Año 4, Volumen 4, Número 16 Diciembre del 2001

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Boletín del Programa Nacional de Sanidad Acuícola y la Red

de Diagnóstico

Índice Págs. Enfermedades en Moluscos Cultivados en México 2 Sanidad en Moluscos 2 Laboratorio de Biología y Patología de Organismos Acuáticos 3 Enfermedades que Afectan a los Moluscos en México 3 Sinopsis de los Principales Agentes

Patógenos y Enfermedades en los Moluscos en México 3 Hipertrofia Gametofítica Viral 3 Rickettiosis 4 Vibriosis 4 Perkinsiosis 5 Enfermedad de los gametos 5 Infección por ciliados tipo Ancistrocoma 5 Infección por ciliado tipo Trichodina sp. 6 Gregarinas 6 Síndrome de deshidratación 7 Coccidiosis 7 Métodos de Control y Prevención de las Enfermedades 7 Diagnóstico de Enfermedades 8 Literatura Citada 9

Manual de Enfermedades

Moluscos

Comité Editorial Alfredo Eliud Herrera Mesina*

IBQ. Francisco Nieto* Dr. Fernando Jiménez*

*Dirección General de Organización y Fomento CONAPESCA. SAGARPA Dr. Lucio Galaviz Silva

Universidad Autónoma de Nuevo León M. en C. Martha Rodríguez Gutiérrez

Autores

Jorge Cáceres Martínez Rebeca Vásquez Yeomans

Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada, B. C. Laboratorio de Biología y Patología de

Organismos Acuáticos del Departamento

de Acuicultura.

1jcaceres@cicese.mx rebeca65@yahoo.com

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BOLETÍN DEL PRONALSA

ENFERMEDADES EN MOLUSCOS CULTIVADOS EN MÉXICO

Los moluscos son uno de los grupos de animales más nu-merosos que existen actualmente. Estos organismos se han utilizado desde tiempos prehispánicos como alimento, así lo demuestran los depósitos de conchas llamados “concheros” que se encuentran en diversas partes del mun-do, algunos de ellos datan de hace más de 8,890 años, como el descubierto en Punta Negra, Baja California. Los moluscos se fueron incorporando a la dieta del hombre aumentando el consumo de los ostiones, las almejas y los caracoles; sin embargo, en la mayoría de los casos, su explotación fue para consumo doméstico. Tiempo después, con el desarrollo de técnicas de pesca y de cultivo, se inició la utilización industrial de algunos de ellos, la cual se inten-sificó a finales de los siglos IX y XX. En la última década, se han producido cambios importan-tes en las pesquerías mundiales de moluscos, al incremen-tarse su explotación y el deterioro de su ambiente. Las poblaciones silvestres ya se encuentran al máximo de ex-plotación o han entrado en fase de sobreexplotación, de aquí que se considere al cultivo de moluscos, como una actividad primordial para terminar con la sobreexplotación y así mismo cubrir la demanda de consumo. Por otro lado, el cultivo de moluscos ayuda a evitar la extinción de estos animales. En la actualidad se cultivan los ostiones, mejillo-nes, abulón y los caracoles tanto marinos como dulceacuí-colas.

Fig. 1. Cultivo de ostión Japonés Crassostrea gigas en la Bahía Falsa, Baja California.

Durante el año 2000 la producción acuícola nacional, tanto marina como de agua dulce, alcanzó un total de 188,000 ton y generó aproximadamente 2,500,000 miles de pesos; de éstos el 28% (50,000 ton) corresponde al cultivo de mo-luscos, principalmente moluscos bivalvos. Es importante destacar que uno de los factores que puede frenar o incluso impedir el avance en los cultivos de molus-cos, lo constituyen los brotes de enfermedades. Diversas investigaciones se han llevado a cabo a fin de determinar la etiología, epizootiología y medidas de control adecuadas para dichas enfermedades. Durante los últimos 30 años, las enfermedades más importantes han sido causadas por virus, bacterias, hongos y protozoarios, que en ocasiones han llegado a acabar con la producción. Ejemplo de ello lo tenemos en nuestro país con Perkinsus marinus, agente causal de la enfermedad conocida como “Dermo” que ha causado elevadas mortalidades en el ostión americano, Crassostrea virginica, en el Golfo de México, o como el Síndrome de Deshidratación del abulón, Haliotis spp., pre-sumiblemente causada por la rickettsia “Candidatus Xeno-haliotis californiensis”, que está provocando severos daños a la pesquería del recurso en algunas islas de la costa de California, U.S.A. y Baja California. SANIDAD EN MOLUSCOS Dentro del manejo de un cultivo, la sanidad acuícola ocupa un lugar de interés primordial debido a la necesidad que existe de prevenir y controlar las enfermedades. La intro-ducción de patógenos por medio de la transferencia de moluscos vivos, ha sido uno de los principales factores de dispersión de enfermedades. Desde esta perspectiva, es prioritario el establecimiento de programas efectivos para la transferencia segura de organismos, principalmente si los organismos provienen de áreas de cultivo en donde se ha presentado alguna enfermedad.

Fig. 2. Ejemplares adultos de abulón azul Haliotis fulgens en preparación para análisis parasicológicos.

En México, la acuacultura en general ha adquirido una gran importancia en los últimos años, ya que ha contribuido a generar alimentos de alto valor nutritivo, empleo, insumos para la industria alimentaria, divisas y la protección y con-servación de especies en peligro de extinción; además, si sumamos el hecho de que el territorio nacional posee un litoral de alrededor de 11,500 kilómetros cuadrados de zo-na exclusiva; más de 2,900 millones de hectáreas de aguas interiores y 358,000 kilómetros cuadrados de plata-forma continental, tendremos que en nuestro país existe un enorme potencial acuícola.

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Un control efectivo de las enfermedades requiere de la supervisión rutinaria de las instalaciones y organismos en cultivo, la implementación de estrategias preventivas y llevar a cabo diagnósticos que sean rápidos y efectivos. Las técnicas que se pueden emplear en el diagnóstico de enfermedades de los moluscos son parasitológicas, histo-patológicas, bacteriológicas, inmunológicas y de biología molecular. Todas ellas en conjunto ofrecen una poderosa herramienta para el diagnóstico preciso y oportuno. En la actualidad, la toma de decisiones acerca de las me-didas sanitarias que se deben implantar para mejorar la producción de moluscos se basa, en la existencia de en-fermedades infecciosas que requieren de prevención y control. Sin embargo, éstas decisiones no serán posibles si no existe la colaboración de productores, académicos y autoridades. LABORATORIO DE BIOLOGÍA Y PATOLOGÍA DE ORGANISMOS ACUÁTICOS El Laboratorio de Biología y Patología de Organismos Acuáticos surge en septiembre de 1994 con el nombre de Laboratorio de Biología y Patología de Moluscos, para satisfacer la necesidad de contar con una línea de investi-gación en patología de moluscos, que se tradujera en ser-vicios de diagnóstico y asesoría sanitaria al sector produc-tivo.

Las primeras investigaciones, se enfocaron hacia determi-nar el estado sanitario de las poblaciones naturales y de cultivo del mejillón de California o Choro, Mytilus california-nus y el mejillón azul M. galloprovincialis. Posteriormente, los estudios se dirigieron al estado sanitario del ostión Japonés, C. gigas, cultivado en la Bahía Falsa, la almeja arenera Chione fluctifraga en la misma Bahía y del Estado de Sonora, la almeja Pismo Tivela stultorum y las almejas mano de león Argopecten subnodosus y catarina Lyropec-ten ventricosus de Baja California Sur.

Fig. 3. Cultivo de mejillón azul Mytilus galloprovincialis en Bahía Todos Santos, B. C.

Durante siete años de investigación y vinculación con el sector productivo, con resultados muy satisfactorios, el la-boratorio ha sido pionero en el estudio de las enfermedades en moluscos, básicamente para las enfermedades certifica-bles y notificables reportadas por la Oficina Internacional de Epizootias (OIE) y las Normas Oficiales Mexicanas (NOM-010-PESC-1993, NOM-011-PESC-1993 y proyectos de Norma NOM-020-PESC-1993, NOM-021-PESC-1994 y NOM-022-PESC-1994), lo que ha constituido la base para establecer las medidas sanitarias que permiten un mejor control y desarrollo en el cultivo de estos organismos. ENFERMEDADES QUE AFECTAN A LOS MOLUSCOS EN MÉXICO La siguiente tabla resume los resultados obtenidos sobre la carga parasitaria, estado sanitario y diagnóstico de las dife-rentes especies de moluscos cultivados en México.

Enfermedad Patógeno Hospedero

Hipertrofia gametocítica viral (VHG)

Papillomavirus Crassostrea virginica

Cuerpos de inclusión basófilos

Desconocido C. gigas ,

Rickettsiosis Bacterias tipo Rickett-sias

,C. gigas Mactra californica

Vibriosis Bacterias tipo Vibrio C. gigas, M. Californica, Tivela stultorum

Perkinsiosis Perkinsus marinus Crassostrea virginica

Infección por ciliados tipo Ancistrocoma

Stegotricha enterikos y otros ciliados

C. gigas

Infección por ciliados tipo Trichodina

Trichodina sp y otros ciliados

C. gigas

Enfermedad de los gametos

Steinhausiamytilovum Mytilus galloprovincialis

Gregarinas Nematopsis sp. Mytilus galloprovincialis, M. californica

Síndrome de Deshidra-tación

‘Candidatus Xenohalito-sis californiensis’

Haliotis fulgens, H. rufescens

Coccidiosis Margolisiella (Pseudoklossia) haliotis

H. rufescens

Sinopsis de los principales agentes patógenos y enfer-medades en los moluscos en México Hipertrofia Gametocítica Viral Infecta al ostión americano Crassostrea virginica y a otras especies de moluscos (Pincatada maxima y Mya arenaria) en Estados Unidos, Corea y Japón. En C. gigas la prevalen-cia es baja. Etiología: La patología se ha asociado con un virus tipo Pa-pillomavirus de la familia Papovaviridae, de simetría icosahé-drica que es Feulgen positivo lo que indica la presencia de ADN. Las partículas virales sin cápsula miden entre 43 a 55 nm.

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BOLETÍN DEL PRONALSA

Fig. 5. Gameto hipertrófico en la gónada del ostión Japonés Cras-sostrea gigas, rodeado por hemocitos. y restos celulares.

Sintomatología: Se caracteriza por provocar una hipertrofia masiva de los gametos individuales y del epitelio germinal por replicación del virus en el interior del núcleo de la célula huésped. Aunque se aprecia una respuesta celular por par-te del hospedero, su presencia no se ha asociado a mortali-dades masivas. Rickettsiosis Se encuentra en todas las especies de ostiones (C. gigas y C. virginica) y otros moluscos bivalvos como mejillones, almejas y escalopas de prácticamente todas las costas del mundo. Etiología: Son bacterias intracelulares pleomórficas, que miden de 0.5 a 2 mm, de forma ovoide con un diámetro de 0.45 a 0.60 mm. Pueden vivir fuera del hospedero por un corto período de tiempo. Sintomatología: Se observan inclusiones en el citoplasma de las células epiteliales de las branquias y glándula digesti-va. Desaparecen las microvellosidades apicales y los cilios de las células epiteliales de las branquias y se manifiestan múltiples crecimientos tumorales en las lamelas branquia-les. La presencia de estas bacterias no se ha asociado a mortalidades importantes, salvo en el caso de Tellina tenuis y del género Haliotis spp.

Vibriosis También se le conoce como necrosis bacilar o necrosis larval. Es una enfermedad que se presenta en los estadios larvales de la mayoría, si no es que en todos, los moluscos bivalvos de granjas de cultivo. Etiología: La vibriosis es una enfermedad causada por pa-tógenos oportunistas en las granjas de cultivo intensivo de moluscos. Se asocian a Vibrio tubiashi, Vibrio anguillarum, Vibrio splendidus, Vibrio alginolyticus y otros Vibrio spp. Sin embargo, V. tubiashi se ha reportado como una especie altamente patogénica en larvas del ostión Japonés C. gigas en concentraciones de 105 cél/ml en el agua del cultivo. Son microorganismos que pertenecen a la familia Vibriona-ceae. Son bacterias móviles usualmente con un simple flagelo polar, gram-negativas, anaerobias facultativas, con forma de bastón, oxidasa positiva. Crecen en medio TCBS, incubadas a 35ºC, en donde las colonias que forman son lisas, circulares y de coloración amarilla. Sintomatología: Se presenta una infección sistémica en los tejidos blandos de semillas y larvas que resulta posterior-mente en una necrosis del tejido. Las larvas enfermas pre-sentan un rompimiento del velo y un nado anormalmente cercano al fondo del tanque de cultivo. Experimentalmente, la enfermedad se desarrolla muy rápi-damente con un completo colapso de los cultivos larvarios dentro de las 48 horas de exposición a la bacteria. En otras especies, la enfermedad puede caracterizarse por pérdida de los cilios o un desprendimiento de las células epiteliales del velo. La pérdida de éstas células permite un crecimien-to bacteriano a lo largo de la superficie interna de la concha hasta el manto y se reduce la actividad metabólica en ge-neral y la alimentación. La vibriosis puede, aparentemente, presentarse en cual-quier proceso en la granja de cultivo, por lo que se conside-ra al organismo causante como ubicuo. La enfermedad está asociada con condiciones de verano y temperaturas cálidas en ambientes templados. Se le considera de un gran impacto económico siempre y cuando no se tenga un apropiado manejo del cultivo.

Fig. 6. Inclusión bacterial tipo Rickettsia en divertículo digestivo del ostión Japonés Crassostrea gigas.

Fig. 7. Semilla de ostión Japonés Crassostrea gigas afectada por vibrio-sis.

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Perkinsiosis Perkinsus marinus ha sido, desde 1949, la causa de impor-tantes mortalidades en Crassostrea virginica en la costa Este Norteamericana de Massachusetts a Florida y en la costa del Golfo de México hasta Venezuela. También su presencia ha sido citada en Puerto Rico, Cuba y Brasil. Responsable de la enfermedad del “Dermo” en C. virginica y de otras especies de moluscos bivalvos. Experimental-mente se ha infectado a Crassostrea gigas, especie que es más resistente a este parásito. Etiología: Perkinsus marinus (denominado previamente como Dermocystidium marinum y Labyrinthomyxa mari-nus), protista del phylum Apicomplexa, aunque reciente-mente se sugiere una asociación con los dinoflagelados. Es un parásito intracelular (2 a 4 mm), que infecta los hemocitos de los bivalvos. Produce zooesporas biflagela-das, con un complejo apical simplificado y el flagelo posee mastigonemas. Perkinsus olseni causa perkinsiosis en mu-chas especies de bivalvos en aguas tropicales y subtropi-cales. La forma vegetativa (trofozoíto) de P. marinus se multiplica en los tejidos (intra o extracelularmente) del hospedero por fisión múltiple, gemación interna o ambas. El parásito se encuentra en altas densidades en la hemolinfa siendo in-cluso fagocitado por los hemocitos, sin que la infección llegue a ser controlada. Posteriormente, los trofozoítos maduros realizan rápidas divisiones reductoras para formar una hypnospora, la cual esporula para liberar al agua un gran número de zoosporas biflageladas (1000-2000 por hypnospora). Sintomatología: Perkinsus marinus se multiplica y causa liquefacción en los tejidos infectados del hospedero. Se observa retraso en el crecimiento con una marcada ema-ciación, las valvas se abren, la glándula digestiva tiene una apariencia pálida, la membrana basal desgarrada y se pue-den observar lesiones en los tejidos en forma de abscesos. Se produce también una inhibición del desarrollo gonadal que conlleva una reducción de la capacidad reproductiva. P. olseni produce un desprendimiento del tejido conectivo y epitelial con ocasionales formaciones de abscesos.

Fig. 8. Tejido conectivo de la glándula digestiva del ostión Ameri-cano Crassostrea virginica infectado con Perkinsus marinus. Se observan trofozoitos dentro de un hemocito y un trofozoito maduro.

Enfermedad de los gametos

Se encuentra en diversas especies de mejillón del género Mytilus, tales como Mytilus californianus y M. galloprovincia-lis

Fig. 9. Infección en un oocito del mejillón azul Mytilus galloprovin-cialis, por el microsporidio Steinhausia mytilovum. Las flechas muestran a los estadios de esporangio (p) y esporas maduras

Etiología: El agente patógeno, Steinhausia mytilovum, es un protozoario que pertenece al phylum Microspora que, como su nombre lo indica, presenta estadios de esporulación en su ciclo de vida. Miden de 3 a 6 mm. Las microsporas tie-nen paredes quitinosas y el estadio comúnmente observado consisten de quistes intracelulares ovoides o esféricos, de 18 a 20 mm y conteniendo de 40 a 60 esporas de 2.3 mm de diámetro. El número de esporas por quiste es variable y no se detecta ninguna respuesta evidente en asociación con las infecciones.

Sintomatología: El microsporidio infecta el citoplasma de los oocitos maduros y provoca una fuerte reacción hemocitaria. La presencia de este patógeno tiene un efecto negativo en la producción de gametos y por lo tanto en el proceso repro-ductivo del hospedero.

Infección por ciliados tipo Ancistrocoma

La mayor parte de los ciliados son considerados sin efecto patológico sobre el organismo en que se asientan, sin em-bargo, cuando el número de estos organismos es extrema-damente elevado, o el hospedador está bajo condiciones de estrés, pueden tener efectos adversos.

Infestan a la especie de C. gigas y otros moluscos bivalvos como la almeja del género Mya spp. y al mejillón Mytilus galloprovincialis.

Etiología: Protozoario ciliado identificado como Stegotricha enterikos. Posee cilios que cubren totalmente su superficie externa en forma de huso y dos núcleos (macronúcleo y micronúcleo). Además, tiene una estructura citofaríngea en el extremo anterior del cuerpo.

Sintomatología: Se localizan en el lumen de los divertículos digestivos, intestino y estómago del huésped, sin embargo pueden ser embebidos parcialmente por las células epite-liales de los túbulos digestivos.

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BOLETÍN DEL PRONALSA

Aunque no se han asociado con mortalidades masivas, bajo condiciones de desarrollo adversas pueden tener un impacto negativo en el hospedero.

Fig. 10. Stegotricha enterikos, en el lu-men de los divertículos digestivos en el ostión Japonés Crassostrea gigas.

Infección por ciliados tipo Trichodina sp.

Se presenta en C. gigas y otros moluscos bivalvos como la almeja del género Mya spp. y la escalopa Pla-copecten sp.

Etiología: Ectoparásito de las branquias aparentemen-te en forma discoidal, de acuerdo a las observaciones utilizando el microscopio electrónico y óptico. Mide alrededor de 60mm de diámetro y de 25-30 mm de alto. En uno de sus polos posee una doble espiral de cilios que circunscribe la superficie oral. El disco ad-hesivo en el polo basal de los cilios, cubierto por el velo, puede estar rodeado por un cinturón de cilios locomotores consistentes de varios anillos concéntri-cos de cilios separados dentro de tres capas por plie-gues cuticulares y un septo. En estudios histológicos y citológicos mostraron un macronúcleo en forma de “c” en el citoplasma, rodeado por una gran vacuola delimi-tada por una membrana plegada.

Fig. 11. Trichodina sp. asociadas al manto del ostión Japo-nés Crassostrea gigas, en donde puede producir erosión de epitelios.

Sintomatología: Los estudios histopatológicos revelan que los organismos severamente infectados con Trichodina sp. muestran una inflamación en las branquias con un epitelio superficial deformado y alterado cuando los ecto-parásitos están presentes. Hay numerosa descamación de células epiteliales, hemocitos y restos de tejido de la superficie de la célula huésped. Por otro lado, los ciliados se pueden observar en el tejido conectivo por debajo del epitelio dentro de los filamentos branquiales. Una tinción especial para mucopolisacáridos (Ácido Peryódico y Azul Alciano) revelan una excesiva cubierta de mucus en las lamelas branquiales infestadas.

Una severa infestación de éstos ectoparásitos en las branquias, puede interferir con la función respiratoria de las branquias, como resultado de la excesiva producción de mucus, la cual cubre la lamela. En el ostión portugués, C. angulata, la presencia de los mismos se asoció a la erosión de los filamentos branquiales, aunque podrían ser invasores secundarios en ostiones infectados por el virus tipo iridovirus de la Necrosis Branquial.

Gregarinas

Parásito protista que se encuentra en el ostión (C. gigas), en mejillón (M. galloprovincialis), almeja (Mactra californi-ca) y escalopas (Argopecten spp.).

Etiología: Protista perteneciente al phylum Apicomplexa, del género Nematopsis. Son estadios parasitarios que se caracterizan por la presencia de oocistos con pared hiali-na muy delgada conteniendo densos esporozoitos basófi-los vermiformes. Los oocistos pueden medir 19 x 16 mm. Los moluscos son hospederos intermedios en el ciclo de vida de este protista y éstas completan su ciclo de vida en el tracto digestivo de artrópodos marinos.

Fig. 12. Nematopsis sp. en tejido conectivo de la glán-dula digestiva del ostión americano Crassostrea virgini-ca. Se observan los trofozoitos de la gregarina (cw).

Sintomatología: La infección por estos protozoos provoca una leve inflamación de los tejidos afectados que básica-mente son branquias y palpos labiales, aunque también se encuentran en el interior de los fagocitos, que se mue-ven dentro del tejido conectivo de los diferentes órganos.

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Síndrome de Deshidratación Este síndrome es más evidente en el abulón negro Haliotis cracherodii, aunque también se presenta en el abulón azul, H. fulgens, abulón amarillo, H. corrugata y abulón rojo, H. rufescens. Etiología: El agente causal es un nuevo género y una nueva especie de un procariota intracelular con características morfológicas de la clase Proteobacteria, orden Rickettsiales y de la familia Rickettsiaceae, en el epitelio del tracto diges-tivo, que ha sido identificada como ‘Candidatus Xenohaliotis californiensis’. Inicialmente, se pensaba que infecciones coccidiales severas eran la causa de esta enfermedad, pero no se encontró correlación entre la infección por coccidios y el síndrome de deshidratación. Estas bacterias infectan a las células epiteliales del tracto digestivo. Son bacterias basófilas que se multiplican por fisión binaria en colonias ovales o redondas que se agrupan en el citoplasma y están limitadas por una membrana. La infección de los divertículos digestivos resulta en la pérdida de los gránulos enzimáticos y metaplasia de las células secretoras de enzimas. Presumiblemente la atrofia de los divertículos digestivos resulta en una pérdida en la capaci-dad de absorción del alimento y por lo tanto en la inanición del abulón.

Fig. 13. Epitelio del post-esófago de abulón rojo Haliotis rufes-cens infectado por colonias de Rickettsias.

Sintomatología: Es una enfermedad que afecta a todas las tallas del abulón y causa letargo, retracción de los tejidos viscerales y atrofia del músculo del pie (por lo tanto, reduce la capacidad del abulón para adherirse a un sustrato), ade-más es letal. El incremento en la temperatura acelera la enfermedad y disminuye su sobrevivencia. En temperatu-ras de 18 a 20 ºC, la muerte ocurre usualmente al mes de que se presentan los síntomas clínicos. Hay severas altera-ciones metabólicas antes de que se observe la atrofia del músculo del pie. A nivel de la hemolinfa, las concentracio-nes de hemocianina disminuyen, lo mismo que el glicógeno en el músculo del pie y se incrementan los hemocitos con morfología anormal. Esta enfermedad se detectó primeramente en el abulón negro en 1992, en las costas de California, E.U.A., en don-de las poblaciones declinaron de forma dramática, a tal

grado, que se prohibió la pesquería de este organismo en 1993. Esta enfermedad también se ha detectado en el abulón rojo que se cultiva en California y México y en poblaciones silvestres de abulón negro, azul y amarillo.

Coccidiosis Infecta principalmente al abulón rojo (Haliotis rufescens), aunque otras especies de coccidios se han reportado para moluscos bivalvos (ostiones, mejillones, escalopas y almejas). Etiología: El agente causal es Margolisiella (Pseudoklossia haliotis). Protozoario del phylum Api-complexa que son parásitos intracelulares obligados. Se caracteriza por presentar oocistos con muchos esporo-cistos conteniendo generalmente dos esporozoitos. Completan su ciclo de vida en un solo hospedero.

Sintomatología: Este protozoario se encuentra alojado en los riñones del abulón. Puede causar hipertrofia de las células renales, aunque no se ha asociado con mor-talidades del abulón, aún cuando inicialmente, se pensó que este microorganismo pudiese ser el causante del Síndrome de Deshidratación.

Fig. 14. Microgametos de Margolisiella haliotis en el riñón del abulón rojo Haliotis rufescens.

MÉTODOS DE CONTROL Y PREVENCIÓN DE LAS ENFERMEDADES

La prevención efectiva, manejo y diagnóstico de las en-fermedades en moluscos comercialmente explotables, se basan primordialmente en el conocimiento del meca-nismo de infección y en la comprensión de los procesos de manejo en los sistemas de cultivo.

La información sobre estos elementos lleva consigo la toma de muestras de organismos en diferentes fases del cultivo. Por lo tanto, la selección de una muestra debe cumplir el requisito fundamental de ser representativa de la población de la que se extrajo. Tanto el tamaño del lote y de la muestra para la identificación de agentes causales de enfermedades en moluscos, se basa en lo especificado en el proyecto de norma NOM-020-PESC-1993.

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Para la toma de muestras en las granjas acuícolas, es necesario recolectar entre 60 y 120 organismos de talla juvenil y adultos. La frecuencia de los muestreos sería de acuerdo a los siguientes puntos:

a. Lotes de organismos que por un lado vayan a ser movilizados de una granja acuícola a otra.

b. Lotes de organismos que son capturados de poblaciones silvestres.

c Lotes de organismos cuando se presenten bro- tes de enfermedades. Diagnóstico de enfermedades El diagnóstico de enfermedades en las granjas de cultivo se basa en observaciones clínicas, síntomas patológicos, información microbiológica y una combinación de éstas. La prevención de las enfermedades causadas por agen-tes patógenos oportunistas puede ser realizada controlan-do la entrada y diseminación de éstos agentes en el siste-ma. La prevención de infecciones bacterianas, por ejem-plo, es efectuada previniendo la contaminación por pató-genos de los cultivos algales y manteniendo bajos niveles de patógenos (o ausencia de los mismos) en los tanques y en la columna de agua. Para identificar la fuente de contaminación en un sistema es necesario examinar mi-croscópicamente el agua y llevar a cabo cultivos bacterio-lógicos de varias fuentes potenciales de contaminación: cultivos de microalgas, aprovisionamiento de agua y al-macenaje, tanques de cultivo y el stock de progenitores. Los cultivos larvarios son típicamente monitoreados para la tasa de crecimiento. El crecimiento reducido o asenta-miento de larvas al fondo del tanque son observaciones muy útiles como indicador de alguna enfermedad. El co-nocimiento de la estructura normal larval y el movimiento en los organismos vivos también son herramientas muy válidas para un diagnóstico temprano de enfermedades en larvas. Las enfermedades en cultivos de juveniles son frecuente-mente reconocidas por una baja tasa de crecimiento y una pérdida de coloración. La liquefacción del ligamento y el crecimiento de las bacterias dentro del manto se reco-noce por el cambio de coloración y puede ser diagnosti-cada por exámenes bacteriológicos e histopatológicos. Los cultivos bacteriológicos en TCBS de cultivos de lar-vas o juveniles presuntamente enfermos, aportan una evidencia para implicar a los vibrios en un proceso de enfermedad. Sin embargo, hay que tomar en considera-ción que los patógenos oportunistas frecuentemente in-fectan secundariamente a los organismos como resultado de un estrés por factores menos aparentes. Estos facto-res (alta densidad larval, altas temperaturas o inapropiada tensión de oxígeno) pueden interactuar con los patógenos cuya patogenicidad puede ser determinada por los nive-les de nutrientes en el agua, densidad de patógenos, sus-ceptibilidad del hospedero y otros factores que favorecen la enfermedad. Cuando se reconozca una fuente de infección en la gran-ja de cultivo, ésta debe ser inmediatamente aislada.

Los stocks de larvas infectadas pueden ser eliminadas a menos que exista un programa específico de contención de la enfermedad y selección de sobrevivientes resistentes. El equipo, superficies de los contenedores, líneas de agua y otros materiales asociados con stocks infectados deben ser esterilizados. Los juveniles pueden ser, efectivamente trata-dos por infecciones bacterianas si el proceso de la erosión del ligamento no está demasiado avanzado. El uso de antibi-óticos en la prevención de infecciones bacterianas sugieren la utilización de algunos antibióticos tales como eritromicina, cloranfenicol y otros aprobados para su uso en acuicultura a nivel internacional. Para tratar de controlar o prevenir a las enfermedades es necesario identificar, aislar y caracterizar al agente causal, siendo capaz de desarrollar métodos de diagnósticos espe-cíficos para tales enfermedades. La correcta identificación de algunos patógenos marinos ha sido problemática porque no se tienen técnicas apropiadas de cultivo. El control sanitario de reproductores se logra mediante la certificación de los mismos y la aplicación de cuarentenas en aquellos casos que esto sea posible.

Los métodos de control efectivos para la erradicación de las enfermedades consisten en la aplicación e planes o progra-mas de prevención tales como:

a. Determinación de carga parasitaria de poblaciones naturales.

b. Certificación sanitaria de lotes a introducir o trasla-dar.

c. Establecimiento de Planes de Saneamiento por granja.

d. Aplicación de cuarentenas y tratamientos adecua-dos.

e. Capacitación de personal y,

f. Supervisión por la autoridad competente.

Para un control efectivo de las enfermedades se requiere de la supervisión rutinaria de las granjas de cultivo. Es necesa-ria la aplicación de varias técnicas de diagnóstico de patóge-nos, ya que de forma aislada estas técnicas son limitadas. Los métodos basados en el ADN, que se han desarrollado recientemente, se necesitan validar, estandarizar y enfrentan serios problemas de reacciones cruzadas, contaminación y especificidad. Es así, que los métodos convencionales que utilizan el análisis clínico, la bacteriología, la histología, la inmunología y la microscopía electrónica continúan siendo indispensables porque proporcionan gran cantidad de infor-mación para el correcto diagnóstico y estudio de enfermeda-des.

Actualmente, el fortalecimiento de programas de capacita-ción sobre las buenas prácticas sanitarias, es un recurso de vital importancia para la prevención de enfermedades en las

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granjas. La elaboración de un manual que permita el mane-jo sanitario de los cultivos debe ser fundamental, además, la introducción de sistemas HACCP, en donde se identifi-quen los puntos críticos de control, permitirá evidenciar oportunamente problemas de enfermedades. Es recomendable aplicar con rigor la Normatividad existen-te con referencia a la importación de organismos vivos de-dicados a la acuicultura, solicitando la certificación zoosani-taria de origen de los organismos. También se necesitan establecer mecanismos de seguimiento, para que en las unidades de producción se dé aviso oportuno por si se presentara alguna anormali- dad.

LITERATURA CITADA Albright, B. W. y G. R. Abbe. 1999. Recent trends in infection of

the eastern oyster Crassostrea virginica by the parasite Perkinsus marinus in the Patuxent River estuary. Journal of Shellfish Research, 18: 317.

Alvarez-Tinajero, M. del C., Cáceres-Martínez, J. y J. G. González-

Avilés. 2001. Histopathological evaluation of the yellow abalone Haliotis corrugata and the blue abalone Haliotis fulgens from Isla de Cedros and Islas San Benito, Baja California, México. Aquatic Living Resources (En pren-sa).

Alvarez-Tinajero, M. del C., Cáceres-Martínez, J. y J. G. González-

Avilés. 2001. Shell boring clams in the blue abalone Haliotis fulgens and the yellow abalone Haliotis corruga-ta from Baja California, México. Journal of Shellfish Re-search, 20(2): 00-00.

Antonio, D. B., Anfree, K. B., Moore, J. D., Friedman, C. S. y R. P.

Hedrick. 2000. Detection of rickettsiales-like prokaryotes by in situ hybridization in black abalone, Haliotis crache-rodii, with withering syndrome. Journal of Invertebrate Pathology, 75(2): 180-182.

Besse, P. 1968. Résultats de quelques observations sur une affec-

tion branchiale des huîtres (Crassostrea angulata Lmk). Bulletin Académie Vétérinaire de France, 41: 87-91.

Bower, S. M. y G. R. Meyer. 1993. Stegotricha enterikos gen. n.,

sp. n. (Class Phyllopharyngea, Order Rhynchodida), a parasitic ciliate in the digestive gland of Pacific oysters (Crassostrea gigas) and its distribution in British Colum-bia. Canadian Journal of Zoology, 71: 2005-2017.

Brewster, J., Bushek, D. y R. Dame. 2000. Perkinsus marinus

population dynamics in North Inlet, South Carolina - an ecosystem model. Journal of Shellfish Research, 19: 660.

Burreson, E. M. 2000. Disease diagnosis by PCR: foolproof or fool

hardy? Journal of Shellfish Research, 19: 642. Cáceres-Martínez, J., Vásquez-Yeomans, R. y E. Suárez-Morales.

1996. Two parasitic copepods, Pseudomyicola spinosus and Modiolicola gracilis associated with edible mussels, Mytilus galloprovincialis and Mytilus californianus from Baja California NW México. Journal of Shellfish Re-search, 15(3): 45-49.Cáceres-Martínez, J., Vásquez-Yeomans, R. y R. Sluys. 1996. Urastoma cyprinae in natural and cultured mussel (Mytilus galloprovincialis) populations in México. Bull. Eur. Ass. Fish. Pathol., 16(6): 200-202.

Cáceres-Martínez, J. y R. Vásquez-Yeomans. 1997. Presence and Histopathological Effects of the Copepod Pseudomyicola spinosus in Mytilus galloprovincialis and Mytilus califor-nianus. Journal of Invertebrate Pathology, 70(2): 150-155.

Cáceres-Martínez, J. y González A. G. 1997. Evaluación sanitaria

del abulón negro, Haliotis cracherodii, abulón azul, H. fulgens y abulón amarillo, H. corrugata en Isla de Cedros e Islas San Benito, B. C. Abstracts III Congreso Latinoa-mericano de Malacología del 13 al 17 de octubre, 1997. Ensenada, B. C., p. 116.

Cáceres-Martínez, J., Macías-Montes de Oca, P. y R. Vásquez-

Yeomans. 1998. Polydora sp. infestation and health of the Pacific oyster Crassostrea gigas cultured in Baja California, NW Mexico. Journal of Shellfish Research, 17: 259-264.

Cáceres-Martínez, J., Macías-Montes de Oca, P., Unzueta-

Bustamante, M. L., Vásquez-Yeomans, R. y E. Suárez-Morales. 1998. Herrmannella tivelae L. (Crustacea: Co-pepoda) asociado a la almeja Pismo, Tivela stultorum en Baja California, México. Anales del Instituto de Biología de la UNAM, 69(2): 155-164.

Cáceres-Martínez, J. y R. Vásquez-Yeomans. 1999. Metazoan

parasites and pearls in coexisting mussel species: Myti-lus californianus, Mytilus galloprovincialis and Septifer bifurcatus, from an exposed rocky shore in Baja Califor-nia, NW México. The Veliger, 42 (1): 10-16.

Cáceres-Martínez, J., Tinoco, G. D. y M. L. Unzueta-Bustamante.

1999. Relationship between the polychaete worm Poly-dora sp. and the Black clam Chione fluctifraga Sowerby. Journal of Shellfish Research, 18(1): 85-89.

Cáceres-Martínez, J., Vásquez-Yeomans, R., Guerrero-Rentería,

Y., Curiel-Ramírez, G. S., Olivas-Valdéz, J. A. y G. Ri-vas. 2000. The marine mites Hyadesia sp. and Copidog-nathus sp. associated to the mussel Mytilus galloprovin-cialis. Journal of Invertebrate Pathology, 76(3): 216-221.

Cáceres-Martínez, J., Macías-Montes de Oca, P. y Y. Guerrero-

Rentería. 2001. Relación entre bacterias del género Vibrio y copépodos parásitos del mejillón. Anales del Instituto de Biología, Serie Zoología, 72(4): 285-289.

Cáceres-Martínez, J. y G. D. Tinoco-Orta. 2001. Symbionts of

cultured red abalone Haliotis rufescens from Baja Cali-fornia, México. Journal of Shellfish Research, 20(2): 00-00.

Cáceres-Martínez, J. 2001. Parasitología en moluscos pectínidos.

Cap. 17: 343-356. In: A. N. Maeda Martínez (Ed.). Los moluscos pectínidos de Iberoamérica: Ciencia y Acuicul-tura. Editorial McGraw-Hill.

Comps, M. 1988. Epizootic diseases of oysters associated with

viral infections. American Fisheries Society Special Pu-blication, 18: 23-37.

Comps, M. y J. L. Duthoit. 1976. Infection virale associée à la

“maladie des branchies” de l’huître portugaise Crassos-trea angulata Lmk. Comptes Rendus Hebdomadaire des Séance de l’Académie des Sciences, Série D, Sciences Naturelles, 283: 1595-1596.

Elston, R.A., Leibovitz, L., Relyca, D. y J. Zatila. 1981. Diagnosis of vibriosis in a commercial hatchery epizootic: diag-nostic tools and management features. Aquaculture, 24: 53-62.

Elston, R. A., Frelier, P. y D. Cheney. 1999. Extrapallial absces-

ses associated with chronic bacterial infections in the intensively cultured juvenile Pacific oyster Crassostrea gigas. Diseases of Aquatic Organisms, 37: 115-120.

Elston, R., Gee, A. y R. P. Herwig. 2000. Bacterial pathogens,

diseases and their control in bivalve seed culture. Jour-nal of Shellfish Research, 19: 644.

Friedman, C. S., Roberts, W., Kismohandaka, G. y R. P. Hedrick.

1993. Transmissibility of a coccidian parasite of abalo-ne, Haliotis spp. Journal of Shellfish Research, 12: 201-205.

Friedman, C. S., Gardner, G. R., Hedrick, R. P., Stephenson, M.,

Cawthorn, R. J. y S. J. Upton. 1995. Pseudoklossia haliotis sp.n. (Apicomplexa) from the kidney of Califor-nia abalone, Haliotis spp. (Mollusca). Journal of Inver-tebrate Pathology, 66: 33-38.

Friedman, C. S., Andree, K. B., Beauchamp, K. A., Moore, J. D.,

Robbins, T. T., Shields, J. D. y R. P. Hedrick. 2000. ‘Candidatus Xenohaliotis californiensis’, a newly descri-bed pathogen of abalone, Haliotis spp., along the west coast of North America. International Journal of Syste-matic and Evolutionary Microbiology, 50: 847-855.

Howard, D. W. y C. S. Smith. 1983. Histological techniques for marine bivalve mollusks. NOAA Technical memoran-dum NMFS-F/NEC-25. Massachusetts. 97p.

Howard, D. W. y C. S. Smith. 1983. Histological techniques for

marine bivalve mollusks. NOAA Technical memoran-dum NMFS-F/NEC-25. Massachusetts. 97p.

Lauckner, G. 1983. Diseases of Mollusca: Bivalvia. In: Diseases

of Marine Animals. Vol. II Introduction to Scaphopoda. Kinne, 0. (Ed.). Biologische Anstalt Helkgoland. Ham-burg, 467-1038.

Mateus, H. 1986. Los abulones de México. Secretaría de Pesca. 38p. Moore, J. D., Cherr, G. N. y C. S. Friedman. 2001. Detection of

‘Candidatus Xenohaliotis californiensis’ (Rickettsiales-like prokaryote) inclusions in tissue squashes of abalone (Haliotis spp.) gastrointestinal epithelium using a nucleic acid fluorochrome. Disease of Aquatic Organisms, 46(2): 147-152.

Oficina Internacional de Epizootias. 2001. Sanidad Animal Mundial en

2000. SAGARPA. 2001. Gobierno de México, Poder Ejecutivo Federal. Soniat, T. M. 1996. Epizootiology of Perkinsus marinus disease of

eastern oysters in the Gulf of Mexico. Journal of Shellfish Research, 15: 35-43.

Sugumar, G., Nakai, T., Hirata, Y., Matsubara, D. y K. Muroga. 1998.

Vibrio splendidus biovar II as the causative agent of bacilla-ry necrosis of Japanese oyster, Crassostrea gigas larvae. Disease of Aquatic Organisms, 33(2): 111-118.

Vanblaricom, G. R., Ruediger, J. L., Friedman, C. S., Woodard, D. D.

y R. P. Hedrick. 1993. Discovery of the withering syndrome among black abalone Haliotis cracherodii Leach, 1814, populations at San Nicolas Island, California. Journal of Shellfish Research, 12(2): 185-188.

VI Informe de Gobierno. 2000. Gobierno del Estado de Baja Califor-

nia. Villalba, A., Mourelle, S. G., Carballal, M. J. y C. López. 1997. Sym-

bionts and diseases of farmed mussels Mytilus galloprovin-cialis throughout the culture process in the Rías of Galicia (NW Spain). Diseases of Aquatic Organisms, 31: 127-139.

Winstead, J. T., Overstreet, R. M. y L. A. Courtney. 1998. Novel gona-

dal parasites in the eastern oyster Crassostrea virginica from two Gulf of Mexico bays. (Abstract). Journal of Shell-fish Research, 17: 341-342.

BOLETÍN DEL PRONALSA

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BO LETÍN D EL PRO GRAMA NACIO NAL D E SANIDAD ACUÍCO LA

RESPONSABLES DE EDICIÓN: FRANCISCO NIETO SÁNCHEZ COMISIÓN NACIONAL DE ACUACULTURA Y PESCA. DIRECCIÓN GENERAL DE ORGANIZACIÓN Y FOMENTO. MARTHA RODRÍGUEZ GUTIÉRREZ, COORDINADORA DE LA RED DE DIAGNÓSTICO. UAM— XOCHIMILCO. DAN GERSON RODRÍGUEZ CÁZARES UAM-XOCHIMILCO.

DIRECTORIO SECRETARIA DE AGRICULTURA, GANADERÍA, DESARROLLO RURAL, PESCA Y ALIMENTACIÓN (SAGARPA). LIC. JAVIER BERNARDO USABIAGA ARROYO. SECRETARIO. COMISIÓN NACIONAL DE ACUACULTURA Y PESCA. DR. JERÓNIMO RAMOS SÁENZ PARDO. DIRECCIÓN GENERAL DE ORGANI-ZACIÓN Y FOMENTO. OCEAN. ALFREDO ELIUD HERRERA MESINA. DIRECTOR DE FOMENTO ACUÍCOLA. FRANCISCO NIETO SANCHEZ. DIRECTOR DE FOMENTO ACUÍCOLA. UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA: DR. LUIS MIER CASANUEVA, RECTOR GENERAL; CARLOS RICARDO SOLIS GONZÁLEZ, SECRETARIO GENERAL; DRA. PATRICIA ELENA ACEVES PASTRANA, RECTORA DE LA UNIDAD XOCHIMILCO; ERNESTO SOTO REYES GARMENDIA, SECRE-TARIO DE LA UNIDAD XOCHIMILCO; BEATRIZ GARCÍA, DIRECTORA DE LA DIVISIÓN DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y DE LA SALUD; CELIA LINARES. SECRETARIA ACADÉMICA; M. EN C. FRANCISCO ROMERO. JEFE DEL DEPARTAMENTO EL HOMBRE Y SU AMBIENTE; MARTHA RODRÍGUEZ GUTIÉ-RREZ, LABORATORIO DE BIOLOGÍA DE LA REPRODUCCIÓN Y GENÉTICA ACUÍCOLA.

Directorio de Instituciones Participantes en el Sistema en Red de Diagnóstico

Universidad Autónoma Metropolitana

Unidad Xochimilco (UAM-X) M. en C. Martha Rodríguez G.

Tel. 01 (55) 54 83 74 94 e-mail: rogm0211@cueyatl.uam.mx

Universidad Autónoma de Nuevo León (UANL)

Centro Nacional de Sanidad Acuícola Dr. Lucio Galavíz Silva

Tel/Fax. 01(818)352 44 25 e-mail: lgalaviz@ccr.dsi.uanl.mx

Universidad de Sonora (UNISON) Dr. León Armando Pérez Alvídrez DICTUS. Tel. 01(662)212 19 95

e-mail: lperez@guayacan.uson.mx

Universidad Autónoma de Tamaulipas (UAT)

M. V. Z. Pablo González Tel. 01 (834)312 46 22

e-mail: pablog@fmvz.uat.mx

Universidad Autónoma del Estado de México (UAEM) CIESA

M. en C. César Ortega Santana Tel. 01(722)29 655 55

e-mail: orsc@coatepec.uaemex.x

Centro de Ciencias Ciencias de Sinaloa (CCS) M. en C. Martha Zarain Herzberg

Tel. 01(667)712 29 39 y fax 01(667)712 31 41 E-mail: martha@computo.ccs.net.mx

Centro de Investigaciones Biológicas del

Noroeste (CIBNOR) Dr. Marco Linné Unzueta

Tel. 01(622) 221-122-37 y 1-22-38 e-mail: mlinne@cibnor.mx

Universidad de Occidente

(UDO) M. en C. Josefina Audelo del Valle

Tel. 01 (668) 8 16 10 00 e-mail: jaudelo@mochis.udo.mx

Centro de Investigación en Alimentación y

Desarrollo (CIAD) M. en C. Leobardo Montoya

Tel. 01(669) 988 01 57 e-mail: montoya@victoria.ciad.mx

Centro de Investigación Científica y de Educación

Superior de Ensenada (CICESE) Dr. Jorge A. Cáceres Martínez

Tel. 01(646)174-5050 ext. 244 44 e-mail: jcaceres@cicece.mx