CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL SUSTRATO AGOTADO DE

Pleurotus ostreatus (ORELLANA) Y SUS POTENCIALIDADES

AGROINDUSTRIALES

JUAN SEBASTIAN BEJARANO BONILLA

UNIVERSIDAD SAN BUENAVENTURA CALI

FACULTAD DE INGENIERÍA

PROGRAMA DE INGENIERIA AGROINDUSTRIAL

SANTIAGO DE CALI - COLOMBIA

2016

CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL SUSTRATO AGOTADO DE

Pleurotus ostreatus (ORELLANA) Y SUS POTENCIALIDADES

AGROINDUSTRIALES

JUAN SEBASTIAN BEJARANO BONILLA

Trabajo de grado para optar por el título de

Ingeniero Agroindustrial

Directora

Lina María González Ordoñez

UNIVERSIDAD SAN BUENAVENTURA CALI

FACULTAD DE INGENIERÍA

PROGRAMA DE INGENIERIA AGROINDUSTRIAL

SANTIAGO DE CALI - COLOMBIA

2016

Nota de aceptación:

Firma del jurado

Firma del jurado

Firma de la directora

Dedicatoria

Este trabajo se lo dedico a una de las personas que más admiro, mi querida

hermana Lyna Bejarano, por su apoyo, consejos, comprensión, amor y ayuda.

Por acompañarme en los momentos más difíciles y ser una aliada indispensable

para mi proceso formativo.

Agradecimientos

Agradezco a la Universidad de San Buenaventura Cali, facultad de Ingeniería

Agroindustrial por su apoyo y oportuna gestión para la culminación de este

trabajo.

A mi directora Lina María González Ordoñez, quien con sus conocimientos y

experiencia me guió y acompañó en todo el proceso investigativo, además a

todo el grupo de trabajo de los laboratorios Naranjos que siempre estuvieron

dispuestos a ofrecerme su ayuda y colaboración.

TABLA DE CONTENIDO

Página

1. INTRODUCCIÓN ......................................................................................... 12

2. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA .......................................................... 13

3. JUSTIFICACIÓN .......................................................................................... 14

4. OBJETIVOS ................................................................................................. 16

4.1 OBJETIVO GENERAL .......................................................................... 16

4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS ................................................................. 16

5. MARCO TEORICO ....................................................................................... 17

5.1 ANTECEDENTES ..................................................................................... 17

5.2 RESIDUOS AGROINDUSTRIALES .......................................................... 18

5.2.1 CRITERIOS DE SELECCIÓN DE RESIDUOS CON FINES DE

APROVECHAMIENTO ................................................................................ 19

5.3 PANORAMA INTERNACIONAL DE LOS HONGOS COMESTIBLES .. 20

5.3.1 RESIDUOS DE PRODUCCION DE ORELLANAS EN EL MUNDO.... 21

5.4 PANORAMA NACIONAL DE LOS HONGOS COMESTIBLES ............. 21

5.4.1 SUSTRATO AGOTADO O RESIDUAL DE CAFÉ PARA ALIMENTAR

GANADO (COLOMBIA) ............................................................................... 22

6. METODOLOGÍA........................................................................................... 23

6.1 DISEÑO DEL CULTIVO DE ORELLANAS PARA LA OBTENCIÓN DEL

SUSTRATO AGOTADO ADECUADO PARA SU APROVECHAMIENTO. ..... 24

6.1.1 FORMULACIÓN ................................................................................. 24

6.1.2 PASTEURIZACIÓN ............................................................................ 26

6.1.3 SEMILLA ............................................................................................. 26

6.1.4 INÓCULO ........................................................................................... 27

6.1.5 CONDICIONES DE INCUBACIÓN ..................................................... 27

6.1.6 FRUCTIFICACIÓN .............................................................................. 28

6.1.7 COSECHA .......................................................................................... 28

6.1.8 OBTENCION DEL SUSTRATO AGOTADO. ...................................... 29

6.2 EFICIENCIA BIOLÓGICA TENIENDO EN CUENTA LA RELACIÓN

PRODUCTO-RESIDUO. ................................................................................. 30

6.3 PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS PARA ANALISIS FISICOQUIMICO

........................................................................................................................ 31

6.4 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL BAGAZO VIRGEN Y

SUSTRATOS AGOTADOS. ............................................................................ 31

6.4.1 DETERMINACIÓN DE HUMEDAD (NTC 1291) ................................. 32

6.4.2 DETERMINACIÓN DE CENIZA (NTC1282) ....................................... 32

6.4.3 DETERMINACIÓN DE CONTENIDO DE GRASAS ............................ 33

6.4.4 DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE PROTEÍNAS .................... 34

6.4.5 DETERMINACIÓN DE CONTENIDO DE CELULOSA ....................... 35

6.4.6 TRATAMIENTO DE LA MUESTRA PARA DETERMINACIÓN DE

AZÚCARES ................................................................................................. 36

6.4.7 DETERMINACIÓN DE AZÚCARES TOTALES (ANTRONA) ............. 37

6.4.8 DETERMINACIÓN DE AZÚCARES POR HPLC ................................ 38

6.4.9 DETERMINACIÓN DE pH .................................................................. 38

7. RESULTADOS Y DISCUCIÓN..................................................................... 39

7.1 DETERMINACIÓN DE HUMEDAD ........................................................... 39

7.2 DETERMINACIÓN DE CENIZAS .............................................................. 40

7.3 DETERMINACIÓN DE GRASAS .............................................................. 41

7.4 DETERMINACIÓN DE PROTEÍNA ........................................................... 42

7.5 DETERMINACIÓN DE FIBRA................................................................... 44

7.6 DETERMINACIÓN DE AZÚCARES .......................................................... 45

7.7 DETERMINACIÓN DE pH ........................................................................ 46

8. USOS ALTERNATIVOS ............................................................................... 47

8.1 COMO ALIMENTO ANIMAL ..................................................................... 47

8.1.1 VENTAJAS ......................................................................................... 47

8.2 COMO MATERIAL PRIMA PARA EL CULTIVO DE OTROS HONGOS ... 47

9. CONCLUCIONES .......................................................................................... 48

10. RECOMENDACIONES ................................................................................ 49

11. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................. 50

12. ANEXOS ...................................................................................................... 53

ÍNDICE DE TABLAS

Pagina

Tabla 1. Aportes por sustrato……………………………………………………..….25

Tabla 2. Composición del sustrato…………………………………………………..25

Tabla 3. Eficiencia biológica………………………………………………………….30

Tabla 4. Resultados análisis fisicoquímicos……………………………. ………....39

Tabla 5. . Resultados determinación de humedad ………………………………..40

Tabla 6. Resultados determinación cenizas………………………………………..40

Tabla 7. Resultados determinación de grasas …………………………………….41

Tabla 8. Constitución del salvado de trigo ………………………………………….42

Tabla 9. Resultados determinación proteínas (kjendhal)……………………...….43

Tabla 10. Resultados determinación de fibra ……………………………………...44

Tabla 11. Contenido de azúcares totales en muestra…………….……………….45

Tabla 12. Resultados determinación de ph …………………………….................46

ÍNDICE DE FIGURAS

Pagina

Figura 1. Preparación del cultivo……………………………………………………..25

Figura 2. Pasteurización a gas……………………………………………………….26

Figura 3. Semilla lista para el inoculo…………………………………………….…26 Figura 4. Inoculación del medio……………………………………………………...27

Figura 5. Sala de incubación y crecimiento………………………………………...27

Figura 6. Sala de fructificación…………………………………………………….....28

Figura 7. Cosecha del cultivo ………………………………………………………..29

Figura 8. Bloques de sustrato agotado ……………………………………………..29

Figura 9. Molino triturador Trapp 300………………………………………………..31

Figura 10. Molino de martillos IKA WERKE M20…………………………………..31

Figura 11. Balanza de humedad …………………………………………………….32

Figura 12. Mufla Fumance 62700 …………………………………………………...33

Figura 13. Montaje Soxhlet…………………………………………………………...33

Figura 14. Digestor VELP DK 6 ……………………………………………………..34

Figura 15. Destilador VELP UDK 129……………………………………………….34

Figura 16. Titulación (NaOH)………………………………………………………....34

Figura 17 Montaje contenido de celulosa …………………………………………..35

Figura 18 Adecuación de la muestra antrona.……………………………………...36

Figura 19 Centrifuga Hettich.…………………………………………………………36

Figura 20. Centrifuga Spectrafuge …………………………………………………..36

Figura 21. HPLC VWR Hitachi ………………………………….……………………36

Figura 22. Tratamiento curva de calibración antrona ……………………………..38

Figura 23. . Potenciómetro Thomson ……………………………………………….38

INDICE DE GRÁFICAS

Pagina

Gráfica 1. Humedad en muestras……………………………………………………40

Gráfica 2. Ceniza en muestras……………………………………………………….41

Gráfica 3. Contenido de grasas en muestras……………………………………….42

Gráfica 4. Contenido proteico en muestras…………………………………………43

Gráfica 5. Contenido de fibra en muestras………………………………………….44

Gráfica 6. Contenido de azÚcares en muestras……………………………………45

Gráfica 7. pH en muestras……………………………………………………………46

LISTA DE ANEXOS

Anexo A. Curva de calibración Antrona.

Anexo B. Determinación de azúcares HPLC.

Anexo C. Tablas de resultados determinaciones.

Anexo D. Composición nutricional de alimento para bovinos.

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1. INTRODUCCIÓN

La práctica de producción de alimentos orgánicos como alternativa amigable con el medio ambiente, generadora de salud y oportunidades socio-económicas para las familias como pequeños productores, es la línea con mayor desarrollo en la actualidad. El impulso de estos cultivos auto-sostenibles en zona rural, propicia la generación de empleo y mejoramiento de la calidad de los alimentos que la población consume, convirtiéndose en un potencial de desarrollo para las familias y comunidades.

El consumo de hongos comestibles, se ha ido incrementando en el mundo y aunque en Colombia su consumo todavía va en escalada, a diferencia de otros países, se cuenta con condiciones climáticas favorables para su cultivo.

En Colombia existe una producción de P.ostreatus, por parte de los Pequeños Productores, quienes trabajan desde el 2007 en la producción de hongos "tipo ostra" en pequeñas instalaciones ubicadas en sus fincas. Dichas producciones se basan en el aprovechamiento de residuos resultantes de las principales actividades agrícolas de cada zona como el maíz, algodón, arroz, café y la caña de azúcar siendo este último uno de los más importantes dado que la agroindustria azucarera genera gran cantidad de bagazo como residuo y este tiene la composición, propiedades y estructura apropiadas para su aprovechamiento. La oportunidad para implementar proyectos productivos, es apoyada a través de los cursos y del aprendizaje práctico que brinda el Estado Colombiano; sin embargo los residuos de la post-cosecha de la Orellana, qué típicamente se le conoce como “sustrato agotado” aún no se han investigado suficientemente para identificar sus potencialidades agroindustriales.

Con este estudio se pretende identificar las características fisicoquímicas de residuos de cosecha de Pleurotus ostreatus, con el fin de explorar las alternativas para su posterior utilización, teniendo en cuenta que según Rynker (2002), los residuos de hongos se utilizan actualmente en la producción de cultivos (47%), en biorremediación (16%), en alimentación animal (12%), en control de plagas (10%), en impacto ambiental (5%) y en otros usos (10%), asunto que ofrece alternativas de uso y potenciales fuentes de ingresos para quienes cultivan orellanas.

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2. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

El Departamento del Valle del Cauca es una región agroindustrial, cuyo principal cultivo es la caña de azúcar, la cual genera grandes cantidades de desechos, que pueden utilizarse para el cultivo de hongos. Estos desechos agrícolas tienen gran potencial económico y social si se utilizan en el cultivo de setas, pues la composición química de los residuos generados en dichos cultivos hace que estos sean apropiados para ser utilizados en el cultivo de hongos tropicales (Chang, 1998). Una vez aprovechados los residuos de bagazo de caña que genera la producción azúcar para el cultivo de hongos comestibles, es necesario buscar una alternativa de manejo para la materia restante a esta producción, es decir, que el cultivo de hongos también genera residuos y es necesario que estos se dispongan de una mejor forma, evitando la generación de impactos ambientales negativos sobre el ecosistema, como son el quemado, el vertimiento en las aguas y el en suelo generando contaminación puesto que la celulosa, la hemicelulosa y la lignina, tardan mucho tiempo en biodegradarse. (Chang y Miles, 2004). La quema produce gases de efecto invernadero y serias afecciones respiratorias. (Cepero de García et.al. 2012). Los residuos de la producción de hongos, son subutilizados, generando su acumulación, puesto que la falta de conciencia ambiental, carencia de recursos económicos y de capacidad tecnológica limita la disposición final de los mismos (Saval, 2012) por lo que productores optan por la quema intencional y/o abandono a cielo abierto situación que contribuye al desarrollo y proliferación de plagas como roedores e insectos lo que implican costos ambientales, económicos y sociales. El desarrollo de investigaciones en sistemas de producción de hongos tropicales contribuye a presentar alternativas, desde el punto de vista económico, social, ambiental y nutricional para la región del Valle del Cauca (Jaramillo y; Rodríguez, 1999), el manejo y aprovechamiento integral de los residuos de la producción de hongos, protegiendo el medio ambiente, generaría empleo en una región bastante golpeada por la situación económica y social, sumado a esto que el residuo de los cultivos de hongos tienen aplicación en diferentes áreas como son la alimentación animal, la fertilización orgánica, el acondicionamiento de los suelos y el control biológico de plagas. (García, 1997). (Chang y Miles, 2004). Por lo tanto el desconocer los componentes bioquímicos, con potencial agroindustrial, que contienen los sustratos agotados de producción de orellanas (Pleurotus ostreatus) es el problema a tratar en este caso.

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3. JUSTIFICACIÓN

La Orellana, variedad de setas u hongos comestibles, con características organolépticas y excelente contenido proteínico, se ha posicionado como un alimento cuyas cualidades nutricionales y prebióticas favorecen el funcionamiento general del sistema inmunológico humano y la salud integral, cuya producción y comercialización resulta innovadora en nuestro país y en mercado internacional.

Es una alternativa de negocio rentable, por ser un producto novedoso, de un excelente sabor, buena presentación y bajo costo de producción. Por su alto valor nutritivo y por sus condiciones medicinales este producto es de gran aceptación y demanda en el mercado nacional e internacional pudiéndose exportar.

Su cultivo se está incrementando, en tanto se van conociendo todas sus bondades. Producirla ahora, es una alternativa alimenticia, tanto como una oportunidad para generar empresa con futuro promisorio. El VPN (valor presente neto), calculado con una tasa de oportunidad del 11%, da positivo y la TIR (tasa interna de retorno) es mayor que la tasa de oportunidad para la recuperación a corto plazo de la inversión inicial. En lo operativo genera utilidades desde el primer año y la liquidez proyectada es positiva, si se tiene en cuenta que sus activos corrientes son mayores que sus obligaciones a corto plazo. Estructuralmente demuestra solidez. Financieramente viable dentro de un escenario conservador de proyección de ventas (Perilla, et al.,, 2005) Es igualmente una alternativa de diversificación agrícola, utilizando desechos de café, caña, flores y algunos maderables.

Su facilidad para reproducirse en estos diferentes desechos de la agroindustria, su alto valor nutritivo y la paulatina aceptación de su consumo, hace de la Orellana una alternativa de seguridad alimentaria de uso masivo y de gran potencial socio-económico para pequeños productores en países de vocación agrícola. (Asofungicol, Cenicafé y Sena, 2006).

La Orellana es un cultivo de producción asequible a pequeños agricultores por la inversión, adecuación de espacios y de implementos requeridos. Su demanda cada vez es más amplia, permite tener un mercado asegurado en lo local y potencialmente en lo internacional.

Siguiendo a Guzman y Rodríguez (2010) este hongo comestible, se convierte en una alternativa nutricional para aquellas personas que no encuentran en la carne la satisfacción alimenticia o para quienes optan por incrementar el nivel nutricional de su alimentación cotidiana, con la inclusión de un producto agrícola con características saludables novedosas, económico y de producción limpia. En cuanto a su potencial saludable, contiene entre 19-35% de proteínas aprovechables en peso seco. Además, contiene tiamina (vitamina B), riboflavina (vitamina B2), piridoxina (B6), ácido pantoténico, biotina, ácido fólico, nicotinamida, ácido ascórbico (vitamina C), ergosteína (provitamina D) y

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minerales como fósforo, hierro, calcio y potasio; presentando un bajo contenido de carbohidratos (Sanchez y Royse, 2002). Su tiempo de producción es corto y la recuperación de la inversión se plantea a corto y mediano plazo.

Los residuos obtenidos durante el cultivo de hongos comestibles como la orellana ocasionan un impacto ambiental negativo cuando son arrojados a medios naturales o almacenados en lugares cercanos a la población. Los daños ocasionados dependerán de las características fisicoquímicas de los materiales; por ejemplo, si el residuo en cuestión es rico en carbohidratos, se tiene el riesgo de que la microflora presente inicie un proceso de degradación y en consecuencia ocasione la presencia de lixiviados, los cuales se filtrarían a través de las diferentes capas del suelo hasta llegar a los mantos acuíferos. Por otra parte si los microorganismos presentes son bacterias anaerobias, se tendría como producto de dicha degradación, la generación de malos olores (Saval, 2012). Una forma de realizar la transformación de estos residuos para su aprovechamiento, es mediante la biocorrección del sustrato agotado como abono o alimento para animales. El cultivo de los hongos comestibles se presenta como una excelente alternativa para la producción de proteína para los programas de seguridad alimentaria (Salazar, et al., 2011) y en Colombia no se ha desarrollado significativamente este cultivo de hongos comestibles y menos aún el estudio de sus residuos, debido a la escasa difusión de mercadeo y al desconocimiento de las bondades de los residuos en las áreas de bioremediación, Mejoramiento de suelos, control de plagas y enfermedades (Zapata et al., 2012). Aunque en los últimos años se han investigado extensamente el proceso de caracterización estructural y la actividad plaguicida de los residuos de los hongos, la relación entre la cantidad de producto y la composición química de sus residuos, así como el alto orden estructural de sus componentes activos aún no está bien establecido. En la actualidad muchos laboratorios están desarrollando estudios y está en discusión el papel de los residuos como agente nutritivo para humanos. Con la investigación se genera información de la valoración y el crecimiento de los residuos de Pleurotus. mediante la implementación de la tecnología del cultivo con insumos y materiales propios del Valle del Cauca.

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4. OBJETIVOS

4.1 OBJETIVO GENERAL

Aprovechamiento del sustrato agotado procedente de la producción de

P.ostreatus (Orellana). De la finca Arborellanas ubicada en el municipio

de la Buitrera Cali.

4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS

Determinar la relación existente entre la cantidad de P. ostreatus

producidas y el residuo generado.

Realizar pruebas de análisis químicos para conocer la composición

general de los residuos de cosecha de P. ostreatus.

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5. MARCO TEORICO

5.1 ANTECEDENTES

La Historia en el cultivo de Hongos posee registros que se remontan al año 1880 en Los Estados Unidos de América. En tanto en el año 1912 El Canadá comenzó los primeros emprendimientos. Con el transcurso del tiempo y más recientemente en países como México en el año 1933 y la Republica de Colombia en el año 1950. La República Federativa de Brasil en 1951 y en Chile por los años de 1959. En el viejo continente de Europa ya en el 1700 existen registros del comienzo de las primeras plantaciones con fines comerciales. Por su parte países de Asia en el año 1000 marcan ser pioneros en el cultivo, desarrollo, experimentación, trueque y comercialización de Hongos Setas y sus variedades. Con la llegada de los primeros inmigrantes Argentina constituye las primeras plantaciones con anterioridad al año 30, aunque se consolida en la industria de la producción de Hongos Setas con antecedentes en el año de 1940. La producción de hongos moviliza cientos de millones de dólares y miles de puestos de trabajo en toda América. En particular América Latina, tiene mucho por hacer y mucho por delante. Su variedad de climas permite la aclimatación de las múltiples especies de setas comestibles conocidas.

La producción de hongos moviliza cientos de millones de dólares y miles de puestos de trabajo en toda América. En particular América Latina, tiene mucho por hacer y mucho por delante. Su variedad de climas permite la aclimatación de las múltiples especies de setas comestibles conocidas. Se menciona que de las 10,000 especies de hongos macroscópicos que conocemos, 5,000 tienen algún grado de comestibildad. Y de estas 5,000 cerca de 2,000 especies pertenecientes a 31 géneros son consideradas a nivel mundial excelentes comestibles. De estas 2,000 solo cerca de 100 se cultivan experimentalmente, 50 de ellas con valor económico, 30 comercialmente cultivadas y solo 5 o 6 cultivadas a nivel industrial (Shu-Ting, 2002).

Por su parte Boa (2005) menciona que el número de especies cultivadas está creciendo constantemente y la generación de información y consejos prácticos son necesarios en cada una de las especies que se planee desarrollar su cultivo. Este mismo autor menciona que existen catalogadas 2327 especies de hongos silvestres; 2166 son comestibles y el solo toma en cuenta 1069 utilizadas como alimento y al menos otras 100 también reconocidas como “alimento” pero que aún hace falta mayor información de éstas. Se reporta que la cantidad global recolectada de hongos silvestres comestibles es de varios millones de toneladas con una derrama económica de cerca de los 2 mil millones de US dólares (Boa, 2005).

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5.2 RESIDUOS AGROINDUSTRIALES

Los productos obtenidos a partir de fuentes reciclables, tales como los residuos agroindustriales, han merecido un interés creciente, debido a que permiten aminorar el impacto ambiental y los costos en el tratamiento y disposición de dichos residuos en las industrias (Corabastos, 2004.).

Entre los diferentes enfoques que existen para definir a la “agroindustria” . Se dice que es una “actividad que integra la producción primaria agrícola, pecuaria o forestal, el proceso de beneficio o transformación, así como la comercialización del producto, sin dejar de lado los aspectos de administración, mercadotecnia y financiamiento”. Dicho en otros términos, es una actividad económica que combina el proceso productivo agrícola con el industrial para generar alimentos o materias primas semi-elaboradas destinadas al mercado. También se dice que constituye una parte del sector industrial que se dedica a producir y/o transformar, almacenar y comercializar productos provenientes del campo.

La tendencia mundial es el notable crecimiento en la generación de residuos, derivado del incremento en la generación de productos comercializables. A partir del marco de referencia anterior, se puede entonces decir que los residuos agroindustriales son materiales en estado sólido o líquido que se generan a partir del consumo directo de productos primarios o de su industrialización, y que ya no son de utilidad para el proceso que los generó, pero que son susceptibles de aprovechamiento o transformación para generar otro producto con valor económico, de interés comercial y/o social. El problema al que se enfrentan los residuos agroindustriales es que no existe una clara conciencia ambiental para su manejo, además de que falta capacidad tecnológica y recursos económicos para darles un destino final, así como una legislación específica para promover la gestión de este tipo de residuos, que asegure un buen manejo desde su generación hasta su disposición final. Aún en nuestros días, esta problemática prevalece a nivel mundial. Con cierta frecuencia al hablar sobre el tema utilizamos en forma indistinta los términos: subproductos, residuos y desechos, sin importar que existe una diferencia conceptual entre ellos. Un “subproducto” es un producto secundario, bien conocido, generalmente útil, comercializable y por lo tanto con valor agregado, que resulta de un proceso industrial. El término “residuos”, se aplica a aquellos que pueden tener o no un valor comercial, porque son poco comunes o porque se generan en bajas cantidades, sin embargo, algunos de sus constituyentes aún en baja proporción, le pueden conferir algún interés para su utilización. Desde este punto de vista, los términos “subproducto” y “residuo” podrían utilizarse como sinónimos, no así el término “desecho”, que está referido a aquellos materiales que no tienen algún valor comercial, ni poseen atributos de interés para ser utilizados en algún proceso, por lo que se consideran como basura y se les debe dar una disposición final. En general, las características de los residuos agroindustriales son muy variadas, dependen de la materia prima y del proceso que los generó, no obstante, comparten una característica principal que es el contenido de materia orgánica,

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constituida por diferentes porcentajes de celulosa, lignina, hemicelulosa y pectina. Por ser la materia orgánica su principal componente, en la práctica se les denomina “residuos orgánicos”, dentro de este rubro se incluyen otros residuos, como los lodos de plantas de tratamiento de aguas residuales, la hojarasca de parques y jardines, así como los residuos domésticos y residuos sólidos municipales.

Al buscar una oportunidad de aprovechamiento de los residuos, se hace necesaria su caracterización para conocer su composición, la calidad de sus componentes y la cantidad que se genera, con esto se pueden definir las tecnologías más apropiadas para su aprovechamiento y posterior tratamiento. Respecto a esto último, es de esperar que después del aprovechamiento de un residuo se genere un siguiente residuo más agotado que podría tener otra aplicación, o bien, convertirse en un desecho. En la búsqueda de oportunidades de aprovechamiento de residuos este aspecto deberá ser considerado, con un enfoque de responsabilidad ambiental.

5.2.1 Criterios de selección de residuos con fines de aprovechamiento

Al paso de los años, se han definido criterios de selección de los residuos para ser aprovechados con fines biotecnológicos, algunos de ellos son:

- Que el principal componente del residuo pueda ser utilizado como sustrato para la producción fermentativa de insumos de procesos industriales, o, que el material pueda ser sometido a extracciones para recuperar alguno de sus componentes que tenga un mercado demandante.

- Disponibilidad de los residuo localmente y en las cantidades necesarias para asegurar la fabricación de un producto de interés.

- No poseer otras aplicaciones o usos que compitan con el proceso que se pretende promover.

- No requerir pretratamiento, y en caso de requerirlo, que éste sea sencillo y económico

- Disponer del residuo de manera que se permita planificar el proceso para el cual se va a utilizar.

- Ser estable, es decir, que no se descomponga fácilmente bajo las condiciones ambientales del sitio donde se genera.

Con el marco de referencia anterior, se resumen ejemplos de los diferentes usos que se le han dado a diversos tipos de residuos agroindustriales, con base en la siguiente clasificación:

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Sustrato para la producción fermentativa de metabolitos de interés.

Sustrato para la generación de bioenergéticos.

Como mejoradores o acondicionadores de suelo obtenidos mediante composteo.

Suplemento alimenticio para animales.

Por otro lado, cuando los residuos no son reutilizados y se abandonan en el lugar donde se generaron, se convierten en contaminantes de suelos y aguas subterráneas. Este tema se aborda después de revisar los diferentes usos de los residuos (Saval, 2012).

5.3 PANORAMA INTERNACIONAL DE LOS HONGOS COMESTIBLES

En muchos países asiáticos, y del hemisferio norte, el cultivo de hongos comestibles es una agroindustria de gran desarrollo e importancia económica, donde no solo se generan divisas considerables, sino que también absorbe una gran cantidad de mano de obra durante todo el año. Dentro del contexto internacional, el consumo de hongos comestibles ha crecido vertiginosamente en los últimos años. Según datos de la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAO), la producción mundial de hongos comestibles en el 2000 alcanzó los 4,2 millones de toneladas, mientras que en el 2011 ésta llegó a casi 7,7 millones, es decir, ésta aumentó en un 83% (Tabla 1). Asia es el continente que más produce hongos y trufas, y participa con el 68,9% de la producción mundial, pues en el año 2011 ascendió a 5,3 millones de toneladas. Le siguen en importancia Europa (24%) y América (6,1%). En el último decenio, el comportamiento más dinámico de la producción lo tiene Asia, con un crecimiento anual promedio de 6,7%.

China representó en el año 2009, el 71.6% de la producción mundial de hongos (6.54 millones de toneladas), seguido de Europa en un 16% y América del Norte con un 6.8% (E.E.U.U. 5.6%). España es el tercer país productor europeo de hongos comestibles, con una producción aproximada de 136.000 toneladas/año precedido de Holanda (235.000 t/año) y Polonia (176.569 t/año), y seguido de Francia (117.934 t/año) e Italia (105.000 t/año) (FAOSTAT, 2009 citado por Marín, 2011). La producción en España está repartida entre dos zonas La Rioja y la comarca de Manchela en Castilla- La Mancha. Según Rynker (2002), cada tonelada de hongos cosechados produce entre uno y dos toneladas de material residual agotado seco.

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5.3.1 Residuos de producción de Orellana en el mundo

La región africana del sur tiene abundancia de la melaza de agua normalmente conocida como Jacinto de agua. Esta melaza acuática se ha vuelto un problema serio porque crece muy rápido y en el proceso tapona los canales de agua, bloque los canales navegables, reduce los puntos de pesca. El impacto adverso del crecimiento excesivo del Jacinto de agua está siéndose en las economías de todos los distritos de lagos de África: Zimbabue, Malawi, Zambia, Tanzania, Kenia y Uganda. Entonces la investigación científica comenzada por la fundación ZERI demostró que el Jacinto de agua seco es el mejor sustrato para el cultivo de hongos y que el sustrato agotado después de la cosecha de los hongos es rico en proteína del micelio de los hongos y es un excelente alimento para los gusanos de tierra que lo convierten todo en humus y además estos gusanos pueden servir de alimento a los pollos, patos y cerdos.

Después de solo 30 días, los sustratos secos de Jacinto de agua produjeron una diversidad de hongos. Una vez cosechados, no tardó más de 10 días en cosechar una segunda e incluso una tercera oleada. Una tonelada de sustrato de Jacinto de agua seco genero 1,1 toneladas de hongos, obteniendo más hongos que el material base y superando a los sustratos tradicionales como el aserrín. El sustrato residual de Jacinto de agua que queda después del cultivo de hongos, es una comida básica enriquecida para el ganado. Como casi toda la ligno-celulosa ha sido degradada por las enzimas del hongo, el resto del material puede usarse también en cría de gusanos de tierra. El humus producido se volvería a aplicar a las tierras, recuperando y rellenando algo del manto del suelo perdido.

5.4 PANORAMA NACIONAL DE LOS HONGOS COMESTIBLES

En Colombia el Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural, no tiene registros de producción de setas y hongos; lo que se conoce es el incremento de proyectos productivos artesanales, aprovechando desechos agrícolas de cultivos de café, caña, flores, entre otras (Díaz Merchán, 2001, citado por Cifuentes, 2008). Puesto que el cultivo de Orellanas está dentro de la cadena de cultivos ecológicos, acorde con las políticas del Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural (2005), su promoción se une al esfuerzo nacional que plantea la importancia y oportunidad que ofrecen los mercados de los productos ecológicos como una opción económica y ambientalmente viable para los productos agrícolas, no solo que estos cultivos estén libres de sustancias perjudiciales para las personas, sino que su producción ecológica sea una industria intensiva en mano de obra, con potencial de ingresos mayores, pues los consumidores “están dispuestos a invertir en un producto que no afecta el medio ambiente y que produce menos riesgos para la salud humana”.

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La producción comercial de hongos comestibles en Colombia se inició alrededor de 1950. Hasta mediados de la década de los 1970, la mayor parte del champiñón consumido en Colombia era importado. En los años 90 la producción total de champiñón era de unas 800 toneladas anuales. Actualmente la producción de champiñón se sitúa en unas 8.000 Toneladas anuales, si bien es cierto que no existen estadísticas oficiales fiables. Existen unas 10 empresas dedicadas al cultivo del champiñón , Portobello y Crimini, de entre ellas las más importantes son las empresas: “Setas Colombianas “y “Champiñones Potin” que llevan más de 20 años dedicadas al cultivo del champiñón con altos estándares de calidad. Además existen numerosos pequeños productores dedicados al cultivo de seta orellana (Pleurotus sp.) en diferentes zonas del país. En Cenicafé, el Centro nacional de investigación del café desde hace unos 15 años ha realizado diversas experiencias exitosas para el uso de los residuos derivados de la industria del café como materias primas para la elaboración de sustratos para el cultivo de diversas especies de hongos comestibles, obteniéndose resultados muy positivos en el cultivo del Shiitake. De este modo se ofrece una alternativa para solucionar los problemas de contaminación ambiental causados por los desechos de la pulpa.

5.4.1 Sustrato agotado o residual de café para alimentar ganado (Colombia)

Los residuos orgánicos de una granja de café contienen sustancias bioquímicas que no permiten su reutilización como alimento para el ganado. Por consiguiente, pueden ser usados, en el mejor de los casos, para la cría de gusanos de tierra. Sin embargo, las enzimas de los hongos tropicales son capaces de neutralizar estas sustancias. Aun mejor, el micelio del hongo es rico en proteína hasta 38% (Rinker, et al,.2005). Esto significa que los residuos de la granja de café, después del cultivo de hongos, se convierten en un aditivo excelente para alimento de ganado y cerdos.

4kg de proteína de vegetales o de hongos producen 1kg de carne de cerdo. En el caso del ganado bovino la proporción es 7:1. Muchos consideran que esta es una manera muy eficaz de conseguir proteína. Sin embargo, normalmente no consideramos el volumen de energía que el estiércol de vaca o cerdo puede producir en un digestor. 100 cerdos producen suficiente estiércol cada día para generar un valor de energía calórica equivalente a 10L de petróleo. La energía proveniente del estiércol (biogás) debería ser usada primero y por encima de todo por el granjero de café para la preparación del sustrato para el cultivo de hongos. Los residuos del arbusto de café necesitan ser pasteurizados, y para ciertos hongos específicos necesitan ser esterilizados, antes de usarse como un sustrato para cultivar hongos. Y como esto requiere un flujo continuo de energía, es mejor usar una fuente de energía renovable y localmente disponible, y los cerdos siempre producen desechos.

23

6. METODOLOGÍA

Aprovechamiento del sustrato agotado procedente de la

producción de P.ostreatus (Orellana). De la finca Arborellanas

ubicada en el munición de la Buitrera Cali.

Caracterizar a nivel

fisicoquímico, los

componentes que se

encuentran en residuos

agotados de Pleurotus

ostreatus (orellanas) y

proponer usos alternativos

para su manejo

Determinar la relación

existente entre la

cantidad de P. ostreatus

producidas y el residuo

generado

Realizar pruebas de

análisis químicos para

conocer la composición

general de los residuos

de cosecha de P.

ostreatus

Proponer usos

alternativos para los

residuos agotados de

P. ostreatus

Determinación del contenido de

proteínas (Kjeldahl)

Determinación de contenido de

celulosa (fibra)

Determinación de humedad

Determinación de cenizas

Determinación de contenido

de grasas (Soxhlet)

Determinación de

carbohidratos (azucares)

Determinación pH

Valorar su uso con fines

agrícolas o con otros alcances

alimenticios

Determinar la productividad o

eficiencia biológica del cultivo de

P. ostreatus

Se estimará la

relación de

producto -

residuo en una

muestra, con 20

bolsas de 2,2kg

de sustrato

solido

Identificar los

componentes

bioquímicos del

sustrato

agotado, para

reconocer

particularidades

y sus beneficios

potenciales

24

La investigación se realizó en la ciudad de Santiago de Cali, caracterizada por una altura media sobre el nivel del mar de 945 metros, la temperatura media es superior a los 26 °C, y la lluvia promedio anual está entre los 1.000 y 2.000 m.m, un 65% de humedad ambiental, correspondiente a una ZNV (Zona Natural de Vida) bsT.

En el marco de este estudio se muestra:

El diseño del cultivo de Orellana para la obtención del sustrato agotado adecuado para su aprovechamiento.

La eficiencia biológica teniendo en cuenta la relación producto-residuo.

La caracterización fisicoquímica del bagazo virgen y sustratos agotados.

Se recomiendan usos alternativos.

El material lignoceluloso, que se utilizó para la determinación de los análisis fisicoquímicos fue el siguiente:

Bagazo de caña (bagazo virgen) proveniente de trapiches de la zona.

Sustratos agotados provenientes de la producción de P.ostreatus en la finca Arborellanas, ubicada en el kilómetro 7,5 del municipio de la Buitrera.

Al terminar la fase de producción del hongo, 90 días después de la inoculación, se tomaron aleatoriamente bolsas de sustrato agotado. Igualmente a los 180 días se hizo otra recolección.

Estas muestras se llevaron al laboratorio de química de la Universidad San Buenaventura Cali, para realizar las pruebas de análisis químico.

6.1 DISEÑO DEL CULTIVO DE ORELLANAS PARA LA OBTENCIÓN DEL

SUSTRATO AGOTADO ADECUADO PARA SU APROVECHAMIENTO

Para este diseño de cultivo de Orellana, los procesos determinantes fueron: La formulación, la metodología, el inóculo de semilla y la pasteurización del sustrato que busca eliminar la mayor cantidad de microorganismos competidores presentes en el sustrato, que pueden interferir posteriormente en el crecimiento de la Orellana, a la vez que se produce una hidrólisis parcial de los carbohidratos liberando sustratos fácilmente asimilables por los hongos

6.1.1 Formulación

Debido a que en nuestro departamento, el cultivo de caña de azúcar es

predominante, se decidió aprovechar los residuos de esta producción (bagazo

de caña), como sustrato para este diseño, el cual fue enriquecido con otros

25

sustratos que integran los requerimientos nutricionales para un adecuado

crecimiento del hongo como se muestran en la tabla 1.

Tabla 1. Aportes por sustrato. SUSTRATO APORTE AL SUSTRATO % CANTIDAD (Kg)

BAGAZO DE CAÑA CARBONO 90 675

SALVADO DE TRIGO NITROGENO 10 75

MICELIO SEMILLA 5 37,5

CAL AGRICOLA CALCIO 1 7,5

Fuente: Autor

Tabla 2. Composición del sustrato.

COMPOSICION DEL SUSTRATO Kg %

SUSTATO SECO 750 40

AGUA 1125 60

PESO TOTAL HUMEDO 1875 100

BLOQUES A SEMBRAR 750 Unid.

PESO PROM. POR BLOQUE 2,5 Kg

PESO PROM. POR LOTE HUMEDO 1875 Kg

Fuente: Autor

Fig. 1. Preparación del medio de cultivo. Fuente: finca Arborellanas

26

6.1.2 Pasteurización

En la primera fase, el sustrato es sometido a una temperatura de 90°C con inyección del vapor en la masa del producto para mantener la temperatura, durante varias horas (4-5). Para esto se utilizaron cantinas de 55 galones calentadas a gas, se elimina así, la fauna y la flora parásita o competidora y después se realiza un enfriamiento a 25°-30 °C para luego hacer la inoculación con la semilla comercial.

Fig. 2. Pasteurización a gas. Fuente: finca Arborellanas.

6.1.3 Semilla

La semilla es la expansión de masa Micelio, lo que se busca es potenciar metabólicamente al hongo para que se encuentre en condiciones ideales y así poder crecer eficientemente en nuestro sustrato de producción. El hongo se obtiene a partir de cultivos puros que se mantienen críopreservados. De estos cultivos se transfiere el micelio a tubos de ensayo que contienen agares nutritivos, y de allí en caja de Petri o botellas planes para incrementar el micelio. Luego se prepara la semilla utilizando granos de cereales como trigo, millo, cebada, sorgo o arroz. Para este diseño se consiguió la semilla certificada con un productor en la ciudad de Medellín, el señor Oswaldo Soto quien lleva varios años en produciendo y distribución a nivel nacional.

Fig. 3. Semilla lista para el inoculo.

Fuente: finca Arborellanas.

27

6.1.4 Inóculo

Consiste en adicionar la semilla del hongo al sustrato ya preparado y estéril y se debe realizar en un sitio cerrado sobre un mesón previamente desinfectado para evitar que se presente contaminación en la fase del establecimiento micelial.

Fig. 4. Inoculación del medio. Fuente: finca Arborellanas.

6.1.5 Condiciones de incubación

En la fase de incubación se busca que el micelio invada totalmente el sustrato por medio de la optimización de las condiciones ambientales. Se debe realizar en un cuarto cerrado y oscuro. Las bolsas pueden acomodarse en estanterías metálicas o colocarse directamente en el suelo. Es necesario que temperatura en el sitio de incubación permanezca el rededor de 20 28 °C con húmeda relativa del 70 80% en escasa iluminación teniendo en cuenta que estas características pueden variar dependiendo de la especie. La incubación tarda de 22 a 30 días y es necesario que la temperatura en el sitio de incubación permanezca a 23 o 24 °C. El área de incubación debe ser un lugar oscuro, fresco y cerrado para mantener una humedad relativa de 70 a 80%

. Fig. 5. Sala de incubación y crecimiento.

Fuente: finca Arborellanas.

28

6.1.6 Fructificación

La fase de fructificación comienza una vez el sustrato es invadido por el micelio del hongo y se logran observar primordios o pines, los cuales formarán el cuerpo fructífero. Para esta fase es necesario cambiar las condiciones del cultivo aumentando la humedad relativa y las condiciones de luminosidad para inducir la formación de hongos. Para optimizar la fase de fructificación se debe manejar una temperatura diferente a la de incubación que se asemeje a la temperatura del hábitat natural donde crecen los hongos. Se aumenta la humedad relativa de un 80 a 90% para inducir la formación de los cuerpos fructíferos. Esta etapa se desarrolla en un cuarto distinto al de incubación asimismo se debe manejar una temperatura de 16 a 18 °C.

Fig. 6. Sala de fructificación. Fuente: finca Arborellanas.

6.1.7 Cosecha

La cosecha es la fase en la cual se realiza la recolección de los cuerpos fructíferos. Comúnmente, se realiza de forma manual haciendo un movimiento detorsión sobre la base del hongo o utilizando una cuchilla estéril para evitar contaminaciones posteriores en los puntos del sustrato donde creció el hondo. Asimismo, la cosecha se divide en tres periodos, el primero en el cual se recoge el 50% de la producción, el segundo en donde se recoge el 30% y el tercer periodo solamente el 20% de la producción. Habitualmente en el cultivo de hongos no se recoge más de tres cosechas ya que la productividad es muy baja y el riesgo de contaminación es frecuente.

29

Fig. 7. Cosecha del cultivo. Fuente: finca Arborellanas.

6.1.8 Obtención del sustrato agotado

Gracias a este diseño de cultivo, al final de varias cosechas de hongos, el sustrato se considera agotado, este contiene suficientes nutrientes digeribles, principalmente descompuestos por los hongos, como para ser usado como alimento para animales. El sustrato agotado, ya sea como alimento animal o para nutrir el suelo para otras plantas, aumentara el ingreso del productor y protegerá el medio ambiente.

Fig. 8. Bloques de sustrato agotado.

Fuente: Lab. Naranjos USB

30

6.2 EFICIENCIA BIOLÓGICA TENIENDO EN CUENTA LA RELACIÓN

PRODUCTO-RESIDUO

Se estimó la relación de producto-residuo en un lote, este contara con 20 bolsas de 2,2 kg de sustrato solido estéril y 50,0 g de micelio, con una humedad relativa del 70%.

Tabla 3. Seguimiento para el cálculo de la eficiencia biológica.

De acuerdo con los datos presentados en la Tabla 3, el resultado de eficiencia biológica media encontrados con la cepa de P. ostreatus fue de 52,2%, que estaba conformada por la mezcla entre residuos de caña de azúcar y salvado de trigo. Por otra parte se encontró la relación producto-residuo 1:1,2, cabe resaltar que este valor es un peso en materia húmeda y que puede variar con relación al tiempo, además evidencia la necesidad de convertir estos residuos en una oportunidad de explotación comercial al productor dado el volumen que se genera de este.

31

6.3 PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS PARA ANALISIS FISICOQUIMICO

Los residuos agroindustriales de Bagazo de Caña y sustrato agotados a 90 y 180 días, se sometieron a un secado en horno MEMMERT modell 100-800 a 60ªC durante 24 horas hasta peso constante, para poder realizar las determinaciones en base seca, excepto la materia prima utilizada en las determinaciones de humedad y cenizas, que siguieron el protocolo con materia húmeda inicial según el método.

Posteriormente el material se sometió a un proceso de molienda en molino triturador TRAPP 300 y molino de martillos IKA WERKE M20, con el fin de reducir su tamaño.

Fig. 9. Molino triturador Trapp 300. Fig. 10. Molino de martillos IKA WERKE M20 Fuente: Lab. Naranjos USB Fuente: Lab. Naranjos USB

6.4 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL BAGAZO VIRGEN Y

SUSTRATOS AGOTADOS

Para realizar estas pruebas se tomara como guía los métodos avalados para alimentos por FDA y la norma técnica colombiana (NTC)

• Determinación de humedad (método del horno) • Determinación de cenizas • Determinación de contenido de grasas (Soxhlet) • Determinación del contenido de proteínas (Kjeldahl) • Determinación de contenido de celulosa (fibra) • Determinación de azúcares totales (carbohidratos) • Determinación pH

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6.4.1 Determinación de humedad

Todos los alimentos, cualquiera que sea el método de industrialización al que hayan sido sometidos, contienen agua. La determinación del contenido de humedad, es uno de los análisis más importante y ampliamente usados en el proceso y control de los residuos, ya que indica la cantidad de agua involucrada en la composición de los mismos. Se realizó la determinación de humedad por el método de secado infrarrojo que consistió en llevar la muestra (≤0.500g) a una balanza de humedad OHAUS MB35 a una tempera de 105°C para calcular el porcentaje de humedad, figura 11.

Fig. 11. Balanza de humedad. Fuente: Lab. Naranjos USB.

6.4.2 Determinación de ceniza

Las cenizas son el resultado de la combustión del material, son minerales que prevalecen después de la calcinación y generalmente están compuestos por calcio, potasio y magnesio. Las cenizas de un producto son un término analítico equivalente al residuo inorgánico que queda después de calcinar la materia orgánica. Las cenizas normalmente, no son las mismas sustancias inorgánicas presentes en el producto original, debido a las perdidas por volatilización o a las interacciones químicas entre los constituyentes. El principio de esta determinación, fue colocar la muestra a incineración a 900°C para quemar todo el material orgánico, el material inorgánico que no se destruye a esta temperatura, se le llama cenizas. Se realizó la determinación para el bagazo virgen de caña panelera, y para los sustratos agotados 90 y 180 días. En esta determinación se pesaron por duplicado aproximadamente 3,0 gr. de muestra, pesados en balanza analítica. Esta muestra se sometió a un proceso de secado a 105ºc, durante 1 hora hasta peso constante, posteriormente las muestras

33

fueron llevadas a la mufla FUMACE 62700 a la temperatura antes mencionada, durante un tiempo de 3 horas, hasta que la muestra estuvo en forma de ceniza.

Fig. 12. Mufla Fumance 62700 Fuente: Lab. Naranjos USB.

6.4.3 Determinación de contenido de grasas

Las grasas son un conjunto de sustancias (ésteres de los ácidos grasos, fosfolípidos, lecitinas, esteroles, ceras, ácidos grasos libres) que se extraen con éter de petróleo. La extracción consiste en someter la muestra exenta de agua a un proceso de extracción continua (Soxhlet), figura 13, utilizando como solvente bencina.

Fig. 13. Montaje Soxhlet.

Fuente: Lab. Naranjos USB.

34

La bencina se evapora y se condensa continuamente, y al pasar a través de la muestra, arrastra consigo las sustancias solubles en él, como lo son las grasas neutras, fosfolípidos, carotenos, etc. Cuando el proceso se completa, las grasas que quedan en el beaker se secan por evaporación del solvente y se pesan. La determinación de realizó por duplicado para cada una de las materias primas, y se pesó aprox. 3gr de muestra pesados en balanza analítica OHAUS PIONER.

6.4.4 Determinación del contenido de proteínas

En el trabajo de rutina se determina mucho más frecuentemente la proteína total que las proteínas o aminoácidos individuales. En general, el procedimiento de referencia Kjendhal determina la materia nitrogenada total, que incluye tanto no proteínas como las proteínas verdaderas.

Se utilizó un factor de conversión de 5,70 para el Bagazo virgen y 6,25 para los sustratos agotados 90 y 180 días.

Fig. 14. Digestor VELP DK6 Fig. 15. Destilador VELP UDK 129 Fig. 16. Titulación (NaOH) Fuente: Lab. Naranjos USB

Digestión y titulación

Fase 1. El peso inicial de las muestras secas fue de 2,0 g, a la cual se le agregaron 12,0 ml de ácido sulfúrico 98,08% el cual provee un medio oxidante y sometimiento a altas temperatura, permitió descomponer todas las estructuras orgánicas, dejando libre y transformando el nitrógeno en sulfato de amonio. Este proceso se llevó a cabo en la unidad de digestión VELP, figura 14.

35

Fase 2. El proceso a realizar a continuación fué la descomposición del sulfato ácido de amonio por medio de una solucion de NaOH que permitió pasar de un pH ácido a un pH básico necesario para liberar el amoníaco. La captura del destilado se realizó con 25,0 ml de ácido sulfurico 0,05M y finalmente se adicionaron 4 gotas de indicador mixto (Azul de metileno-Rojo de metilo). Fase 3. Por ultimo se procede a titular el destilado con hidroxido de sodio (NaOH) al 0,1N estandarizado, hasta obtener un cambio de coloración en el indicador, figura 16.

6.4.5 Determinación de contenido de celulosa

Se pesaron muestras de 3,0g con exactitud y se llevaron a un balón de 250,0 ml, se agregaron 75,0 ml de Ácido Acético 12 N, 5,0 ml de Ácido Nítrico concentrado, 2,0 g de Ácido Tricloroacetico y 4 boilling chips, se realizó un reflujo por un tiempo de 2 horas. Pasado este tiempo se filtró la solución usando una bomba de vacío marca GAST AV260, luego se pasó el residuo al balón inicial y se repitió la digestión esta vez con 80ml de hidróxido de sodio al 1,2%. Se repitió también la filtración. Esta digestión básica se realizó con el fin de disolver las ligninas en el hidróxido y así poder liberar la celulosa.

Luego se lleva la muestra a un crisol libre de humedad, luego se colocó en el horno a 105°C durante una hora, se dejó enfriar y se pesó (W1). Las muestras se llevaron a la mufla a 900°C hasta que se obtuvo las cenizas y peso constante (W2). El resultado se reporta como % de fibra.(Duran,2010).

𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙𝑎 + 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 + 𝐶𝐶𝑙3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐻𝑁𝑂3∆

2ℎ 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑜𝑠𝑎 + 𝑙𝑖𝑔𝑛𝑖𝑛𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠

𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙𝑎 + 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑜𝑠𝑎 + 𝑙𝑖𝑔𝑛𝑖𝑛𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠 + 𝑁𝑎𝑂𝐻 ∆

1ℎ 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑜𝑠𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠 + 𝑎𝑔𝑢𝑎

𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙𝑎 + 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑜𝑠𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠 + 𝑎𝑔𝑢𝑎 1ℎ

105℃ 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑜𝑠𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠

𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙𝑎 + 𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑜𝑠𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠 3ℎ

900℃ 𝑐𝑎𝑝𝑠𝑢𝑙𝑎 + 𝑜𝑡𝑟𝑜𝑠

Fig. 17. Montaje contenido celulosa

Fuente: Lab. Naranjos USB

36

6.4.6 Tratamiento de la muestra para determinación de azúcares

Para realizar las determinaciones de azúcares totales y por HPLC, se pesó un gramo de muestra seca de cada una de las materias primas, sustrato virgen y sustratos agotados. Estas muestras se hidrataron con 99gr de una solución de ácido sulfúrico 50mM. Estas soluciones se agitaron durante 2 horas con el fin de llevar a cabo la disolución de los azúcares en el medio, figura 18. Luego estas muestras se centrifugaron durante 10 min a 6000rpm en la centrifuga HETTICH UNIVERSAL 320R figura 19. De este sobrenadante se tomaron las muestras para la determinación de azúcares totales.

Fig. 18. Adecuacion de muestra Fig. 19. Centrifuga Hettich Fig. 20. Centrifuga Sprectrafuge

Fuente: Lab. Naranjos USB.

A su vez este sobrenadante se llevó a tubos eppendorf para una segunda centrifugación en centrifuga Spectrafuge 7M Labnet durante 10 min a 10rpm. Esta muestra se sometió a filtración para poder ser inyectada en el equipo de HPLC ELITE LaChrom VWR Hitachi, fig 21.

Fig. 21. HPLC VWR Hitachi Fuente: Lab. Naranjos USB.

37

6.4.7 Determinación de azúcares totales (Antrona)

Uno de los métodos más comúnmente usados para cuantificar azúcares totales es el de la Antrona (Dimler y col. 1952). Éste procedimiento nos permite determinar cuantitativamente hexosas, aldopentosas, ácidos uronicos ya sea en forma libre o formando parte de polisacáridos. Para que la medición sea digna de confianza, deben controlarse cuidadosamente las concentraciones de Antrona y de ácido en el reactivo así como el tiempo y la temperatura de reacción. Es aconsejable que la muestra se encuentre libre de proteínas ricas en triptofano para evitar interferencias en la reacción colorida.

Para cuantificar la cantidad de azúcar presente en una muestra, primeramente se prepara una curva de calibración con los valores de absorbancia mostrados por distintas soluciones de concentración conocida. Estos valores se ajustan a una recta usando regresión lineal, y con la ecuación de la recta se determina la concentración. Reactivos:

Antrona 2% en ácido sulfúrico concentrado

Solución patrón de glucosa 100ml/L

Curva de calibración:

1) Se prepararon tubos de ensayo con solución de glucosa con concentraciones correspondientes a una concentración de 0, 25, 50, 75 y 100 mg/L. Se llevaron todas las muestras a un baño de hielo durante 10 min.

2) Una vez los tubos estuvieron bien fríos, se les adiciono 4,0 ml de Antrona a cada uno.

3) Después de adicionada la Antrona, los tubos se mantuvieron en hielo durante 5 min.

4) Se agitaron los tubos vigorosamente con ayuda de un vórtex, de manera que las muestras quedaron perfectamente homogéneas hasta que se tornaron de una coloración amarilla y regresaron de nuevo al hielo.

5) Después de una breve agitación, los tubos se llevaron a un baño de agua hirviendo durante 10 min.

6) Se retiraron del baño de agua hirviendo y se enfriaron a temperatura ambiente.

7) Una vez frios los tubos, se dispuso la muestra en el espectrofotómetro para leer la absorbancia a 625nm de cada uno de ellos. (ver Anexo A).

38

Fig. 22. Tratamiento curva de calibración Antrona Fuente: Lab. Naranjos USB.

6.4.8 Determinación de azúcares por HPLC

Se tomaron muestras por duplicado para esta determinación del sustrato virgen y sustratos agotados. (Ver Anexo B).

6.4.9 Determinación de pH.

La metodología utilizada para determinar el pH consistió en diluir aproximadamente 1,0 g de cada una de las muestras en 50,0 ml de agua destilada durante varios minutos. Pasado el tiempo de dilución se procedió a medir el pH. La medición de pH se realizó en un potenciómetro (Bante instruments, China), Marca Thomson, previamente calibrado con soluciones estándar de 4,0 y 7,0 pH.

Fig. 23. Potenciómetro Thomson

Fuente: Lab. Naranjos USB.

39

7. RESULTADOS Y DISCUCIÓN

La influencia de los diferentes sustratos utilizados en el cultivo de hongos comestibles se hace evidente al analizar los parámetros que determinan la calidad nutricional en el hongo. De igual forma se considera que dentro de la degradación del sustrato, se obtienen condiciones óptimas para considerar que este sustrato alcanza los parámetros necesarios para convertirse en una fuente importante como materia prima para la obtención de alimento pecuario.

La tabla 4 nos muestra los resultados obtenidos de la caracterización fisicoquímica del bagazo virgen recibido y los sustratos agotados después de un tiempo determinado.

Tabla 4. Resultados análisis fisicoquímicos

*ver anexo B

7.1 DETERMINACIÓN DE HUMEDAD

Salvo el sustrato virgen, las otras muestras, muestran valores de humedad altos,

esto debido a la gran cantidad de agua adicionada en la formulación de los

sustratos iniciales, además las condiciones ambientales en las que se

encuentran durante el proceso de producción siempre son bajo humedades

relativamente altas descritas anteriormente en el diseño, esto hace que la

perdida de humedad sea inexistente, por el contrario el sustrato tiende a

aumentar un poco dicha humedad con el pasar de los días como se muestra en

la tabla 5. Esto debido a la capacidad higroscópica natural del bagazo de caña.

BAGAZO VIRGEN 90 DIAS 180 DIAS

5,705 ± 0,021

0,21 ± 0,028

3,36 ± 0,098

71,65 ± 0,042

19,705 ± 1,520

41,78 ± 0,438

*

3,18 ± 0,070

66,565 ± 0,318

39,51 ± 0,622

19,45 ± 0,438

*

5,86 ± 0,0145,91 ± 0,014

DETERMINACIÓN DE PROTEINA (%) METODO KJENDAHL

DETERMINACIÓN DE GRASA (%)METODO DE EXTRACCION SOXLETH

DETERMINACIÓN DE CENIZAS (%)

DETERMINACIÓN DE HUMEDAD (%)BALANZA DE HUMEDAD

DETERMINACIÓN DE FIBRA (%)

DETREMINACIÓN DE AZUCARES TOTALES (mg/l)*10METODO DE ANTRONA

DETERMINACIÓN AZUCARES HPLC

DETERMINACIÓN DE pH

ANALISIS FISICOQUÍMICOS

1,438 ± 0,0028

0,62 ± 0,034

4,845 ± 0,162

7,945 ± 0,190

36,75 ± 2,474

7,605 ± 0,403

*

60,03 ± 4,200

2,365 ± 2,877

28,22 ± 1,541

40

Tabla 5. Resultados determinación humedad

DETERMINACIÓN DE HUMEDAD

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 7,81 66,34 71,68

REPLICA2 8,08 66,79 71,62

Promedio 7,95 66,565 71,65

Desviación estándar 0,19 0,32 0,04

Varianza 0,04 0,10 0,00

Gráfica 1. Contenido de humedad en muestras

7.2 DETERMINACIÓN DE CENIZAS

Como se muestra en la tabla 6, la cantidad de cenizas es mayore en el bagazo

virgen, ya que este carga consigo más cantidad de minerales disponibles que las

otras muestras.

Tabla 6. Resultados determinación de cenizas

DETERMINACION DE CENIZAS

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 4,96 3,13 3,43

REPLICA2 4,76 3,23 3,29

Promedio 4,86 3,18 3,36

Desviación estándar 0,14 0,07 0,10

Varianza 0,02 0,01 0,01

0

20

40

60

80

BV SA90 SA180

% D

E H

UM

EDA

D

MUESTRA

DETERMINACIÓN DE HUMEDAD

%REPLICA1

%REPLICA2

41

Ya que este es un análisis asociado a la materia orgánica disponible en la

muestra, la gráfica 2 nos muestra como los minerales que existían en el bagazo

virgen, han sido aprovechados por el hongo para su crecimiento lo que nos deja

un porcentaje de ceniza inferior al inicial.

Gráfica 2. Contenido de cenizas en muestras

7.3 DETERMINACIÓN DE GRASAS

Como se muestra en la tabla 7 y gráfica 3, el bagazo virgen contiene un

porcentaje elevado de grasas en comparación con los sustratos agotados, y se

evidencia el consumo de estas por parte del hongo, para su proceso de

crecimiento. La importancia de este análisis deriva en que el cuerpo fructífero del

hongo es bajo en grasa, por lo tanto deja a disposición una cantidad significativa

de estas grasas en el sustrato agotado que posteriormente puede ser

aprovechable dado que cumple con los requerimientos exigidos para proponerlo

como una alternativa de uso como concentrado para alimento animal.

Tabla 7. Resultados determinación de grasas en muestras

DETERMINACIÓN DE GRASAS

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 0,62 0,33 0,19

REPLICA2 0,62 0,44 0,23

Promedio 0,62 0,385 0,21

Desviación estándar 0,00 0,08 0,03

Varianza 0,00 0,01 0,00

0

2

4

6

BV SA90 SA180

% D

E C

ENIZ

AS

MUESTRA

DETERMINACIÓN DE CENIZAS

%REPLICA1

%REPLICA2

42

Gráfica 3. Contenido de grasas en muestras

7.4 DETERMINACIÓN DE PROTEÍNA

Los resultados obtenidos del bagazo virgen para el porcentaje de proteína concuerdan con los resultados arrojados y reportados por Batista et al., (2001), quiénes obtuvieron un valor medio de 2,46 % de proteína en muestras molidas de 60 variedades de caña; similares resultados fueron reportados por López et al., (2003) con valores de 2,46 % de proteína. Además es conocido que los componentes del bagazo virgen, que son celulosa, hemicelulosa y lignina, son pobres en nitrógeno (Zadrazil,1974). Esto pone en evidencia la necesidad de enriquecer este sustrato para que logre cumplir con los requerimientos que exige el hongo para su crecimiento. En este caso nuestro bagazo virgen fue enriquecido con salvado de trigo el cual cuenta con un porcentaje de proteína inicial del 15,5% según la tabla 8. Tabla 8. Constitución del salvado de trigo

Fuente: Botanical-online SL 2016

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

BV SA90 SA180

% D

E G

RA

SA

MUESTRA

DETERMINACIÓN DE GRASAS

%REPLICA1

43

Esto nos indica que al iniciar la producción con el bagazo virgen una vez enriquecido, el hongo ya tiene el aporte de nitrógeno necesario para poder iniciar su proceso de crecimiento, además es de interés observar el aumento en el nivel de proteína con el pasar del tiempo, esto debido a la degradación de los nutrientes por parte de hongo utilizándolos para su desarrollo, el cual genera aumento en los niveles de proteína en el sustrato como se observa en la tabla 9. Tabla 9. Resultados determinación de proteínas (Kjendhal)

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNA

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 1,436 35 27,13

REPLICA2 1,44 38,5 29,31

Promedio 1,44 36,75 28,22

Desviación estándar 0,00 2,47 1,54

Varianza 0,00 6,13 2,38

En la gráfica 4 se observa como los niveles de proteína se elevan, siendo mínimo en el sustrato virgen dada la naturaleza fibrosa de este. Una vez enriquecido se puede apreciar como estos niveles aumentan de manera significativa con el pasar del tiempo, obteniendo en el día 90 su pico más elevado reportando porcentajes de hasta 38%. A si mismo se aprecia como estos niveles van disminuyendo. Para el día 180 se evidencia un consumo de este nutriente por parte del hongo en su fase micelia, es decir que este se sigue alimentando dentro de este sustrato que aún le aporta lo suficiente como para seguir degradando.

Gráfica 4. Contenido proteico en muestras

0

10

20

30

40

50

BV SA90 SA180

% D

E P

RO

TEIN

A

MUESTRA

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNA

%REPLICA1

%REPLICA2

44

7.5 DETERMINACIÓN DE FIBRA

Se ha observado que después de cosechar los cuerpos fructíferos de Orellana,

en el material usado como sustrato, las cantidades finales de hemicelulosa,

celulosa y lignina se han reducido en un 40% sugiriendo que todo el material

fribroso pobre en nitrógeno es utilizado como nutrimento para el crecimiento del

hongo como se muestra en la tabla10. Se observa como el bagazo virgen que es

rico en fibra con porcentaje hasta del 63%, otorga al hongo un medio efectivo

para su propagación cediendo grandes cantidades de materia lignoceluloso

hasta porcentajes por debajo del 20%.

Tabla 10. Resultados determinación de fibra

DETERMINACION DE FIBRA

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 63 39,75 20,78

REPLICA2 57,06 39,07 18,63

Promedio 60,03 39,41 19,705

Desviación estándar 4,20 0,48 1,52

Varianza 17,64 0,23 2,31

La gráfica 5 nos muestra de manera evidente el consumo de fibra por parte del

hongo; que encuentra en estos componentes, al ser degradados, fuentes

importantes de alimento como sustento para su propagación.

Gráfica 5. Contenido de fibra en muestras

0

20

40

60

80

BV SA90 SA180

% D

E FI

BR

A

MUESTRA

DETERMINACIÓN DE FIBRA

%REPLICA1

%REPLICA2

45

7.6 DETERMINACIÓN DE AZÚCARES

Es evidente como se muestra en la tabla 11 que el sustrato virgen no posee

azúcares aprovechables ya que estos han sido consumidos por los procesos

agroindustriales anteriores a su recolección, por esto se estima que el hongo a

través de procesos enzimáticos logra degradar el material lignoceluloso que

otorga el bagazo virgen para obtener azúcares simples que sí son

aprovechables por él para seguir con su desarrollo.

Tabla 11. Contenido de azúcares totales en muestras

AZÚCARES TOTALES mg/l

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 7,89 19,14 41,47

REPLICA2 7,32 19,76 42,09

Promedio 7,61 19,45 41,78

Desviación estándar 0,40 0,44 0,44

Varianza 0,16 0,19 0,19

En la gráfica 6 se muestra el incremento de la presencia de estas sustancias

provenientes de los azúcares degradados por el hongo al realizar una hidrolisis

acida. Aunque el bagazo virgen inicialmente no posee los azúcare simples

(glucosa, fructosa, manosa) el hongo tiene la capacidad de obtener los azúcares

rompiendo las cadenas del material lignoceluloso, es por esto que la

caracterización por HPLC (Ver anexo B), no muestra los azúcares simples, pero

la prueba de azúcares totales si evidencia la presencia de carbohidratos.

Gráfica 6. Contenido de azúcares en muestra

0

10

20

30

40

50

BV SA90 SA180

Co

nce

ntr

ació

n (

mg/

L)

Muestra

DETERMINACIÓN DE AZÚCARES TOTALES

Concentracion (mg/l)*10REPLICA1

Concentracion (mg/l)*10REPLICA2

46

7.7 DETERMINACIÓN DE pH

En la tabla 12 se puede apreciar como los valores de pH no varían de manera

significativa siendo coherentes con la formulación descrita ya que al sustrato

inicial se le adiciono cal agrícola la cual cumple con una función estabilizadora

del pH permitiendo que el hongo siga con sus procesos fermentativos sin alterar

la acidez del sustrato.

Tabla 12. Resultados determinación de pH

DETERMINACIÓN DE pH

BAGAZO VIRGEN

SUSTRATO AGOTADO 90 DIAS

SUSTRATO AGOTADO 180 DIAS

REPLICA1 5,9 5,85 5,69

REPLICA2 5,92 5,87 5,72

Promedio 5,91 5,86 5,705

Desviación estándar 0,01 0,01 0,02

Varianza 0,00 0,00 0,00

En la gráfica 7 se evidencia lo anteriormente mencionado, destacando los

valores de pH al día 180 que son inferiores en relación a los valores iniciales,

esto debido a que el hongo sigue con sus procesos normales de fermentación y

ya quedan pocos indicios de la cal agrícola que actuaba como agente

estabilizador.

Gráfica 7. pH en muestras

5,5

5,6

5,7

5,8

5,9

6

BV SA90 SA180

pH

MUESTRA

DETERMINACIÓN DE pH

%REPLICA1

%REPLICA2

47

8. USOS ALTERNATIVOS

8.1 COMO ALIMENTO ANIMAL

En la composición físico-química del sustrato agotado influyen diversos factores:

la formulación, tiempo y estado fisiológico de los bloques. El valor nutritivo de

estos residuos es mayor que el de otros restos de actividades agrícolas, ya que

son especialmente ricos en proteína. Sin embargo, el alto contenido en fibra y

bajo contenido en grasas de los sustratos agotados del cultivo de orellana,

establece que los rumiantes se consideran los más indicados para su consumo.

(García, et al., 2010).

8.1.1 Ventajas

Con la adecuación de los bloques de sustrato agotado se puede obtener un

producto apto para el consumo de bovinos. Por su alto contenido de proteínas,

en las determinaciones realizadas, el promedio fue de 36%, encontrándose

dentro del rango esperado (28%-38%) para este tipo de productos (Rinker, et al.,

2005).

• El contenido de cenizas del producto no ocasiona efectos laxantes en los

bovinos, ya que el porcentaje de ± 3,3 es menor al máximo permitido (Anexo D)

• Al utilizar este producto en la alimentación de bovinos, existe una reutilización

de un residuo, lo que disminuye el consumo de materias primas y los impactos

ambientales que acarrea la producción de estas.

8.2 COMO MATERIA PRIMA PARA EL CULTIVO DE OTROS HONGOS

En el Valle del Cauca, la dependencia casi exclusiva del suministro de bagazo

de caña como materia prima en la elaboración de sustratos para el cultivo de

hongos y sus múltiples usos como subproducto, constituyen un problema,

agudizado por el manejo que se le viene dando en los ingenios para su

explotación, por lo que una incorporación de nuevos materiales que impliquen el

aprovechamiento de residuos, puede llegar a suponer un importante beneficio

económico. En este sentido, la incorporación del compost de sustrato agotado

de la producción de Orellana presenta una notable potencialidad para ser

integrado en la composición de un sustrato selectivo y equilibrado en nutrientes

para el desarrollo de los hongos comestibles del genero Pleurotus.

48

9. CONCLUCIONES

La variación de las características nutricionales del sustrato agotado en la

producción de Orellana, dependen de los materiales utilizados para su

enriquecimiento, como del sustrato inicial. La unión de estas dos variables se ve

reflejada en cuanto al contenido de carbohidratos pero no al porcentaje graso, el

cual depende más del sustrato que de los aditamentos. En contraste con lo

anterior se ve que existe influencia del sustrato inicial con respecto a la fibra,

pues es de esta que el hongo logra obtener un alto contenido de nutrientes.

De acuerdo a los resultados obtenidos de las pruebas de análisis fisicoquímico

se puede concluir que el alto contenido nutricional del sustrato agotado de la

producción de Orellana nos permite proponerlo como materia prima para la

obtención de un alimento animal.

Debido a su alto contenido nutricional, los residuos agotados de la producción de

Orellana sirven como medio para enriquecimiento de sustratos mediante su

trituración y mezclado con otras sustancias, se puede emplear como materia

prima para la producción de hongos comestibles, siguiendo las tendencias

actuales de producción sana y natural para la obtención de mejores productos.

49

10. RECOMENDACIONES

Con el fin de obtener rendimientos en la producción bovina de leche y carne,

suplementada con este residuo, se requiere una segunda fase de validación

para determinar conversión, aceptabilidad y producción, teniendo en cuenta la

relación costo/beneficio comparado con otros tipos de dieta.

El producto se debe mezclar con melaza, en relación promedio 80:20, para

mejorar la palatabilidad, y como fuente energética. Este residuo se puede utilizar

como complemento alimenticio de bovinos, sin quitarles nunca el pasto. No se

debe suministrar más de 3 kilogramos/animal/día. (Victoria, et al., 2009).

A la hora de reutilizar los sustratos agotados en el cultivo de otros hongos se

debe tener en cuenta, en primer lugar, la necesidad de conseguir materiales

uniformes con calidad constante y continuidad en el suministro, obteniéndose

mediante un proceso de elaboración estandarizado. Por otro lado, el material

debe presentar unas características físicas, químicas y biológicas adecuadas,

centrado principalmente en la necesidad de presentar un bajo nivel en sales

solubles y la realizaicion de un tratamiento térmico que proporcione seguridad

biológica.

50

11. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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53

12. ANEXOS

Anexo A. Curva de calibración Antrona

Anexo B. Determinación de azúcares por HPLC

Bagazo virgen

90 días

y = 0,0176x + 0,0088

R² = 0,9981

0

1

2

0 100 200

CO

NC

ENTR

AC

ION

(m

g/l)

ABSORBANCIA

CURVA DE CALIBRACIÓN MÉTODO ANTRONA

AZÚCARES TOTALES

Series1

Logarítmica(Series1)

Lineal(Series1)

54

180 días

Anexo C. Tablas de resultados de determinaciones

MUESTRA BV PESO (g)  V titul. Blanco(ml) V titul. Muestra(ml) N (NaOH) Factor

peso

atomico

nitrogeno

% PROTEINA

1 2 20,5 18,9 0,1 5,7 14 1,436

2 2 20,5 0,1 5,7 14 1,44

MUESTRA SA 90 PESO (g) V titul. Blanco(ml) V titul. Muestra(ml) N (NaOH) Factor

peso

atomico

nitrogeno

1 2 20,5 12,4 0,1 6,25 14 35

2 2 20,5 11,7 0,1 6,25 14 38,5

MUESTRA SA 180 peso(g) V titul. Blanco(ml) V titul. Muestra(ml) N (NaOH) Factor

peso

atomico

nitrogeno

1 2 20,5 14,3 0,1 6,25 14 27,13

2 2 20,5 13,8 0,1 6,25 14 29,31

DETERMINACION DE PROTEINA 

MUESTRA BV PESO (g) PESO BALON

VACIO

PESO BALON +

GRASA% GRASA

1 5,001 102,976 103,007 0,62

2 5,024 105,841 105,872 0,62

MUESTRA SA 90 PESO (g)PESO BALON

VACIO

PESO BALON +

GRASA0,33

1 5,06 106,212 106,229 4,4

2 5,037 103,889 104,111

MUESTRA SA 180 peso(g)PESO BALON

VACIO

PESO BALON +

GRASA

1 5,162 105,787 105,797 0,19

2 5,13 104,056 104,068 0,23

DETERMINACION DE GRASA

55

Anexo D. Composición nutricional de alimento para bovinos.

Fuente: Solla NUTREBLOQUE PSP ®

MUESTRA BV PESO (g) PESO CRISOL +

MUESTRA

PESO CRISOL +

CENIZA

PESO

CRISOL

VACIO

% CENIZAS

1 3,004 50,998 48,138 47,994 4,96

2 3,000 47,918 45,06 44,918 4,73

MUESTRA SA 90 PESO (g)PESO CRISOL +

MUESTRA

PESO CRISOL +

CENIZA

PESO

CRISOL

VACIO

% CENIZAS

1 3,13

2 3,23

MUESTRA SA 180 peso(g)PESO CRISOL +

MUESTRA

PESO CRISOL +

CENIZA

PESO

CRISOL

VACIO

% CENIZAS

1 3,001 47,501 44,603 44,500 3,43

2 3,003 50,214 47,31 47,211 3,29

DETERMINACION DE CENIZAS

MUESTRA BV PESO (g)  %HUMEDAD

1 7,81

2 8,08

MUESTRA SA 90 PESO (g) %HUMEDAD

1 66,34

2 66,79

MUESTRA SA 180 peso(g) %HUMEDAD

1 0,507 71,68

2 0,526 71,62

DETERMINACION DE HUMEDAD

MUESTRA BV PESO (g)  pH

1 5,9

2 5,92

MUESTRA SA 90 PESO (g) pH

1 5,85

2 5,87

MUESTRA SA 180 peso(g) pH

1 5,69

2 5,72

DETERMINACION DE pH