: Debe de hacer una valoración por unidad de paisaje puesto que unas especies son más susceptibles que otras a las distintas condiciones de deterioro y enfermedades propuestas.


Protocolo: Estado de Conservación de áreas coralinas Proceso: Valoración del funcionamiento El buen funcionamiento de un área coralina puede ser indicado por la intensidad con ocurres el reclutamiento y el éxito del asentamiento de plántulas. El reclutamiento es el resultado final del proceso reproductivo de los corales pétreos, el cual se manifiesta en el arrecife por la presencia de pequeñas colonias de coral que se han fijado recientemente sobre los sustratos duros y que comienzan con el crecimiento y ocupación del espacio arrecifal. Requerimientos específicos: Información: presencia y cantidad de reclutas de corales pétreos Materiales: Cuerda sintética blanca de 3-5 mm de diámetro y de 12 m de largo (línea guía) marcada

cada metro Tubo de PVC de un metro de largo y ½ pulgada de diámetro, graduado a intervalos de 10 cm y subdividido a los 5 cm en los intervalos de los extremos Cuadrantes de PVC de 1x1 m divididos en 16 subcuadrantes de 25x25 cm Tablas acrílicas Lápices Equipo de buceo autónomo

Condiciones previas: Contar con información de épocas de reproducción en las áreas de referencia Desarrollo Algoritmo:

DrR =

Donde R es índice de reclutamiento, r el número de reclutas de corales pétreos y D la distancia recorrida en las bandas de cada transecto. A continuación se presentan los valores correspondientes del IBIc:

Reclutamiento Valor corresp. IBIc

ausencia de reclutas 1 presencia de reclutas en al menos el 70% de las estaciones 3 presencia de reclutas en más del 70% del as estaciones 5


Protocolo: Estado de Conservación de áreas coralinas Proceso: calculo de la integridad biológica IBIC Términos y referencias Se entiende por integridad biológica como la capacidad de un hábitat de soportar y mantener “una comunidad de organismos balanceada, integrada y adaptada” con una composición y diversidad de especies, así como una organización funcional comparable a las comunidades que habitan en ecosistemas sin perturbación antrópica (Karr y Dudley, 1981). Un sistema es biológicamente saludable cuando su potencial inherente es realizable, su condición es estable, su capacidad de resiliencia se mantiene, y requiere el mínimo de esfuerzo externo para mantenerse (Karr et al, 1986). El índice de integridad biológica IBI es una aproximación multivariada (multimétrica) a la condición de un ecosistema, comunidad y/o población en particular, puesto que tiene en cuenta la complejidad de los sistemas biológicos, así como la diversidad de factores de origen antrópico y biótico que lo afectan, para determinar el estado de conservación de un lugar de interés. Este índice involucra una serie de métricas que califican, en este caso, tres atributos del ecosistema de las áreas coralinas: estructura, salud y funcionamiento, generando respuestas generales o especificas en un contexto biológico y en diversas situaciones, gracias a que ser expresado por un único numero (IBI) o por los puntajes de cada una de las métricas que lo componen, convirtiéndose de esta forma en una herramienta útil para el diagnostico y la identificación de causas de degradación. Para el procesamiento e interpretación del IBI es preciso seleccionar métricas (variables), simples o índices, que califiquen el cambio o perturbación de un ecosistemas por un factor bien sea de origen natural o antrópico, generando la posibilidad de probar la relación causa-efecto entre la condición de un ecosistema y la influencia de las actividades humanas. Sin embargo, es preciso seleccionar comunidades, ensamblajes o poblaciones adecuadas para cumplir con los objetivos biológicos y de manejo del monitoreo a implementar, es decir que sean sensibles a los efectos de intervención antrópica, que se conozca la variación natural, que sean fácil de medir y de bajo costo. Es de destacar, como ventajas de este índice multimétrico, el echo de poder detectar cambios de los ensamblajes residentes, en espacio y tiempo, causados por uno o mas focos de contaminación, que lo hacen útil para monitorear una o mas áreas coralinas, permitiendo la comparación a nivel regional, nacional y mundial. De esta forma, el IBI además de permite orientar el proceso de manejo o de conservación de los ecosistemas Requerimientos específicos: Información: Selección de sitios de referencia

Valorar las diferentes métricas en los sitios de referencia Asignar puntajes

Condiciones previas:

• Definición de categorías para la clasificación de las áreas coralinas de acuerdo con las unidades de paisaje que la componen y las condiciones ambientales.

• Definir la escala de puntajes correspondiente a cada métrica

Desarrollo: Para el procesamiento e interpretación del IBI es preciso seleccionar un sitio de referencia, es decir sin o con mínima perturbación antrópica. Estos sitios serán seleccionados integrando los resultados del índice de densidad y vitalidad de áreas coralinas con información secundaria (SIMAC y Áreas coralinas). A las variables que componen cada métrica se les asignaran puntajes entre 5, 3 y 1, según corresponda a los valores observados en el sitio de referencia, considerando el puntaje de 1 cuando los valores observados en el sitio de interés son diferentes significativamente de los observados en el sitio de referencia y el puntaje de 5 si son estadísticamente similares a los valores del sitio de referencia (sin perturbar). La suma de los puntajes de las 5 métricas define el valor del IBI de cada sitio de interés, de tal forma que el valor de IBI igual a 25 describe una situación prístina o poco perturbada, y el valor de 10 corresponde a sitios deteriorados. Algoritmo:

∑∑= =

=m

i

v

jmvC XIBI

1 1

Donde: Xmv: corresponde a los puntajes de cada variable por métrica. Teniendo en cuenta los valores correspondientes del IBIc para cada una de las variables, se tiene como puntaje mínimo para el área coralina más deteriorada el valor de 6, mientras que el área coralina en mejores condiciones obtendrá un valor máximo de 30. Para efectos finales del veredicto se tendrá en cuenta la siguiente clasificación, con la cual se presentarán los veredictos finales para cada área coralina evaluada: Tabla 2. Escala de clasificación de la condición ecológica de las áreas coralinas del Caribe y el Pacifico Colombiano con base en el puntaje total del índice de integridad biológica IBIC.

Puntaje del IBI Condición

ecológica Color

(Salida gráfica)

Condiciones

25 a 30 Excelente 5 Áreas coralinas conservadas, sin señales de deterioro, y sin perturbación antrópica.

19 a 24 Buena 4 Áreas coralinas con una baja ocurrencia de señales de deterioro, y bajos niveles de intervención antrópica.

13 a 18 En riesgo 3 Por debajo del nivel de equilibrio de mantenimiento 7 a 12 mala 2 Signos de deterioro son más conspicuos

6 Deteriorado 1 Predominancia de signos de deterioro. Observaciones:


INVEMAR


En desarrollo

Protocolo: ESTADO DE CONSERVACION DE PASTOS MARINOS Objetivo: Evaluar el estado de conservación del ecosistema de pastos marinos mediante la aplicación del índice de Integridad Biológica IBI denominado IBIF, que califica la integridad biológica de la praderas de Thalassia testidinium en un tiempo dado respecto a una línea base. Alcance: Aplicable a áreas de referencia y control definidas a partir de la cartografía resultante del Proyecto ““distribución, estructura y clasificación de las praderas fanerógamas marinas en el Caribe colombiano” y de los resultados preliminares del indicador de extensión y vitalidad de ecosistemas marinos, atendiendo a la representatividad en cobertura, homogeneidad estructural y a la dominancia del pasto tortuga T. testidinium, además de aspectos logísticos. Este indicador será aplicable aquellas áreas donde predominen las praderas de fanerógamas de la especie de pasto tortuga Thalassia testudinum que es la especie dominante en el Caribe, que contribuye con mas biomasa y área productiva de las praderas de fanerógamas, además de ser la mas competitiva y de encontrarse dominando en praderas maduras. De tal manera que a priori se consideraran las praderas de doce sectores, a saber (Figura 1):

1. Puerto López (Castilletes-Punta Estrella) 2. Bahía Porteté (Bahía Honda- Bahía Hondita) 3. Cabo de la Vela-Riohacha 4. Parque Tayrona (Todas las Bahías) 5. Cartagena (Tierra Bomba e Isla Arena) 6. Barú e Islas del Rosario 7. Golfo de Morrosquillo (Bahía de Cispata-Punta San Bernardo) 8. Islas San Bernardo 9. Isla Fuerte e Islas Tortuguilla 10. Choco caribeño (Ensenada de Pinorroa hasta Sapzurro) 11. Islas de San Andrés 12. Providencia y Santa Catalina

Escala de Trabajo: 1:20.000 Formato de salida: Mapa temático de deterioro ecológico de las praderas de fanerógamas

expresado en un escala relativa de calificación ajustada al sistema semáforo.

Figura 1. Cartografía temática de la distribución de pastos marinos de Colombia. Sala SIG-INVEMAR (2002). Requerimientos: Información: Datos de campo, relativas a estructura, salud y funcionamiento de las

praderas a nivel de 9 unidades muestrales por pradera, como mínimo. Imágenes Landsat ETM actual e históricas

Mapas de extensión de praderas de fanerógamas de Colombia base (Cartografía, 2002). Cartografía temática resultante del indicador de extensión y vitalidad de ecosistemas marinos.

Software: Acess, Statgraphics, Sistat y Excel Personal: Experto en ecología ecosistemas de praderas de fanerógamas

Experto en indicadores de integridad biológica. Apoyo: Expertos en ecosistemas de praderas

Tesistas de pregrado Personal de campo

Equipos:

1 Cuadrante de 25 * 25 cm 4 baldes plásticos Mallas finas de 2 o 4mm Bolsas de sumergir

1 bandeja profunda Coladores plásticos de cocina de 15 a 20 cm de diámetro 10 vasijas de plástico para separar las diferentes hojas Papel aluminio Banderitas de marcaje Bolsas ziplot Acido clorhídrico o fosforito al 10% v/v (10% HCl concentrado + 90% agua destilada) Estufa con temperaturas entre 45, 60, o 90 ºC Balanza analítica.


Objetivo Estado de pastos marinos

Línea Base

Estado en un Tiempo de referencia

Cartografía Base

Diseño muestral

Levantamiento de información

Selección de sitios de referencia

Numero de Estaciones

IBI F

Estructura Biomasa

Salud

Área Foliar

Carga epifitos

Funcionamiento

Selección unidad Muestral

Selección de Estaciones

Condiciones de Deterioro

Productividad

Tasa de renovación

Cartografía Temática

Análisis Estadístico

Validación de la Escala de

Calificación

Interpretación

Recomendaciones:

• Contar con personal calificado para el levantamiento de información en campo y para el procesamiento e interpretación de la misma

• Adquirir información durante la época climática de transición (mayo-septiembre) • Cumplir un fase de implementación para establecer la escala de calificación con base en la

intensidad de impacto por factores antrópicos (Construcción de curvas de funcionamiento) Bibliografía relacionada Blakesley, B. J.H. Landsberg, and M.O. Hall Effects of Hurricane Georges on Seagrass Disease in Florida Bay: Were there any?. http://www.floridabay.org/pub/sentinel/vol1-2.shtml. Consultado el 25 de noviembre de 2002. Seahorse Sentinel. V1 No. 2. 1998. Florida. [email protected] CARICOMP. 2001. Methods manual, levels 1 and 2. Manual of methods for mapping and monitoring of physical and biological parameters in the coastal zone of the Caribbean http://isis.uwimona.edu.jm/centres/cms/caricomp/methods_manual.html Consultado en noviembre de 2002. Carlson, P. J. L. Yarbro, K. Madley, G. McRae, B. Blakesley, M. Durako, J. Fourqurean, C. Rose, C.Moncreiff and T. Randall. 1999. Multiscale assessment of the population status of Thalassia testidinium: A new approach to ecosystem assessment. Progress report. http://es.epa.gov./ncer/progress/grants/96/ecoass/durako99.html. Karr, J. 1991. Biology Integrity: a long-negleted aspect of water resource management. Ecological application 1(1):66-84 p. Montoya-Maya, Phanor. 2002. Evaluación de la macrofauna epibentonica asociada a praderas de Thalassia testidinium (Banks ex Koning) en el Caribe colombiano. Tesis Universidad Jorge Tadeo Lozano, facultad de Biología Marina. 81 p. Tomasko, D.; N. Blake, C. Dye, y M. Hammond. 1999. Effects of the disposal of reverse osmosis seawater desalination discharges on a seagrass meadow (Thalassia testidinium) p.99-112. In: Bortone, S. Seagrasses. Monitoring, Ecology, Physiology and Management. CRC Press, Washington. Wilzbach, M. K. Cummins, L. Rojas. P. Rudershausen y J. Locascion. 1999. Estableshing baseline seagrass parameteres in a small estuarine bay.p125-135. In: Bortone, S. Seagrasses. Monitoring, Ecology, Physiology and Management. CRC Press, Washington.


Protocolo: ESTADO DE CONSERVACION DE PASTOS MARINOS Proceso: ESTRATEGIA DE MUESTREO Términos y definiciones: Previo al levantamiento de información es necesario plantear la estrategia de muestreo, es decir definir, los atributos o categorías de agrupamiento de las praderas (estructura, grado de deterioro, influencia de actividades humanas, etc.), el área mínima de muestreo, el tamaño de la unidad muestral, el numero de muestras, los criterios de selección de las estaciones (sitios de validación digital) y de los parches de referencia. De acuerdo con la caracterización de las praderas de Colombia y teniendo en cuenta las condiciones ambientales, es posible plantear un muestreo aleatorio estratificado, utilizando como criterio las asociaciones de praderas conformados de acuerdo con los atributos estructurales y la macrofauna que albergan, de esta forma, se trabajan cuatro asociaciones: las praderas de la Guajira, las praderas del parque Nacional Natural Tayrona, las praderas de la zona suroccidental y las praderas del Archipiélago de San Andrés (ver Montoya, 2002 y Castillo, 2002). Así mismo, se busca validar los indicadores de extensión y estado a nivel de unidad de paisaje (sensores remoto), seleccionando como estaciones, puntos de validación digital, a los extremos de transectos imaginarios sobre unidades de paisaje (clases digitales homogéneas) definidas por los sensores. Requerimientos específicos: Información: Cartografía base: La estrategia de muestreo, específicamente la selección de los sitios de referencia y de estaciones, así como el tamaño y numero de muestras será definido con base en la cartografía resultante del proyecto denominado “distribución, estructura y clasificación de las praderas fanerógamas marinas en el Caribe colombiano”, que constituye la línea base de esta propuesta. Esta cartografía consignada en la sala SIG de INVEMAR consiste en mapas temáticos a escala nacional (escala 1:100.000), y regional (1:20.000), que permiten visualizar parches de un área mínima de 5000 y de 900 m2, respectivamente. Condiciones previas: Para establecer el área mínima de muestreo en cada pradera de fanerógama es preciso determinar a priori algunos estimativos estadísticos acerca de los atributos estructurales de la praderas, tales como el tamaño, o extensión de la pradera en Km2, el tamaño de la unidad muestral (cuadrante), la varianza de las variables biomasa y densidad de vástagos.

Desarrollo: El plan de trabajo descrito a continuación es de un nivel básico, concertado con las metodologías utilizadas para monitoreos CARICOMP (2002) a nivel mundial y nacional (DIAZ et al, 2000.), para las praderas de fanerógamas. a. Areas a monitorear

Con base en la cartografía resultante del Proyecto ““distribución, estructura y clasificación de las praderas fanerógamas marinas en el Caribe colombiano”, y atendiendo a la representatividad en cobertura, homogeneidad estructural y a la dominancia del pasto tortuga T. testidinium, además de aspectos logísticos, se considera que se deben monitorear las praderas de fanerógamas de doce sectores, a saber (Figura 1): 13. Puerto López (Castilletes-Punta Estrella) 14. Bahía Portete (Bahía Honda- Bahía Hondita) 15. Cabo de la Vela-Riohacha 16. Parque Tayrona (Todas las Bahías) 17. Cartagena (Tierra Bomba e Isla Arena) 18. Barú e Islas del Rosario 19. Golfo de Morrosquillo (Bahía de Cispata-Pta San Bernardo) 20. Islas San Bernardo 21. Isla Fuerte e Islas Tortuguilla 22. Choco caribeño (Ensenada de Pinorroa hasta Sapzurro) 23. Islas de San Andrés 24. Providencia y Santa Catalina

b. Estaciones La selección de los sitios y el número de estaciones en cada sector se planificará para cumplir simultáneamente con dos objetivos: 1) la verificación de los indicadores de extensión, estado y vitalidad determinados por sensor remoto y 2) el levantamiento de información para los indicadores de estado de conservación. Con base en la interpretación visual y digital de las imágenes multiespectrales del área de interés y luego de una clasificación preliminar, se determinará el área de fanerógamas más probable, su extensión y localización geográfica, y de ser posible áreas de mayor y menor densidad de las praderas. A partir de esta información y de información secundaria (Díaz et al, en prep), para el muestreo se seleccionaran aquellas praderas monoespecíficas de Thalassia testidinium, con un área mayor de 900 m2 y cobertura mayor al 30% determinada según la escala de cobertura adoptada por Proyecto Pastos marinos-INVEMAR que define:

100-76% 75-51% 50-31% 30-11% 10-0%

5 4 3 2 1

Figura 3. Representación esquemática del porcentaje de cobertura de corales de Dahl (1981), empleada para pastos por el Proyecto Pastos marinos del Caribe colombiano-INVEMAR Una vez en el campo, se hará un recorrido con ayuda de un GPS portátil, para verificar la extensión, cobertura, forma y número de parches que conforman la pradera seleccionada para el muestreo. En

cada pradera, se escogerán al azar mínimo 2 estaciones, a dos profundidades 1-2 m y otra entre 4-5 m, donde la pradera de Thalassia sea visualmente mas frondosa o bien desarrollada con hojas limpias y verdes, considerando que estos sitios representan la máxima productividad de la pradera (CARICOMP, 2002). En estas estaciones, que serán fijas, se localizaran 4 cuadrantes (unidad muestral) de 25 x 25 cm con 25 subdivisiones de 5 x 5 cm (CARICOMP, 2002).

Como alternativa, para la distribución espacial de las estaciones en el parche seleccionado, puede adoptarse una modificación del método de Tomasko et al, (1999). Para ello, se hará el trazado de dos ejes centrales que forman una cruz, a partir del punto central de la pradera, georeferenciado a priori en el mapa correspondiente. En el trayecto de cada eje, a partir del punto central se distribuirán las estaciones (mínimo 9), dos en cada lado del eje y una en el punto central, como se muestra a continuación:

Figura 2. Parche de T. testidinium, dividida en dos ejes principales a partir de un punto centra (pc) geoposicionado con GPS.

1c. Tiempo y frecuencia

La colección de muestras por pradera se hará una vez por año, correspondiendo a una época climática de transición (mayo a septiembre), entre la época seca (diciembre-abril) y la época de lluvias (octubre-noviembre), para eliminar las fluctuaciones estacionales en los parámetros poblacionales de la pradera relacionados con las épocas climáticas.

Algoritmo: El área mínima de muestreo por pradera será determinado mediante la ecuación para poblaciones finitas (FAO, 1982), utilizando la variable densidad de vástago establecida durante el proyecto de línea base de Fanerógamas (Díaz, 2002).

2

2

)ˆ()(

)ˆ()(*

+

=

xCVxCVA

xCVxCVA

n

p

p

Donde Ap es el área o extensión de la pradera en Km2. CV(x) es el coeficiente de variación de un antecedente (Díaz, 2002) y CV(x) es el coeficiente de variación asumido como el grado de precisión de trabajo (15%). Ejemplo: Calcular para Chengue Para las praderas de Chengue: Extensión: 190.675 m2 (3051 cuadrantes de 0,0625 m2) en 3 parches. Promedio de densidad de vástago 17,60 vástagos/m2 Desviación estándar: 5,85 Coeficiente de variación: 33,26 %

cuadrantescuadcuad

cuadn 1102.11

1026.333051

1026.33*3051

2

2

≈=

+

=

Observaciones:

• Para cada pradera, se debe validar estadísticamente el número óptimo de muestras (cuadrante) y su distribución, para evitar el sesgo por submuestreo.

• Las estaciones deben ser fijas • Es recomendable adoptar, en la medida de lo posible, la distribución de radial de las estaciones

(Tomasko et al, 1999), para considerar las variaciones intrínsicas a la expansión o contracción de la pradera, y su vulnerabilidad a la fragmentación.


Protocolo: ESTADO DE CONSERVACION DE PASTOS MARINOS Proceso: Valoración de la Estructura Términos y definiciones: Se define Estado como la estructura, salud y funcionamiento de un ecosistema en un momento dado (INVEMAR, 2002). Bajo este precepto, la integridad biológica de las praderas de fanerógamas de Colombia esta dado por las variables indicador de estructura, salud y funcionamiento, sensibles a los cambios que se suceden por el impacto humano. Se entiende por variables estructurales de un ecosistema todos aquellos atributos que lo caracterizan ecológicamente a un nivel de una comunidad, que a su vez esta comprendida por poblaciones de algunas o todas las especies que coexisten en un sitio (Noss, 1990). El nivel de comunidad del ecosistema de pastos marinos, en el Caribe colombiano, esta limitado por la dominancia de praderas monoespecíficas de Thalassia testidinium. No obstante, las poblaciones de esta especie cumplen con los requerimiento necesarios para ser utilizadas como indicador, puesto que es la especie más competitiva, predominante en praderas maduras, que contribuye con mas biomasa y área productiva de las praderas de fanerógamas, y además porque es particularmente sensible a impactos humanos (Durako et al, 1985; Carlson et al, 1999). De esta forma las variables demográficas y morfológicas; tales como la densidad de vástagos, biomasa foliar y área foliar serán empleadas para caracterizar estructuralmente las praderas de fanerógamas del país. Requerimientos específicos: Información

1. Densidad de vástagos (Numero de vástagos por m2) 2. El numero de hojas por vástago 3. Biomasa de cada hoja 4. La longitud de cada hoja (mm) 5. El ancho de la hoja (mm) 6. Clasificación del numero de hoja

Condiciones previas: - Extensión de la Pradera En campo a manera de verificación de la extensión estimada a partir de imágenes Landsat 7, se escogerán sitios en los limites del contorno de la pradera (o por lo menos de los identificados a la resolución de trabajo), para verificar la presencia de Thalassia. De no ser así, se hará un recorrido en sentido de la pradera para localizar geográficamente la posición del borde exterior de la pradera con ayuda de un GPS manual y una ecosonda portátil. En el caso de encontrar numerosos parches segregados, se verificara la especie dominante y en el caso de ser Thalassia se asumiera la pradera como la suma de las áreas de los parches dominados por esta especie y esta será el área objeto de estudio.

Desarrollo: Una vez en el sitio de muestreo y ubicado cada cuadrante, se debe contar el numero de vástagos y colectar al azar 10 de estos, rotulados y almacenados de forma independiente para los posteriores análisis en laboratorio. En el laboratorio, el material debe ser lavado con agua en una malla de 2 a 4 mm hasta retirar el exceso de sedimento. Luego las hojas de cada vástago deben ser contadas y separadas en 3 grupos: 1) hojas nuevas: ubicadas en la parte interna de la planta, son las hojas que emergen en el tiempo de marcaje, ellas son verdes y frescas y no tienen marcas, son típicamente cortas, redondas en el extremo apical y en la mitad. 2) hojas adyacentes (No. 2): adyacente a la hoja nueva sin o con pocos epifitos y 3) hojas opuestas (No. 3): ubicadas al lado opuesto de la No2 pero con epifitos. Las hojas 4 y 5, si están presentes, pueden ubicarse al lado y lado de la hoja 3 Después de la separación de la planta en varias partes y seguros de que cualquier remanente de sedimento ha sido removido, se tomaran las tres medidas morfométricas, empezando con las jóvenes hasta las más viejas: 1) Longitud de cada hoja, en cm, como la distancia desde la interfase vástago-hoja (verde-blanco) hasta el ápice de la hoja. 2) el ancho de la hoja, en mm, como el diámetro a la altura de 2 cm de la base de la hoja, y en plantas de menos de 2 cm en la parte media. Se debe anotar particularidades tales como, la aparición de hojas rotas o la forma del extremote cada hoja. Para la medida de biomasa se seguirá el método descrito por Ziemman (1974). Previo al pesaje de las hojas, es necesario remover lo epifitos, bien sea raspando con una cuchilla suave, ó dejando las hojas inmersas por 10 minutos en ácido fosforico al 10% o HCL al 10%, lavándolas luego con abundante agua para remover el ácido. Las hojas libres de epifitos se dejan por 5 minutos sobre un papel absorbente, y se pesan (Peso húmedo). Posteriormente, la hoja envuelta en papel aluminio, se pone a secar en una estufa a 60-90 ºC hasta peso constante, es decir dejarlas por varios días hasta que tengan un peso constante por mínimo de 12 horas. Luego se deben poner en un desecador o mantener fresca a 45 ºC antes de pesarlas (peso seco). Todas las medidas son expresadas en gramos de peso seco por metro cuadrado (g Ps/m2). Es importante anotar, que en los siguientes muestreos no seria necesario traer muestras a laboratorio. En ese caso, en campo se debe registrar además del numero de vástagos, para 5 vástagos escogidos al azar, se anota el numero de hojas por vástago, la longitud y el ancho de la hoja, estimando la biomasa a partir del calculo de los pesos húmedo y seco empleando la relación matemática entre la longitud y el peso de la hoja, calculada a partir del primer muestreo. Area Foliar En el Laboratorio los vástagos son lavados con agua dulce, se cortan las hojas desde el vástago con unas tijeras. Cada hoja debe ser medida empezando con las jóvenes hasta las más viejas. Las hojas jóvenes son típicamente cortas, muy verdes, redondas en el extremo apical y en la mitad. Las hojas 2 pueden ser jóvenes y son adyacentes a la hoja 1. Estas usualmente son verdes sin o con pocos epifitos pero mas larga que la hoja 1. Como las hojas son producidas alternativamente, la hoja 3 puede entonces ser opuesta de la lado a la 1 o 2. Las hojas 4 y 5 (si están presentes) pueden ubicarse al lado y lado de la hoja 3. La medida de longitud total de la hoja es la distancia desde la base hasta el extreme superior (cm). La medida del ancho de la hoja se hace a los 1 o 2 cm desde la base y se registra en mm. Si la hoja es menor de 2 cm en longitud, se mide en la mitad. También se debe registrar la distancia desde la base de la hoja hasta donde se registra los primeros epifitos (cm). Si los epifitos cubren toda la hoja entonces la distancia es cero. Después de las medidas y de raspar los epifitos ver si la hoja es amarilla o café y si esta completamente de epifitos Algoritmo:

a. Biomasa foliar Una de las principales medidas estructurales de una pradera es la estimación de la biomasa foliar, refiriéndose a la producción en g/m2 de material fotosintético de la pradera (hojas verdes libres de epifitos) (Wilzbach et al 1999). La biomasa foliar por cuadrante se calcula como el producto entre la densidad de vástagos, el numero de hojas promedio por vástago y el peso promedio de cada hoja de T. testidinium.

cccc hbdY **= Donde - Densidad de vástagos (d): Se refiere al numero promedio de vástagos por cuadrante (0,0625 m2). - Número de hojas promedio por vástago (h): Para 10 vástagos seleccionados al azar por estación, se contaran el número de hojas, y luego se sacara un promedio, con su respectiva desviación. - Peso promedio de una hoja (b): El peso de cada hoja será estimado a partir de la longitud de la hoja mediante la ecuación Ph= aLh

b . Para definir los parámetros de esta ecuación (intercepto y pendiente), se establece una regresión potencial entre la longitud total (x) y el peso húmedo ó seco libre de epifitos (y), discriminado por tipo de hoja. La estimación de la biomasa foliar para toda la pradera (YT) será igual a:

Tc

cT A

AY

Y *=

donde: AT es el área total de la pradera o del parche, Ac el área cubierta por los cuadrantes para cada estación, y Yc es la biomasa promedio por cuadrante, que se calcula así:

c

hbdY

c

iccc

c

∑== 1

**

donde c es el número de cuadrantes muestreados. La precisión de la estimación de la biomasa será cuantificada por el coeficiente de variación, mediante la formula (FAO, 1982):

%100*T

Y YSCV =

Donde S es la desviación estándar de las biomasas promedio, Yt es la estimación de la biomasa total de la pradera. Los límites de confianza de la estimación están dado por:

)05,0,1(*:ˆ−± nT t

cSYcY

La precisión estará sujeta al número de muestras (c) y a la complejidad estructural de la pradera, de tal manera que será mejor si se hace en praderas pequeñas y monoespecíficas, con una cobertura y densidad de vástagos homogénea.

b. Area Foliar Para determinar el área foliar de la pradera se hará uso del índice de área foliar. Este índice se calcula como el producto entre la longitud (cm) y el ancho (mm) de la hoja, ambas medidas sensibles a cambios ambientales generadores de estrés en la pradera. La comparación estadística entre sitios se hará a partir de los parámetros (intercepto y pendiente) del modelo de regresión lineal entre la longitud (x) y el ancho de la hoja (y): bLaA += y de la regresión potencial entre el peso y la longitud, de tal forma que los sitios serán clasificados según la siguiente escala: Pendiente Condición Longitud vs ancho Igual a 0 Crecimiento tiende a isométrico Menor que 0 Hojas delgadas pero largas Mayor a 0 Hojas anchas pero cortas Longitud vs Peso Igual a 3 Crecimiento simétrico Menor que 3 Hojas delgadas pero largas Mayor a 3 Hojas cortas pero pesadas La significancía estadística de este parámetro será evaluada mediante la ecuación:

)2(*1

1*2

−−−= nr

bSySxt

Contrastado con el valor en la distribución t con (n-2) grados de libertad y α de error. Observaciones:

- Construcción de curvas de funcionamiento que permitan establecer la dilección y magnitud de los cambios que se suceden en la biomasa foliar y el área foliar en relación con la frecuencia e intensidad de actividades humanas.

- Evaluar la variación temporal de las variables demográficas y morfométricas de las poblaciones de Thalassia.

- Evaluar los cambios que se suceden en estas variables debido al estrés generado por factores ambientales esporádicos (huracanes, mares de leva, etc).

Formato de registro Sitio Estación No. Fecha

Cuadrante Vástago #hojas/vas. Tipo hoja Longitud (cm)

Ancho (mm)

Peso (mg)


Protocolo: CONSERVACION DE PASTOS MARINOS Proceso: Valoración Del Estado De Salud Términos y definiciones: Se define como estado de salud a la ausencia u ocurrencia de condiciones de deterioro como respuesta de un ecosistema, asociadas por repetición, ante estímulos externos de origen natural o antropico (modificado de William y Bunkley-Williams, 1988). De acuerdo con esta definición, el estado de salud de una pradera de pastos marinos estará determinado por las condiciones de deterioro y por la carga de epifitos, dado que la macrofauna asociada a las praderas de fanerógamas es reconocida como indicador de efectos de contaminación Las condiciones de deterioro pueden ser de dos tipos: a) Signos: Características observables en el tejido vegetal (emergido) que indica la presencia o acción de un agente de deterioro y/o b) Agente: son los elementos causantes de deterioro y por lo tanto de signos en el tejido de la planta. En lo relacionado con praderas de pastos marinos, existe poca documentación acerca de enfermedades, signos o agentes de deterioro, razón por la cual, para el presente trabajo se adopta el marco conceptual de condiciones de deterioro para áreas coralinas descrito por Barrios (2000). En dicho trabajo se establecen ocho categorías de condiciones deterioro, a saber:

9. Praderas sanas: sin signos de deterioro. 10. Mortalidad: se refiere a la pérdida del tejido vivo de la planta en un área dada. Es decir a la

ocurrencia de cicatrices en los vástagos que han dejado las hojas perdidas, la presencia de lunares de sedimento en el interior del parche, de hojas parcial o totalmente necrosadas.

11. Invasiones: recubrimiento del tejido de las hojas o vástagos por otros organismos, tales como algas (comunes las algas rojas costrosas), esponjas, etc.

12. Agresiones por organismos móviles: refiriéndose al deterioro causado por el movimiento de organismos móviles: Entre esta categoría se incluye la depredación, es decir perdida del tejido vivo (hojas, vástagos o rizomas) para alimentación, por parte de peces, erizos, gasterópodos, poliquetos, etc.

13. Agresión por organismos sesiles: donde los daños son por vías químicas, diferente a las invasiones, puesto que solo el contacto genera deterioro, no el recubrimiento o el ahogamiento. Ejemplo: agresión por esponjas, tunicados, esponjas escavantes y por algas.

14. Signos causados por agentes físicos: no se reconoce al agente causante, pero se identifica el daño. Por ejemplo, las cicatrices de artes de pesca arrastreras o de dragados, cicatrices de las propelas de las embarcaciones, los lunares de sedimento, los rayones o raspaduras en las hojas, la fragmentación, etc

15. Enfermedades En general, se define enfermedad como cualquier desorden de las funciones vitales, ya sea a nivel de órganos, sistemas o funciones corporales globales (Peters, 1997). En la actualidad, se reconocen los signos de las enfermedades producidas por hongo Labyrinthula que se hace evidente cuando aparecen bandas largas oscuras o lesiones sobre las hojas de Thalassia, debido a el bloqueo de la fotosíntesis cuando ellos están sobre toda la superficie de la hoja , Blakesley et al, 1998. y por el hisopado Limnora simulata que deja a su paso bordes café en las hojas y lesiones internas decolorando la hoja de Thalassia (reportado en las praderas del Caribe Mexicano) (Van Tussenbroek com. Per.).

Las enfermedades pueden ser caracterizadas por un grupo identificable de signos (anomalías observables que indican la presencia de la enfermedad y que pueden incluir alteraciones estructurales,

similar a los síntomas humanos, o por la ocurrencia del agente causal o etiológico. En los ecosistemas marinos, las enfermedades pueden ser de origen biótico o abiótico. Las de origen abiótico son aquellos desordenes estructurales que resultan solamente de exposición a factores de estrés ambiental, como un cambio en las condiciones físicas (salinidad, temperatura, intensidad lumínica, exposición al oleaje, sedimentación, concentración de oxigeno, corrientes) o exposición a sustancias químicas tóxicas (metales pesados o sustancias orgánicas como aceites y pesticidas). Las enfermedades bióticas, son aquellas en las que el agente causal es un organismo vivo, como por ejemplo un parásito y se diferencian de las abióticas porque usualmente se desarrollan en un lugar especifico (Peters, 1997). Los parásitos se denominan patógenos cuando causan enfermedades infecciosas y muerte al hospedero, pero no todos los parásitos causan la muerte de su hospedero Sin embargo se puede evidenciar dos estados: un estado previo a la aparición de signos de lesión, durante el cual la enfermedad se propaga pero no produce efectos evidentes, seguido por un estado de infección evidente o clínica, cuando aparecen signos (Myrvik et al, 1977). Aunque la enfermedades pueden ser de origen biótico o abiótico, pueden estar relacionadas de tal forma que un patógeno puede causar daño, si el hospedero esta estresado por un factor abiótico o biótico. De esta manera, las enfermedades se presentan como el resultado de interacciones entre hospederos susceptibles, un patógeno y una condición ambiental prevaleciente. La fuerza o intensidad de una enfermedad estará directamente relacionada con el grado de interacción que se presente entre estos factores. Ejemplo de ello es la incidencia del hongo Labyrunthula sobre las praderas de Fanerógamas de la Florida, que las bajas en la salinidad lo inhibe. Numeroso factores ambientales pueden estresar las praderas de Thalassia interactuando para hacerla mas susceptible a enfermedades o para ocasionar la muerte de las plantas. Las altas salinidades y temperaturas, los elevados niveles de sedimentos sulfhídricos, la eutrofización, la proliferación del hongo patógeno Labyrinthula y el sobredesarrollo de las comunidades fitoplanctónicas y macroalgales, relacionados con el efecto de disminución de luz, pueden ser agentes deteriorantes de este ecosistema marino (Blakesley et al (sin año). Carga de epifitos Al parecer, la diversidad fáustica que albergan las praderas está relacionada estrechamente con la estructura fenológica de las mismas, y puede ser especifica para algunas praderas y/o diferir enormemente entre áreas cercanas geográficamente. De acuerdo con Laverde-Castillo (1992), el patrón de distribución y las características estructurales de las plantas deben ser tenidos en cuenta al evaluar la abundancia y diversidad de la fauna presente en las praderas. La comunidad de macrofauna asociada a las praderas de Thalassia esta conformada por moluscos, crustáceos, peces, esponjas, cnidarios, equinodermos, poliquetos y tunicados. En las praderas del Caribe colombiano esta macrofauna se asocia en dos grupos, mostrando una mayor riqueza y abundancia de especies en las praderas de la Guajira, generalmente localizadas en sedimento de origen rocoso, litoclástico o litobioclástico, encontrando solo dos especies generalistas el erizo Lytechinus variegatus y el pez loro Sparisoma radians La carga de epifitos de una pradera es dependiente además de los factores estructurales de la pradera tales como la cobertura de pastos, la longitud de las hojas, el mosaicismos (influencia por otros biotopos), de la turbidez y la profundidad. Aunado a lo anterior, la carga de epifitos se ve favorecida por los procesos de eutroficación de los cuerpos de aguas, como consecuencia de la disminución lumínica ocasionada por los aportes de materia orgánica (Ziemman, 1975). De esta forma la carga de epifitos es una manifestación o síntoma de la condición de estrés en la que se encuentran las praderas de fanerógamas, Requerimientos específicos: Información: Elaborar unas fichas taxonómicas de reconocimiento visual.

Hacer conteos de individuos a nivel de género o familia.

Cobertura en área de agente de deterioro. Presencia de signos o agentes de deterioro Cobertura de epifitos

Condiciones previas: El registro en una escala relativa del grado de intervención antrópica sobre las praderas asociadas (Diaz et al, en prep.) Tabla 3. Escala de valoración del grado de intervención antrópico sobre las praderas de fanerógamas.

Atributos ambientales Escala del grado de intervención Influencia de actividades humanas -Turismo - Explotación pesquera -Actividades náuticas Presencia y tipo de basuras Descarga de aguas: - Servida y/o contaminantes - Continentales Poblaciones adyacentes Turbidez

0 = no hay intervención 1 = intervención muy baja 2 = intervención baja 3 = intervención media 4 = intervención alta 5 = intervención muy alta o importante

Desarrollo: a. Condiciones de deterioro En cada estación, mediante el método de censos visuales, en un área de 30 m2 delimitada por un transecto se hará previo a la cosecha de vástagos, una inspección visual de las condiciones de deterioro, y su cobertura. A si mismo se hará una revisión de las hojas colectadas. Anotando la frecuencia de aparición de cada condición de deterioro. La frecuencia de aparición de cada condición de deterioro, será registrada como la presencia o ausencia en una escala de baja (<30 cobertura del transecto), media (30-75%) y alta (>75% de cobertura) cobertura del transecto, asignando puntajes de 1, 3 y 5 respectivamente, y cero cuando esta ausente. Las condiciones de deterioro en las hojas de Thalassia serán registradas de la siguiente manera:

Condición Características Bajo (1)

Medio (3)

Alto (5)

Parche sano Hojas verdes, sin epifitos y limpias Perdida del tejido vivo de la planta. Areas de la pradera con hojas muertas que se reconocen por su coloración café

Mortalidad

Lunares de sedimento al interior de los parches Cobertura de Algas rojas costrosas Cobertura de Hidroides

Invasiones

Cobertura de Tunicados (familia Clavelinidae) Agresiones por organismos móviles

Frecuencia de aparición y abundancia de organismos herbívoros: Gasterópodos, Moluscos y Equinodermos (erizos, L. variegatus, Echinometra lucunter, Tripneustes ventricosus), peces (S. radians y A. chrirurgus)

Agresión por organismos sesiles

Cobertura de esponjas: Hyatella cavernosa

Presencia de lunares negros en las hojas Presencia de Banda café: delgada banda café a lo largo de las hojas (ocasionada por el hongo Labyrinthula)

Signos generales de deterioro

Lesiones en las hojas Cicatrices de arrastres o dragados Cicatrices de las propelas (lugares de podas)

Masa de hojas viejas flotantes: Perdida de hojas viejas (por vientos, mares de leva, etc)

Signos causados por agentes físicos

Rayones o raspaduras en las hojas b. Carga de epifitos La carga de epifitos será cuantificada como el porcentaje del área de la hoja ocupada por los epifitos, y el porcentaje en peso de los epifitos, de la siguiente manera:

%100*LhLeCe =

y %100*PhPeCe =

Donde Le es la longitud de la hoja ocupada por los epifitos y Lh es la longitud total de las hojas. Pe es el peso de los epifitos y Ph el peso de la hoja. Para muestreos posteriores, la información será asignada en campo usando las categorías descritas por Wilzbach et al (1999): 0-5% sin epifitos, 25-50% moderado, 50-75% alto epifítismo, >75% fuertemente epifitada. Algoritmo: La frecuencia de cada categoría para la condición de deterioro correspondiente, serán consignadas en tablas de frecuencia. La hipótesis de independencia entre la ocurrencia de una condición de deterioro y el sitio o pradera será contrastada mediante la prueba G (Zar, 1994). Observaciones:

- Validar y calibrar las curvas de funcionamiento para establecer los puntajes correspondientes en el IBIF


Protocolo: CONSERVACION DE PASTOS MARINOS Proceso: Valoración del Funcionamiento Términos y definiciones: La productividad de una pradera de fanerógamas es entendida como la cantidad de nuevo material que produce la pradera por unidad de área por día, es decir la sumatoria de la biomasa nueva correspondiente a la aparición de hojas nuevas, más la biomasa que han aumentado las hojas ya existentes, en un tiempo dado, relativo al área de l parche. De esta forma la tasa de renovación puede ser interpretada como la cantidad de planta producida por unidad de la planta, de tal manera que se expresa en términos de proporción la cantidad de planta presente que potencialmente es reemplazada cada día. Requerimientos específicos: Información: Peso de las hojas nuevas (Whn) Peso de la fracción que crecieron las hojas viejas (Whv) Numero de vástagos por cuadrante Tiempo transcurrido Area de la pradera Condición Previa Clasificación de las hojas: Las hojas son separadas en 3 grupos 1) hojas nuevas: son las hojas que emergen en el tiempo de marcaje, ellas son verdes y frescas y no tienen marcas. 2) Hojas viejas que son las hojas 2 y 3, o si las hay hasta la 5. Es importante anotar si están completas, pues la rotas no es recomendable incluirlas. Remoción de epifitos: Previo al pesaje de las hojas, es necesario remover lo epifitos, bien sea raspando con una cuchilla suave, ó dejando las hojas inmersas por 10 minutos en ácido fosfórico al 10% o HCL al 10%, lavándolas luego con abundante agua para remover el ácido. Desarrollo: Para la medida de productividad y biomasa se seguirá el método descrito por Ziemman (1974). El primer día de muestreo, una vez en la estación de muestreo, se ubica y marca cada cuadrante, contando el número de vástagos. Se seleccionan al azar 5 vástagos frondosos por cuadrante, y a cada hoja se le hace una marcar con una sacahuecos, al nivel de la interfase verde-blanco, o de la superficie del sedimento. Las hojas marcadas pueden dejarse por 4 o 5 días (tiempo de salida de campo). Luego el vástago es arrancado y almacenado en bolsas plásticas para ser llevado al laboratorio. En el laboratorio, el material debe ser lavado con agua en una malla de 2 a 4 mm hasta retirar el exceso de sedimento. Luego las hojas de cada vástago deben ser contadas y separadas en 3 grupos: 1) hojas nuevas: ubicadas en la parte interna de la planta, son las hojas que emergen en el tiempo de marcaje, ellas son verdes y frescas y no tienen marcas, son típicamente cortas, redondas en el extremo apical y en la mitad. 2) hojas adyacentes (No. 2): adyacente a la hoja nueva sin o con pocos epifitos y 3) hojas opuestas (No. 3): ubicadas al lado opuesto de la No2 pero con epifitos. Las hojas 4 y 5, si están presentes, pueden ubicarse al lado y lado de la hoja 3

Las hojas libres de epifitos se deja por 5 minutos sobre un papel absorbente, y se pesan (Peso húmedo). Posteriormente, la hoja envuelta en papel aluminio, se pone a secar en una estufa a 60-90 ºC hasta peso constante, es decir dejarlas por varios días hasta que tengan un peso constante por mínimo de 12 horas. Luego se deben poner en un desecador o mantener fresca a 45 ºC antes de pesarlas (peso seco). Es importante anotar, que en los siguientes muestreos no seria necesario traer muestras a laboratorio. En ese caso, en campo se debe registrar además del numero de vástagos, para 5 vástagos escogidos al azar, se anota el numero de hojas por vástago, la longitud y el ancho de la hoja, estimando el peso húmedo y seco a partir de la relación matemática entre la longitud y el peso de la hoja, calculada a partir del primer muestreo. Algoritmo: a. Productividad La productividad por área es entendida como la biomasa nueva (bien sea por la aparición de nuevas hojas o por el crecimiento de las viejas) que produce la pradera por unidad de área por día. La productividad promedio por cuadrante será calculada de la siguiente manera:

m

thvhn

VV

dWW

Pd##

*#+

=

Donde: Whn es el peso de las hojas nuevas, Whv es el peso de la fracción que crecieron las hojas viejas. #d es el numero de días y #Vt es el numero de vástagos total por cuadrante y #Vm es el numero de vástago muestreados por cuadrante. La productividad de la pradera estará dada por:

AcAtdPPT *=

Donde Pd es la productividad diaria promedio por cuadrante At es el área total de la pradera y Ac es el área del cuadrante. b. Tasa de renovación Refiriéndose a la cantidad de planta productividad por unidad de la planta, expresada como el porcentaje de la planta presente que es remplazada cada día, estimada mediante la siguiente ecuación:

%100*)( 321 WWW

dPTr++

=

Formato de registro

Sitio Fecha

Estación Días transcurridos

Cuadrante #Vástago/cuad Tipo hoja Peso (mg)

Peso fracción nueva


Protocolo: CONSERVACION DE PASTOS MARINOS Proceso: Calculo de la Integridad Biológica IBIF Términos y definiciones: Karr y Dudley (1981) argumentan que la integridad biológica es la capacidad para soportar y mantener “una comunidad de organismos balanceada, integrada y adaptada” con una composición y diversidad de especies, así como una organización funcional comparable a las comunidades que habitan en ecosistemas sin perturbación antrópica. Un sistema es biológicamente saludable cuando su potencial inherente es realizable, su condición es estable, su capacidad de resiliencia se mantiene, y requiere el mínimo de esfuerzo externo para mantenerse (Karr et al, 1986). El índice de integridad biológica IBI es una aproximación multivariada (multimétrica) a la condición de un ecosistema, comunidad y/o población en particular, puesto que tiene en cuenta la complejidad de los sistemas biológicos, así como la diversidad de factores de origen antro pico y biótico que lo afectan, para determinar el estado de conservación de un lugar de interés. Para el procesamiento e interpretación del IBI es preciso seleccionar métricas (variables), simples o índices, que califiquen el cambio o perturbación de un ecosistemas por un factor determinado, es decir que pruebe la relación causa-efecto entre la condición de un ecosistema y la influencia de las actividades humanas. A la valoración de cada métrica, se le debe asignar un puntaje entre 5, 3 y 1, que corresponde a una escala que valora el deterioro respecto a lo observado en sitio de referencia (sin perturbar). De esta forma, el puntaje de 1 se le asignara aquellos lugares donde el valor estimado para la métrica en cuestión difiera significativamente del observado en el sitio de referencia, y el puntaje 5 cuando los valores sean significativamente similares a los valores del sitio de referencia. De esta forma, el IBI resume la condición de un ecosistema en un solo número, que contrastado con el grado de influencia humano permite orientar el proceso de manejo o de conservación de los ecosistemas.

Requerimientos específicos: Información: Selección de sitios de referencia

Valorar las diferentes métricas en los sitios de regencia Asignar puntajes

Condiciones previas:

• Definición de categorías para la clasificación de las praderas de fanerógamas de acuerdo con la estructura y el tipo de sedimento.

• Definir la escala de puntajes correspondiente a cada métrica Desarrollo: Idealmente, el IBI fue diseñado para la evaluación de estado calificándolo en relación a un sitio de referencia, es decir sin o con mínima perturbación antrópica. Sin embargo, y atendiendo a las características estructurales de las praderas, es mejor calificar el estado a partir de los cambios que se dan en los valores de las diferentes variables estructurales respecto a una linea base, que en este caso serian los resultados arrojados por el Proyecto de Pastos marinos del Caribe (Diaz, et al, 2001).

De esta manera, a los cambios en los valores de cada variable respecto a la línea base se les asignaran puntajes en el IBI F entre 5, 3 y 1, correspondiendo el 5 a un estado conservado y el 1 a un estado de deterioro. Teniendo en cuenta los puntajes correspondientes del IBIF para cada una de las variables, se tiene como puntaje mínimo para la pradera de fanerógamas más deteriorada el valor de 6, mientras que la pradera en mejores condiciones obtendrá un valor máximo de 30. Para efectos finales del veredicto se tendrá en cuenta la siguiente clasificación, con la cual se presentarán los veredictos finales para cada pradera evaluada: Tabla 2.

Atributo Variable Rango de cambio Puntaje IBIF

B ≤ 50% 1 10%≤ B ≤ 50% 3

Biomasa Foliar

Disminución B≤10% 5

Disminución del área foliar ≥ 50% y disminución de la tasa de cambio L-A **

1

Disminución del área foliar en un 30% y disminución de la tasa de cambio L-A **

3

Estructura

Area Foliar

Se mantiene el área foliar, y las tasas de cambio y L-A

5

Presencia de al menos una condición de deterioro con frecuencia promedio alta (>75% de cobertura)

1

Presencia de una sola condición de deterioro con frecuencia promedio media (30-75%)

3

Condiciones de deterioro de origen humano (presencia y frecuencia)

Ausencia de condiciones de deterioro 5 Aumento en Ce < 30%, Ae ≥75% 1 10%≤ Ce ≤ 30%, 25%≤ Ae < 75% 3

Salud

Carga de epifitos (%)

Disminución Ce<10%, Ae<5% 5 Disminuye P ≤ 40% 1 10% P ≤ 40% 3

Productividad (%)

Aumenta 5 Aumenta P≤ 60% 1 10%< Tr < 60% 3

Funcionamiento

Tasa de renovación (%)

No aumenta 5 Algoritmo:

∑∑= =

=m

i

v

jmvF XIBI

1 1 Donde: Xmv: corresponde a los puntajes de cada variable por métrica. Ejemplo: Con base en los resultados estructurales y de productividad obtenidos en el proyecto de Pastos marinos de Colombia (Díaz, et al, 2002) existe la siguiente aproximación para la clasificación de las praderas de Colombia a partir de los puntajes de IBI.

Tabla 2. Escala de clasificación de la condición ecológica de las praderas de fanerógamas con base en el puntaje total del índice de integridad biológica IBI.


ecológica Color

(Salida gráfica)

Condiciones

28 a 30 Excelente 5 Integridad biológica de la pradera es similar a áreas sin perturbación antrópica. La pradera de T. testidinium se distribuye homogéneamente y sostiene una carga de epifitos balanceada, con bajas señales de mortalidad y signos de deterioro

21 a 27 Buena 4 Baja diversidad de algas y epifitos. 14 a 20 Aceptable 3 Disminuye la productividad y aumenta la tasa de

renovación. 7 a 13 En riesgo 2 Signos de deterioro son más conspicuos, combinado

con una baja productividad y área foliar 6 Deteriorado 1 Alto grado de epífitismo de baja diversidad, alto grado

de fragmentación, bajo crecimiento, predominancia de signos de deterioro, alta diversidad de algas

Observaciones:

- Calibrar mediante curvas de funcionamiento la escala de asignación de puntajes en el IBIF


INVEMAR


EN DESARROLLO

Protocolo: ESTADO DE CONSERVACION DE BOSQUES DE MANGLAR Objetivo: Evaluar el estado de conservación de los bosques de manglar mediante la calificación de la integridad biológica de los bosques de manglar, a partir de medidas directas en campo en un tiempo dado respecto a una línea base. Alcance: Aplicable a áreas de referencia y control: Caribe: Ciénaga Grande de Santa Marta

Golfo de Morrosquillo Ciénaga de la Virgen – Bolívar Bahía de Cispatá Golfo de Urabá

Pacifico: Departamento del Choco Departamento del Valle de Cauca Departamento del Cauca Departamento de Nariño

Escala de Trabajo: Trabajo de campo (1:1)

Geográfica: 1:100.000 y 1:50:000 Formato de salida: Mapa temático de estado ecológico de los bosques de manglar expresado

en un escala relativa de calificación del IBIM ajustada al sistema semáforo. Grafico multitemporal comparativo de áreas respecto a áreas de

referencia Requerimientos:

Información: Datos de campo, relativos a estructura, salud y funcionamiento de los

bosques. Imágenes Landsat ETM actual e históricas

Mapas de extensión de bosques de manglar de Colombia base Cartografía temática resultante del indicador de extensión y vitalidad de ecosistemas marinos.

Software: Acess, Statgraphics, Sistat y Excel

Personal: Biólogo experto en ecología de ecosistemas de manglar

Experto en indicadores de integridad biológica.

Apoyo: Universidades, CAR, UAESPNN, Centros de investigación marinos y costeros

Equipos y Materiales: Clinómetros

GPS Brújulas Cámara fotográfica Decámetros Cintas diamétricas 4000 Tags Puntillas Martillos Bolsas y Bolsas ziplot 1 bandeja profunda Papel aluminio Banderitas de marcaje Estufa con temperaturas entre 45, 60, o 90 ºC Balanza analítica.


Objetivo Calificar el estado de los

bosques de manglar

Línea Base

Estado en un Tiempo de referencia

Cartografía Base

Diseño muestral

Levantamiento de Información

Selección de sitios de referencia

Numero de Estaciones

IBIM

Estructura ICH

Salud

IVI

Enfermedades

Funcionamiento

Selección unidad Muestral

Selección de Estaciones

Condiciones de deterioro

Reclutamiento

Cartografía Temática

Análisis Estadístico

Validación de la Escala de

Calificación

Interpretación

Recomendaciones:

• Contar con personal calificado para el levantamiento de información en campo y para el procesamiento e interpretación de la misma

• Cumplir con una fase de implementación para establecer la escala de calificación del IBIM • Establecer escala de valoración de IBI discriminando para los bosques de manglar del Caribe

respecto a los del Pacifico • Estandarización y normalización de la información existente en las diferentes Instituciones

públicas y privadas. • Aprovechar las series de datos del Ministerio y de los monitoreos de la CGSM para proceder a la

fase de validación y calibración del indicador • Fortalecer convenios con otras entidades para asegurar la toma de datos ininterrumpida cada

año. Bibliografía relacionada Casas-Monroy O., F. Daza y H. Rodríguez. 2001 Capítulo Manglares en: Plan de seguimiento y monitoreo de la zona deltaíco-estuarina del río Sinú. INVEMAR-URRÁ. 525 P. CARICOMP. 2001. Methods manual, levels 1 and 2. Manual of methods for mapping and monitoring of physical and biological parameters in the coastal zone of the Caribbean http://isis.uwimona.edu.jm/centres/cms/caricomp/methods_manual.html Consultado en noviembre de 2002. Cintrón G., C. Goenaga y A. E. Lugo. 1978. Observaciones sobre el desarrollo del manglar en costas áridas. 18-32 p. En: Estudio científico e impacto humano en el ecosistema de manglar. UNESCO. Montevideo. Clarke, P. J. y P. J. Myerscough. 1993. The intertidal distribution of the grey mangrove Avicennia germinans in southeastern Australia; the effects of physical conditions, interspecific competition and predation on establishment and survival. Aust. J. Ecol. 18: 325-344. Karr, J. 1991. Biology Integrity: a long-neglected aspect of water resource management. Ecological application 1(1):66-84 p. Lacerda, L. D., J. E. Conde, C. Alarcón, R. Álvarez-León, P. R. Bacon, L. D’Croz, B. Kjerfve, J. Polanía y M. Vanucci. 1993. Ecosistemas de manglar de América Latina y el Caribe: sinopsis. P. 1-38. En: Conservación y aprovechamiento sostenible de bosques de manglar en las regiones de América Latina y Africa. Proyecto ITTO/ ISME PD114/90 (F). Informe Final, volumen 2. 256 p. Mckee, K. 1995. Seedling recruitment patterns in a Belizean mangrove forest: effects of establishment ability and physico-chemical factors. Oecologia 101: 448-460 Odum, E. 1983. Ecología. Tercera edición. Interamericana. México D. F. 639 p. Pinto-Nolla, F., G. Naranjo-González y J. Hernández-Camacho. 1995. Influencia del hábitat en la morfometría y morfología del “Mangle salado” Avicennia germinans (L.) L. (avicenniaceae) en el litoral Caribe colombiano. Rev. Acad. Colomb. Cienc. 29(74): 481-497 Sánchez-Páez, H., R. Alvarez-León (eds). 1997a. Diagnóstico y zonificación preliminar de los manglares del Caribe de Colombia. Proy. PD171/91 Rev. (F) Fase 1 Conservación y Manejo para el Uso Múltiple y el Desarrollo de los Manglares en Colombia, MinAmbiente / OIMT. Santa Fe de Bogotá D.C. Colombia. 511 p.

Sánchez-Páez, H., R. Alvarez-León (eds). 1997b. Diagnóstico y zonificación preliminar de los manglares del Pacífico de Colombia. MinAmbiente / OIMT. Santa Fe de Bogotá D.C. Colombia. 343 p. Sánchez-Páez, H. y R. Alvarez-León (eds). 2000. Lineamientos estratégicos para la conservación y uso sostenible de los manglares de Colombia. Proy. PD 171/91 Rev. 2 (F) Fase II (Etapa II). Conservación y Manejo para el Uso Múltiple y el Desarrollo de los Manglares de Colombia, MINAMBIENTE/ OIMT. Santafé de Bogotá D.C., Colombia. 81 p. Soto, R. 1988. Geometry, biomass allocation and leaf life-span of Avicennia germinans (L.) L. (avicenniaceae) a long a salinity gradient in Salinas Puntarenas, Costa rica. Rev. Biol. Trp. 36(2A): 309-323 p. Soto, R. y L. F. Corrales. 1987. Variación de algunas características foliares de Avicennia germinans (L.) L. (avicenniaceae) en un gradiente climático y de salinidad. Rev. Biol. Trop. 35(2):245-256 p. Soto, R. y J. A. Jiménez. 1982. Análisis fisonómico del manglar de Puerto Soley, La Cruz Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 30: 161-168. Tomlinson, P. B. 1986. The botany of mangroves. Cambridge University Press. Cambridge. Rivera-Monroy, V. H., J. E. Mancera-Pineda, R. R. Twilley, O. Casas-Monroy, E. Castañeda-Moya, J. Restrepo, F. Daza-Monroy, L. V. Perdomo-Trujillo, S. P. Reyes-Forero, E. Campos, M. Villamil y F. Pinto-Nolla. 2001. Estructura y función de un ecosistema de manglar a lo largo de una trayectoria de restauración: el caso de la Región Ciénaga Grande de Santa Marta. Contrato 429-97 MinAmbiente/ INVEMAR/ COLCIENCIAS/ University of Louisiana at Lafayette/ Instituto de Investigaciones Marinas y Costeras “José Vives D’Andreis”. Santa Marta, Magdalena Informe Final, 244 p.


Protocolo: Estado de conservación de bosques de Manglar Proceso: Estrategia de muestreo Requerimientos específicos Información: Definición a priori de estaciones

Determinar o estimar, a partir del índice de vegetación, la clasificación de unidades de Paisaje que componen cada área coralina.

Determinar el valor medio de DN para las estaciones propuestas La varianza de DN Cartografía base: La estrategia de muestreo, específicamente la selección de los sitios de referencia y de estaciones, así como el tamaño y número de muestras serán definidos con base en la cartografía temática existente en sala SIG de INVEMAR a escala nacional (1:100.000) y regional (1:50.000), así como de la interpretación visual y digital de las imágenes Landsat TM actuales. Condiciones previas: El proceso de selección de sitios de muestreo requiere de la cartografía resultante del indicador de extensión y vitalidad de áreas coralinas, obtenido a partir de imágenes Landsat. Por otro lado, para establecer el número óptimo de unidades muestrales (estaciones) por bosque de manglar es preciso determinar a priori algunos estimativos estadísticos acerca de los atributos estructurales de cada bosque, tales como extensión, NDVI y valor digital promedio por unidad de manglar. Desarrollo La selección de los sitios y el número de estaciones en cada sector se planificará para cumplir simultáneamente con dos objetivos: 1) la verificación de los indicadores de extensión, estado y vitalidad determinados por sensor remoto y 2) el levantamiento de información para los indicadores de estado, estructura, salud y funcionamiento. En primera instancia, es importante recopilar la información secundaria de los bosques de manglar que permita tener una idea general de sus características y condiciones, y facilitar así el trabajo en el campo y la selección de las estaciones. Los lugares para establecer las estaciones de monitoreo deben ser representativos del ambiente local, representar la diversidad de unidades de paisaje existentes, y en lo posible estar localizadas en áreas que se consideran de alta presión por actividades humanas y en áreas conservadas. Aunado a lo anterior, con base en la interpretación visual y digital de las imágenes multiespectrales del área de interés y luego de una clasificación preliminar, se determinará el área de bosque de manglar más probable, su extensión y localización geográfica. A partir de esta información, se identificaran las unidades de paisaje (áreas homogéneas visualmente) que corresponde al conjunto de cuadriculas (30*30 m2) con igual valor digital (DN). Luego de contar con el mosaico, se determinará mediante la ecuación de poblaciones finitas (ver algoritmos) el numero optimo de cuadriculas (estaciones) a muestrear, total y por unidad de paisaje. Este numero óptimo de cuadriculas a muestrear será distribuido entre las unidad de

paisaje existentes con base en la proporción de su área respecto al área total del bosque del manglar, o del numero de cuadriculas de cada unidad de paisaje respecto al numero de cuadriculas total. De esta forma a campo se llega con una plantilla de puntos a muestrear georeferenciados a partir de la cartografía resultante del indicador de densidad y vitalidad. Instalación de estaciones permanentes Una vez definido el sitio estación de acuerdo a los anteriores criterios, se trazará a partir de la línea de costa, perpendicular al cuerpo de agua, un transecto lineal de 100 m de longitud o hasta el borde exterior de la franja de manglar. El rumbo de los transectos será determinado con una brújula. Sobre cada transecto se marcaron parcelas de 100 m2, dispuestas sobre la línea del transecto y separadas cada 10 m (Figura 1).

BOSQUE DE MANGLE

CUERPO DE AGUA

10 m Parcelas de muestreo

100 m

Figura 1. Trazado del transecto y disposición de las parcelas de muestreo. Tiempo y frecuencia Las variables estructurales, de salud y funcionamiento serán tomadas una vez al año en cada sitio de muestreo, durante la época climática de transición (mayo-septiembre). Sin embargo, es recomendable tomar registros de las variables salinidad intersticial y el reclutamiento durante las épocas de agua altas y aguas bajas (INVEMAR-URRÁ, 2001). Algoritmo: El numero optimo de estaciones por bosque de manglar en las áreas de referencia será determinado mediante la ecuación para poblaciones finitas (FAO, 1982), utilizando los valores digitales (DN) que registra cada banda en la imagen multiespectral de interés, clasificada a priori mediante el indicador extensión de ecosistemas marinos.

2

2

)ˆ()(

)ˆ()(*

+

=

xCVxCVA

xCVxCVA

n

p

p

Donde Ap es el área o extensión del bosque de manglar en Km2. CV(x) es el coeficiente de variación de DN en el área más probable de manglar y CV(x) es el coeficiente de variación asumido como el grado de precisión de trabajo (15%).

PROYECTO INDICADORES DE LÍNEA BASE

PROTOCOLOS DE MONITOREO

Protocolo: Estado de Conservación de bosques de Manglar Proceso: Valoración de la estructura de los bosques de manglar Términos y definiciones: La valoración de la estructura de los bosques de manglar se hará con base en el índice de valor de importancia IVI y el índice de complejidad de Holdridge (ICH). El índice de valor de importancia IVI, es una expresión compuesta de la estructura y composición de un bosque de manglar. Este índice pondera las variables densidad, frecuencia y dominancia por especie para cada estación. La composición es la identidad de cada una de las especies de manglar que aportan a la variable de extensión del bosque de manglar. En los bosque de Colombia dominan cinco especies: Rhizophora mangle que alcanza un desarrollo óptimo en zonas ribereñas y con altos niveles de inundación, mientras que Laguncularia racemosa, Avicennia germinans, Pelliciera rhizophorae y Conocarpus erectus lo hacen hacia el interior de los bosques en zonas elevadas El índice de complejidad de Holdridge permite estimar el grado de desarrollo del bosque, lo cual puede ser interpretado como su nivel de conservación, considerando que un bosque con buenos niveles de desarrollo cuenta con los requerimientos necesarios, mientras que uno que no lo hace puede suponerse sometido a condiciones desfavorables para ello. Por tratarse de un índice que mide variables estructurales (relacionada con los componentes tridimensionales del manglar) a partir de cierto tamaño de árboles, no tiene en cuenta algunos procesos de regeneración en su estadio de sucesión temprano (árboles pequeños). Para sopesar los problemas relacionados con la exclusión de los estadios tempranos de sucesión y regeneración natural, se propone una modificación al índice que consiste en incluir árboles a partir de 2,5 cm de diámetro a la altura del pecho (DAP), en vez de a partir de 10 cm de diámetro (como originalmente está planteado). Requerimientos específicos: Información: Composición por especies

Numero de árboles por especie Altura promedio de los árboles

Longitud de la cadena Area basal promedio Condiciones previas: Idealmente se requieren series de tiempo para establecer el rango natural de variación del ICH y del IVI para la calibración y validación de estas variables.

Desarrollo: Una vez establecida la parcela se contaran todos los árboles y se registrarán las especies. A los árboles de 2,5 cm o de más altura se les medirá el DAP (diámetro a la altura del pecho), con una cinta diamétrica y la altura total mediante un clinómetro. Cada uno de los árboles medidos será marcado con un número impreso en una placa de aluminio (TAG), ubicado a una altura de 1,30 m (Avicennia germinans, Laguncularia racemosa, Conocarpus erectus, Pelliciera rhizophorae) o por encima de la última raíz fúlcrea para el caso de las especies del género Rhizophora (Cintrón y Schaeffer, 1984). Raíz fúlcrea: ramificación radicular de sostén, presentes en los individuos del género Rhizophora. Algoritmo: Indice de Valor de Importancia Area basal Es la superficie de la sección transversal de un tronco a determinada altura del suelo. El área basal se calcula a partir del diámetro medido a la altura del pecho DAP multiplicado por la constante (∏/4):

00007854.0*2DAPAB = Donde: AB área basal en m2. DAP diámetro a la altura del pecho. El análisis del área basal por unidad de superficie es un indicador del desarrollo del bosque en términos de madurez de los árboles. Dominancia La dominancia relativa por especie esta dada por la proporción de área basal ocupada por la i-ésima especie respecto al área basal que ocupan los árboles de todas las especies en la parcela.

100*

1

1

∑

∑

=

== s

i

n

ii

Ab

AbD

Donde Ab es el área basal, es decir la suma del área ocupada por todos los troncos, y Abi es la suma del área ocupada por los árboles de la i-ésima especie (especie dominante). Esta variable representa el grado de cobertura de los árboles, expresado como el espacio que ocupan los árboles de la especie dominante respecto al espacio ocupado por todos los árboles en una parcela determinada. Frecuencia relativa por especie Se refiere a la ocurrencia de árboles de la i-ésima especie expresada como el porcentaje de parcelas en las que aparece respecto al número total de parcelas evaluadas.

100*

1∑

=

= s

i

i

f

fF

Densidad relativa Se refiere al número de árboles de la i-ésima especie presentes en cada parcela respecto al número total de árboles contado para esa parcela.

100*

1

1

∑

∑

=

== s

i

n

ii

X

Xd

Indice de valor de Importancia El índice del valor de importancia de una especie, se estima como la suma de la dominancia relativa, la frecuencia relativa y la densidad relativa de cada especie, alcanzando un valor máximo de 300.

dDFIVI ++= Indice de Complejidad de Holdridge

1000*** sdahICH =

Donde: h es la altura promedio de los árboles de una parcela, a: es el promedio del área basal, d: la densidad promedio (# de troncos/0,1 ha) y s: es el numero promedio de especies de manglar en 0,1 ha. Observaciones:

- Es necesario establecer la especie dominante por parcela y calcular estos índices relativos a esta especie.

- Para una adecuada interpretación y calificación es preciso tener en cuenta los diferentes tipos de bosques de manglar (Álvarez-León, 1993 y Sánchez y Álvarez-León, 1997)


Protocolo: Estado de Conservación de bosques de manglar Proceso: Valoración del estado de salud de los bosques de manglar Términos y definiciones: La valoración del estado de salud de los bosques de manglar se hará con base en la frecuencia de aparición de algunas condiciones de deterioro (CD) y de enfermedades (E). La predación, inundación, alta concentración de sales y desecación son las mayores causas de mortalidad de propagulos y plántulas de las especies de manglar. La variable enfermedades incluye todas aquellas condiciones epidémicas que afectan de manera negativa los bosques de manglar causándoles pérdida de tejido vivo. Las enfermedades pueden ser caracterizadas por un grupo identificable de signos (anomalías observables que indican la presencia de la enfermedad y que pueden incluir alteraciones estructurales, similar a los síntomas humanos), o por la ocurrencia del agente causal o etiológico. Aunque se conoce muy poco sobre la fitopatología (enfermedades) de los mangles del Pacifico y del Caribe colombiano, se cuenta con la descripción de las más comunes. Una de las enfermedades mas frecuentes en los mangles del Pacifico, es la causada por hongos del género Cercospora, que puede causar infecciones hasta del 30 % en mangles sometidos a factores de estrés, como suelos arenoso, esto hongos producen grandes manchas necróticas oscuras en las hojas del mangle rojo, las cuales se desprenden antes de tiempo quedando el árbol desnudo. Una de las enfermedades más llamativa del mangle rojo es la deformación que pueden sufrir zonas del tronco y ramas, por la formación de nódulos prominentes de hasta 80 cm de diámetro, comúnmente llamado en la región como “mangle macho”. Hay otras plagas que afectan el mangle, especialmente las larvas de insectos y mariposas, ejemplo de ello son las larvas de macrolepidócteros de la familia Sphingidae las cuales comen activamente hojas y pueden causar serios daños de defoliación cuando se presentan en gran numero. Otros coleópteros como el Poecilips rizhophorae que es un parásito especifico del mangle, produce serios daños en la radícula de los embriones no desprendidos, también perfora las raíces aéreas, induciendo a deformaciones y activos proceso de ramificación. Por otro lado, las raíces pueden ser perforadas por el crustáceo isópodo Shaeroma terebrans, causando daños considerables no solo al mangle rojo sino también al piñuelo. Otros cangrejos como cangrejo tasquero (Goniopsis pulchura) y el cangrejo de mangle Aratus pisonii, son consumidores de hojas y flores del mangle rojo y del piñuelo. Otros herbívoros como venados consumen grandes cantidades de follaje y brotes del mangle iguanero (Avicennia germinas) y del mangle comedero (Laguncularia racemosa). Como parte de las condiciones de deterioro es importante considerar los requerimientos específicos de la salinidad intersticial entendida como la concentración salina del agua que se encuentra a nivel de los intersticios del suelo, aproximadamente entre 50 cm y 1 m de profundidad, de parte de las especies de mangle. Debido a esto, árboles sometidos a potenciales hídricos muy bajos y a altas salinidades, evidencian presiones adaptativas y selectivas que modifican su estructura en general. Un ejemplo de ello, son las reducciones del área foliar, en algunas especies y en sitios áridos con suelos muy salinos, manglares de tallas reducidas (Cintrón et al., 1978). Requerimientos específicos:

Información: Presencia y frecuencia (numero de árboles que presentan la enfermedad por parcela) de

la enfermedad Presencia y frecuencia (numero de árboles talados por parcela) de tala Valores de salinidad intersticial Condiciones previas: Idealmente se requieren series de tiempo para la calibración y validación de estas variables. Establecer una escala cualitativa del grado de afectación por enfermedad a registrar. Desarrollo: Para la determinación de las condiciones de deterioro y/o enfermedades se harán recorridos visuales al interior de la parcela en forma de cruz, anotando el número de árboles inspeccionados, la especie, y el tipo de condición de deterioro o enfermedad que presenta. Para caracterizar los suelos de los bosques de manglar con respecto a su salinidad intersticial se delimitarán dos transectos lineales de 100 metros de longitud y en sentido perpendicular al cuerpo de agua adyacente. En puntos ubicados cada 10 m, se medirá la salinidad del agua intersticial a 0,5 m de profundidad. Las mediciones se llevarán a cabo mediante la introducción en el suelo de un tubo de PVC de 11/2 pulgada de diámetro y 1,2 m de longitud. Este tubo posee un cono de madera en un extremo que funciona como un tapón. Contiguo a éste se encuentra una banda de orificios que permiten la entrada del agua intersticial hacia el tubo. La medición se realizará con un salinómetro. A continuación se enlistan algunas condiciones de deterioro y enfermedades a considerar para evaluar el estado de salud de los bosques de manglar, sin embargo para el este indicador solo se tendrán en cuenta, enfermedades, tala y salinidad intersticial.

Condición Características Cantidad (# árboles)

Extensión

Arboles sanos Arboles sin ninguna evidencia de deterioro

Enea Typha spp. Ranconcha (Helecho)

Invasiones

Otras especies de maleza Agresiones por organismos móviles

Herbivorismo ** **

Agente de deterioro Salinidad intersticial Desfoliación Signos causados por agentes físicos

Tala Hojas necrosadas oscuras (Hongo Cercospora)

Deformación de tronco y hojas Enfermedad del mangle macho: aparición de Nódulos

Perforaciones en la raíces

Enfermedades

Hojas y embriones picadas por insectos, larvas de mariposa

Algoritmo:

Frecuencia de aparición de enfermedades

n

FE

F

ii∑

== 1

Donde F es el número de árboles con la i-ésima enfermedad y n es el número de árboles de la parcela. Los valores correspondientes del IBIM para este caso, están dados según la siguiente tabla de rangos:

Enfermedades (presencia y frecuencia) Valor corresp. IBIM

Presencia de al menos una enfermedad con frecuencia promedio superior a 30% 1 Presencia de una sola enfermedad con frecuencia promedio por debajo de 30% 3 Ausencia de enfermedades 5 Frecuencia de aparición de condiciones de deterioro Tala Se incluyen la presencia de aquellos signos que indican un impacto negativo sobre el bosque del manglar, y cuyo origen esta estrechamente relacionado con actividades humanas (directa o indirectamente), es el caso de la tala. Los valores de IBI M corresponden al porcentaje promedio de árboles talados por estación

Condiciones de Deterioro (% árboles talados) Puntaje IBIM

X≤75% 1 50%≤X<75% 3

X> 50% 5 Salinidad Intersticial También se tendrá en cuenta la salinidad intersticial como una de las mayores causas de mortalidad de árboles, propagulos y plántulas de las especies de manglar En el caso de la salinidad intersticial los puntajes serán:

Salinidad Intersticial Puntaje IBIM SI≤55 1

25<SI≤55 3 SI<25 5

Observaciones:

1. Se debe investigar acerca del grado de afectación de las enfermedades y su relación con el deterioro del bosque de manglar.

2. A posteriori se deben integrar otras condiciones de deterioro de origen natural que afecten significativamente el estado del bosque

PROYECTO INDICADORES DE LÍNEA BASE

PROTOCOLOS DE MONITOREO

Protocolo: Estado de Conservación de bosques de manglar Proceso: Valoración del funcionamiento de los bosques de manglar Términos y definiciones: La valoración de funcionamiento de los bosques de manglar se hará con base en el reclutamiento. Los manglares no tienen la capacidad de reproducirse vegetativamente y son dependientes del reclutamiento y establecimiento de semillas (fijación al sustrato) para extender y mantener el bosque. Algunos manglares presentan vivipariedad que consiste en la germinación de sus propágulos mientras están aún adheridos al árbol madre (R. mangle y A. germinans) o germinación precoz durante la dispersión (L. racemosa). Los propágulos son cada uno de los frutos que producen un nuevo individuo, luego de su implantación. Los propagulos de R. mangle están conformados por un hipócotilo alongado y una plúmula no expandida, en cambio los de A. germinans son de forma aplanada, elíptica y presentan dos pliegos de cotiledones. Los propagulos de L. racemosa son los más pequeños de forma ovoide y están conformados por un embrión encerrado en un pericarpio. Las especies de manglar distribuyen sus propágulos en medio acuoso, ya que tienen la capacidad flotar. Al cabo de un tiempo de flotación, los propagulos absorben el agua y así aumentan la gravedad específica. Cuando la gravedad especifica del propágulo es mayor a la del agua que los transporta, pierde la flotabilidad y se hunde. Los propagulos pueden flotar con el hipócotilo orientado horizontal y verticalmente relativo a la superficie del agua. El establecimiento de los propagulos, depende principalmente de la acción de las mareas, donde el tiempo requerido para enraizar de R. mangle, A. germinans y L. racemosa, es de 15, 7 y 5 días, respectivamente. Las plántulas de las tres especies muestra tolerancias diferentes a la salinidad, la mayor resistencia la presenta A. germinans, que crece normalmente a 60 psu, mientras que L. racemosa y R. mangle solo resisten 40 psu, en tanto que el establecimiento puede ocurrir hasta las 90 psu en la primera especie y a 60 psu en las dos ultimas. Requerimientos específicos: Información: Numero de plántulas por especie Condiciones previas: Idealmente se requieren series de tiempo para la calibración y validación de estas variables. Desarrollo: Para hacer una estimación de la regeneración del bosque, en cada estación de muestreo sobre cada una de las parcelas hasta los 50 m del transecto (entre los 0-10m, 20-30m y 40-50m), se colocarán al azar 3 cuadrantes de 1 m² en donde se contaron los individuos con DAP menor de 2,5 cm, incluyendo aquellos cuya altura sea menor a 1 m (juveniles y plántulas) y los propágulos, anotando la especie en cada caso. En uno de los 3 cuadrantes se marcarán con rótulos 10 plántulas a las cuales se les medirá la altura y el diámetro (a 2 cm del suelo) para luego estimar su crecimiento.


Protocolo: Estado de Conservación de bosques de manglar Proceso: Calculo de integridad biológica Términos y definiciones: Se entiende por integridad biológica como la capacidad de un hábitat de soportar y mantener “una comunidad de organismos balanceada, integrada y adaptada” con una composición y diversidad de especies, así como una organización funcional comparable a las comunidades que habitan en ecosistemas sin perturbación antrópica (Karr y Dudley, 1981). Un sistema es biológicamente saludable cuando su potencial inherente es realizable, su condición es estable, su capacidad de resiliencia se mantiene, y requiere el mínimo de esfuerzo externo para mantenerse (Karr et al, 1986). El índice de integridad biológica IBI es una aproximación multivariada (multimétrica) a la condición de un ecosistema, comunidad y/o población en particular, puesto que tiene en cuenta la complejidad de los sistemas biológicos, así como la diversidad de factores de origen antrópico y biótico que lo afectan, para determinar el estado de conservación de un lugar de interés. Este índice involucra una serie de métricas que califican, en este caso, tres atributos del ecosistema de los bosques de manglar: estructura, salud y funcionamiento, generando respuestas generales o especificas en un contexto biológico y en diversas situaciones, gracias a que ser expresado por un único numero (IBI) o por los puntajes de cada una de las métricas que lo componen, convirtiéndose de esta forma en una herramienta útil para el diagnostico y la identificación de causas de degradación. Para el procesamiento e interpretación del IBI es preciso seleccionar métricas (variables), simples o índices, que califiquen el cambio o perturbación de un ecosistemas por un factor bien sea de origen natural o antrópico, generando la posibilidad de probar la relación causa-efecto entre la condición de un ecosistema y la influencia de las actividades humanas. Sin embargo, es preciso seleccionar comunidades, ensamblajes o poblaciones adecuadas para cumplir con los objetivos biológicos y de manejo del monitoreo a implementar, es decir que sean sensibles a los efectos de intervención antrópica, que se conozca la variación natural, que sean fácil de medir y de bajo costo. Es de destacar, como ventajas de este índice multimétrico, el echo de poder detectar cambios de los ensamblajes residentes, en espacio y tiempo, causados por uno o mas focos de contaminación, que lo hacen útil para monitorear una o mas bosques de manglar, permitiendo la comparación a nivel regional, nacional y mundial. De esta forma, el IBI además permite orientar el proceso de manejo o de conservación de los ecosistemas Requerimientos específicos: Información: Puntajes de cada variable y métrica, entre 1 y 5 Curvas de funcionamiento, es decir la escala relativa de valores para cada variable para

ser calificada respecto a su grado de deterioro o conservación Condiciones previas: Idealmente se requieren series de tiempo para la calibrar, validar y establecer las escalas relativas de calificación de estas variables. Desarrollo:

Para obtener los puntajes de calificación se deben clasificar los resultados obtenidos de cada variable dentro de los rangos de la tabla 2. En ella cada atributo posee al menos una métrica y cada una de ellas esta compuesta por una variable. A los valores posibles de cada variable se le asignan puntajes de 1, 3 y 5, donde 1 corresponde a una situación de deterioro y 5 a condiciones de conservación o excelente estado (situación prístina). La suma de todas las calificaciones dará el valor del indicador. Tabla 2. Componentes del Indicador IBIM

Atributo Variable Rango Valor IBI M

IVI ≤ 100 1 100≤ IVI ≤ 250 3

Estructura IVI

IVI≤300 5 Presencia de al menos una enfermedad con frecuencia superior al 30%

1

Presencia de una sola enfermedad con frecuencia promedio inferior al 30%

3

Enfermedades

Ausencia de enfermedades

5

X≤75% 1 50%≤X<75% 3

Tala

X> 50% 5 SI≤55 1

25<SI≤55 3

Salud

Salinidad Intersticial

SI<25 5 Re<0 1

1<Re<10 3 Funcionamiento Reclutamiento

Re≥10 5 Este valor de indicador se debe comparar con los rangos presentados en la tabla 3, para ser interpretado y poder conocer las condiciones en las que se encuentra el bosque en estudio. Algoritmo:

∑∑= =

=m

i

v

jmvM XIBI

1 1

Donde: Xmv: corresponde a los puntajes de cada variable por métrica. Teniendo en cuenta los valores correspondientes del IBIM para cada una de las variables, se tiene como puntaje mínimo para el bosque de manglar más deteriorado el valor de 5, mientras que el bosque en mejores condiciones obtendrá un valor máximo de 25. Para efectos finales del veredicto se tendrá en cuenta la siguiente clasificación, con la cual se presentarán los veredictos finales para cada bosque evaluado: Interpretación

Se basa en la tabla 3. Una vez obtenido el valor del indicador, se le debe otorgar la calificación de acuerdo al rango en el que se ubique. Esta calificación dará como información instantánea, si el bosque se encuentra en una condición: excelente, buena, aceptable, en riesgo o deteriorado (tabla 3). Tabla 3. Escala de clasificación de la condición ecológica los bosques de Manglar del Caribe y el Pacifico Colombiano con base en el puntaje total del índice de integridad biológica IBIM.


ecológica Color

(Salida gráfica)

Condiciones

28 a 30 Excelente 5 Bosque excelente: bosque prístino, sin evidencias de intervenciones antrópicas de ninguna clase. Con salinidades intersticiales entre 0,5 y 45. Árboles robustos de gran altura (40-50 m) y DAP superiores a 1 m. Reclutamiento superior a 10 individuos por m2. Aportes de agua dulce importantes.

21 a 27 Buena 4 Bosque bueno: bosques con árboles cuya altura alcanza los 15 m y cuyo DAP oscila entre 0,5 y 0,8 m. Salinidades inferiores a 45.

14 a 20 Aceptable 3 Bosque aceptable: bosques con árboles cuya altura no supera los 10 m. Suelos con salinidades menores a 45. Bajas tasas de reclutamiento.

7 a 13 En riesgo 2 Bosque en riesgo: bosques con baja cobertura del dosel. Suelos con salinidades entre 45 y 65. Bajo o escaso reclutamiento, en cercanías de árboles paréntales. Porcentaje elevado de señales de tala.

6 Deteriorado 1 Bosque deteriorado: bosques con altos índices de mortalidad, con salinidades superiores a 55 y sin reclutamiento. Presencia de grandes extensiones de tierra con tocones y restos de troncos secos.

Observaciones:

- Construcción de las curvas de funcionamiento considerando como punto extremos los valores para cada una de las variables que se encuentran en bosques altamente impactados por actividades antrópicas vs los valores de las variables en bosques poco intervenidos.

- Afinar y precisar el estado que indica cada calificación - Se requieren de series históricas para calibrar y validar las variables

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