OBTENCIÓN Y ESTABILIZACIÓN DE ANTOCIANINAS N Y ESTABILIZACIÓN...
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i OBTENCIÓN Y ESTABILIZACIÓN DE ANTOCIANINAS DE BERENJENA (Solanun melongena L.) MEDIANTE MICROENCAPSULACIÓN Y SU EVALUACIÓN COMO COMPUESTO FUNCIONAL EN LA INDUSTRIA ALIMENTARIA. IRINA CRISTINA HERAZO CAMAÑO UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA FACULTAD DE INGENIERÍAS PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS AGROALIMENTARIAS BERÁSTEGUI, CÓRDOBA 2013
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OBTENCIÓN Y ESTABILIZACIÓN DE ANTOCIANINAS DE BERENJENA
(Solanun melongena L.) MEDIANTE MICROENCAPSULACIÓN Y SU
EVALUACIÓN COMO COMPUESTO FUNCIONAL EN LA INDUSTRIA
ALIMENTARIA.
IRINA CRISTINA HERAZO CAMAÑO
UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
FACULTAD DE INGENIERÍAS
PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS AGROALIMENTARIAS
BERÁSTEGUI, CÓRDOBA
2013
ii
OBTENCIÓN Y ESTABILIZACIÓN DE ANTOCIANINAS DE BERENJENA
(Solanun melongena L.) MEDIANTE MICROENCAPSULACIÓN Y SU
EVALUACIÓN COMO COMPUESTO FUNCIONAL EN LA INDUSTRIA
ALIMENTARIA.
IRINA CRISTINA HERAZO CAMAÑO
Tesis presentada en opción al Título Académico de Máster en Ciencia
Agroalimentaria con énfasis en Ciencias de los Alimentos.
Director:
GUILLERMO ARRÁZOLA PATERNINA Ph.D.
UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA
FACULTAD DE INGENIERÍAS
PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS AGROALIMENTARIAS
BERÁSTEGUI – CÓRDOBA
2013
iii
La responsabilidad ética, legal y científica, de las ideas, conceptos, y resultados del
proyecto serán de los autores.
Artículo 61, acuerdo N° 093 del 26 de noviembre de 2002 del Consejo Superior de la
Universidad de Córdoba.
iv
Nota de aceptación
_______________________________
_______________________________
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________________________________
Firma del jurado
_________________________________
Firma del jurado
_________________________________
Firma del jurado
v
DEDICATORIA
A ti mi Dios, porque das la sabiduría, y de tu boca viene el conocimiento y la
inteligencia.
A mi esposo Yonny, por tu paciencia, amor y nobleza al regalarme del tiempo que
te pertenecía. Porque disfrutas de mis metas como si fueran tuyas. Te amo.
A mi madre, porque eres mi bálsamo y la fuente de amor que recarga mis energías.
vi
AGRADECIMIENTOS
Al que da esfuerzo al cansado, y multiplica las fuerzas al que no tiene ninguna. Mi señor
Jesucristo.
A la Universidad de Córdoba, en especial al Programa de Ingeniería de Alimentos y al
grupo de Investigación Procesos y Agroindustria de Vegetales (GIPAVE), por el apoyo
financiero que permitió la realización de este trabajo.
A mi director Dr. Guillermo Arrazola por su apoyo en la realización del proyecto.
Al Instituto de Investigaciones Biológicas del Trópico (IIBT) de la Universidad de
Córdoba, especialmente a Vanesa Tique, Haroldo Mendoza y Germán Arrieta por su
valiosa e incondicional colaboración.
Al grupo de Coloides de la Universidad de Antioquia, especialmente al Dr. Herley
Casanova y a Carlos Murillo, por darme la oportunidad de realizar análisis
instrumentales fundamentales para el desarrollo de la investigación.
A los laboratorios de productos naturales, Microbiología de Alimentos y Nutrición y
Análisis de Alimentos de la Universidad de Córdoba, por su gran contribución.
A Jonatan Jurado ̧Mario Velásquez, Sindy Galván, Melissa Martínez, Yina Oyola y
Adriana González, Muchas gracias porque ustedes hicieron posible esta meta.
vii
TABLA DE CONTENIDO Pág.
RESUMEN
ABSTRACT
0. INTRODUCCIÓN………………………………………………………............ 1
1. REVISIÓN DE LITERATURA
1.1 BERENJENA………………………………………………………………….. 5
1.2 COMPUESTOS FENÓLICOS………………………..………………………… 5
1.2.1 Antocianinas……………………………………………..……………………… 6
1.2.2 Estabilidad de antocianinas………………………………................................... 8
1.2.2.1 pH……………………………………………………………………………...... 8
1.2.2.2 Temperatura…………………………………………………………………...... 8
1.2.2.3 Otros factores.…………………………………………………………………… 10
1.2.3 Antocianinas en berenjenas…………………………………………………….. 11
1.3 MICROENCAPSULACIÓN……………………………………………………. 12
1.3.1 Microencapsulación por secado por Aspersión………………............................. 13
1.3.2 Agentes Encapsulantes………………………………………………………….. 14
1.3.2.1 Maltodextrina……………………………………………………………………. 14
viii
1.3.2.2 Ciclodextrinas e Inclusión molecular de antocianinas………………………….. 15
2. MATERIALES Y MÉTODOS
2.1 TIPO DE ESTUDIO…………………………………………………………….. 18
2.2 LOCALIZACIÓN DEL PROYECTO………………………………………….. 18
2.3 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE LA PULPA DE BERENJENA. 18
2.3.1 Análisis de pH, acidez y °Brix.…………………………………………………. 18
2.3.2 Contenido de fenoles de la pulpa de Berenjena………………………………... 19
2.3.3 Contenido de antocianinas de la pulpa de Berenjena………………………….. 19
2.4 OBTENCIÓN DE ANTOCIANINAS A PARTIR CÁSCARA DE
BERENJENA…………………………………………………………………... 19
2.4.1 Acondicionamiento de la cáscara de berenjena. ………………………………...
19
2.4.2 Extracción de antocianinas.………………………..……………………………. 20
2.5 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR INCLUSIÓN
MOLECULAR CON CICLODEXTRINA…………………………………… 20
2.6 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR SECADO POR
ASPERSIÓN CON MALTODEXTRINA……………………………………… 22
2.6.1 Caracterización fisicoquímica de microencapsulados por secado en spray……. 22
2.6.1.1 Humedad………………………………………………………………………… 22
2.6.1.2 Actividad de Agua………………………………………………………………. 23
2.6.1.3 Higroscopicidad…………………………………………………………………. 23
2.6.1.4 Solubilidad………………………………………………………………………. 23
2.6.1.5 Densidad………………………………………………………………………… 23
2.6.2 Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de polvos…………………….......... 24
ix
2.6.3 Cuantificación del contenido de antocianinas de los polvos por Cromatografía
Líquida de alta resolución (HPLC)…………………………………………….. 24
2.6.4 Determinación de poder antioxidante de polvos microencapsulados………….. 24
2.6.5 Análisis de color de los polvos secados en spray………………………………. 25
2.7 EVALUACIÓN DE LA ESTABILIDAD DE ANTOCIANINAS EN
BEBIDA ISOTÓNICA Y EN BEBIDA ALOEVERA ((Aloe barbadensis)…… 25
2.7.1 Adición de antocianinas microencapsuladas a bebidas......................................... 25
2.7.2 Evaluación de la estabilidad de antocianina microencapsuladas……………….. 26
2.8 DISEÑO EXPERIMENTAL……………………………………………………. 26
2.9 ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS DATOS…………………………………. 27
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE LA PULPA DE BERENJENA..
28
3.2 OBTENCIÓN DE ANTOCIANINAS A PARTIR DE CÁSCARA DE
BERENJENA…………………………………………………………………. 31
3.3 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR INCLUSIÓN
MOLECULAR CON CICLODEXTRINA…………………………………….. 35
3.4 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR SECADO POR
ASPERSIÓN CON MALTODEXTRINA……………………………………. 37
3.4.1 Caracterización fisicoquímica de polvos microencapsulados por secado en
Spray……………………………………………………………………………. 37
3.4.2 Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de polvos………………………….. 44
3.4.3 Rendimiento del proceso de Microencapsulación por secado en Spray……….. 47
3.4.4 Cuantificación por la técnica de HPLC del contenido de antocianinas retenido
x
en los polvos…………………………………………………………………… 49
3.4.5 Capacidad antioxidante de polvos microencapsulados………………………… 54
3.4.6 Análisis de color de los polvos secados en spray………………………………. 56
3.5 EVALUACIÓN DE LA ESTABILIDAD DE ANTOCIANINAS EN
BEBIDA ISOTÓNICA Y EN BEBIDA ALOEVERA (Aloe barbadensis)…… 58
3.5.1 Estabilidad de contenido de antocianinas en bebidas…………………………. 58
3.5.2 Estabilidad de Parámetros de Color en Bebidas………………………………… 65
3.5.3 Capacidad antioxidante en bebidas…………………………………. 73
CONCLUSIONES…………………………………………………………........ 74
RECOMENDACIONES………………………………………………………... 78
BIBLIOGRAFÍA………………………………………………………………... 79
ANEXOS………………………………………………………………………... 100
xi
LISTADO DE ANEXOS
Pag
ANEXO 1. Recolección de Berenjenas y Proceso de Extracción de antocianinas 100
ANEXO 2. Proceso de Secado por Aspersión…………………………………... 101
ANEXO 3. Análisis por Cromatografía Liquida de Alta Resolución (HPLC)….. 103
ANEXO 4. Análisis de Capacidad Antioxidante y Fenoles Totales…………….. 105
ANEXO 5. Análisis Estadísticos de caracterización Fisicoquímica de Pulpa de
Berenjena……………………………………………………………. 107
ANEXO 6. Análisis Estadísticos de Modelos de Superficie de Respuesta……... 111
ANEXO 7. Análisis Estadísticos de Caracterización Fisicoquímica de los
Polvos Secados por Aspersión…………………………………........ 112
ANEXO 8. Análisis Estadístico de Contenido de Antocianinas, Capacidad
Antioxidante y Color de los Polvos Microencapsulados…………... 118
ANEXO 9. Análisis de Regresión de la Estabilidad de Antocianinas en Bebida
Isotónica y Control………………………………………………….. 125
ANEXO 10 Anava para t1/2 y % de Retención de Antocianinas en Bebida
Isotónica y Control………………………………………………….. 129
ANEXO 11 Análisis de Regresión de la Estabilidad de Antocianinas en bebida
Aloevera y Control …………………………………………………. 132
xii
ANEXO 12 Anava para t1/2 y % de Retención de Antocianinas en Bebida
Aloevera y Control………………………………………………….. 136
ANEXO 13 Análisis de la Estabilidad de Parámetros de Color en Bebida
Isotónica y Control………………………………………………… 139
ANEXO 14 Análisis de la Estabilidad de Parámetros de Color en Bebida
Aloevera y Control…………………………………………………. 144
xiii
LISTA DE TABLAS
Pag
TABLA 1. Análisis Fisicoquímicos de Pulpa de Berenjena……………………. 28
TABLA 2. Contenido de antocianinas en muestras analizadas por HPLC……... 51
TABLA 3. Capacidad antioxidante de polvos microencapsulados…………….. 54
TABLA 4. Parámetros de color de polvos microencapsulados por secado por
Aspersión…………………………………………………………… 57
TABLA 5. Parámetros cinéticos de degradación de antocianinas en bebidas
almacenadas a 4 y 25 °C…………………………………………… 61
TABLA 6. Parámetros cinéticos de degradación del color en bebidas 65
TABLA 7. IC50 al inicio y final del almacenamiento de bebidas……………… 73
xiv
LISTADO DE GRÁFICOS
Pág.
GRÁFICO 1. Superficie respuesta para el contenido de antocianinas del extracto
de berenjena en función de la temperatura y el tiempo……………... 33
GRÁFICO 2. Superficie respuesta para el contenido de antocianinas del extracto
de berenjena en función de tiempo y concentración solvente………. 34
GRÁFICO 3. Comportamiento de Humedad, actividad de agua, higroscopicidad,
solubilidad y densidad de los polvos obtenidos a diferentes
concentraciones de maltodextrina y a 170 °C y 180 °C …………… 39
GRÁFICO 4. Porcentaje de Retención de los polvos obtenidos a diferentes
concentraciones de maltodextrina y a 170 °C y 180 °C…………… 52
GRÁFICO 5 Contenido de antocianinas en bebida Isotónica durante el tiempo de
almacenamiento para BI 4; BI25 ; CI4 y CI25……………………… 59
GRÁFICO 6 Contenido de antocianinas en bebida aloevera durante el tiempo de
Almacenamiento BA 4; BA25; CA4 y CA25……………………… 60
GRÁFICO 7 Parámetro de color L* en bebidas en el tiempo de almacenamiento 67
GRÁFICO 8 Parámetro de color °H en bebidas en el tiempo de almacenamiento 69
GRÁFICO 9 Parámetro de color C* en bebidas en el tiempo de almacenamiento 71
xv
LISTADO DE FIGURAS
Pág.
FIGURA 1. Estructura química de antocianinas………………………………… 6
FIGURA 2. Fotografías de Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de
Microcápsulas con 30 % de Maltodextrina………………………….. 45
FIGURA 3. Fotografías de Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de
Microcápsulas con 20% de Maltodextrina…………………………... 46
FIGURA 4. Cromatogramas a 520 nm…………………………………………… 50
FIGURA 5. Recolección berenjenas……………………………………………… 100
FIGURA 6. Obtención de antocianinas.……………………………… 100
FIGURA 7. Mini secador por aspersión Modelo B-290 (Büchi®)………………. 101
FIGURA 8. Extracto Secado por aspersión con maltodextrina…………………... 101
FIGURA 9. Microscopio electrónico de barrido JEOL® modelo JSM 6490 LV... 102
FIGURA 10. Cromatógrafo (Accela 600 de Thermo Scientific), con un detector
con arreglo de diodos ……………………………………………….. 103
FIGURA 11. Curva de calibración de estándar delfinidina-3-rutinósido en HPLC 104
FIGURA 12. Concentraciones de la curva patrón…………………………………. 104
FIGURA 13. Reacción de reactivo ABTS y muestras a diferente concentración…. 105
FIGURA 14. Curva de calibración de Reactivo de Trolox para capacidad
xvi
antioxidante ABTS…………………………………………………... 105
FIGURA 15. Curva de calibración ácido ascórbico para capacidad antioxidante
ABTS……………………………………………………………....... 106
FIGURA 16. Curva de calibración de ácido gálico mediante Folin Ciocalteu….. 106
xvii
RESUMEN
La berenjena (Solanun melongena L.) es una planta herbácea de la familia de la
Solanáceas, originaria de las zonas tropicales y subtropicales de Asia. La berenjena
contiene ácido ascórbico y compuestos fenólicos, dentro de los que se destacan las
antocianinas, los cuales son un grupo de pigmentos hidrosolubles de origen natural, que
imparten la coloración roja, púrpura y azul a muchos vegetales. El objetivo de esta
investigación fue obtener y estabilizar el extracto de antocianinas de cáscara de
berenjena mediante la microencapsulación por inclusión molecular con β-ciclodextrina y
el secado por aspersión con maltodextrina y evaluar su potencial como colorante natural
en bebidas refrescantes. Inicialmente se realizó la recolección de berenjenas cultivadas
en el departamento de Córdoba. Los extractos de pulpa de berenjena se caracterizaron
fisicoquímicamente, analizándose los contenidos de fenoles y de antocianinas. Se realizó
el proceso de optimización de la extracción de las antocianinas de cáscara de berenjena
empleando la metodología de superficie de respuesta con tres factores a saber,
concentración de solvente, temperatura y tiempo de extracción. Seguidamente se realizó
la microencapsulación de los extractos de antocianinas con β-ciclodextrina y
maltodextrina empleando la microencapsulación por inclusión molecular y secado por
aspersión. Finalmente se evaluó la estabilidad de los extractos microencapsulados en una
xviii
bebida isotónica y en una bebida a base de aloevera (Aloe barbadensis), analizando los
cambios en color y contenido de antocianinas durante el almacenamiento del producto.
Los resultados del análisis fisicoquímico de la pulpa de berenjena, muestran que los
contenidos de antocianinas en la pulpa son bajos, alrededor de 2 mg/100g; asimismo, el
contenido de fenoles fue mayor en la pulpa de berenjena lila que en la berenjena morada.
La optimización del proceso de obtención de antocianinas mostró que los factores
tiempo, temperatura y concentración de solvente, tienen un comportamiento cuadrático,
de esta manera las mejores condiciones de extracción de acuerdo a la superficie de
respuesta fueron de 53 % de solvente (Etanol), tiempo de 3.0 horas y temperatura de 29
°C con contenido de antocianina de 115 mg/100 g en cáscara de berenjena. Durante la
microencapsulación por secado por aspersión, se observó estadísticamente (Pr<0.05)
que la temperatura y el porcentaje de maltodextrina empleado influenció en la mayoría
de las propiedades fisicoquímicas del extracto seco microencapsulado. La evaluación del
contenido de antocianinas y color durante el almacenamiento a 4±2 °C y 25±2 °C en
bebida aloevera e isotónica mostró que la temperatura de almacenamiento influyó en la
estabilidad de antocianinas y también en los parámetros de color, siendo la temperatura a
25±2 °C la que ejerció mayor cinética de degradación.
Palabras Clave: Antocianinas, Microencapsulación, Bebida, Maltodextrina, Color.
xix
ABSTRACT
Eggplant (Solanum melongena L.) is an herbaceous plant member of the family
Solanaceae, it is originally from the tropical and subtropical areas of Asia. Eggplant
contains ascorbic acid and phenolic compounds, such as anthocyanins, which are a
group of natural water-soluble pigments that provide red, purple and blue color to many
vegetables. The goal of this research was to obtain and stabilize the anthocyanin extract
from eggplant peel by molecular inclusion microencapsulation with β-cyclodextrin and
spray dried with maltodextrin; also its potential as a natural colorant for soft drinks was
evaluated. Samples were collected from eggplants grown in the Department of Córdoba
(Colombia). Extracts from eggplant pulp were physicochemical characterized by the
analysis of phenols and anthocyanins contents. The optimization of anthocyanins
extraction from eggplant peel was made by using the response surface methodology with
three factors (solvent concentration, temperature and extraction time). Molecular
inclusion microencapsulation of the anthocyanin extracts with β-cyclodextrin and
maltodextrin, and spray dried with maltodextrin were carried out. Finally, the stability of
the microencapsulated extracts was evaluated in two drinks (isotonic and Aloe Vera-
base drinks) by analyzing changes in color and anthocyanin content during the product
shelf live. The results of the eggplant pulp physicochemical analysis showed that the
anthocyanin content are low, around 2 mg/100; phenol content was higher in the lilac
xx
eggplant pulp than in the purple pulp. The optimization of the anthocyanins extraction
showed that the factors time, temperature, and concentration of solvent fit to a quadratic
model. Therefore; according to the response surface, the best extraction conditions were
52.04% of ethanol, 3.64 h and 26.34°C with 118.03 mg of anthocyanin/100 g eggplant
peel. During microencapsulation by spray drying, it was observed that the temperature
and percent of maltodextrin influenced significantly (Pr<0.05) in the moisture, water
activity, and dry matter solubility. The evaluation of anthocyanin content and color
during storage at 4 ± 2°C and 25 ± 2°C in the isotonic and Aloe Vera-base drinks
showed that storage temperature affect the anthocyanins stability and the color
parameters, having a major degradation kinetic at 25 ±2 °C.
Keywords: Anthocyanins, Microencapsulation, Drink, Maltodextrin, Color
1
0. INTRODUCCIÓN
La producción de berenjena en Colombia para el año 2011 fue de 2616 toneladas,
cultivada en el Caribe Colombiano en los departamentos de Córdoba, Magdalena, Sucre
y Bolívar, siendo Córdoba el mayor productor con una participación del 42.5% de la
producción nacional (Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural 2012). Esta hortaliza
es un cultivo de pequeños productores, con potencial exportador, generador de empleo
rural y se encuentran dentro de los productos hortofrutícolas relevantes en Córdoba en su
Agenda Interna de productividad y competitividad (Proexport, 2013).
La berenjena contiene ácido ascórbico y compuestos fenólicos que le confieren un gran
poder antioxidante, principalmente asociado a algunos efectos terapéuticos positivos
(Luthria 2012; Akanitapichat et al. 2010; Todaro et al. 2009; Singh et al. 2009). Se
encuentra entre una de las hortalizas con capacidad de absorción de radicales de oxígeno
(Boulekbache-Makhlouf et al. 2013; Botelho et al. 2004). En estudios recientes se han
extraído e identificado diferentes tipos de antocianinas de la piel y de la pulpa de
berenjenas, no obstante las condiciones experimentales y las variedades estudiadas han
sido bastante diferentes (Nisha et al. 2009; Todaro et al. 2009; Noda et al. 2000).
Las antocianinas son compuestos fenólicos, de la familia de los flavonoides,
ampliamente distribuidos en frutas, bayas y flores, ofreciendo atractivos colores, como
2
naranja, rojo y azul (Tonon et al. 2010). Estos pigmentos son solubles en agua,
propiedad que facilita su incorporación en numerosos sistemas alimentarios acuosos.
Estas cualidades hacen que las antocianinas sean colorantes naturales atractivos (Tonon
et al. 2008; Kong et al. 2003).
Es de vital importancia obtener información cuantitativa y cualitativa de las antocianinas
presentes en el material vegetal. Los investigadores han empleado métodos como el de
pH diferencial y de Cromatografía Liquida de Alta Resolución (HPLC) para la
cuantificación de antocianinas en una muestra (Goupy et al. 2013; Truong et al. 2012,
Osorio et al. 2012; Lee et al. 2008). La técnica de cuantificación por HPLC usando el
método de estándar externo con base en la respuesta de compuestos patrones; se
convierte en una herramienta de alta selectividad y versatilidad (Dias et al. 2012, Lee et
al. 2008). Por otro lado, el método de pH diferencial, basado en las transformaciones
reversibles que sufren las antocianinas con los cambios de pH, es un método sencillo y
económico para cuantificar las antocianinas monoméricas de una muestra (Truong et al.
2012, Lee et al. 2008).
El interés por los pigmentos antocianos en investigaciones científicas se han
incrementado en los últimos años, debido no sólo al color que confieren a los productos
que las contienen sino a su probable papel en la reducción de las enfermedades
coronarias, cáncer, diabetes, efectos antiinflamatorios, mejoramiento de la agudeza
visual y comportamiento cognitivo; estos efectos terapéuticos positivos, están
principalmente asociados con sus propiedades antioxidantes (Luthria 2012; Garzón
2008). Por tanto, además de su papel funcional, las antocianinas como pigmentos
3
naturales se constituyen en agentes potenciales en la obtención de productos con valor
agregado para el consumo humano.
En los últimos años, las tendencias mundiales indican un interés acentuado de los
consumidores por reemplazar el uso de colorantes artificiales por colorantes de origen
natural, que además de ser atractivos para los consumidores aporten beneficios a las
funciones biológicas del organismo humano y sean estables en el tiempo (Escalona
2004; Ribeiro y Stringheta 2006). Sin embargo, la mayoría de los pigmentos de origen
natural tienen como limitante su baja estabilidad al sufrir diversas transformaciones en el
tiempo (Aguiar et al. 2012; Silva et al. 2010), razón por la que muchas investigaciones
se orientan no solo a la obtención de pigmentos naturales sino también a la búsqueda de
alternativas de solución que aumenten su estabilidad.
Los pigmentos antocianos tienen baja estabilidad debido a la sensibilidad a los cambios
de pH, temperatura, luz, oxigeno, entre otros factores, los cuales se convierten en la
principal limitación de estos pigmentos para ser aplicados como sustitutos potenciales de
los colorantes artificiales en alimentos (Castañeda et al. 2009; Olaya et al. 2009; Owusu
2005; Poo 2005).
Las aplicaciones de técnicas de microencapsulación han ido incrementándose en la
industria de los alimentos debido a la protección de los materiales encapsulados frente a
diferentes factores que afectan su vida útil, permitiendo mantener su estabilidad y
viabilidad en el tiempo (Aguiar et al. 2012; Fazaeli et al. 2012; Ramírez et al. 2012).
Muchos autores han trabajado con diferentes técnicas de microencapsulación de
antocianinas con la finalidad de ofrecer la protección y estabilidad de estos pigmentos,
4
mejorando de esta forma su utilización como ingredientes alimenticios (Silva et al. 2013;
Bakowska-Barczak y Kolodziejczykb 2011; Tonon et al. 2010; Olaya et al., 2009;
Valduga et al. 2008).
El objetivo de esta investigación fue optimizar el proceso de obtención de antocianinas
de cáscara de berenjena empleando la metodología superficie de respuesta y
microencapsular el extracto de antocianinas mediante la microencapsulación molecular
con β-ciclodextrina y secado por aspersión con maltodextrina, cuantificando el
contenido de antocianinas por Cromatografía Liquida de Alta Resolución (HPLC),
evaluando la capacidad antioxidante, el color, y las propiedades fisicoquímicas de los
polvos. Finalmente se evaluó la estabilidad de las antocianinas microencapsuladas en
bebidas isotónica y a base de aloevera observando los cambios de color y contenidos de
antocianinas de las bebidas durante el almacenamiento a 4 y a 25 °C.
I. REVISIÓN DE LITERATURA
5
1.1 BERENJENA
La berenjena (Solanun melongena L.) es una planta herbácea de la familia de las
Solanáceas, originaria de las zonas tropicales y subtropicales de Asia (InfoAgro 2005;
FAO 2006). La producción mundial de berenjena, según datos de la FAO (2005), se
sitúa en torno a los 34 millones de toneladas, ubicándose la mayor producción de esta
hortaliza en países como China, India, Egipto y Turquía (IICA, 2007).
Es una planta herbácea, aunque sus tallos presentan tejidos lignificados que le dan un
aspecto arbustivo y anual, puede rebrotar en un segundo año si se cuida y se poda de
forma adecuada. El fruto es una baya carnosa de color verdoso, negro, morado, blanco,
blanco jaspeado de morado, lila u oscuro que suele tener forma redondeada, periforme u
ovalada y de variada longitud (FAO 2007; García et al. 2003).
Un estudio realizado en varios cultivares de berenjena sembrados en el departamento de
Córdoba reporta que ésta presenta altos contenidos de humedad que fluctúan entre 87.9
y 92.9% de agua, mientras que sus porcentaje de hidratos de carbono, proteínas y grasas
fueron bajos, oscilando entre valores de 6.35-7.73, 0.84-1.19, 0.07-0.66 g
respectivamente. El mineral mayoritario fue el potasio, además de pequeñas cantidades
de sodio, calcio y fósforo (García et al. 2003).
1.2 COMPUESTOS FENÓLICOS
Los compuestos fenólicos constituyen un grupo de compuestos heterogéneos de alto
peso molecular resultante del metabolismo secundario en plantas (Martínez et al. 2000).
Los polifenoles son efectivos donadores de hidrógenos, particularmente los flavonoides.
Su potencial antioxidante es dependiente del número y de la posición de los grupos
6
hidroxilos y su conjugación, así como de la presencia de electrones donadores en el
anillo estructural, debido a la capacidad que posee el grupo aromático de soportar el des
apareamiento de electrones por desplazamiento del sistema de electrones (Kuskoski et
al. 2004). Los compuestos fenólicos de origen vegetal pueden ser clasificados en el
grupo de los flavonoides y no flavonoides. Dentro de los compuestos fenólicos del grupo
de flavonoides se encuentran las antocianinas (Strub et al. 1993 citado por Jacques et al.
2009).
1.2.1 Antocianinas
Las antocianinas son glucósidos de antocianidinas, pertenecientes a la familia de los
flavonoides, compuestos por dos anillos aromáticos α y β unidos por una cadena de 3
Carbonos (Garzón 2008). Las antocianinas están constituidas por una molécula de
antocianidina, que es una aglicona a la que se le une un azúcar por medio de un enlace
glucosídico; por lo general están glucosidados en la posición 3 y 5 (Badui 2006;
Malacrida y Da Motta 2006). En la figura 1 se muestra la estructura general de una
molécula de antocianinas.
Figura 1: Estructura química de antocianinas. Fuente: Kuskoski et al. 2004
7
Las diferencias entre las antocianinas individuales se relaciona con el número de grupos
hidroxilo, la cantidad de azucares unidas a la molécula, las posiciones de estas uniones,
la naturaleza y el número de ácidos alifáticos o aromáticos unidos a los azucares de la
molécula (Kong et al. 2003).
Las antocianinas son compuestos fenólicos flavonoides que poseen algunos efectos
terapéuticos positivos, principalmente asociados con su capacidad antioxidante. Son un
grupo de pigmentos hidrosolubles de origen natural que imparten la coloración roja,
púrpura y azul a muchos vegetales y frutos como cerezas, ciruelas, fresas, frambuesas y
moras, entre otras (Fennema 2000; Castañeda et al. 2009).
La propiedad de las antocianinas de ser solubles en agua facilita su incorporación en
numerosos sistemas acuosos alimenticios. Estas cualidades hacen que las antocianinas
sean colorantes naturales atractivos (Longo y Vasapollo 2006); sin embargo, las
antocianinas aisladas son altamente inestables y muy susceptibles a la degradación
durante el almacenamiento y el procesamiento. Su estabilidad se ve afectada por varios
factores tales como pH, temperatura de almacenamiento, estructura química,
concentración, luz, oxígeno, solventes, presencia de enzimas, flavonoides, proteínas e
iones metálicos; de esta forma su inestabilidad es una limitante para su aplicación como
colorante comercial en la industria de alimentos (Castañeda et al. 2009; Olaya et al.
2009; Owusu 2005).
8
1.2.2 Estabilidad de antocianinas
1.2.2.1 pH
El pH tiene efecto en la estructura, color y la estabilidad de las antocianinas. Éstas se
pueden encontrar en diferentes formas químicas en función del pH de la solución
(Garzón 2008). En soluciones acuosas a valores de pH inferiores a dos básicamente el
100% del pigmento se encuentra en su forma más estable o de ión oxonio o catión
flavilio (AH+) de color rojo intenso. A valores de pH más altos ocurre una pérdida del
protón y adición de agua en la posición dos, dando lugar a un equilibrio entre la
pseudobase carbinol o hemicetal y la forma chalcona o de cadena abierta. Tanto el
hemicetal como la chalcona son formas incoloras y bastante inestables. A valores de pH
superiores a 7 se presentan las formas quinoidales de color púrpura que se degradan
rápidamente por oxidación con el aire (Provenzi et al. 2006; Brouillard 1982 citado por
Jing 2006). La estabilidad de antocianidinas está influenciada por los sustituyentes del
anillo B (Figura 1) y la presencia adicional de grupos de hidroxilo o metoxilo que
disminuyen la estabilidad de la aglucona en medio neutro (Garzón 2008; Fleschhut et al.
2006).
1.2.2.2 Temperatura
Los tratamientos térmicos y temperaturas de almacenamiento influyen marcadamente en
la destrucción de las antocianinas, las altas temperaturas pueden causar la pérdida del
azúcar glicosilante en la posición 3 de la molécula y la apertura de anillo pirano con la
consecuente producción de chalconas incoloras (Falcão et al. 2008; Garzón 2008; Falcão
et al. 2003). El aumento de temperatura causa un incremento logarítmico en la
9
destrucción de antocianinas durante el almacenamiento (Badui 2006; Markakis 1982
citado por Falcão et al. 2008).
Kirca et al. (2006), estudiaron la estabilidad de antocianinas de Zanahorias negras
adicionadas a Jugos de frutas (Manzana, uva, naranja, pomelo, mandarina y limón) y
néctares (albaricoque, melocotón y piña). Durante los experimentos los jugos fueron
sometidos a tratamientos térmicos a temperaturas entre de 70 y 90 °C y se almacenaron
a temperaturas entre 4 y 37 °C. Los resultados mostraron que la degradación de
antocianinas fue mayor a temperaturas de calentamiento de 90 °C y menor a 70 °C.
Asimismo, se observó un gran efecto de la temperatura de almacenamiento en la
estabilidad de las antocianinas, siendo la temperatura de 37 °C la que causó mayor
degradación de éstas, mientras que el contenido de antocianinas fue muy estable cuando
los jugos se mantuvieron a 4 ° C.
Falcão et al. (2008), reportaron en su estudio de evaluación de la estabilidad de
antocianinas de extractos crudos de cáscara de uva Cabernet Sauvignon (Vitis vinifera
L.) que la vida media de antocianinas y el porcentaje de retención del color fueron
mayores a temperatura de 4 ± 1 ° C, a pH 3.0 y en ausencia de la luz. Sin embargo, la
degradación de antocianinas fue mayor cuando la temperatura de almacenamiento fue de
29 ± 2 ° C a las mismas condiciones. Ersus y Yurdagel (2007), observaron un
comportamiento similar en antocianinas de Zanahoria negra microencapsuladas, en
donde la vida media de los pigmentos fue tres veces mayor a temperaturas de
almacenamiento de 4°C con respecto al almacenamiento a 25º C.
10
1.2.2.3 Otros factores.
El oxígeno puede causar la degradación de las antocianinas por mecanismos de
oxidación directa e indirecta, cuando se oxidan constituyentes del medio y éstos
reaccionan con las antocianinas (Falcão et al. 2003). Según Cano et al. (2008), muestras
de vinos sometidas a micro-oxigenación presentaron un alto porcentaje de nuevos
pigmentos derivados de las antocianinas, que aumentaron significativamente la
intensidad del color del vino. Estos cambios de color son resultado de la formación de
polímeros de color marrón producto de reacciones de polimerización (Geldenhuys
2009).
El efecto del oxígeno y el ácido ascórbico sobre la estabilidad de las antocianinas se
encuentra relacionado. El ácido ascórbico decolora las antocianinas en presencia de
oxígeno y de iones cobre o hierro por formación de peróxido de hidrogeno,
produciéndose la degradación de ambos compuestos cuando se almacenan por tiempos
prolongados (Badui 2006). Asimismo, el efecto del ácido ascórbico sobre la estabilidad
de las antocianinas puede estar relacionado con una reacción de condensación entre el
ácido y los pigmentos (Poei y Wrolstad 1981). Garzón y Wrolstad (2002), confirmaron
la aceleración de la destrucción de antocianinas de fresa cuando el ácido ascórbico está
presente tanto en sistemas naturales como en sistemas modelo.
Por otro lado, la concentración del pigmento y la actividad de agua del medio afectan la
estabilidad del color de las antocianinas (Garzón y Wrolstad 2002; Garzón y Wrolstad
2001). Olaya et al. (2009), observaron que una actividad de agua de 0.35 causó la mayor
tasa de degradación en antocianinas de Mora de Castilla (Rubus glaucus Benth) y
11
Tamarillo (Solanum betaceum C) a una temperatura de almacenamiento de 40 °C. La
causa de degradación de las antocianinas por efecto de la actividad de agua es
probablemente debido a una mayor interacción entre el agua y el catión flavilio para
formar la pseudobase inestable (Garzón y Wrolstad 2001; Fleschhut et al. 2006). Garzón
y Wrolstad (2002), demostraron que el aumento de la concentración de pigmento en
jugos concentrados de fresa mejoró la estabilidad de antocianinas, retardando el cambio
de color en comparación con el jugo de fresa sin concentrar almacenado a 25 ºC.
1.2.3 Antocianinas en berenjenas
Las moléculas de antocianinas pueden constar de dos o tres partes, dentro de la que se
encuentra una aglicona (Antocianidina) un grupo de azúcares y un grupo de ácidos
orgánicos. Las antocianinas más comunes en las plantas superiores son Pelargonidina
(Pg), Peonidina (Pn), Cianidina (Cy), Malvidina (Mv), Petunidina (Pt) y Delfinidina
(Dp). Las variaciones estructurales y químicas de estas 6 antocianinas se encuentran en
el anillo B (Badui 2006; Kong et al. 2003; Falcão et al. 2003) (Figura 1).
Algunos autores reportan que la antocianina acilada nasunina, es la principal antocianina
identificada en la berenjena morada (Ichiyanagi et al. 2006; Calogero y Di Marco 2008;
Noda et al. 2000). Esta antocianina fue aislada por primera vez de las cáscaras de
berenjena por Kuroda y Wada (1933), identificándose finalmente como delfinidina-3-(p-
cumaroilrutinósido))-5- Glucósido (Sakamura et al. 1963, citado por Noda et al. 2000).
Sin embargo, Todaro et al. (2009), no identificaron la antocianina Nasunina en la
cáscara berenjena morada var. Esculentum, detectando solo la antocianina delfinidina-3-
rutinósido. En otra investigación se identificaron cuatro antocianinas delfinidina en
12
berenjenas, dentro de las que se encontraron delfinidina 3- rutinósido -5- galactósido,
delfinidina 3- rutinósido-5- glucósido, delfinidina-3- glucósido y delfinidina-3-
rutinósido; no obstante, en este estudio no se logró identificar la antocianina acilada
nasunina posiblemente por las diferencias en las variedades de berenjena estudiadas (Wu
y Prior 2005).
1.3 MICROENCAPSULACIÓN
La microencapsulación es definida como una tecnología de empaque de materiales
sólidos, líquidos o gaseosos en miniatura que consiste en la incorporación de
ingredientes alimentarios, enzimas, células u otros materiales en pequeñas cápsulas
(Desai y Park 2005). Implica el recubrimiento de un ingrediente sensible, ya sea puro o
una mezcla, dentro de un material para otorgar protección contra la humedad, calor u
otras condiciones extremas, para mejorar su estabilidad y aumentar su vida útil (Villena
et al. 2009).
En el encapsulado, la porción activa es llamada núcleo, fase interna o relleno, y el
material encapsulante es llamado cáscara, recubrimiento o material de pared y puede
variar tanto en espesor como en el número de capas. La forma de las cápsulas es
generalmente esférica, pero se ven fuertemente influenciadas por la estructura del
material original no encapsulado (Ribeiro y Stringheta 2006).
La microencapsulación es una técnica, cuya finalidad en la industria de alimentos es
aumentar la vida útil de los ingredientes encapsulados, protegiéndolos contra la
oxidación química o de los factores ambientales, como es el caso de las vitaminas,
pigmentos y otros compuestos bioactivos (Ribeiro y Stringheta 2006). Existen una gran
13
variedad de técnicas de microencapsulación, dentro de las que están el secado por
aspersión, el recubrimiento por aspersión, la aspersión por enfriamiento o congelación,
la extrusión, la coacervación y la inclusión molecular entre otras (Villena et al. 2009;
Yáñez et al. 2005).
1.3.1 Microencapsulación por secado por Aspersión
La técnica de microencapsulación por aspersión es en sí un proceso de deshidratación,
pero se considera también una técnica de encapsulación ya que pueden producirse
partículas que atrapan el material a cubrir. Por definición corresponde a la
transformación de un fluido en un material sólido, atomizándolo en forma de gotas
minúsculas en un medio de secado en caliente (Rodríguez 2005). Para efectuar la
microencapsulación, el material de recubrimiento se disuelve en un disolvente
apropiado. La dispersión, en estado líquido, preparada en estas condiciones, se introduce
en la cámara de secado con aire en contracorriente. El aire caliente proporciona el calor
de evaporación requerido para la separación del disolvente, produciéndose en esta forma
la microencapsulación (Lozano 2009).
En comparación con otros métodos, el secado por aspersión proporciona una eficiencia
de encapsulación relativamente alta. La mayor eficiencia de encapsulación que se
alcanza con el secado por aspersión, se encuentra entre 96 y 100%, valores superiores en
comparación con otros métodos (Parra 2010; Nunes y Mercadante 2007).
En un proceso de secado por aspersión se deben tener en cuanta algunos parámetros
como: las temperaturas de entrada y salida del aire de secado, el flujo de alimentación
14
del producto a secar, el tiempo de residencia y el acondicionamiento de la materia prima
(García et al. 2004).
En la industria de alimentos se emplean diferentes materiales como agentes
encapsulantes, tales como carbohidratos, éteres, lípidos, gomas, proteínas y materiales
inorgánicos, dentro de los carbohidratos las maltodextrinas son importantes debido a que
son solubles en agua y protegen al ingrediente encapsulado de la oxidación, tienen baja
viscosidad y están disponibles en diferentes pesos moleculares lo que proporciona
diferentes densidades de pared alrededor de los materiales sensibles (Ersus y Yurdagel
2007).
1.3.2 Agentes Encapsulantes
1.3.2.1 Maltodextrinas
La maltodextrina resulta de la hidrólisis acida suave de los gránulos de almidón. La
estructura de la maltodextrina está conformada por unidades de β- D- glucosa unida por
enlaces glucosídicos (1-4). Comercialmente se clasifica por el contenido de dextrosa
equivalente (DE) (Ceballos 2008).
La maltodextrina es un agente de encapsulación que se usa ampliamente en la industria
alimentaria; tiene la ventaja de ser de bajo costo, altamente soluble y de poca
higroscopicidad, evitando la aglomeración de partículas (Sáenz et al. 2009). Silva et al.
(2013) reportaron mayor viabilidad y facilidad de microencapsulación de pigmentos de
jaboticaba con maltodextrina en comparación con otros agentes encapsulantes utilizados.
15
En el secado por aspersión de jugos, se empleó maltodextrina, en la microencapsulación
de chirimoya a diferentes temperaturas, estableciendo la mejor condición de temperatura
160 °C con maltodextrina 10 DE (hasta 50% base seca) (Rivas 2010).
Diversos autores han realizado microencapsulación de pigmentos naturales antocianos y
compuestos bioactivos fenólicos empleando maltodextrina como agente encapsulante de
Grosella Negra (Bakowska-Barczak y Kolodziejczykb 2011), Zanahoria negra (Ersus y
Yurdagel 2007), Nopal (Sáenz et al. 2009), Arrayán (Fang y Bhandari 2011), Acai
(Tonon et al. 2008; Tonon et al. 2010); Uvas (Vitis vinifera L.) (Burin, et al. 2011) entre
otros.
1.3.2.2 Ciclodextrinas e Inclusión molecular de Antocianinas
Las ciclodextrinas (CD) son macromoléculas formadas por distintos números de
residuos de D (+) glucopiranosa unidos mediante enlaces α (1-4). Las más utilizadas son
el alfa (α), beta (β) y gama (γ), que contienen 6, 7 y 8 moléculas de glucopiranosa
respectivamente (Martínez y Gómez 2007; Hernández 2006). Las ciclodextrinas son
oligosacáridos cíclicos y debido a sus propiedades estructurales (la cavidad hidrofóbica
y superficie hidrofílica) son capaces de formar complejos de inclusión con una amplia
variedad de sustancias orgánicas, sales, halógenos y compuestos sensibles relacionados
con el aroma y el sabor (Jürgen et al. 2009; Provenzi et al. 2006; Cravotto et al. 2006).
La mayoría de las aplicaciones de las ciclodextrinas en la industria están encaminadas a
mejorar las características del producto terminado (solubilidad, caracteres
organolépticos) y a incrementar la estabilidad de los compuestos lábiles (Ortega et al.
2005). Las ventajas tecnológicas de la utilización de ciclodextrinas en los alimentos y
16
las tecnologías de procesamiento de alimentos se manifiestan en las mejoras sensoriales,
nutricionales y sus propiedades de desempeño (Szente y Szejtli 2004). El
encapsulamiento molecular de los ingredientes alimentarios lipofílico con ciclodextrina
mejora la estabilidad de los sabores, vitaminas, colorantes y grasas no saturadas, tanto en
sentido físico y químico permitiendo extender la vida útil del producto (Astray et al.
2009; Szente y Szejtli 2004).
Marcolino (2008) realizó una investigación en donde se formaron complejos con
colorantes naturales (curcumina, bixina y betanina) y ciclodextrinas con el objetivo de
mejorar la estabilidad y solubilidad de los tres pigmentos. Los análisis instrumentales
demostraron que los complejos de ciclodextrinas con los diferentes colorantes tienen una
capacidad mayor para colorear en comparación con el colorante puro y que además la
inclusión del complejo en la fabricación de los productos no altera sus características
iniciales
La microencapsulación por complejos de inclusión con ciclodextrinas tiene importantes
ventajas como el aumento de la solubilidad de los compuestos encapsulados, la
permeabilidad de la membrana y el aumento de la actividad antioxidante de los
compuestos flavonoides (Mercader 2010; Fang y Bhandari 2010; Szente y Szejtli 2004).
Aunque la inclusión molecular con ciclodextrinas aplicada a antocianinas aisladas de
diferentes fuentes vegetales, ha sido poco investigada, los escasos estudios han mostrado
que las ciclodextrinas aumenta la estabilidad de los pigmentos antocianos (Mourtzinos et
al. 2008; Provenzi et al. 2006; Drunkler et al. 1999; Matsui et al. 1998).
17
Matsui et al. (1998), evaluaron el efecto de las Ciclodextrinas en la inhibición
(copigmentación) de la decoloración de la antocianina Pelargonina, observando un
efecto inhibitorio leve para α- CD, significativo con β y γ –CD y mayor al emplear 2,6-
dimethyl-β-CD. Este hecho podría deberse a que la cavidad de la CD protege el sitio de
reacción de pelargonidina del ataque al ion hidroxilo, evitando su decoloración (Matsui
et al 1998).
Se evaluó la influencia de la β- y γ- ciclodextrina sobre la estabilidad de las antocianinas
extraídas de la corteza de uvas Cabernet Sauvignon (Vitis vinifera L.). Los resultados
mostraron que las antocianinas con γ-CD presentaron mayor estabilidad de color, lo que
reflejó valores de vida media superiores (497 horas) en comparación con otras muestras
(Provenzi et al. 2006).
II. MATERIALES Y MÉTODOS
18
2.1 TIPO DE ESTUDIO.
El estudio realizado fue de tipo experimental.
2.2 LOCALIZACIÓN DEL PROYECTO.
Este estudio se llevó a cabo en los laboratorios de análisis y biotecnología de alimentos
en la sede de la Universidad de Córdoba ubicada en el corregimiento de Berástegui,
municipio de Ciénaga de Oro, departamento de Córdoba, con una temperatura promedio
de 35ºC, humedad relativa 80% y precipitación anual de 1.200mm, cuyas coordenadas
son 8°53‟ Latitud norte, 75°53‟ Latitud oeste y se encuentra ubicado a 25 metros sobre
el nivel del mar.
2.3 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE LA PULPA DE BERENJENA
Se realizó la recolección de berenjenas (Solanum melongena L.) Morada negra, y lila
campana cultivada en el departamento de Córdoba, proveniente de cultivos de pequeños
productores del municipio de Cereté. La recolección de las berenjenas se realizó en la
fase de maduración comercial (Anexo 1: Figura 5).
2.3.1 Análisis de pH, acidez y °Brix.
La pulpa de berenjena fue separada de la cáscara, y luego fue cortada en pequeños trozos
(2 a 4 cm) y macerada para la extracción del jugo de la pulpa, en donde rápidamente se
procedió a realizar los siguientes análisis: Determinación de pH según el método
981.12/90 de la A.O.A.C; de acidez: según el método 942.05/90 de la A.O.A.C; de
Sólidos solubles totales (ºBrix) según el método 932.12/90 de la A.O.A.C.
19
2.3.2 Contenido de Fenoles de la Pulpa de Berenjena.
El contenido de fenoles totales se determinó por el método de Folin-Ciocalteau (Severo
et al. 2009), realizando una curva patrón con ácido gálico midiendo lecturas en un
espectrofotómetro (Génesis 20) a 765nm. Los resultados se expresaron en mg de ácido
gálico/100 gramos de extracto.
2.3.3 Contenido de antocianinas de la Pulpa de Berenjena.
Se realizó la determinación del total de monómeros de antocianinas por el método
diferencial de pH descrito por Giusti y Wrolstad (2001) y Poo (2005). El extracto se
diluyó con dos buffer (pH 1.0 y pH 4.5) para poder medir la absorbancia. El factor de
dilución fue el mismo para ambas muestras. A las muestras diluidas se les realizó la
medición de absorbancia a la longitud de onda de máxima absorción (520 nm) (Poo
2005; Giusti y Wrolstad 2001). El contenido de pigmentos en el extracto se expresó en
mg/100 g.
2.4 OBTENCIÓN DE ANTOCIANINAS A PARTIR DE CÁSCARA DE
BERENJENA
2.4.1 Acondicionamiento de la cáscara de berenjena.
Para la extracción de antocianinas en la cáscara de berenjena, las muestras fueron
peladas, empleando un cuchillo de acero inoxidable. Se extrajo capas de cáscara de
berenjena con un espesor de 1 mm, y fueron acondicionadas para obtener un tamaño de
partícula de 2 mm de ancho por 2 mm de largo aproximadamente (Todaro et al. 2009).
20
2.4.2 Extracción y cuantificación de antocianinas.
Los ensayos de extracción de antocianinas se llevaron a cabo en frascos de color ámbar
protegidos de la luz. Las muestras de cáscara de berenjena previamente acondicionadas
se sometieron al proceso de extracción en una relación 1:10 (1g de cáscara de
berenjena con 10 ml de etanol acidificado con ácido clorhídrico (HCl) al 1%). Una vez
finalizada la obtención, la mezcla se filtró en un embudo Buchner y el sólido
recuperado fue lavado con el solvente etanol acidificado. Luego se combinaron los
sobrenadantes de las filtraciones (Anexo 1: Figura 6). El contenido total de antocianinas
monoméricas se determinó utilizando el método de pH diferencial, descrito
anteriormente en el numeral 2.3.3.
Para llevar a cabo la extracción de las antocianinas de la berenjenas se emplearon las
siguientes condiciones de extracción: utilizando como solvente etanol acidificado desde
el 50 al 90% v/v, temperatura de extracción de 30 a 60°C y tiempo de extracción de 4 a
12 horas (Olaya et al. 2009; Todaro et al. 2009; Martínez 2009).
2.5 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR INCLUSIÓN
MOLECULAR CON CICLODEXTRINA.
Para el proceso de microencapsulación se empleó el extracto de antocianinas,
previamente concentrado en un rotaevaporador V700 (Büchi®) equipado de Bomba de
vacío V-700 con controlador V-850, la temperatura de concentración fue de 35 ± 2º C
La solución concentrada de antocianinas fue almacenada a 4 ºC en frascos de color
ámbar.
21
Los extractos del pigmento concentrado fueron microencapsulados utilizando la técnica
de inclusión molecular con β-ciclodextrina (β-CD), a través del método de Co-
precipitación (Del Valle 2004). A través de diversos ensayos preliminares se
establecieron relaciones estequiometrias o razones molares de β-CD: extracto de
antocianina desde 1:5 hasta 1:50 (He et al. 2008; Del Valle 2004). La mezcla de
antocianinas con la β-ciclodextrina se realizó en erlenmeyer protegidos de la luz, los
cuales se sometieron a agitación con la ayuda de un agitador magnético durante 7 horas
a 35 ° C (Chen et al. 2007; Provenzi et al. 2006). Culminado este periodo la mezcla se
incubó a 4 ° C por 24 h, para que la reacción alcanzara el equilibrio (Zaibunnisa et al.
2011). Finalmente se filtró y el complejo precipitado se sometió a un proceso de
liofilizado empleando un equipo liofilizador Labconco modelo Freezone 2.5 operado a -
42 ºC, y 0.013 mBar durante un periodo de 24 horas (Kalogeropoulos et al. 2010; Yuan
et al. 2008; Del Valle 2004).
Una vez obtenido el extracto microencapsulado y liofilizado, se procedió a determinar el
contenido de antocianinas retenido en complejo de inclusión. Para este fin se tomaron 50
mg de polvo y se diluyeron con 30 ml de agua, se sometió a agitación y se determinó el
contenido total de antocianinas monoméricas utilizando el método de pH diferencial,
descrito anteriormente en el numeral 2.3.3.
La eficiencia del proceso se determinó empleando la siguiente ecuación:
% de Inclusión = (
)
CA: Contenido de antocianinas en el liofilizado (g/ml); FD: Factor de dilución; CM: cantidad muestra
liofilizada (g); MA: gramos de muestra liofilizada analizada; CI: Contenido de antocianinas en el extracto
22
2.6 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR SECADO POR
ASPERSIÓN CON MALTODEXTRINA.
Antes de iniciar la microencapsulación por aspersión, el agente encapsulante
(maltodextrina 19 DE) fue mezclado con el extracto concentrado del pigmento y agitado
para homogenizar la mezcla. La mezcla final fue llevada al 15, 20 y 30% de sólidos. El
contenido de sólidos fue medido usando un refractómetro digital. Se empleó un mini
secador por aspersión Modelo B-290 (Büchi) (Anexo 2: Figura 7). Las condiciones del
proceso que se manejaron fueron temperatura de entrada de 170 y 180 ºC; velocidad de
aspiración 75% (30 m3/h aprox). (Aguilera-Ortiz et al. 2012; Silva et al. 2010). El
rendimiento en peso obtenido tras el secado por atomización se calculó a partir de las
determinaciones del peso de polvo obtenido, de acuerdo con la siguiente ecuación:
Rendimiento en peso = (g obtenidos /g en la mezcla inicial)*100
Los valores de gramos en la mezcla inicial se calcularon a partir de los gramos de
material y el volumen de extracto utilizados como material de partida.
2.6.1 Caracterización fisicoquímica de microencapsulados por secado en Spray
2.6.1.1 Humedad
1 gramo de pigmento encapsulado se colocó en una cápsula de porcelana a 105ºC en una
estufa de aire forzado, hasta alcanzar peso constante (Escalona 2004). La humedad de
los microencapsulados se determinó por secado y diferencia de pesos de acuerdo al
método 934. 06 de la A.O.A.C.
23
2.6.1.2 Actividad de agua
La actividad de agua de los polvos se determinó mediante el equipo Novasina (lab
Master), a temperatura de 25 °C, bajo un tiempo de observación de 2 minutos.
2.6.1.3 Higroscopicidad
Un gramo de muestra de los polvos, se colocaron en cajas de Petri a 25 ° C, las cajas se
introdujeron en una cámara conteniendo una solución saturada de NaCl (75.4% de
humedad relativa). Después de una semana se pesaron las muestras. Se expresaron los
resultados como gramos de humedad por 100 gramos de sólidos secos (g/100 g) (Ersus y
Yurdagel 2007; Cai y Corke 2000).
2.6.1.4 Solubilidad
1 gramo de polvo se adicionó en 100 ml de agua destilada, se agitó manualmente hasta
solubilizar toda la muestra, luego se realizó una centrifugación de las muestras a 3000
rpm durante 10 min. Se tomó una muestra representativa de 25 ml del sobrenadante y se
pasó a cajas Petri. Finalmente se procedió a secar la muestra en una estufa a 105 ºC por
5 h. La solubilidad (%) fue calculada por diferencia de peso (Ochoa et al. 2011).
2.6.1.5 Densidad
La densidad aparente de los polvos se midió pesando 2 g de muestra, las cuales fueron
colocadas en una probeta graduada de 10 ml. La densidad aparente se calculó dividiendo
la masa de polvo por el volumen ocupado en el cilindro (Cai y Corke 2000).
24
2.6.2 Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de polvos secos en Spray
La morfología de las partículas se evaluó por microscopía electrónica de barrido (SEM),
en la Universidad de Antioquia. Los polvos fueron unidos a una cinta adhesiva de doble
cara montado sobre talones de SEM, recubierto con 3-5 mA oro / paladio al vacío y se
examinaron con un microscopio electrónico de barrido JEOL® modelo JSM 6490 LV,
operado en el modo de alto vacío (Anexo 2: Figura 9).
2.6.3 Cuantificación del contenido de antocianinas de los polvos por cromatografía
líquida de alta resolución (HPLC).
Se cuantificó el contenido de antocianinas del extracto seleccionado para el proceso de
microencapsulación y de los polvos microencapsulados por cromatografía líquida de
alta resolución (HPLC), mediante un cromatógrafo (Accela 600 de Thermo Scientific),
con un detector con arreglo de diodos (Anexo 3: Figura 10). Se empleó una columna
RP-18, volumen de muestra de 1 uL, utilizando longitud de onda de 525 nm ,
temperatura de 25 °C y flujo de 200 µl/L. Se empleó como fase móvil acetonitrilo (Fase
A) y agua conteniendo 1% de ácido fórmico (Fase B) (Todaro et al. 2009; Durst y
Wrolstad 2001).
2.6.4 Determinación de poder antioxidante de polvos microencapsulados
La actividad antioxidante de los extractos se midió empleando el método ABTS (6-
sulfonato-3-etilbenzotiazolina), las mediciones de absorbancia se realizaron a 732 nm
empleando un espectrofotómetro Genesis 20. El radical ABTS se generó por la reacción
de oxidación del ABTS (2,2‟-azino-bis-(3-etilbenzotiazolin-6-sulfonato de amonio)) (3.5
mM) con persulfato de potasio (1.25 mM). Después de 24 h de reacción, se diluyó el
25
reactivo ABTS concentrado con solución buffer fosfato a pH 7.4 hasta absorbancia 0.70,
a una longitud de onda de 732 nm. Para la evaluación se emplearon 10 μL del extracto
diluido en DMSO (Dimetilsulfóxido) y 990 μL de la solución del radical ABTS. Luego
de 30 min de reacción a temperatura ambiente y en la oscuridad, se leyó el cambio en la
absorbancia de la muestra. Se midió también el blanco (Buffer) y la referencia (solvente)
en iguales condiciones. Los resultados se expresaron como IC50, el cual corresponde a
la concentración necesaria para inhibir el 50% de la absorbancia del radical, por lo tanto,
un valor bajo de este parámetro significa una mayor actividad antioxidante (Montaño y
Santafé 2011). También se calcularon valores TEAC (Capacidad Antioxidante en
equivalentes Trolox) mediante la construcción de una curva patrón usando diferentes
concentraciones de TROLOX® (ácido 6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametil-2-
cromanocarboxílico) y ácido ascórbico (Martínez 2009).
2.6.5 Análisis de color de los polvos secados en spray.
Los parámetros de color L*, a *, b * C* (saturación de color) y °H (ángulo de tono) se
midieron con un colorímetro Colorflex EZ 45 (HunterLab®). El colorímetro se calibró
con un plato de cerámica estándar de color verde y blanco estándar antes de su lectura.
2.7 EVALUACIÓN DE LA ESTABILIDAD DE ANTOCIANINAS EN BEBIDA
ISOTÓNICA Y EN BEBIDA ALOEVERA (Aloe barbadensis).
2.7.1 Adición de antocianinas microencapsuladas a bebidas.
Como matriz alimenticia se empleó una bebida isotónica y una a base de aloevera. La
bebida isotónica se preparó en función de la composición y el pH de bebidas
comerciales descritas por Obón et al. (2009) y Dyrby et al. (2001). La bebida aloevera
26
fue suministrada por la empresa Aloe Technology. Las antocianinas microencapsuladas
y sin microencapsular (Control) se incorporaron a las bebidas, la mezcla se sometió a
agitación hasta la disolución del pigmento microencapsulado. Las muestras fueron
almacenadas en frascos estériles a temperaturas de 4 °C y temperatura ambiente 25 °C.
2.7.2 Evaluación de la estabilidad de antocianina microencapsuladas.
Se evaluó la vida de anaquel de las antocianinas encapsuladas en la bebida en relación a
los cambios de color, contenido de antocianinas, y actividad antioxidante durante el
almacenamiento del producto a temperaturas de refrigeración (4 ºC ± 2) y ambiente
(25°C ± 2). Para la realización de estos análisis se emplearon los métodos descritos
anteriormente. Los análisis se realizaron cada 5 días durante 40 días de almacenamiento.
2.8 DISEÑO EXPERIMENTAL.
Con la finalidad de evaluar la influencia significativa de los factores sobre el proceso de
extracción de antocianinas en la cáscara de berenjena (Solanum melongena), se realizó
inicialmente un diseño factorial 2x2x2: tres variables independientes fueron analizadas,
etanol acidificado (Etanol 50% y 90% v/v), temperatura de extracción (30 y 60°C) y
tiempo de extracción (4 y 12 horas) (Olaya et al. 2009; Todaro et al. 2009; Martínez
2009). Siendo la variable de respuesta el contenido de antocianinas. Este primer diseño
permitió realizar un escalonamiento ascendente con la finalidad de buscar la zona de
curvatura, en la cual se pueda realizar una buena optimización de la variable respuesta.
Finalmente se aplicó un diseño central compuesto (DCC) para optimizar el proceso de
extracción de antocianinas. Con un total de 20 diferentes combinaciones (incluyendo 6
27
réplicas del punto central y seis puntos axiales) seleccionadas en orden aleatorio de
acuerdo a la configuración del diseño para los tres factores.
Para evaluar la estabilidad de las antocianinas extraídas de berenjena en jugos, se
desarrolló un diseño experimental completamente aleatorizado, unifactorial. En donde el
tiempo se analizó a 8 niveles. Realizando 3 repeticiones por cada nivel, para medir las
variables respuestas: color y contenido de antocianinas. Se aplicó análisis de regresión
lineal para determinar el modelo que describe la cinética de degradación de antocianinas.
2.9 ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS DATOS
Para el proceso de optimización se empleó la metodología de superficie de respuesta,
haciendo uso del software estadístico comercial Desing Expert Versión 6.0.1 (Stat-Ease,
Minneapolis, USA) para generar el diseño experimental, los análisis estadísticos y el
modelo.
En la evaluación de la estabilidad de los extractos de antocianinas de berenjena en
bebidas, se analizaron los errores experimentales, se evaluaron los supuestos de
aleatoriedad, linealidad, normalidad y homogeneidad de varianzas. Comprobados los
supuestos, a las variables respuesta se les realizaron los análisis de varianzas, test de
diferencias de medias (Tukey) y ajuste de regresiones con significancia del 5%. Estos
análisis se realizaron en el programa SAS versión 9.2.
III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
28
3.1 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DE LA PULPA DE BERENJENA
Los resultados de la caracterización fisicoquímica de la berenjena morada y lila campana
proveniente de cultivos de pequeños productores del municipio de Cereté se muestran en
la Tabla Nº 1.
Tabla 1. Análisis Fisicoquímicos de Pulpa de Berenjena
Parámetro Berenjena Morada Berenjena Lila
pH 5.59 ± 0.01a 5.47± 0.01b**
Acidez 0.14 ± 0.02a 0.20 ± 0.02 b
Sólidos Solubles 4.39 ± 0.06a 4.83 ± 0.03 b
Fenoles Totales 31.17 ± 2.00* a 60.43 ± 0.7 b
Antocianinas 2.00 ± 0.20* a 2.78 ± 0.02 b
* (mg/100g).
**Diferentes letras en la misma fila indican diferencias significativas a (Pr<0.05), entre berenjena Morada (a) y berenjena Lila (b)
.Los valores medios de todas las variables fisicoquímicas en estudio presentaron
diferencias significativas (Pr<0.05), en pulpas de berenjenas lila y morada, observándose
que los contenidos de fenoles totales, antocianinas, acidez y sólidos solubles fueron
mayores en pulpa de berenjena lila (Tabla 1 y Anexo 5). Gisbert et al. (2011) reportaron
valores de sólidos solubles en el rango de 4.02 a 4.18 para diferentes variedades de
berenjenas. Asimismo, Muy et al. (2002), reportaron valores promedios de sólidos
solubles, pH y acidez de 3.4; 4.8 y 0.15 % respectivamente en berenjenas moradas de
diferentes variedades, valores muy cercanos a los reportados en este estudio (Tabla 1).
29
De esta manera la caracterización fisicoquímica de berenjena morada negra y lila es
similar a resultados obtenidos por otros autores (Gajewski et al. 2009; Prohens et al.
2007; Moretti y Pineli 2005; Brandão et al. 2003). Las características fisicoquímicas de
berenjena constituyen un factor importante en la calidad postcosecha e índices de
maduración, estos parámetros combinados con la firmeza y el brillo externo del fruto
son índices de cosecha en berenjenas (Muy et al. 2002).
Por otro lado, en la tabla N° 1, se puede observar el contenido de fenoles totales de
berenjena morada y lila, los cuales fueron de 31.17 y 60.43 mg de ácido gálico /100g de
pulpa fresca (3.8 mg/g y 8 mg/g en morada negra y lila, respectivamente en base seca)
respectivamente. El contenido de fenoles se obtuvo partir de la curva patrón de ácido
gálico a través de la técnica de Folin Ciocalteu (Anexo 4 figura 16). Estos resultados de
contenido de fenoles son similares a los reportados por Luthria et al. (2010), quienes
determinaron el contenido de compuestos fenólicos de berenjena negra campana
(Americana) y millionaire (Japonesa) de 9.88 mg de ácido gálico/g y 13.64 mg/g (Base
seca) respectivamente. Raigón et al. (2008), reportaron contenido de fenoles en un rango
de 34.46 mg/100g a 60.70 mg/100g en diferentes variedades de berenjena.
Sin embargo, se han reportado valores de fenoles totales más altos en berenjena de
diferentes variedades; Gajewski et al. (2009), reportaron fenoles totales de 83mg/100 g
de pulpa fresca de berenjena morada negra; Nisha et al. (2009), mostraron contenido de
fenoles para berenjena morada, grande y de forma redondeada del 49.02 mg/100 g
mientras que el contenido de fenoles para berenjena morada pequeña fue de 106.98
mg/100 g. Gisbert et al. (2011) reportaron contenido de fenoles totales entre 45.6 y 55.0
30
mg/100 g de pulpa de berenjenas con resultantes del cruzamiento genético de varios
híbridos.
Muchos autores han investigado el contenido de fenoles de berenjena de diferentes
variedades, sin embargo, los resultados no son muy similares, debido a las diferencias
existentes en las condiciones en que se desarrollaron los experimentos, y por el gran
número de variables que influyen en la extracción de estos compuestos (Akanitapichat et
al. 2010; Kwon et al. 2008). Asimismo, el contenido de compuestos fenólicos en frutos
de berenjenas puede ser influenciado por factores como la variedad, las condiciones de
crecimiento y la influencia de factores climáticos y ambientales, tales como la luz, la
temperatura y los sistemas de riego (Luthria et al. 2010; Hanson et al. 2006).
El contenido de antocianinas en pulpa de berenjena morada y lila en este trabajo fue de 2
mg/100g y 2.78 mg/100g. Jung et al. (2011) obtuvieron resultados similares de
contenidos de antocianinas en pulpa de berenjena (2.29 mg/100g). Contenidos más bajos
de antocianinas en pulpa de berenjena fueron reportados por Nisha et al. (2009), quienes
obtuvieron contenidos de antocianos de 0.530 (mg/100 g) y 0.756 (mg/100 g) en frutos
de berenjenas moradas de diferentes tamaños.
Los genotipos de la berenjena son muy diversos en el contenido de fenoles y antocianos;
el contenido de fenoles totales en la cáscara de la berenjena es aproximadamente dos
veces mayor que la pulpa de la berenjena y los fenoles específicos encontrados en la
cáscara difieren con los de la pulpa (Hanson et al. 2006). Según Gajewski et al. (2009),
el contenido de antocianinas en la cáscara de berenjena fue de 320 mg/100g para
berenjena fresca variedad “Scorpio” morada negra.
31
Los contenidos de antocianinas en el fruto de berenjena fueron menores que los
encontrados en otros frutos; Olaya et al. (2009) reportaron contenido de antocianinas en
mora de castilla (Rubus glaucus Benth) de 14.7 mg/100 g de fruta fresca y en tomate de
árbol (Solanum betaceum) de 7.60 mg/100 g de fruta fresca.
3.2 OBTENCIÓN DE ANTOCIANINAS A PARTIR DE CÁSCARA DE
BERENJENA
Los extractos obtenidos durante el experimento presentaron una coloración roja (Anexo
1: Figura 6). El pH de 1.0 de los extractos etanólicos acidificados, es un factor de
marcada influencia en el color de la antocianina extraída. Las antocianinas en soluciones
acuosas con pH menores de 2, se encuentran en su forma más estable como catión
flavilio de color rojo intenso (Malacrida y Da Motta 2006; Falcao 2003).
En el proceso de extracción de antocianinas de la cáscara de berenjena Morada, se
observó que el modelo que explica significativamente (Pr<0.05) el contenido de
antocianinas de la cáscara de berenjena con respecto a las variables en estudio,
concentración de solvente, tiempo y temperatura de extracción fue un modelo
cuadrático. Los resultados de la Anava (Anexo 6) muestran que los coeficientes lineales
de las variables concentración de solvente, tiempo y temperatura de extracción no
fueron significativas en la extracción de antocianinas. Sin embargo, los coeficientes
cuadráticos de la temperatura, tiempo y concentración de solvente fueron significativos
en el contenido de antocianinas extraídas. Las interacciones de las variables en estudio
no fueron significativas (Pr<0.05) (Anexo 6).
32
El valor del coeficiente de determinación (R2) fue de 0.83% indicando que el modelo
cuadrático obtenido es capaz de explicar el 83 % de las variaciones en los contenidos de
antocianinas. El modelo ajustado al contenido de antocianos presentó la siguiente
ecuación:
Contenido antocianinas= 125.3 – 4.6 t 2
- 7.8T2
- 7.1Sol2 Ecuación 1
Donde,
t: tiempo; T: temperatura; Sol: concentración de solvente (Variables Codificadas).
En el gráfico 1 se puede observar que la concentración de antocianinas disminuye con el
aumento de la temperatura de extracción. El aumento de la temperatura produce un
incremento en el rendimiento de extracción probablemente debido a la mayor
solubilidad de las antocianinas y al aumento en el coeficiente de difusión del disolvente
líquido en la matriz sólida, lo que favorece la cinética de desorción de los compuestos
de la matriz (Cacace y Mazza 2003). Sin embargo, las altas temperaturas influyen
marcadamente en la destrucción de las antocianinas debido a que pueden causar la
pérdida del azúcar glicosilante en la posición 3 de la molécula y la apertura de anillo
pirano con la consecuente producción de chalconas incoloras (Falcão et al. 2008; Garzón
2008; Falcão et al. 2003).
Con respecto a la concentración de solvente y el tiempo de extracción, se observa un
aumento del contenido de antocianinas cuando estas dos variables aumentan (Gráfico
2). El tiempo de extracción es un importante factor en la extracción de antocianos; sin
embargo, después de un tiempo excesivo podría no ser significativa la extracción de
33
pigmentos; la ley de difusión de Fick, predice que después de cierto tiempo, habrá un
equilibrio final entre el soluto de la matriz sólida y el solvente de extracción (Silva et al.
2007).
Gráfico 1. Superficie de respuesta para el contenido de antocianinas de extracto de
berenjena en función de la temperatura y el tiempo (Concentración de etanol 65% v/v).
107.479
112.08
116.68
121.28
125.881
A
nto
cia
nin
as (
mg/1
00g)
3.00
4.75
6.50
8.25
10.00 12.00
19.00
26.00
33.00
40.00
A: Tiempo (h)
34
Gráfico 2. Superficie de respuesta para el contenido de antocianinas de extracto de
berenjena en función del tiempo y la concentración solvente (26 °C).
Los resultados de la optimización del modelo muestran que las condiciones de
extracción con 53 % de solvente (Etanol), tiempo de 3 horas y temperatura de 29 °C
presentó los mayores contenidos de antocianinas de 115 mg/100g en cáscara de
berenjena. Todaro et al. (2009) obtuvieron un resultado similar de contenido de
antocianinas de 76.44 mg/100g de cáscara en extracciones con solvente etanólico.
Estas condiciones de extracción (53 % de solvente (Etanol), tiempo de 3 horas y
temperatura de 29°C) fueron las empleadas para obtener los extractos de antocianinas
para el proceso de microencapsulación.
106.479
112.08
117.68
123.281
128.881
A
nto
cia
nin
as (
mg/1
00g)
3.00
4.75
6.50
8.25
10.00 45.00
55.00
65.00
75.00
85.00
A: Tiempo (h)
35
3.3 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR INCLUSIÓN
MOLECULAR CON CICLODEXTRINA
Se llevó a cabo la microencapsulación con ß-ciclodextrina del extracto de antocianinas
de berenjena. La microencapsulación de ciclodextrina (β-CD) con antocianina no fue
posible a pH entre 1 y 2.5 aun cuando se emplearon relaciones molares desde 1:5 hasta
1:200 (Extracto: ß-CD) a las condiciones experimentales establecidas. No se evidenció
la formación de precipitado, y el análisis de antocianinas en el sobrenadante no cambió
en el tiempo. Nunes y Mercadante (2007), al encapsular licopeno empleando β-CD, en
una relación molar de 1:4, no observaron la formación del complejo licopeno-β-CD a
través de la técnica de mezcla. Estos mismos autores en una relación molar 1:1 tampoco
observaron formación del complejo por el método líquido. Mendes et al. (2012), no
observaron la precipitación del complejo de inclusión al emplear βmetil–ciclodextrina y
α- ciclodextrina en complejos de carotenoides.
Ribeiro y stringenta (2006), reportaron que la β-ciclodextrina en condiciones de pH de 2
no ejerció ningún efecto protector de las antocianinas, debido a que puede ocurrir
hidrólisis de la estructura de la molécula, disminuyendo su capacidad de encapsular.
La microencapsulación por inclusión molecular fue posible a condiciones de pH de 3.5
donde se observó la formación de un precipitado de color rojo pálido. El sobrenadante
durante el proceso de incubación de la muestra se tornó a rojo claro. Matioli y Rodríguez
(2003) observaron la formación de un precipitado de color naranja claro en el fondo del
tubo, al realizar la inclusión molecular de β-ciclodextrina con licopeno.
36
Después de liofilizar la muestra se obtuvo un polvo de color rosado cristalino, el peso de
la muestra después de liofilizada fue de 126.2 mg de polvo. De esta manera el porcentaje
de recuperación o rendimiento obtenido fue de 25 %.
En la determinación de antocianinas en el complejo de inclusión, se determinó que se
encontraba en una concentración de 15.5 mg/l, de esta manera la rata de inclusión o
eficiencia del proceso fue de 11.7%.
% de Inclusión = 1.55 x10 -5
g/ml x 30 ml x (0.1262 g / 0.05g) = 11.7%
0.01 g
Este porcentaje de inclusión de antocianinas es más bajo que el reportado por autores
como Chen et al. (2007) y Yuan et al. (2008), con valores de 48.96 y 46.5% en
complejos de inclusión de astaxantina con ß-ciclodextrina respectivamente.
Los bajos rendimientos y porcentajes de inclusión en la microencapsulación molecular
con ciclodextrina, se atribuye a la hidrofobicidad de la cavidad de la Ciclodextrina, que
permite una mejor inclusión a compuestos hidrofóbicos. La mayoría de los estudios con
complejos de inclusión con ciclodextrina, están asociados con moléculas de
características hidrófobas, como los carotenoides astaxantina (Chen et al. 2007; Yuan et
al. 2008), bixina (Lyng et al. 2005; Benítez et al. 2010), licopeno (Nunes y Mercadante
2007: Matioli y Rodríguez 2003) y otros como Curcumina (Zaibunnisa et al. 2011).
37
3.4 MICROENCAPSULACIÓN DE ANTOCIANINAS POR SECADO POR
ASPERSIÓN CON MALTODEXTRINA
3.4.1 Caracterización fisicoquímica de polvos microencapsulados por secado en
Spray.
El extracto de antocianinas de cáscara de berenjenas (7◦ Brix) fue adicionado con el
agente de encapsulación en una concentración del 15, 20 y 30%. El extracto de
antocianinas empleado para la microencapsulación presentó valores de contenido de
antocianinas de 55 mg/100. Durante el proceso de secado por atomización se emplearon
las temperaturas de entrada de aire de 170 y 180 °C, obteniéndose polvos secos de color
rosado (Anexo 2: Figura 8). La caracterización fisicoquímica de los polvos
microencapsulados a diferentes tratamientos, se muestran en el gráfico 3.
Los valores medios de las variables fisicoquímicas humedad, actividad de agua y
solubilidad presentaron diferencias significativas (Pr<0.05), para los factores
temperatura de entrada del aire y concentración de agente encapsulante (maltodextrina)
(Anexo 7). Sin embargo, la densidad y la higroscopicidad no presentaron diferencias
significativas con respecto al factor temperatura de entrada del aire. Existe interacción
significativa entre las dos variables independientes para todos los parámetros
fisicoquímicos estudiados en los polvos.
El contenido de humedad para el extracto microencapsulado fue significativamente
mayor en los polvos sometidos a temperaturas de entrada de 170 °C, siendo evidente que
en la misma concentración de agente encapsulante, la temperatura de secado más alta
38
produjo el menor contenido de humedad del producto seco. Este comportamiento ha sido
observado por Bakowska-Barczak y Kolodziejczykb (2011), Ersus y Yurdagel (2007),
Jittanit et al. (2011) y Silva et al. (2013) los cuales han estudiado el efecto de la
temperatura de entrada de aire de secado sobre la humedad de extractos
microencapsulados de grosella negra, zanahoria negra, tamarindo y jaboticaba
respectivamente. A temperaturas más altas de entrada de aire, existe un gradiente de
temperatura mayor entre la alimentación atomizada y el aire de secado, lo que resulta en
una mayor fuerza motriz para la evaporación del agua y por lo tanto la producción de
polvos con menor contenido de humedad (Tonon et al. 2008; Phisut 2012).
Asimismo, a medida que se aumentó la concentración de agente encapsulante en el flujo
de alimentación, se disminuyó el contenido de humedad de los polvos. Similares
resultado observaron Ahmed et al. (2010) y Ruiz-Cabrera et al. (2009) en donde el
contenido de humedad disminuyó a medida que aumentó la concentración de
maltodextrina en muestras de batata morada y maracuyá respectivamente.
Existe un efecto de interacción significativo entre las variables independientes, el menor
contenido de humedad (3.43%) de los polvos se obtuvo con la temperatura de 180 °C y
30% de sólidos en la alimentación. Estudios anteriores revelan que la humedad de
microcápsulas con maltodextrina presentaron valores entre 4.04 y 5.5% (Escalona 2004;
Valduga et al. 2008; Fang y Bhandari 2011; Ersus y Yurdagel 2007). Bakowska-Barczak
y Kolodziejczykb (2011) reportaron que el contenido de humedad varió desde 1.8 hasta
3.9 en extractos de antocianina de grosella negra microencapsulados con maltodextrina.
39
15
20
25
30
35
40
45
15% 20% 30%
Hig
rosc
op
icid
ad
(%
)
Concentracion MD
a) b)
c) d)
e)
Gráfico 3: Comportamiento de la Humedad (a), actividad de agua (b), higroscopicidad
(c), solubilidad (d) y densidad (e) de los polvos obtenidos a diferentes concentraciones
de maltodextrina y a temperaturas de secado de 170 °C (■) y 180 °C (●).
0
2
4
6
8
10
15% 20% 30%
Con
ten
ido d
e H
um
ed
ad
(%)
Concentracion MD
0.15
0.20
0.25
0.30
0.35
0.40
0.45
15% 20% 30%
Acti
vid
ad
Agu
a
Concentracion MD
82
84
86
88
90
92
94
96
15% 20% 30%
Solu
bil
ida
d (
%)
Concentracion MD
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1.0
15% 20% 30%
Den
sid
ad
(g
/ml)
Concentracion MD
40
La actividad de agua de los polvos fue significativamente influenciado por la
temperatura de entrada, siendo menor a 180 °C. Además el tratamiento con agente
encapsulante del 15% exhibió la mayor actividad de agua, mientras que los del 20 y 30
% no difieren significativamente entre sí. De esta manera se observa un comportamiento
similar del contenido de agua con respecto al factor temperatura y concentración de
agente encapsulante, siendo obtenida la menor actividad de agua (0.25) con 20% de
sólidos y 180 °C. Los valores de actividad de agua de los polvos microencapsulados son
similares a los reportados por (Valduga et al. 2008) (0.266); (Fang y Bhandari 2011)
(0.215); Jittanit et al. (2011) (0.260 y 0.342).
La higroscopicidad de los polvos microencapsulados no presentó diferencia significativa
entre las medias de los valores de los tratamientos a diferentes temperaturas. Cai y Corke
(2000) observó que la humedad higroscópica de polvos de betacianina secados por
aspersión con maltodextrina (15 DE) varió de 45.4 a 49.2 g/100 g, cuando la temperatura
aumentó desde 150 a 210 °C, en los cuales la mayoría de los tratamientos no presentaron
diferencias en cuanto a la temperatura. Asimismo, Silva et al. (2013), no encontraron
diferencia significativa de los polvos microencapsulados con la temperatura del aire de
entrada.
Varios autores han observado un comportamiento inverso entre la higroscopicidad y el
contenido de humedad de los polvos. En donde los polvos producidos a temperaturas de
entrada de aire más altas eran más higroscópicos debido a que había un menor contenido
de humedad en el polvo. Esto está relacionado con el gradiente de concentración de agua
entre el producto y el aire circundante, que es ideal para polvos menos húmedos (Phisut
41
2012; Tee et al. 2012; Tonon et al. 2008). Sin embargo, esta relación inversa de la
humedad y la higroscopicidad y por ende la temperatura de entrada del aire no siempre
se da, autores como Ruiz-Cabrera et al. 2009 observaron que la higroscopicidad y el
contenido de humedad disminuían en el rango de temperaturas de 188 a 190°C,
indicando además que el comportamiento general fue que el contenido de humedad y la
higroscopicidad disminuyeron con las altas temperaturas. Caparino et al. (2012) también
observaron una pequeña relación directa entre el contenido de humedad de las muestras
y la higroscopicidad.
Por otro lado, la higroscopicidad de las muestras varió significativamente con las
concentraciones de maltodextrina, siendo los tratamientos con menor contenido de
maltodextrina (15%) los de mayor higroscopicidad y los del 20 y 30% no presentaron
diferencias en cuanto a esta variable. La interacción de las dos variables independientes
muestra interacción significativa, siendo el tratamiento con 20% de maltodextrina y 170
°C el polvo con menor higroscopicidad (25.35%).
Cai y Corke (2000), reportaron que las propiedades higroscópicas de los polvos fue
significativamente menor (44.6 g/100 g) cuando el flujo de alimentación tenía un 39.2 %
de solidos (Extracto de betacianina y maltodextrina 15 DE) que cuando se empleó una
alimentación de 10% de solidos (49.5 g/100 g). Asimismo, Tonon et al. (2008)
observaron un comportamiento similar, en donde los valores más bajos de
higroscopicidad se obtuvieron cuando se utilizaron las más altas concentraciones de
maltodextrina. Esto es debido al hecho de que la maltodextrina es un material con una
baja higroscopicidad lo que sugiere que la maltodextrina es un eficiente agente ayudador
42
en la reducción de la higroscopicidad del material secado (Caparino et al. 2012; Ahmed
et al. 2010).
Los polvos microencapsulados mostraron que la solubilidad fue significativamente
influenciada por la temperatura de entrada, siendo más solubles a medida que se
incrementa la temperatura. Jittanit et al. (2011), observaron que la temperatura de secado
tiene un efecto positivo sobre la solubilidad, debido a que las altas temperaturas del aire
de secado por aspersión producen más porosidad de los polvos. La mayor porosidad da
lugar a una mayor superficie específica de polvo, lo que resulta en un área de contacto
superficial más grande entre el polvo y el agua. Sin embargo, Rivas (2010) observó que
la solubilidad no varía con el aumento de la temperatura de salida del aire obteniendo
valores entre el 75 y 76 % en polvos microencapsulados de jugo de chirimoya
microencapsulados con maltodextrina en un rango de temperatura de 120 a 160 C.
Además el tratamiento con agente encapsulante del 30% y 180 °C exhibió la mayor
solubilidad (93.61%), mientras que los del 15 y 20 % no difieren significativamente
entre sí. Cano-Chauca1 et al. (2004), observaron que en la obtención de polvos de
mango el tratamiento con maltodextrina presentó un alto grado de solubilidad,
alcanzando valores superiores al 90%. La maltodextrina es una de las sustancias más
utilizadas como agente aditivo en la deshidratación de extractos y jugos por secado en
spray debido a sus propiedades físicas, tales como alta solubilidad en agua (Cano-
Chauca1 et al. 2004; Caparino et al. 2012; Cai y Corke (2000). Ceballos (2008), reporta
valores de solubilidad entre 84.8 y 9.15% para polvos deshidratados de frutas.
43
Como se puede observar en el anexo 7, hay una interacción significativa (Pr<0.05) entre
la temperatura y la concentración de agente encapsulante. El gráfico 3d muestra que a
medida que aumenta la concentración de agente encapsulante la solubilidad muestra una
tendencia a incrementar con la temperatura de 180 °C mientras que con 170 °C se
alcanzaron valores menores de higroscopicidad que con 180 °C, para todos los niveles
de concentración.
Para todos los niveles de concentración de maltodextrina, la densidad aparente fue
significativamente diferente, observándose que esta variable fue mayor cuando se usó la
concentración de 30% de maltodextrina. Diversos autores han observado un
comportamiento similar al microencapsular con maltodextrina por secado en spray
pigmentos de betacianinas y extractos de granada (Cai y Corke 2000; Miravet 2009). Sin
embargo, Jittanit et al. (2011) y Caparino et al. (2012) notaron que a mayor proporción
de maltodextrina la densidad aparente disminuía.
La densidad aparente del pigmento en polvo microencapsulado no presentó diferencia
significativa con el aumento de temperatura del aire de secado (Gráfico 3e). Sin
embargo, algunos autores han encontrado que el aumento de la temperatura causa la
reducción de la densidad aparente (Tonon et al. 2011; Phisut 2012). Según el análisis
estadístico realizado la interacción entre la concentración de agente encapsulante y la
temperatura fue significativa (Pr<0.05) en la densidad de los polvos (Anexo 7). Los
valores de densidad obtenidos para los polvos microencapsulados coinciden con los
reportados por Cai y Corke (2000) (0.52 – 0.68 g/ml), Miravet (2009) (0.50 y 0.60
g/mL,), Ochoa et al. (2011) (0.51 a 0.61 g/ml). Sin embargo, estos resultados son
44
mayores a los reportados por Tonon et al. (2010) en microencapsulados de extractos de
fruto de Acai (Euterpe oleracea Mart.) con maltodextrina (0.37-0.39 g/ml).
Finalmente, el tratamiento a temperatura de 180°C y 30% de maltodextrina, fue el que
presentó los mejores parámetros fisicoquímicos, con menor contenido de humedad,
menor higroscopicidad y mayor solubilidad, lo que lo hacen un extracto seco
microencapsulado con buenas características de aplicación industrial.
3.4.2 Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de polvos.
En la figura 2, se puede observar la morfología de las microcápsulas a concentraciones
de agente encapsulante de 30% con temperatura de 170 y 180 °C. Las microcápsulas son
de tamaño y forma variable, es decir hay capsulas de forma esférica con una superficie
lisa y capsulas con superficie abollada o irregular. En la figura 2a y 2d, se pueden
observar que hay mayor cantidad de microcápsulas redondas y de superficie lisa al
emplear la temperatura de aire de secado de 180 °C que a la temperatura de 170 °C.
Esta estructura lisa y esférica de microencapsulados con maltodextrina ha sido
observada por autores como Tonon et al. (2008), Escalona, (2004), Caparino et al.
(2012), Ersus y Yurdagel (2007) en sus estudios de microencapsulación por secado
aspersión empleando maltodextrinas en extractos de Acay, luteína -enocianina, mango
y pigmentos zanahoria negra (Daucuscarota L) respectivamente. Asimismo, Olaya et al.
(2009) reportaron partículas que exhibían superficie lisa y otras que presentaban
superficies porosas con abolladuras superficiales en la encapsulación con maltodextrina
de pigmentos de antocianos de mora de castilla (Rubus glaucus) y Tamarillo (Solanum
betaceum).
45
a) b)
c) d)
e)
Figura 2. Fotografías de Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de microcápsulas a)
30% MD y 170 °C , 1000x b) 30% MD y 170 °C 5000x c) 30% MD y 170 °C 3500x d)
30% MD y 180 °C, 1000x e) 30% MD y 180 °C, 5000x. Fuente: Autor
46
a) b)
Figura 3. Fotografías de Microscopía Electrónica de Barrido (SEM) de microcápsulas
con a) .20% MD y 180 °C, 1000x) b) 20% MD y 170 °C, 1000x. Fuente: Autor
La formación de abolladuras en la superficie de la capsula, generalmente puede ser
atribuida a la contracción de las partículas durante el secado, debido a la drástica
pérdida de humedad seguido de enfriamiento (Escalona 2004; Silva et al. 2013; Sáenz et
al. 2009). Por su parte Cai y Corke (2000) encontraron que los equivalentes de dextrosa
(DE) de la maltodextrina empleada también influye en la presencia de grietas y
hendiduras en la superficie de la capsula, siendo la maltodextrina de bajos DE la que
presenta mayor irregularidades y grietas superficiales.
Tonon et al. (2008), en el estudio de microencapsulado de Acai (Euterpe oleraceae
Mart.) con maltodextrina, manifestaron que cuando la temperatura del aire de entrada
fue baja, la mayoría de las partículas mostraron una superficie arrugada, y cuando
aumentó la temperatura de secado resultó en un mayor número de partículas con
superficie lisa. Esto está relacionado con las diferencias en la velocidad de secado, que
47
es más alta para las temperaturas elevadas, causando una evaporación más rápida del
agua y que conduce a la formación de una costra lisa y dura.
Las partículas con superficies rugosas pueden tener problemas en sus propiedades de
flujo, además sus grandes áreas de contacto pueden hacerlas más susceptibles a
reacciones de degradación, tales como la oxidación (Silva et al. 2013).
La figura 3, muestra la morfología de las microcápsulas obtenidas con 20% de
maltodextrina, en estas se observan unas microcápsulas apiladas y unidas entre sí. Esto
podría ser debido a que la menor concentración de maltodextrina produjo una mayor
hidratación de los polvos. Fazaeli et al. (2012), observaron un comportamiento similar
en la morfología de microcápsulas obtenidas con 8% de maltodextrina.
3.4.3 Rendimiento del proceso de Microencapsulación por secado en Spray
El rendimiento del proceso de secado en spray varió significativamente en cuanto al
factor temperatura y concentración de agente encapsulante, asimismo, la interacción de
las variables también fue significativa (Anexo 8). El rendimiento más alto (90.74%) se
obtuvo con concentración maltodextrina del 30% y temperatura de secado de 180 °C.
Bakowska-Barczak y Kolodziejczykb (2011) obtuvieron el rendimiento más alto (86%)
con maltodextrina DE 11 y temperatura de 150 ◦ C mientras que para el mismo tipo de
agente encapsulante el rendimiento fue de 72.6 y 55.1 para las temperaturas de 180 y
205 ◦ C, respectivamente.
En los tratamientos con 15% de maltodextrina se observó la adherencia del polvo
encapsulado en las paredes de la cámara del secador y por consiguiente la pérdida de
48
material encapsulado mientras que los tratamientos con 30% de maltodextrina
presentaron una menor pérdida del material. Valduga et al. (2008) relacionan que esta
adherencia posiblemente puede estar relacionada con el alto contenido de extracto en el
flujo de alimentación, el cual podría contener algunos compuestos responsables de este
comportamiento.
En este estudio el rendimiento del proceso aumento con el incremento en la temperatura
del aire de entrada. Esto es debido a que las altas temperaturas de entrada dan mayor
eficiencia de calor y mejoran los proceso de transferencia de masa, lo cual conduce a un
rendimiento más alto del proceso (Tonon et al. 2008; Tee et al. 2012).
Los rendimientos bajos del 26.06 se obtuvieron con 15% de maltodextrina y 170 °C, las
pérdidas de polvo durante el secado por pulverización asociadas al bajo rendimiento se
debió principalmente a la aglomeración de algunas partículas del polvo que se depositan
sobre la pared de la cámara secadora, y en el ciclón. Fang y Bhandari (2011), obtuvieron
rendimientos del polvo de extractos de arrayán secado por spray del 55 ± 3%, cuando
empleó maltodextrina con sólidos ajustados hasta 11 brix y temperatura de entrada de
150 °C. Sin embargo, Tonon et al. 2008 observaron un efecto negativo de la
concentración de maltodextrina en el rendimiento del proceso, probablemente debido a
la viscosidad de la mezcla, que se incrementó exponencialmente con esta variable; este
aumento de la viscosidad de alimentación puede causar que los sólidos se adhieren en la
pared de la cámara principal, lo que podría reducir el rendimiento del proceso.
49
3.4.4 Cuantificación por la técnica de HPLC del contenido de antocianinas retenida
en el extracto microencapsulado por aspersión.
Los polvos secados por aspersión se analizaron por la técnica de HPLC, en cuanto al
contenido de antocianinas. La figura 4a muestra el pico característico del estándar
Delfinidina-3-rutinósido, mientras que en la figura 4b y 4c se pueden observar los picos
para el extracto empleado en la microencapsulación y para los polvos secos en spray
respetivamente.
Para la cuantificación de antocianinas en los polvos se elaboró una curva patrón a partir
del estándar Delfinidina-3-rutinósido. En la curva de calibración con el estándar se
obtuvo un R2 de 0.99 (Anexo 3: Figura 11 y 12).
Para los picos identificados en el extracto de antocianinas, no se tuvieron en cuenta los
que tenían áreas menores de 3% con pobre resolución. De esta manera las dos
principales antocianinas, correspondientes a los picos 2 y 3, representan
aproximadamente el 16.7 % y 80%, respectivamente del área total del pico revelada a
520 nm. Los tiempos de retención para las antocianinas correspondiente al pico 2 fueron
para el extracto y para los polvos de 1.012 min, los cuales coincide con el pico
identificado en el estándar.
De acuerdo a los tiempos de retención (1.012 min) y el análisis espectral mostrado por el
estándar de delfinidina-3-rutinósido y las muestras, la antocianina cuantificada en el
extracto y en los polvos microencapsulados podría ser delfinidina-3-rutinósido.
50
a)
b)
c)
Figura 4. Cromatograma 520 nm: a) estándar delfinidina-3-rutinósido b) Extracto de
antocianinas y c) Extracto en polvo Microencapsulado a 180 °C y 30% maltodextrina.
51
Todaro et al. (2009), identificaron en cáscara de berenjena, tres tipos de antocianinas,
dentro de las que están delfinidina-3-rutinósido y las otras dos (6% de la superficie total
de los picos) no fueron identificadas. Asimismo, Wu y Prior (2005), identificaron cuatro
tipos de delfinidina en cáscara de berenjena, dentro de las que se encontraron delfinidina
3-rutinósido-5-galactósido, delfinidina 3-rutinósido-5-glucósido, delfinidina 3-glucósido
y delfinidina 3-rutinósido, siendo esta última la que se encontraba en mayor proporción.
La Tabla 2, muestra el contenido de antocianinas cuantificado mediante la técnica por
cromatografía liquida de alta resolución y expresado como delfinidina-3-rutinósido, en
los extractos microencapsulados a diferentes temperaturas (170°C y 180°C) y
concentración de agente encapsulante (15, 20 y 30% de maltodextrina).
Tabla 2. Contenido de antocianinas en muestras analizadas por HPLC
Tratamiento Media de Contenido de Antocianinas*
170◦ C -15 % 301.8
170◦ C -20% 222.5
170◦ C -30% 120.9
180 ◦ C -15% 323.3
180 ◦ C -20% 208.7
180 ◦ C -30% 109.4
*mg de antocianinas por cada 100 g de extracto microencapsulado seco.
52
Gráfico 4: Porcentaje de Retención de los polvos obtenidos a diferentes
concentraciones de maltodextrina y a temperaturas de secado de 170 ° C (■) y 180 ° C
(●).
Los valores medios de retención de antocianinas en los polvos microencapsulados con
maltodextrina presentaron diferencias significativas (Pr<0.05), para el factor
concentración de agente encapsulante (maltodextrina) (Anexo 8). Siendo observados los
mayores porcentajes de retención de antocianinas en las microcápsulas con 30% de
maltodextrina en el flujo de alimentación, y los porcentajes de 15 y 20% de sólidos en la
alimentación no fueron significativamente diferentes en cuanto al porcentaje de
retención del pigmento.
Silva et al. (2013) obtuvo la óptima retención de antocianinas al emplear maltodextrina
al 30% a una temperatura de entrada del aire de secado de 180 °C. Tonon et al. (2010)
encontraron que la maltodextrina por ser un material altamente soluble, le permite
70.0
80.0
90.0
100.0
15% 20% 30%
Rete
ncio
n p
igm
en
to (
%)
Concentracion MD
53
formar partículas huecas durante el proceso de secado en el que la corteza es una matriz
que contiene tanto el agente portador y el compuesto atrapado.
Por otro lado, la temperatura de entrada del aire de secado no influenció
significativamente en el porcentaje de retención de antocianinas de las microcápsulas.
Podría ser que los tiempos de residencia empleados en el secado por atomización son
pequeños, por lo que no se alcanzaría a degradar los antocianos presentes. Bakowska-
Barczak y Kolodziejczykb (2011) observaron que la temperatura de entrada del secado
por debajo de 180 °C no afectó significativamente el contenido de antocianinas en los
polvos de grosella negra. Silva et al. (2013), manifestaron que el porcentaje de retención
de antocianinas fue alto incluso cuando las temperaturas de salida eran altas, indicando
que la temperatura óptima para obtener polvos con alta retención de pigmento, fue de
180 °C.
Sin embargo, sí existe una diferencia significativa en la interacción de las dos variables
independientes en estudio (Anexo 8). De esta manera, el mayor porcentaje (98.4%) de
retención del pigmento fue al emplear 30% de maltodextrina y 170 °C (Gráfico 4).
Otros autores como Ersus y Yurdagel, (2007) observaron que para sistemas que
contienen maltodextrina con DE (equivalente dextrosa) menores a 29 la temperatura de
entrada del aire podría ser hasta 180 °C, al secar por aspersión antocianinas de zanahoria
negra. Sin embargo, Tonon et al. (2008), reportaron en su estudio que la temperatura del
aire de entrada fue la única variable que afecta a la retención de antocianina. Los autores
concluyeron que el aumento de la temperatura de entrada de aire (150 a 202 °C)
condujo a un aumento en la pérdida de antocianinas, que es debido a la alta sensibilidad
54
de estos pigmentos a las altas temperaturas. Cai y Corke (2000) pusieron de manifiesto
que el aumento de temperatura de entrada de aire causa más pérdidas de pigmento y que
temperaturas mayores a 180 °C no son adecuadas para el secado por pulverización de
betacianinas.
El porcentaje de retención de antocianinas fue alto en todas las condiciones
experimentales con valores por encima del 85%, lo cual es importante en términos de
producción industrial del pigmento. Valores de porcentaje de retención de antocianinas
han sido reportado por otros autores, Tonon et al. (2008) (77 al 86%), Fang et al. (2011)
(94%) en extractos de frutos de Açaí, Arrayán. Asimismo, Saénz et al. (2009) reportaron
porcentajes de recuperación de betacianina e indicaxantina por encima de 98% y 92%,
respectivamente.
3.4.5 Capacidad antioxidante de polvos microencapsulados
Tabla 3. Análisis de capacidad antioxidante para los polvos microencapsulados.
Tratamiento b R2 IC50* TEAC VEAC
170◦ C -15 % 0.82 0.97 52.18 241.1 228.1
170◦ C -20% 0.79 0.98 67.92 185.2 175.2
170◦ C -30% 0.41 0.97 123.54 101.8 96.3
180 ◦ C -15% 0.89 0.94 49.76 252.8 239.1
180 ◦ C -20% 0.76 0.98 70.09 179.5 169.7
180 ◦ C -30% 0.41 0.97 122.06 103.1 97.49
*mg de polvo microencapsulado/L‟; TEAC (μmol Trolox /g de polvo); VEAC (μmol
ácido ascórbico/g de polvo); b: pendiente.
55
En la tabla 3, se puede observar los valores de IC50, Teac y Veac, estos dos últimos
calculados en base a las curvas patrones de los reactivos de trolox y ácido ascórbico
(Anexo 4: Figura 13, 14 y 15).
Para el cálculo de los IC50 de cada uno de los polvos, se llevó a cabo una regresión
lineal, cuyos R2, están por encima de 0.9, lo que indica una buena relación entre la
concentración de los polvos y la actividad inhibitoria del radical (Anexo 8). El factor
temperatura no tuvo influencia significativamente en el IC50 de los polvos
microencapsulados, mientras que el factor porcentaje de maltodextrina si presentó
significancia en los valores de la variable respuesta. Asimismo, la interacción entre las
dos variables no presentó significancia (Anexo 8). De esta manera los tratamientos a
170 °C y 180°C exhibieron los mayores valores de IC50 (Tabla 3) y por lo tanto, un
valor de TEAC y VEAC menor. Bakowska-Barczak y Kolodziejczyk (2011), observaron
que no hubo diferencias significativas en la capacidad antioxidante de los polvos al
emplear maltodextrinas durante el secado por aspersión de Jaboticaba, reportando
valores de actividad antioxidante de 8.3 a 9.1 mM/100 g polvo.
Los tratamientos con menor porcentaje de maltodextrina presentaron menores IC50, de
esta manera el tratamiento a 180°C y 15% de maltodextrina mostró altos valores de
TEAC y VEAC, equivalentes 252.8 y 239.1 μmoles de Trolox y Ácido ascórbico por
cada gramo de polvo respectivamente. Lo que indica que este tratamiento presentó la
mayor actividad antioxidante frente al radical ABTS.
Ersus y Yurdagel (2007), encontraron una relación negativa entre el contenido de
antocianinas de los polvos y el IC50 de los mismos, expresando que el aumento en el
56
contenido de antocianinas en los polvos, produjo una disminución de los IC50 y por
ende una mayor capacidad antioxidante.
3.4.6 Análisis de color de los polvos secados en spray
Los resultados del análisis de color de los polvos microencapsulados se resume en la
tabla 4. En relación con el índice de L*, que mide la blancura y / o brillo, los análisis
estadísticos muestran que los principales efectos temperatura y concentración de agente
encapsulante presentan diferencia significativa (Pr<0.05), así como el efecto de
interacción entre las variables (Anexo 8). En el análisis de los datos se encontró que los
valores más bajos de L*, corresponden al tratamiento con 15 % de maltodextrina y 170
°C, el cual presenta una apariencia de un color rosado oscuro y los valores más altos de
L* fueron con 30% de sólidos en la alimentación que significan un color claro. Un
comportamiento similar observaron Valduga et al. (2008) al evaluar el índice L* en
polvos de extractos de antocianinas de uva, en donde el índice L* fue más bajo (49.4)
en el tratamiento con mayor volumen de extracto.
57
Tabla 4. Parámetros de color para polvos microencapsulados por secado en spray.
Tratamiento Parámetros de color
L* a* b* C* °H
170◦ C -15 % 41.0± 0.0 39.9± 0.0 5.3 ± 0.01 40.3± 0.01 7.6± 0.01
170◦ C -20% 53.9± 1.1 35.9 ±0.8 1.9 ± 0.40 36.0± 0.83 3.0± 0.62
170◦ C -30% 56.2± 0.0 37.3± 0.0 1.8 ± 0.01 37.3± 0.01 2.8± 0.01
180 ◦ C -15% 46.3± 0.9 38.7± 0.8 5.3± 0.49 39.0± 0.93 7.7± 0.55
180 ◦ C -20% 52.9± 0.5 35.9 ± 0.8 2.4± 0.04 35.5± 0.85 3.9± 0.17
180 ◦ C -30% 56.0± 0.0 37.3 ± 0.0 2.6± 0.05 37.4± 0.05 3.9± 0.00
Caparino et al. (2012); Ahmed et al. (2010) observaron los más altos índices L*, al
adicionar maltodextrina en la obtención de polvos de mango y batata morada mediante
secado en spray respectivamente. Los valores de índices de L*, son similares a los
reportados por autores como Cai y Corke (2000) (49.35) en polvos de betacianinas.
Los tratamientos con 15 % de maltodextrina presentaron un color más brillante, con más
altos valores a*, lo que refleja el mayor contenido de antocianinas de estos polvos. Se
observa que a medida que aumenta el volumen de extracto, y mayor contenido del
pigmento mayor será el índice a*. Autores observan comportamiento similar (Valduga et
al. 2008; Sáenz et al. 2009).
Las diferencias en la concentración de maltodextrina tuvo efectos significativos
(Pr<0.05) en los valores de C *, es decir, con la disminución de la concentración de
maltodextrina los valores de C * de los polvos se incrementó. Sin embargo, la
58
temperatura y el efecto de la interacción no fueron significativos. Los valores de °H
fueron diferentes estadísticamente con respecto al factor temperatura y al factor
concentración de maltodextrinas, siendo la concentración al 15% la que presentó mayor
ángulo °H y las del 20 y 30% no difirieron entre sí (Anexo 8). Los valores °H fueron
altos, lo que quiere decir que son muy cercanos al color rojo. Silva et al. (2010),
verificaron que extractos de Jaboticaba microencapsulado con 30% de maltodextrina,
tenían valores C * y °H de 22.2 y 0.18 respectivamente. Asimismo, Caparino et al.
2012) reportaron ángulo de tono (°H) altos y valores croma bajos indicando un color
opaco en polvos de mango secos por aspersión.
Finalmente el tratamiento con 30% de maltodextrina y 180°C, fue el polvo
microencapsulado que se seleccionó para ser adicionado a las bebidas debido a sus
buenas propiedades fisicoquímicas, altos rendimientos, eficiencia de microencapsulación
del 98% y buena morfología de sus capsulas.
3.5 EVALUACIÓN DE LA ESTABILIDAD DE ANTOCIANINAS EN BEBIDA
ISOTÓNICA Y EN BEBIDA ALOEVERA (Aloe barbadensis).
3.5.1 Estabilidad de contenido de antocianinas en bebidas
El pigmento de antocianinas de cáscara de berenjena microencapsulado mediante la
técnica de secado se incorporó fácilmente y en forma homogénea en bebida isotónica y
bebida a base de aloevera. El gráfico 5 y 6 muestran el contenido de antocianinas en el
tiempo para las dos bebidas en estudio.
59
a)
b)
Gráfico 5: Contenido de antocianinas en bebida isotónica durante el tiempo de
almacenamiento, para BI 4 (□); BI25 (♦); CI4 (×) y CI25 (▲). a) Comportamiento real
b) Comportamiento ajustado a regresión lineal.
3.0
53.0
103.0
153.0
203.0
253.0
0 10 20 30 40 50
An
toci
an
inas
(mg/L
)
Tiempo (Días)
3.0
4.0
5.0
6.0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Ln
An
toci
an
inas
(mg/L
)
Tiempo (Días)
60
a)
b)
Gráfico 6: Contenido de antocianinas en bebida aloevera durante el tiempo de
almacenamiento, para BA 4 (□); BA25 (♦); CA4 (×) y CA25 (▲). a) Comportamiento
real b) Comportamiento ajustado a regresión lineal.
1.0
51.0
101.0
151.0
201.0
251.0
0 10 20 30 40 50
An
toci
an
inas
(mg/L
)
Tiempo (Días)
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Ln
An
toci
an
inas
(mg/L
)
Tiempo (Días)
61
Tabla 5. Parámetros cinéticos de degradación de antocianinas en bebidas almacenadas a
4 y 25 °C.
Tratamiento Antocianinas (mg/L)
K (h) t1/2 R2 %R
BI4* -0.00064 - 0.89 54%
BI25 -0.0021 319.9 0.98 12.5%
CI4 -0.0010 684.3 0.98 37.7%
CI25 -0.0035 200.2 0.92 3.6%
BA4 -0.00026 - 0.92 77.5%
BA25 -0.0017 395.9 0.91 18.6%
CA4 -0.00073 957 0.94 49.7%
CA25 -0.0038 180.5 0.97 2.5%
*BI4 y BI25: Bebida isotónica con Microcápsula a 4 y 25ºC respectivamente; CI4 y
CI25: Bebida isotónica con extracto sin microencapsular a 4 y 25ºC; BA4 y BA25:
Bebida Aloevera con Microcápsula a 4 y 25ºC; CA4 y CA25: Bebida Aloevera con
extracto sin microencapsular a 4 y 25ºC. Esta notación se empleará en el resto del
documento.
En las dos bebidas evaluadas en el tiempo, la degradación de antocianinas de cáscara de
berenjena exhibió una cinética de primer orden (Gráfico 5b y 6b). Los valores de R2
estuvieron en un rango de 0.89 y 0.98 lo que indica un buen ajuste de los datos al
modelo cinético de primer orden (Anexo 9 y 11). Los parámetros del modelo se
muestran en la Tabla 5. El contenido de antocianinas en todas las bebidas en estudio
disminuyó a medida que el periodo de almacenamiento se incrementó. Este
comportamiento también ha sido reportado por otros autores, tales como Burin, et al.
(2011); Tonon et al. (2010); Wang y Xu (2007); De Rosso y Mercadante (2007).
62
A través del análisis de la varianza (ANOVA) realizado sobre los valores de vida media
de las bebidas, es posible verificar que el factor temperatura y tratamiento influyó
significativamente (Pr<0.05), en el tiempo de vida media y porcentaje de retención de
antocianinas (Anexo 10 y Anexo 12). De esta manera la temperatura de almacenamiento
4 ± 1 ° C exhibieron mayores valores de vida media del pigmento que las muestras a 25
ºC (Tabla 5). Asimismo, la temperatura de almacenamiento a 25 °C mostró muy bajos
valores de retención de antocianinas. Esta influencia negativa de la temperatura en la
estabilidad de antocianinas ha sido observada por muchos investigadores (Falcao et al.
2008; Falcao 2003). Tonon et al. (2010) observaron que el aumento de la temperatura
conduce a una degradación más rápida de antocianina, debido a que los pigmentos
antocianos son muy termo-sensibles.
El mecanismo de degradación de antocianinas por calor ocurre probablemente debido a
la apertura del anillo de catión flavilio, seguido por conversión a la forma chalcona, que
es incolora y es una degradación irreversible (Falcao 2003; Malacrida y Da Motta
2006).
La bebida isotónica y aloevera adicionada del extracto microencapsulado con
maltodextrina y almacenada a 4 °C, fueron las que presentaron los mayores porcentajes
de retención (%R) del compuesto después de 960 horas de estudio, los % R para estas
bebidas fueron 54 y 77.5 % respectivamente. Un comportamiento similar observaron
Falcao et al. (2008), en extracto de antocianinas de uva adicionados a una bebida
hidratada, en donde a 4 °C obtuvo % de retención de 76 y 79% a 217 horas de
evaluación. Estos autores obtuvieron valores de vida media en su bebida a 4° C de 662 y
63
533 horas, los cuales son valores muchos más bajos que los obtenidos en esta
investigación.
Kirca y Cemeroglu (2003) han observado degradación de las antocianinas en jugo de
naranja Roja (69 brix), con tiempos de vida media de 116 y 17.7 horas a temperatura de
5 °C y de 25 °C respectivamente. Otros autores también han obtenido similares
resultados al evaluar el contenido de antocianinas en el tiempo a diferentes temperaturas
de almacenamiento. Wang y Xu (2007) reportaron t ½ de 330 y 32 días para jugos de
mora (8.9 brix) a 5 y 25°C respectivamente.
Los resultados estadísticos también muestran que hay una interacción significativa entre
los tratamientos y la temperatura (Pr<0.05) tanto para la bebida isotónica como para la
de aloevera. Las muestras de bebidas isotónicas mantenidas a 4 °C con adición de
antocianina microencapsulada no alcanzaron a degradarse en un 50% durante su tiempo
de estudio, mientras que la bebida isotónica adicionada de extracto sin microencapsular
mostró un t1/2 684 horas y %R de 37.7%.
Ribeiro y Stringheta (2006) analizaron el comportamiento de polvos microencapsulados
con maltodextrina adicionados a soluciones buffer de pH de 2, 3 y 4 y protegidos de la
luz, obteniendo buenos resultados de t1/2 con valores de 141, 116 y 86 días. Los valores
de t1/2 fueron mayores que el los del control (extracto liquido) con t1/2 de 135, 105 y 75
días. De Rosso y Mercadante (2007) realizaron la adición de extracto concentrado de
Acerola (Malpighia emarginata ) y Acai (Euterpe oleracea Mart) en bebida isotónica
almacenada a 20°C, y encontró t1/2 de 11.4 horas y 943 horas respectivamente.
64
Bordignon-Luiz et al. (2007) estudiaron la adición de antocianinas en bebida rehidratada
y encontraron valores de t1/2 de 330 a 737 horas a temperaturas de almacenamiento de 4
y 24 °C, respectivamente, con porcentajes de retención de 38 y 75% evaluadas por 45
días.
Burin et al. (2011) observaron que polvos microencapsulados de extractos de uva con
maltodextrina, adicionado a bebida isotónica, presentaron un t1/2 de 556 horas y %R de
35.9 a 25 ºC; sin embargo, los tratamientos mantenidos a 4°C no habían alcanzado el t1/2
después de 960 horas de estudio, el cual presentó valores de %R de 94%, los cuales son
valores mayores a los obtenidos en el presente estudio.
Martínez et al. (2011), encontraron que el almacenamiento a 37 °C resultó en una mayor
degradación de las antocianinas respecto a la temperatura de refrigeración (4 °C); así, el
tiempo de vida media t1/2 para las antocianinas a 19.5 °Brix fue de 7.5 semanas a 4 °C y
sólo de 3.0 semanas a 37 °C.
65
3.5.2 Estabilidad de Parámetros de Color en Bebidas
Los parámetros L * C * y °H presentaron cambios notables en las bebida de aloevera e
isotónicas almacenadas a diferentes temperaturas durante los 40 días de evaluación, esto
confirma la degradación de los atributos de color visuales en las bebidas. En este
estudio, los parámetros de color (L*, C* y °H) fueron analizados a través de regresión
lineal con respecto al tiempo (Gráficos 7, 8 y 9), los parámetros cinéticos se reportan en
la tabla 6.
Tabla 6. Parámetros cinéticos de degradación del color en bebidas
Tratamiento C* °H L*
K (h) t1/2 R2 K (h) t1/2 R
2 K (h) t1/2 R
2
BI4 -0.0011 604 0.96 0.0037 188 0.92 0.0021 251 0.95
BI25 -0.0019 359 0.95 0.066 10.5 0.98 0.0022 314 0.94
CI4 -0.001 674 0.94 -0.015 45.2 0.95 0.0009 796 0.92
CI25 -0.0018 377 0.96 -0.019 35 0.94 0.0006 - 0.95
BA4 -0.0014 487 0.94 -0.031 22 0.91 0.0015 456 0.96
BA25 -0.0037 188 0.98 -0.055 12.6 0.94 0.0026 268 0.96
CA4 -0.0014 499 0.91 -0.038 18.2 0.93 0.0008 - 0.9
CA25 -0.0028 249 0.97 -0.074 9.3 0.97 0.0019 371 0.94
Los valores de L* para todos los tratamientos durante el tiempo estudiado, aumentaron
en el tiempo. Sin embargo, los valores iniciales y finales de L en los tratamientos fueron
bajos, es decir, las muestras presentaron L* entre 2 y 6.5; esto indica que todos los
66
tratamientos se mantuvieron en el mismo tono de color oscuro durante todo el tiempo de
almacenamiento (Gráfico 7). Duangmal et al. (2008) observaron un comportamiento
similar, en donde L* no cambió durante el tiempo de almacenamiento de
microencapsulados de Flor de Jamaica con maltodextrina y trehalosa. Obon et al. (2009)
también observaron un aumento en el valor L en bebidas isotónicas almacenadas a 4 °C.
El ángulo °H en la bebida isotónica a 25 °C, fue significativamente diferente durante los
tiempos estudiados (Anexo 13). De esta manera el °H varió de 2.5 a 57.6 °, es decir que
la BI25 pasó desde el color rojo hasta el color naranja. El tratamiento BI4 no presentó
cambio en el color rojo, oscilando el valor °H de 2.5 a 5.2. En la Tabla 6 se puede
observar los valores de la constante K, el cual muestra que hay diferencia en la
velocidad de degradación para la bebida isotónica adicionada de extracto
microencapsulado a diferentes temperaturas. En las bebidas CI25 y CI4 el valor de °H
mostró un cambio del color rojo al color morado o violeta, donde el °H varió desde
355.4 a 338.9 y 355 a 342 durante su almacenamiento a 25 y 4 °C respectivamente.
Los valores iniciales de las bebidas isotónicas muestran que el color de todos los
sistemas adicionadas con extracto microencapsulado fue un color rojo mientras que la
observada en los sistemas con adición de extracto sin microencapsular la tonalidad del
color fue hacia el morado o violeta. De Rosso y Mercadante (2007) observaron en
bebida isotónica adicionada de extractos de Acai (Euterpe oleracea Mart.) y Acerola
(Malpighia emarginata), almacenada a 20°C, un cambio del color rojo a amarillo, ya
que los valores de °H aumentaron durante el tiempo del experimento.
67
a)
A)
b)
Gráfico 7: Parámetro de color L* en bebidas durante el tiempo de almacenamiento, a)
para BI 4 (□); BI25 (♦); CI4 (×) y C I25 (▲) y b) para BA4 (□); BA25 (♦); CA4 (×) y
C A25 (▲)
3.0
4.0
5.0
6.0
7.0
0 5 10 15 20 25 30 35 40
L
Tiempo (Días)
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
0 5 10 15 20 25 30 35 40
L
Tiempo (Días)
3.0
4.0
5.0
6.0
7.0
0 10 20 30 40
L
Tiempo (Días)
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
0 10 20 30 40
L
Tiempo (Días)
68
Por otro lado, para la bebida a base de aloevera el ángulo °H para BA25 y BA4 fue
diferente significativamente durante los tiempos estudiados (Anexo 14). Aunque ambas
bebidas tuvieron la tendencia de cambio del color rojo al violeta o morado, fue la BA25
la que presentó la mayor velocidad de degradación o cambio del color (Tabla 6). Para
las bebidas a base de aloevera adicionadas de extracto no microencapsulado, el °H
presentó diferencia significativa en CA25, disminuyendo significativamente en el
tiempo cero desde 352° hasta las 860 horas con un °H de 289. Estos resultados muestran
que la bebida presentó un cambio del color rojo, pasando por el violeta y el color azul
durante su almacenamiento. La CA4 tuvo una disminución del °H de 348 a 316,
presentando cambio de color del rojo al violeta. Los cambios en el valor °H podrían
estar asociados a la degradación de antocianinas y a la posible formación de especies
chalconas (Reyes y Cisneros 2007).
69
a)
b)
Gráfico 8: Parámetro de color °H en bebidas durante el tiempo de almacenamiento, a)
para BI 4 (□); BI25 (♦); CI4 (×) y C I25 (▲) y b) para BA4 (□); BA25 (♦); CA4 (×) y
C A25 (▲).
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 10 20 30 40
Hu
e
Tiempo
0
10
20
30
40
50
60
70
0 20 40
Hu
e
Tiempo
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 10 20 30 40
Hu
e
Tiempo 335
340
345
350
355
360
0 10 20 30 40
Hu
e
Tiempo
0
100
200
300
400
500
0 20 40
Hu
e
Tiempo
200
250
300
350
400
0 20 40
Hu
e
Tiempo
70
La bebida isotónica y de aloevera adicionada con extracto microencapsulado y sin
microencapsular, almacenadas a diferentes temperaturas, presentaron valores bajos de
tonalidad o valor C*, el cual disminuyó al transcurrir el tiempo de almacenamiento
(Gráfico 9). Para todas las bebidas empleadas en este estudio el t1/2 de C* fue más bajo al
aumentar la temperatura de almacenamiento, de esta manera el color de las muestras fue
gradualmente tornándose más opaco. Varios autores han observado este comportamiento
del tiempo y la temperatura en el parámetro de color C* (Obón, et al. 2009; Duangmal et
al. 2008; Reyes y Cisneros 2007; De Rosso y Mercadante 2007).
Los cambios en C* están fuertemente correlacionados a los cambios en la cantidad de
antocianinas y por lo tanto se consideraron un buen indicador del contenido de
antocianinas (Duangmal et al. 2008; Reyes y Cisneros 2007).
La temperatura de almacenamiento de las muestras afectó significativamente los
parámetros de color (Anexo 14). Este mismo comportamiento fue observado por Sari et
al. (2012) en bebidas adicionadas de extractos de antocianinas de Jambolan (Syzygium
cumini).
71
a)
b)
Gráfico 9: Parámetro de color C* en bebidas durante el tiempo de almacenamiento, a)
para BI 4 (□); BI25 (♦); CI4 (×) y C I25 (▲) y b) para BA4 (□); BA25 (♦); CA4 (×) y
C A25 (▲).
0
1
2
3
4
5
6
0 10 20 30 40
C*
Tiempo (Días )
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
0 10 20 30 40
Ln
C*
Tiempo (Días)
0.0
2.0
4.0
6.0
8.0
10.0
0 10 20 30 40
C*
Tiempo (Días)
-2.5
-2.0
-1.5
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
0 10 20 30 40
Ln
C*
Tiempo (Días)
72
Por otro lado, en cuanto la diferencia general de color (∆C), los mayores valores de este
parámetro se obtuvieron con las bebidas isotónicas y aloevera a 25 °C adicionadas de
microcápsulas secas en spray, con valores de 4.58 y 4.8, respectivamente. Sin embargo,
a temperatura de almacenamiento de 4 °C se observaron valores de variación de color
mucho más bajo, siendo el valor menor el de la bebida isotónica control almacenada a
4°C, con ∆C de 2.2, seguido por las bebidas isotónica y de aloevera adicionada con
extracto microencapsulado con ∆C 3.5 y 3.7, respectivamente.
Una diferencia de color baja, es deseable debido a que indica que el color de la bebida
se mantuvo durante el tiempo de almacenamiento. Obón et al. (2009), reportaron que
una diferencia de color general de 0-1.5 puede considerarse pequeña, lo que indica que
la muestra es casi idéntica a la original por observación visual. Sin embargo, cuando el
valor de ∆C se encuentra dentro del intervalo de 1.5-5, la diferencia de color ya puede
ser distinguida, y esta diferencia se hace evidente cuando el valor de ∆C es mayor que 5
(Obón et al. 2009).
73
3.5.3 Capacidad antioxidante de bebidas
En la tabla 7 se pueden observar los valores de actividad antioxidantes, como IC50 para
el inicio y final del periodo de almacenamiento de bebidas isotónicas y de aloevera.
Tabla 7. IC50 al inicio y final del almacenamiento de bebidas
Tratamiento IC50* Inicial IC50* Final
BI4 131.6 577
BI25 126.7 669.7
CI4 191.8 907.2
CI25 223.4 1165.9
BA4 73.9 89
BA25 84.6 103.6
CA4 71.8 117.1
CA25 84.4 101.2
El IC50 de bebidas isotónicas aumentó después de 40 días de almacenamiento de la
bebida, lo que indica una disminución de la capacidad antioxidante de la bebida. Sin
embargo, la capacidad antioxidante en la bebida de aloevera y control no presentó un
cambio apreciable incluso para las temperaturas de 25 °C.
74
CONCLUSIONES
El contenido de antocianinas en pulpa de berenjena morada y lila campana representa
menos del 1% del total de fenoles encontrados en la pulpa del fruto. Siendo el contenido
de fenoles totales más alto en la pulpa de la berenjena lila que en berenjena morada.
Los factores de extracción de antocianinas de tiempo, temperatura y concentración de
solvente, tienen un efecto cuadrático en la variable respuesta, obteniendo las mejores
condiciones con 53 % de solvente (Etanol), tiempo de 3 horas y temperatura de 29 °C
con contenido de antocianina de 115 mg/100g en cáscara de berenjena.
Tiempos prolongados de extracción del pigmento y temperaturas altas, causan una
disminución del contenido de antocianinas en los extractos, lo que demuestra su alta
sensibilidad a los tratamientos de extracción severos.
La técnica de inclusión molecular del extracto de antocianinas con ß-ciclodextrina,
fue influenciada por el pH de la solución, el cual interfirió en la no formación del
complejo a pH menores de 3.5.
75
El extracto de antocianinas microencapsulado por inclusión molecular con ß-
ciclodextrina, a las condiciones en que se desarrollaron los experimentos presentó una
eficiencia de 11.7% y rendimiento del 25 %.
En el análisis de los extractos y polvos microencapsulado por la técnica de
cromatografía liquida de alta resolución, se observaron picos, espectros y tiempos de
retención similares a los obtenidos con el patrón delfinidina-3-rutinósido.
La temperatura de entrada del aire del secador por aspersión y la concentración del
agente encapsulante influenció significativamente (Pr<0.05), en las variables
fisicoquímicas de humedad, actividad de agua y solubilidad de los extractos
microencapsulados.
Los pigmentos microencapsulados mediante el secado por aspersión con 30% de
maltodextrina y 180 °C presentaron buenas propiedades fisicoquímicas, con menores
contenidos de humedad (3.43%) y actividad de agua (0.26) y mayores porcentajes de
solubilidad (93.61%).
En la microencapsulación del extracto de antocianinas, los tratamientos con 30% de
maltodextrina presentaron lo más altos valores de rendimiento del proceso, así como
eficiencias de encapsulación del pigmento del 98%.
La morfología de los polvos visualizados a través de la técnica de microscopía
electrónica de barrido, permitió verificar la formación de microcápsulas de
76
maltodextrina con antocianinas, las cuales fueron de forma esférica con superficie lisa y
con superficie abollada e irregular.
Los polvos microencapsulados presentaron parámetros de color °H entre 2 y 7 °, lo
que indica un color rojo con alta tonalidad, siendo el tratamiento con 15% de
maltodextrina el que presentó los mayores valores de tonalidad (7.7 °H).
La temperatura de almacenamiento de las bebidas ejerció una influencia significativa
en la degradación de las antocianinas, siendo la temperatura ambiente de 25 °C la que
presentó los menores valores de vida media y porcentajes de retención.
El proceso de microencapsulación de extractos de antocianinas por secado por
aspersión con 30% de maltodextrina y 180°C permitió que la bebida isotónica y aloevera
almacenada a 4 °C, presentaran mayores porcentajes de retención (54 y 77.5 %
respectivamente) de antocianinas que las bebidas adicionadas del extracto sin
microencapsular.
El parámetro de color °H de todas las bebidas almacenadas a 25 °C, adicionadas de
extracto microencapsulado y no microencapsulado, presentó un cambio de color del rojo
(2.5° a 356°) hacia las tonalidades moradas (342 a 339), excepto en la bebida isotónica
adicionada de polvo microencapsulado, en donde paso de tonalidad roja (2.5°) a la
amarilla (57.6 °) durante el tiempo de almacenamiento a 25 °C.
77
El IC50 de las bebidas disminuyó con respecto al IC50 al inicio, de esta manera hay
evidencia de la degradación de algunos compuestos responsables de esta capacidad
antioxidantes, tales como los contenidos de antocianinas.
78
RECOMENDACIONES
Estudiar los cambios de contenido de antocianinas, color y actividad antioxidante de
los polvos obtenidos por microencapsulación del extracto de antocianinas mediante la
técnica de secado por aspersión.
Realizar estudios de purificación de las antocianinas presentes en el extracto obtenido
a partir de cáscara de berenjena.
Realizar análisis de costo del proceso de obtención del pigmento antociano a partir de
la cascara de berenjena.
Estudiar otras aplicaciones del extracto microencapsulado de antocianinas extraídas a
partir de cáscara de berenjena.
79
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ANEXOS
100
ANEXO 1. RECOLECCIÓN DE BERENJENAS Y PROCESO DE
EXTRACCIÓN DE ANTOCIANINAS
Figura 5. Recolección berenjenas
F
Figura 6. Obtención de antocianinas
Fuente: Autor
101
ANEXO 2. PROCESO DE SECADO POR ASPERSIÓN
Figura 7. Mini secador por aspersión Modelo B-290 (Büchi®).
Fuente: Autor
Figura 8. Extracto Secado por aspersión con maltodextrina.
Fuente: Autor
102
Figura 9. Microscopio electrónico de barrido JEOL® modelo JSM 6490 LV.
Fuente: Autor
103
ANEXO 3. ANÁLISIS POR CROMATOGRAFÍA LIQUIDA DE ALTA
RESOLUCIÓN (HPLC)
Figura 10. Cromatógrafo (Accela 600 de Thermo Scientific), con un detector con
arreglo de diodos.
Fuente: Autor
104
Figura 11. Curva de calibración de estándar Delfinidina-3-rutinósido en HPLC.
Figura 12. Concentraciones de la curva patrón de menor a mayor concentración
(Izquierda a Derecha). El último a la derecha es el extracto de antocianinas de berenjena.
Fuente: Autor
105
R² = 0.9958
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 1 2 3 4 5 6
% In
hib
icio
n
Trolox (mg/L)
ANEXO 4. ANÁLISIS DE CAPACIDAD ANTIOXIDANTE Y FENOLES
TOTALES
Figura 13. Reacción de reactivo ABTS y muestras a diferente concentración. Fuente:
Autor
Figura 14. Curva de calibración de reactivo de Trolox para capacidad antioxidante
ABTS.
106
Figura 15. Curva de calibración Ácido ascórbico para capacidad antioxidante ABTS.
Figura 16. Curva de calibración de ácido gálico mediante Folin Ciocalteu
y = 0,0011x + 0,0657 R² = 0,9973
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0 100 200 300 400 500
Ab
sorb
anci
a
ppm de Acido Gálico
y = 19.098x + 9.775 R² = 0.9951
0
20
40
60
80
100
120
0 1 2 3 4 5
% In
hib
icio
n
Acido ascorbico (mg/L)
107
ANEXO 5. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS DE CARACTERIZACIÓN
FISICOQUÍMICA DE PULPA DE BERENJENA.
1. PH Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 0.02281667 0.02281667 136.90 0.0003
Error 4 0.00066667 0.00016667
Total corregido 5 0.02348333
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE PH Media
0.971611 0.233523 0.012910 5.528333
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TRAT 1 0.02281667 0.02281667 136.90 0.0003
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.822239 Pr < W 0.0923
Kolmogorov-Smirnov D 0.274546 Pr > D >0.1500
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD)
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 4
Error de cuadrado medio 0.000167
Valor crítico del rango estudentizado 3.92649
Diferencia significativa mínima 0.0293
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TRAT
A 5.59000 3 1
B 5.46667 3 2
Test de Bartlett para la homogeneidad de la varianza PH
Fuente DF Chi-cuadrado Pr > ChiSq
TRAT 1 0.2790 0.5974
2. % ACIDEZ Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 0.00534017 0.00534017 23.77 0.0082
Error 4 0.00089867 0.00022467
Total corregido 5 0.00623883
108
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ACID Media
0.855956 8.913113 0.014989 0.168167
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TRAT 1 0.00534017 0.00534017 23.77 0.0082
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.917594 Pr < W 0.4882
Kolmogorov-Smirnov D 0.25007 Pr > D >0.1500
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD)
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 4
Error de cuadrado medio 0.000225
Valor crítico del rango estudentizado 3.92649
Diferencia significativa mínima 0.034
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TRAT
A 0.19800 3 2
B 0.13833 3 1
Test de Bartlett para la homogeneidad de la varianza ACID
Fuente DF Chi-cuadrado Pr > ChiSq
TRAT 1 0.5028 0.4783
3. SOLIDOS SOLUBLES Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 0.29926667 0.29926667 154.79 0.0002
Error 4 0.00773333 0.00193333
Total corregido 5 0.30700000
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE SS Media
0.974810 0.953789 0.043970 4.610000
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TRAT 1 0.29926667 0.29926667 154.79 0.0002
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.797452 Pr < W 0.0557
Kolmogorov-Smirnov D 0.301639 Pr > D 0.0858
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD)
109
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 4
Error de cuadrado medio 0.001933
Valor crítico del rango estudentizado 3.92649
Diferencia significativa mínima 0.0997
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TRAT
A 4.83333 3 2
B 4.38667 3 1
Procedimiento GLM
Test de Bartlett para la homogeneidad de la varianza SS
Fuente DF Chi-cuadrado Pr > ChiSq
TRAT 1 1.1890 0.2755
4. CONTENIDO DE FENOLES
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 1283.928817 1283.928817 201.28 0.0001
Error 4 25.515733 6.378933
Total corregido 5 1309.444550
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE FEN Media
0.980514 5.513929 2.525655 45.80500
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TRAT 1 1283.928817 1283.928817 201.28 0.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.799896 Pr < W 0.0586
Kolmogorov-Smirnov D 0.279975 Pr > D 0.1441
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para FEN
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 4
Error de cuadrado medio 6.378933
Valor crítico del rango estudentizado 3.92649
Diferencia significativa mínima 5.7256
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
110
Tukey Agrupamiento Media N TRAT
A 60.433 3 2
B 31.177 3 1
Test de Bartlett para la homogeneidad de la varianza FEN
Fuente DF Chi-cuadrado Pr > ChiSq
TRAT 1 0.0203 0.8868
5. CONTENIDO DE ANTOCIANINAS
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 0.91260000 0.91260000 18.86 0.0122
Error 4 0.19360000 0.04840000
Total corregido 5 1.10620000
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTO Media
0.824986 9.205021 0.220000 2.390000
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TRAT 1 0.91260000 0.91260000 18.86 0.0122
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.965366 Pr < W 0.8600
Kolmogorov-Smirnov D 0.141109 Pr > D >0.1500
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTO
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 4
Error de cuadrado medio 0.0484
Valor crítico del rango estudentizado 3.92649
Diferencia significativa mínima 0.4987
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TRAT
A 2.7800 3 2
B 2.0000 3 1
Test de Bartlett para la homogeneidad de la varianza ANTO
Fuente DF Chi-cuadrado Pr > ChiSq
TRAT 1 0 1.0000
111
ANEXO 6. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS DE MODELOS DE SUPERFICIE DE
RESPUESTA
Análisis de Varianza para obtención de antocianinas
Fuente Suma de
Cuadrados
DF Cuadrados
medios
F valor Prob > F
Block 188.025368 1 188.025368
Model 1974.56196 9 219.395773 4.69657704 0.0154 Significante
Tiem 29.7844294 1 29.7844294 0.63759144 0.4451 NS
Temp 0.26716026 1 0.26716026 0.00571907 0.9414 NS
C. Sol 190.60111 1 190.60111 4.08017341 0.0741 NS
Tiem 2 304.057776 1 304.057776 6.50892562 0.0311 S
Temp 2 878.498506 1 878.498506 18.8059043 0.0019 S
C. Sol 2 726.99809 1 726.99809 15.5627544 0.0034 S
Tiem*Temp 129.524513 1 129.524513 2.77271455 0.1302 NS
Tiem*C.Sol 0.0001125 1 0.0001125 2.4083E-06 0.9988 NS
Temp*C.sol 10.2378125 1 10.2378125 0.21915953 0.6508 NS
Residual 420.425757 9 46.713973
Falta ajuste 339.862007 5 67.9724013 3.37483801 0.1310 NS
Error Puro 80.56375 4 20.1409375
Cor Total 2583.01308 19
Tiem= Tiempo, Temp= Temperatura, C. sol = Concentración de solvente. S =
significante, NS = no significante.
Parámetros estadísticos
Parámetro Valor
Desviación estándar 6.8347621
Media 111.266
Coeficiente de Variación 6.14272293
R- Cuadrado 0.82445599
112
ANEXO 7. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS DE CARACTERIZACIÓN
FISICOQUÍMICA DE LOS POLVOS SECADOS POR ASPERSIÓN
1. % HUMEDAD Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 55.84431667 11.16886333 132.18 <.0001
Error 12 1.01393333 0.08449444
Total corregido 17 56.85825000
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE HUMEDAD Media
0.982167 4.821885 0.290679 6.028333
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 3.00125000 3.00125000 35.52 <.0001
MALT 2 51.14013333 25.57006667 302.62 <.0001
TEM*MALT 2 1.70293333 0.85146667 10.08 0.0027
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD)
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.084494
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.2986
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 6.4367 9 170
B 5.6200 9 180
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.084494
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 0.4477
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 8.2250 6 15
B 5.7317 6 20
C 4.1283 6 30
Cuadrado de
Contraste DF Contraste SS la media F-Valor Pr > F
MALT LINEAL 1 50.34803333 50.34803333 595.87 <.0001
MALT CUAD 1 0.79210000 0.79210000 9.37 0.0099
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
113
MALT LINEAL -4.09666667 0.16782376 -24.41 <.0001
MALT CUAD 0.89000000 0.29067928 3.06 0.0099
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.970125 Pr < W 0.8000
Kolmogorov-Smirnov D 0.149169 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.047532 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.276023 Pr > A-Sq >0.2500
2. ACTIVIDAD DE AGUA
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 0.00262694 0.00052539 45.03 <.0001
Error 12 0.00014000 0.00001167
Total corregido 17 0.00276694
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ACTIAGUA Media
0.949403 1.284347 0.003416 0.265944
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 0.00023472 0.00023472 20.12 0.0007
MALT 2 0.00203544 0.00101772 87.23 <.0001
TEM*MALT 2 0.00035678 0.00017839 15.29 0.0005
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD)
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.000012
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.0035
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 0.269556 9 170
B 0.262333 9 180
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.000012
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 0.0053
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
114
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 0.280833 6 15
B 0.260333 6 30
B
B 0.256667 6 20
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.935955 Pr < W 0.2468
Kolmogorov-Smirnov D 0.131812 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.046455 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.365586 Pr > A-Sq >0.2500
3. HIGROSCOPICIDAD Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 153.4608944 30.6921789 12.08 0.0002
Error 12 30.4859333 2.5404944
Total corregido 17 183.9468278
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE HIGROSCOPIC Media
0.834268 5.374585 1.593893 29.65611
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 0.0102722 0.0102722 0.00 0.9503
MALT 2 102.2924778 51.1462389 20.13 0.0001
TEM*MALT 2 51.1581444 25.5790722 10.07 0.0027
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para HIGROSCOPIC
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 2.540494
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 1.6371
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 29.6800 9 180
A
A 29.6322 9 170
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 2.540494
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 2.4551
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
115
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 32.8267 6 15
B 29.0633 6 30
B
B 27.0783 6 20
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.936226 Pr < W 0.2495
Kolmogorov-Smirnov D 0.193996 Pr > D 0.0730
Cramer-von Mises W-Sq 0.127215 Pr > W-Sq 0.0446
Anderson-Darling A-Sq 0.633147 Pr > A-Sq 0.0864
4. SOLUBILIDAD Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 93.5248444 18.7049689 20.04 <.0001
Error 12 11.2001333 0.9333444
Total corregido 17 104.7249778
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE SOLUBILIDAD Media
0.893052 1.087594 0.966098 88.82889
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 37.44008889 37.44008889 40.11 <.0001
MALT 2 31.16084444 15.58042222 16.69 0.0003
TEM*MALT 2 24.92391111 12.46195556 13.35 0.0009
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para SOLUBILIDAD
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.933344
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.9923
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 90.2711 9 180
B 87.3867 9 170
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.933344
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 1.4881
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
116
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 90.6200 6 30
B 88.3700 6 20
B
B 87.4967 6 15
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.984137 Pr < W 0.9825
Kolmogorov-Smirnov D 0.12408 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.029879 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.185863 Pr > A-Sq >0.2500
5. DENSIDAD Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 0.01014294 0.00202859 36.44 <.0001
Error 12 0.00066800 0.00005567
Total corregido 17 0.01081094
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE DENSIDAD Media
0.938211 1.337232 0.007461 0.557944
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 0.00023472 0.00023472 4.22 0.0625
MALT 2 0.00847344 0.00423672 76.11 <.0001
TEM*MALT 2 0.00143478 0.00071739 12.89 0.0010
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para DENSIDAD
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.000056
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.0077
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 0.561556 9 180
A
A 0.554333 9 170
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.000056
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 0.0115
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
117
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 0.586333 6 30
B 0.553833 6 15
C 0.533667 6 20
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.944036 Pr < W 0.3392
Kolmogorov-Smirnov D 0.141881 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.039867 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.332146 Pr > A-Sq >0.2500
118
ANEXO 8. ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE CONTENIDO DE ANTOCIANINAS,
CAPACIDAD ANTIOXIDANTE Y COLOR DE LOS POLVOS
MICROENCAPSULADOS
1. RENDIMIENTO DEL PROCESO DE MICROENCAPSULACIÓN POR
SECADO EN SPRAY
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 9547.889028 1909.577806 239.45 <.0001
Error 12 95.699067 7.974922
Total corregido 17 9643.588094
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE REND Media
0.990076 3.709892 2.823990 76.12056
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 1288.796450 1288.796450 161.61 <.0001
MALT 2 5996.563544 2998.281772 375.96 <.0001
TEM*MALT 2 2262.529033 1131.264517 141.85 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para REND
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 7.974922
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 2.9005
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 84.582 9 180
B 67.659 9 17
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 7.974922
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 4.3498
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 90.563 6 30
A
A 87.427 6 20
B 50.372 6 15
119
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.935374 Pr < W 0.2411
2. PORCENTAJE DE RETENCIÓN DE ANTOCIANINAS EN POLVOS
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 278.8059167 55.7611833 26.18 <.0001
Error 12 25.5561333 2.1296778
Total corregido 17 304.3620500
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE RETENANTO Media
0.916034 1.579289 1.459342 92.40500
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 8.3096056 8.3096056 3.90 0.0717
MALT 2 137.5248000 68.7624000 32.29 <.0001
TEM*MALT 2 132.9715111 66.4857556 31.22 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para RETENANTO
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 2.129678
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 1.4989
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 93.0844 9 170
A
A 91.7256 9 180
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 2.129678
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 2.2478
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 96.1250 6 30
B 91.5850 6 15
B
B 89.5050 6 20
120
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.955056 Pr < W 0.5097
Kolmogorov-Smirnov D 0.12852 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.060095 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.386639 Pr > A-Sq >0.2500
3. ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE DE POLVOS
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 16777.45364 3355.49073 314.84 <.0001
Error 12 127.89440 10.65787
Total corregido 17 16905.34804
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTIOXIDA Media
0.992435 4.034126 3.264639 80.92556
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 1.49069 1.49069 0.14 0.7149
MALT 2 16758.26181 8379.13091 786.19 <.0001
TEM*MALT 2 17.70114 8.85057 0.83 0.4594
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTIOXIDA
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 10.65787
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 3.3531
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 81.213 9 170
A
A 80.638 9 180
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 10.65787
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 5.0285
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 122.802 6 30
B 69.005 6 20
C 50.970 6 15
121
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.953821 Pr < W 0.4881
Kolmogorov-Smirnov D 0.137273 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.050028 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.333836 Pr > A-Sq >0.2500
4. PARÁMETROS DE COLOR
4.1 Parámetro L*
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 556.3628667 111.2725733 271.14 <.0001
Error 12 4.9247333 0.4103944
Total corregido 17 561.2876000
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE COLORL Media
0.991226 1.254315 0.640620 51.07333
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 8.3504222 8.3504222 20.35 0.0007
MALT 2 512.4837333 256.2418667 624.38 <.0001
TEM*MALT 2 35.5287111 17.7643556 43.29 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para COLORL
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.410394
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.658
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 51.7544 9 180
B 50.3922 9 170
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.410394
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 0.9867
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
122
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 56.1267 6 30
B 53.4000 6 20
C 43.6933 6 15
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.858843 Pr < W 0.0117
Kolmogorov-Smirnov D 0.328392 Pr > D <0.0100
Cramer-von Mises W-Sq 0.288541 Pr > W-Sq <0.0050
Anderson-Darling A-Sq 1.368777 Pr > A-Sq <0.0050
4.2 Parámetro HUE
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 75.33276111 15.06655222 123.86 <.0001
Error 12 1.45966667 0.12163889
Total corregido 17 76.79242778
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE COLORHUE Media
0.980992 7.200158 0.348768 4.843889
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 2.47160556 2.47160556 20.32 0.0007
MALT 2 71.98307778 35.99153889 295.89 <.0001
TEM*MALT 2 0.87807778 0.43903889 3.61 0.0593
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para COLORHUE
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.121639
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.3582
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 5.2144 9 180
B 4.4733 9 170
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.121639
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 0.5372
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
123
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 7.6717 6 15
B 3.4667 6 20
B
B 3.3933 6 30
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.897006 Pr < W 0.0510
Kolmogorov-Smirnov D 0.259631 Pr > D <0.0100
Cramer-von Mises W-Sq 0.222561 Pr > W-Sq <0.0050
Anderson-Darling A-Sq 1.053184 Pr > A-Sq 0.0072
4.3 Parámetro C* Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 5 49.78604444 9.95720889 26.04 <.0001
Error 12 4.58820000 0.38235000
Total corregido 17 54.37424444
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE COLORC Media
0.915618 1.644339 0.618345 37.60444
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEM 1 1.45635556 1.45635556 3.81 0.0747
MALT 2 46.86671111 23.43335556 61.29 <.0001
TEM*MALT 2 1.46297778 0.73148889 1.91 0.190
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para COLORC
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.38235
Valor crítico del rango estudentizado 3.08131
Diferencia significativa mínima 0.6351
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEM
A 37.8889 9 170
A
A 37.3200 9 180
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 12
Error de cuadrado medio 0.38235
Valor crítico del rango estudentizado 3.77293
Diferencia significativa mínima 0.9524
124
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N MALT
A 39.6833 6 15
B 37.3800 6 30
C 35.7500 6 20
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.834509 Pr < W 0.0049
Kolmogorov-Smirnov D 0.325655 Pr > D <0.0100
Cramer-von Mises W-Sq 0.290239 Pr > W-Sq <0.0050
Anderson-Darling A-Sq 1.485767 Pr > A-Sq <0.0050
125
ANEXO 9. ANÁLISIS DE REGRESIONES DE LA ESTABILIDAD DE
ANTOCIANINAS EN BEBIDA ISOTONICA Y CONTROL
BEBIDA ISOTÓNICA A 25 °C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 12.17840222 12.17840222 1363.67 <.0001
Error 25 0.22326444 0.00893058
Total corregido 26 12.40166667
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.981997 2.260206 0.094502 4.181111
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 12.17840222 12.17840222 1363.67 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 5.221555556 0.03353493 155.70 <.0001
TIEM -0.002167593 0.00005870 -36.93 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.958763 Pr < W 0.3462
Kolmogorov-Smirnov D 0.089992 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.045871 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.321523 Pr > A-Sq >0.2500
RY
-0.20
-0.18
-0.16
-0.14
-0.12
-0.10
-0.08
-0.06
-0.04
-0.02
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
PY
3 4 5 6
RESIDUAL PLOT
126
BEBIDA ISOTÓNICA A 4 °C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 1.07030222 1.07030222 201.54 <.0001
Error 25 0.13276444 0.00531058
Total corregido 26 1.20306667
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.889645 1.488907 0.072874 4.894444
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 1.07030222 1.07030222 201.54 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 5.202888889 0.02586000 201.19 <.0001
TIEM -0.000642593 0.00004526 -14.20 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.956806 Pr < W 0.3118
Kolmogorov-Smirnov D 0.114885 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.040347 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.334083 Pr > A-Sq >0.2500
RY
-0.7
-0.6
-0.5
-0.4
-0.3
-0.2
-0.1
0.0
0.1
0.2
0.3
PY
2 3 4 5 6
RESIDUAL PLOT
127
BEBIDA CONTROL A 25 °C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 31.13344222 31.13344222 283.00 <.0001
Error 25 2.75029852 0.11001194
Total corregido 26 33.88374074
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.918831 8.634181 0.331680 3.841481
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 31.13344222 31.13344222 283.00 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 5.505037037 0.11770028 46.77 <.0001
TIEM -0.003465741 0.00020602 -16.82 <.0001
REGRESION DE ANTOCIA EN TIEMPO
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.930659 Pr < W 0.0717
Kolmogorov-Smirnov D 0.177533 Pr > D 0.0272
Cramer-von Mises W-Sq 0.11816 Pr > W-Sq 0.0628
Anderson-Darling A-Sq 0.717335 Pr > A-Sq 0.0552
RY
-0.6
-0.5
-0.4
-0.3
-0.2
-0.1
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
PY
2 3 4 5 6
RESIDUAL PLOT
128
BEBIDA CONTROL A 4 °C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 2.66693389 2.66693389 1158.73 <.0001
Error 25 0.05754019 0.00230161
Total corregido 26 2.72447407
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.978880 1.041762 0.047975 4.605185
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 2.66693389 2.66693389 1158.73 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 5.092074074 0.01702445 299.10 <.0001
TIEM -0.001014352 0.00002980 -34.04 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.974247 Pr < W 0.7162
Kolmogorov-Smirnov D 0.076085 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.02096 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.181086 Pr > A-Sq >0.2500
RY
-0.08
-0.07
-0.06
-0.05
-0.04
-0.03
-0.02
-0.01
0.00
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0.09
0.10
PY
4.1 4.2 4.3 4.4 4.5 4.6 4.7 4.8 4.9 5.0 5.1
RESIDUAL PLOT
129
ANEXO 10. ANAVA PARA t1/2 Y % DE RETENCION DE ANTOCIANINAS EN
BEBIDA ISOTONICA Y CONTROL.
1. TIEMPO DE VIDA MEDIA
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 3 1429262.704 476420.901 224.88 <.0001
Error 8 16948.522 2118.565
Total corregido 11 1446211.226
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE TMEDIA Media
0.988281 8.045823 46.02788 572.0717
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 1168290.246 1168290.246 551.45 <.0001
TTO 1 202192.056 202192.056 95.44 <.0001
TEMP*TTO 1 58780.402 58780.402 27.75 0.0008
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para TMEDIA
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 2118.565
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 61.28
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 884.09 6 4
B 260.05 6 25
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 2118.565
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 61.28
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 701.88 6 1
B 442.27 6 2
130
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.880918 Pr < W 0.0901
Kolmogorov-Smirnov D 0.251258 Pr > D 0.0356
Cramer-von Mises W-Sq 0.129456 Pr > W-Sq 0.0399
Anderson-Darling A-Sq 0.730517 Pr > A-Sq 0.0426
2. PORCENTAJE DE RETENCIÓN
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 3 4815.750000 1605.250000 616.61 <.0001
Error 8 20.826667 2.603333
Total corregido 11 4836.576667
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE PORET Media
0.995694 5.979561 1.613485 26.98333
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 4301.653333 4301.653333 1652.36 <.0001
TTO 1 473.763333 473.763333 181.98 <.0001
TEMP*TTO 1 40.333333 40.333333 15.49 0.0043
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para PORET
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 2.603333
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 2.1481
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 45.9167 6 4
B 8.0500 6 25
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 2.603333
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 2.1481
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
131
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 33.2667 6 1
B 20.7000 6 2
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.861685 Pr < W 0.0513
Kolmogorov-Smirnov D 0.246045 Pr > D 0.0437
Cramer-von Mises W-Sq 0.112651 Pr > W-Sq 0.0697
Anderson-Darling A-Sq 0.669831 Pr > A-Sq 0.0623
132
ANEXO 11. ANÁLISIS DE REGRESION DE LA ESTABILIDAD DE
ANTOCIANINAS EN BEBIDA ALOEVERA Y CONTROL.
BEBIDA ALOEVERA A 25 °C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 7.92960222 7.92960222 242.88 <.0001
Error 25 0.81620519 0.03264821
Total corregido 26 8.74580741
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.906675 4.437493 0.180688 4.071852
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 7.92960222 7.92960222 242.88 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 4.911407407 0.06411907 76.60 <.0001
TIEM -0.001749074 0.00011223 -15.58 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.934566 Pr < W 0.0895
Kolmogorov-Smirnov D 0.140303 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.104506 Pr > W-Sq 0.0945
Anderson-Darling A-Sq 0.620866 Pr > A-Sq 0.0963
RY
-0.4
-0.3
-0.2
-0.1
0.0
0.1
0.2
0.3
PY
3.2 3.3 3.4 3.5 3.6 3.7 3.8 3.9 4.0 4.1 4.2 4.3 4.4 4.5 4.6 4.7 4.8 4.9 5.0
RESIDUAL PLOT
133
BEBIDA ALOEVERA A 4°C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 0.18304222 0.18304222 290.67 <.0001
Error 25 0.01574296 0.00062972
Total corregido 26 0.19878519
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.920804 0.499958 0.025094 5.019259
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 0.18304222 0.18304222 290.67 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 5.146814815 0.00890494 577.97 <.0001
TIEM -0.000265741 0.00001559 -17.05 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.977835 Pr < W 0.8105
Kolmogorov-Smirnov D 0.092781 Pr > D >0.1500
Cramer-von Mises W-Sq 0.030916 Pr > W-Sq >0.2500
Anderson-Darling A-Sq 0.216496 Pr > A-Sq >0.2500
RY
-0.05
-0.04
-0.03
-0.02
-0.01
0.00
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
PY
4.89 4.90 4.91 4.92 4.93 4.94 4.95 4.96 4.97 4.98 4.99 5.00 5.01 5.02 5.03 5.04 5.05 5.06 5.07 5.08 5.09 5.10 5.11 5.12 5.13 5.14 5.15
RESIDUAL PLOT
134
CONTROL ALOEVERA A 25°C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 38.22612500 38.22612500 800.73 <.0001
Error 25 1.19347500 0.04773900
Total corregido 26 39.41960000
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.969724 6.160505 0.218493 3.546667
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 38.22612500 38.22612500 800.73 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 5.390000000 0.07753437 69.52 <.0001
TIEM -0.003840278 0.00013571 -28.30 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.937845 Pr < W 0.1078
Kolmogorov-Smirnov D 0.16 Pr > D 0.0757
Cramer-von Mises W-Sq 0.117851 Pr > W-Sq 0.0636
Anderson-Darling A-Sq 0.682411 Pr > A-Sq 0.0701
RY
-0.6
-0.5
-0.4
-0.3
-0.2
-0.1
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
PY
1 2 3 4 5 6
RESIDUAL PLOT
135
CONTROL ALOEVERA A 4°C
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 1 1.37462722 1.37462722 411.61 <.0001
Error 25 0.08349130 0.00333965
Total corregido 26 1.45811852
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCIA Media
0.942740 1.246164 0.057790 4.637407
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TIEM 1 1.37462722 1.37462722 411.61 <.0001
Error
Parámetro Estimador estándar Valor t Pr > |t|
Término in 4.986962963 0.02050729 243.18 <.0001
TIEM -0.000728241 0.00003589 -20.29 <.0001
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.926891 Pr < W 0.0580
Kolmogorov-Smirnov D 0.152812 Pr > D 0.1017
Cramer-von Mises W-Sq 0.105657 Pr > W-Sq 0.0918
Anderson-Darling A-Sq 0.668031 Pr > A-Sq 0.0762
RY
-0.09
-0.08
-0.07
-0.06
-0.05
-0.04
-0.03
-0.02
-0.01
0.00
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0.09
0.10
0.11
0.12
0.13
0.14
0.15
PY
4.2 4.3 4.4 4.5 4.6 4.7 4.8 4.9 5.0
RESIDUAL PLOT
136
ANEXO 12. ANAVA PARA t1/2 Y % DE RETENCION DE ANTOCIANINAS EN
BEBIDA ALOEVERA Y CONTROL.
1. TIEMPO DE VIDA MEDIA
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 3 10944019.24 3648006.41 527.72 <.0001
Error 8 55301.85 6912.73
Total corregido 11 10999321.09
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE TMEDIA Media
0.994972 8.012525 83.14284 1037.661
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 6740088.641 6740088.641 975.03 <.0001
TTO 1 2638265.852 2638265.852 381.65 <.0001
TEMP*TTO 1 1565664.745 1565664.745 226.49 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para TMEDIA
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 6912.731
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 110.69
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 1787.11 6 4
B 288.21 6 25
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 6912.731
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 110.69
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 1506.55 6 1
B 568.77 6 2
Tests para normalidad
137
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.902668 Pr < W 0.1717
Kolmogorov-Smirnov D 0.232207 Pr > D 0.0737
Cramer-von Mises W-Sq 0.125375 Pr > W-Sq 0.0448
Anderson-Darling A-Sq 0.636533 Pr > A-Sq 0.0772
PORCENTAJE DE RETENCIÓN
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 3 9999.26917 3333.08972 1220.91 <.0001
Error 8 21.84000 2.73000
Total corregido 11 10021.10917
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE PORET Media
0.997821 4.454562 1.652271 37.09167
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 8453.520833 8453.520833 3096.53 <.0001
TTO 1 1445.407500 1445.407500 529.45 <.0001
TEMP*TTO 1 100.340833 100.340833 36.75 0.0003
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para PORET
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 2.73
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 2.1998
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 63.6333 6 4
B 10.5500 6 25
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 8
Error de cuadrado medio 2.73
Valor crítico del rango estudentizado 3.26118
Diferencia significativa mínima 2.1998
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes
138
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 48.0667 6 1
B 26.1167 6 2
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.865724 Pr < W 0.0577
Kolmogorov-Smirnov D 0.22665 Pr > D 0.0872
Cramer-von Mises W-Sq 0.091233 Pr > W-Sq 0.1345
Anderson-Darling A-Sq 0.605646 Pr > A-Sq 0.0909
139
ANEXO 13. ANÁLISIS DE LA ESTABILIDAD DE PARAMETROS DE COLOR
EN BEBIDA ISOTÓNICA Y CONTROL.
1. PARAMETRO L* Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 31 19.94573229 0.64341072 252.21 <.0001
Error 64 0.16326667 0.00255104
Total corregido 95 20.10899896
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCI Media
0.991881 1.038877 0.050508 4.861771
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 0.02312604 0.02312604 9.07 0.0037
TTO 1 0.13725937 0.13725937 53.81 <.0001
TIEM 7 15.19685729 2.17097961 851.02 <.0001
TEMP*TTO 1 0.07877604 0.07877604 30.88 <.0001
TEMP*TIEM 7 0.39743229 0.05677604 22.26 <.0001
TTO*TIEM 7 3.69666562 0.52809509 207.01 <.0001
TEMP*TTO*TIEM 7 0.41561562 0.05937366 23.27 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTOCI
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.002551
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0206
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 4.87729 48 25
B 4.84625 48 4
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.002551
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0206
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
140
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 4.89958 48 1
B 4.82396 48 2
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.002551
Valor crítico del rango estudentizado 4.43125
Diferencia significativa mínima 0.0646
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TIEM
A 5.45917 12 840
B 5.28167 12 720
C 5.19000 12 600
D 4.94833 12 480
E 4.71667 12 360
F 4.58583 12 240
G 4.42583 12 120
H 4.28667 12 0
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.978858 Pr < W 0.1235
Kolmogorov-Smirnov D 0.082947 Pr > D 0.1000
Cramer-von Mises W-Sq 0.122873 Pr > W-Sq 0.0557
Anderson-Darling A-Sq 0.72938 Pr > A-Sq 0.0569
2. PARAMETRO HUE
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 31 41225.79711 1329.86442 13904.2 <.0001
Error 64 6.12127 0.09564
Total corregido 95 41231.91837
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCI Media
0.999852 10.24445 0.309265 3.0188
141
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 4467.23663 4467.23663 46706.5 <.0001
TTO 1 22025.37388 22025.37388 230283 <.0001
TIEM 7 569.36255 81.33751 850.41 <.0001
TEMP*TTO 1 5404.35088 5404.35088 56504.4 <.0001
TEMP*TIEM 7 1569.54351 224.22050 2344.30 <.0001
TTO*TIEM 7 5094.29563 727.75652 7608.95 <.0001
TEMP*TTO*TIEM 7 2095.63403 299.37629 3130.08 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTOCI
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.095645
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.1261
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 9.84042 48 25
B -3.80271 48 4
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.095645
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.1261
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 18.16583 48 1
B -12.12813 48 2
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.095645
Valor crítico del rango estudentizado 4.43125
Diferencia significativa mínima 0.3956
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TIEM
A 6.2983 12 840
A
A 6.1342 12 720
B 5.0850 12 600
C 3.0200 12 480
D 2.2733 12 360
142
E 1.6350 12 240
F 0.1650 12 120
G -0.4600 12 0
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.975194 Pr < W 0.0653
Kolmogorov-Smirnov D 0.074726 Pr > D >0.1500
1. PARAMETRO C* Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 31 96.24672917 3.10473320 3088.65 <.0001
Error 64 0.06433333 0.00100521
Total corregido 95 96.31106250
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCI Media
0.999332 1.512013 0.031705 2.096875
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 12.92133750 12.92133750 12854.4 <.0001
TTO 1 4.01801667 4.01801667 3997.20 <.0001
TIEM 7 73.41709583 10.48815655 10433.8 <.0001
TEMP*TTO 1 0.00881667 0.00881667 8.77 0.0043
TEMP*TIEM 7 2.19159583 0.31308512 311.46 <.0001
TTO*TIEM 7 3.29588333 0.47084048 468.40 <.0001
TEMP*TTO*TIEM 7 0.39398333 0.05628333 55.99 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTOCI
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001005
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0129
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 2.463750 48 4
B 1.730000 48 25
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001005
143
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0129
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 2.301458 48 1
B 1.892292 48 2
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001005
Valor crítico del rango estudentizado 4.43125
Diferencia significativa mínima 0.0406
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TIEM
A 3.99417 12 0
B 2.68500 12 120
C 2.32917 12 240
D 2.03250 12 360
E 1.88333 12 480
F 1.48333 12 600
G 1.29500 12 720
H 1.07250 12 840
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.977337 Pr < W 0.0948
Kolmogorov-Smirnov D 0.096821 Pr > D 0.0248
Cramer-von Mises W-Sq 0.151804 Pr > W-Sq 0.0227
Anderson-Darling A-Sq 0.770991 Pr > A-Sq 0.0448
144
ANEXO 14. ANÁLISIS DE LA ESTABILIDAD DE PARAMETROS DE COLOR
EN BEBIDA ALOEVERA Y CONTROL.
1. PARAMETRO L*
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 31 31.02319896 1.00074835 627.92 <.0001
Error 64 0.10200000 0.00159375
Total corregido 95 31.12519896
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCI Media
0.996723 1.203106 0.039922 3.318229
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 4.64200104 4.64200104 2912.63 <.0001
TTO 1 1.53267604 1.53267604 961.68 <.0001
TIEM 7 21.12739062 3.01819866 1893.77 <.0001
TEMP*TTO 1 0.00717604 0.00717604 4.50 0.0377
TEMP*TIEM 7 2.12282396 0.30326057 190.28 <.0001
TTO*TIEM 7 1.19961563 0.17137366 107.53 <.0001
TEMP*TTO*TIEM 7 0.39151563 0.05593080 35.09 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTOCI
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001594
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0163
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 3.538125 48 25
B 3.098333 48 4
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001594
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0163
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 3.444583 48 2
B 3.191875 48 1
145
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001594
Valor crítico del rango estudentizado 4.43125
Diferencia significativa mínima 0.0511
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TIEM
A 4.02833 12 840
B 3.74667 12 720
C 3.58750 12 600
D 3.53250 12 480
E 3.23000 12 360
F 3.06583 12 240
G 2.85333 12 120
H 2.50167 12 0
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.980993 Pr < W 0.1782
Kolmogorov-Smirnov D 0.088446 Pr > D 0.0642
1. PARAMETRO HUE
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 31 30079.19945 970.29676 6218.73 <.0001
Error 64 9.98580 0.15603
Total corregido 95 30089.18525
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCI Media
0.999668 -1.578516 0.395004 -25.02375
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 2124.21350 2124.21350 13614.3 <.0001
TTO 1 6787.87935 6787.87935 43504.2 <.0001
TIEM 7 18643.24812 2663.32116 17069.5 <.0001
TEMP*TTO 1 124.98970 124.98970 801.07 <.0001
TEMP*TIEM 7 1931.31530 275.90219 1768.28 <.0001
TTO*TIEM 7 350.29268 50.04181 320.72 <.0001
TEMP*TTO*TIEM 7 117.26080 16.75154 107.36 <.0001
146
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTOCI
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.156028
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.1611
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A -20.31979 48 4
B -29.72771 48 25
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.156028
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.1611
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A -16.61500 48 1
B -33.43250 48 2
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.156028
Valor crítico del rango estudentizado 4.43125
Diferencia significativa mínima 0.5053
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TIEM
A -0.5900 12 0
B -12.8717 12 120
C -18.3283 12 240
D -21.0083 12 360
E -30.5958 12 480
F -32.6425 12 600
G -35.8608 12 720
H -48.2925 12 840
147
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.975392 Pr < W 0.0676
Kolmogorov-Smirnov D 0.091426 Pr > D 0.0467
Cramer-von Mises W-Sq 0.116714 Pr > W-Sq 0.0697
Anderson-Darling A-Sq 0.771052 Pr > A-Sq 0.0448
1. PARAMETRO C*
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 31 153.8322906 4.9623320 3584.53 <.0001
Error 64 0.0886000 0.0013844
Total corregido 95 153.9208906
R-cuadrado Coef Var Raíz MSE ANTOCI Media
0.999424 2.011539 0.037207 1.849688
Cuadrado de
Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
TEMP 1 14.2835510 14.2835510 10317.7 <.0001
TTO 1 3.3115510 3.3115510 2392.09 <.0001
TIEM 7 131.6163156 18.8023308 13581.8 <.0001
TEMP*TTO 1 0.8418760 0.8418760 608.13 <.0001
TEMP*TIEM 7 2.3926740 0.3418106 246.91 <.0001
TTO*TIEM 7 0.8313740 0.1187677 85.79 <.0001
TEMP*TTO*TIEM 7 0.5549490 0.0792784 57.27 <.0001
Prueba del rango estudentizado de Tukey (HSD) para ANTOCI
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001384
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0152
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TEMP
A 2.235417 48 4
B 1.463958 48 25
Sistema SAS
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001384
Valor crítico del rango estudentizado 2.82522
Diferencia significativa mínima 0.0152
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
148
Tukey Agrupamiento Media N TTO
A 2.035417 48 2
B 1.663958 48 1
Alpha 0.05
Error Degrees of Freedom 64
Error de cuadrado medio 0.001384
Valor crítico del rango estudentizado 4.43125
Diferencia significativa mínima 0.0476
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes.
Tukey Agrupamiento Media N TIEM
A 4.57417 12 0
B 2.56083 12 120
C 2.00667 12 240
D 1.56083 12 360
E 1.35083 12 480
F 1.08917 12 600
G 0.91250 12 720
H 0.74250 12 840
Tests para normalidad
Test -Estadístico-- -----P-valor------
Shapiro-Wilk W 0.97633 Pr < W 0.0796
Kolmogorov-Smirnov D 0.102375 Pr > D 0.0145
Cramer-von Mises W-Sq 0.211863 Pr > W-Sq <0.0050
Anderson-Darling A-Sq 1.053991 Pr > A-Sq 0.0089
