(~oSGRADO EN ) CIENCIAS

( BIOLÓGICAS

Centro de Investigación Científica de Yucatán, A.C.

Posgrado en Ciencias Biológicas

EFECTO DE LA GLICINA Y EL GLUTAMATO

SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR DE

Capsicum chinense

Tesis que presenta

ANGEL VIRGILIO DOMINGUEZ MAY

En opción al título de

DOCTOR EN CIENCIAS BIOLOGICAS

(Ciencias Biológicas: Opción Bioquímica y Biología Molecular)

Mérida, Yucatán, México

2013

·¡

CENTRO DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA DE YUCATÁN, A. C.

POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS

CICY

RECONOCIMIENTO

CIENCIAS BIOLÓGICAS

Por medio de la presente, hago constar que el trabajo de tesis titulado "EFECTO DE LA

GLICINA Y EL GLUTAMATO SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR DE Capsicum

chinense" fue realizado en los laboratorios de la Unidad de Bioquímica y Biología

Molecular de Plantas del Centro de Investigación Científica de Yucatán , A.C. bajo la

dirección de la Ora, lleana de la Caridad Echevarría Machado, dentro de la opción de

Bioquímica y Biología Molecular de Plantas, perteneciente al Programa de Posgrado en

Ciencias Biológicas de este Centro.

Atentamente ,

Dr. Felipe

Coordinador de Docencia

Mérida, Yucatán, México, 11 de enero de 2013.

DECLARACIÓN DE PROPIEDAD

Declaro que la información contenida en la sección de Materiales y Métodos

Experimentales, los Resultados y Discusión de este documento proviene de las

actividades de experimentación realizadas durante el período que se me asignó para

desarrollar mi trabajo de tesis, en las Unidades y Laboratorios del Centro de Investigación

Científica de Yucatán, A.C. , y que a razón de lo anterior y en contraprestación de los

servicios educativos o de apoyo que me fueron brindados, dicha información, en términos

de la Ley Federal del Derecho de Autor y la Ley de la Propiedad Industrial, le pertenece

patrimonialmente a dicho Centro de Investigación. Por otra parte, en virtud de lo ya

manifestado, reconozco que de igual manera los productos intelectuales o desarrollos

tecnológicos que deriven o pudieran derivar de lo correspondiente a dicha información, le

pertenecen patrimonialmente al Centro de Investigación Científica, A.C., y en el mismo

tenor, reconozco que si derivaren de este trabajo productos intelectuales o desarrollos

tecnológicos, en lo especial, estos se regirán en todo caso por lo dispuesto por la Ley

Federal del Derecho de Autor y la Ley de la Propiedad Industrial , en el tenor de lo

expuesto en la presente Declaración.

ANGEL VIRGILIO DOMINGUEZ MAY

Este trabajo se llevó a cabo en la Unidad de Bioquímica y Biología Molecular de Plantas

del Centro de Investigación Científica de Yucatán, y forma parte del proyecto titulado

"ESTUDIO DE LOS MECANISMOS BIOQUÍMICOS Y FISIOLÓGICOS QUE

CONTRIBUYEN A LA VARIABILIDAD EN LA RESPUESTA DEL SISTEMA RADICAL A

DISTINTAS FUENTES DE NITRÓGENO EN Capsicum chinense" bajo la dirección de la

Dra. lleana Echevarría Machado.

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a mi asesora, la Dra. lleana Echevarría Machado, por todo su apoyo y consejo

académicos, sobre todo, su paciencia hasta el término de esta tesis. Como ser humano

ha sido una gran persona y me ha servido como un ejemplo en el ámbito académico.

Mis agradecimientos al Dr. Felipe Vázquez, igual por todo su apoyo académico y por

formar parte de mi comité doctoral

A la Dra. Lourdes Miranda por su consejo académico y por formar parte también de mi

comité doctoral

Al Dr. Manuel Martínez por su consejo y apoyo académicos, y por formar parte de mi

comité doctoral

Le agradezco también al Dr. lgor Pottosi de la Universidad de Colima por formar parte de

mi comité tutorial y dejar su tiempo para asistir a los exámenes.

Mis agradecimientos también al Dr. Enrique Castaño por formar parte de mi examen

predoctoral y por su apoyo académico.

Agradezco a la técnico QBA lleana Borges por su apoyo en la captura de fotos en el

microscopio.

Agradezco también a la Dra. Virginia Herrera por prestarme las instalaciones de su

laboratorio para el manejo y toma de fotos en el microscopio.

Agradezco al l. B. Israel Seseña por su apoyo en la parte de histología.

Agradezco también a la M.C Mildred Carrillo, por todo su apoyo en las actividades de

laboratorio.

También le quiero agradecer a la M.C. Miriam Monforte, por su apoyo en la parte de

fotografías.

Mis agradecimientos al Biol. Felipe Barreda, por su apoyo y donación de reactivos en la

parte de los estudios histológicos.

Agradezco a la técnico Nuria Barba Bosch de la Universidad Autónoma de Barcelona por

su apoyo en la parte de microscopía confocal.

Mis agradecimientos a la Dra. Isabel Corales de la Universidad Autónoma de Barcelona

por su apoyo en el establecimiento del protocolo de inmunoflorescencia.

Le agradezco también a la Dra. Charlotte Poschenrieder de la Universidad Autónoma de

Barcelona por aceptarme en su laboratorio para el establecimiento del protocolo de

inmunoflorescencia en raíces de chile habanero.

Mis agradecimientos y respeto al Dr. Joseph Dubrovsky del Instituto de Biotecnología de

la UNAM, campus Cuernavaca, por prestarme las instalaciones de su laboratorio para a-

prender las técnicas de análisis de raíces.

Agradezco también al Dr. Luis Pinzón del Instituto Tecnológico de Conkal por formar parte

de mi examen predoctoral , de la revisión de la tesis y por sus consejos académicos.

Agradezco al Dr. Enrique Sauri del Instituto Tecnológico de Mérida por formar parte de la

revisión de esta tesis y de mi examen doctoral.

Agradezco a todos mis compañeros del laboratorio y amigos del CICY, porque de alguna

manera formaron parte en mi motivación, y logro de este sueño.

Agradezco al Centro de Investigación Científica de Yucatán (CICY), por abrir sus puertas

y apoyarme para estudiar la maestría y éste, el doctorado; y agradezco sinceramente a

cada una de las personas del CICY que participaron en la realización de este trabajo.

Agradezco al CONACYT por la beca número 21354 7 y por el proyecto número 169041 ,

en general por todo el apoyo económico y a la confianza destinada sobre las diferentes

actividades que realicé en el ámbito académico, tanto en México como en el extranjero a

través de las becas de intercambio.

DEDICATORIAS

Este trabajo científico se lo dedico a mis padres, José y Adela , a mis hermanos (Ezequiel ,

Eleazar, William, Minelia, Marciela y Lorena), a mi esposa (Fabiola) y a nuestro hijo,

porque ellos son la base y la motivación de la lucha que hago todos los días. Gracias

familia por su trabajo incansable y apoyo incondicional. Gracias Dios por bendecir mi

trabajo y por darme una linda familia. Gracias por darme unos padres maravillosos.

También te doy gracias por todas las bendiciones que he recibido de ti a lo largo de toda

mi vida, por mostrarme en mi camino buenas personas que me apoyaron desde que

empecé mi vida académica.

CAPITULO VI

105

ÍNDICE

INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1

CAPÍTULO 1 •••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••.••••••• 3

ANTECEDENTES ...... ... .. .................. .....•.......... ..... .... ... .... .... ... .... .... .... .. ... .... .... .. ... ........ .. .. ........ ..... 3

1. LOS SISTEMAS RADICULARES ... .... ... . .. .... ........ .............................................................. .... .. ..... ..... .. 3

1.1. ESTRUCTURA DE UNA RA[Z .. ....... ..... .. ... ............. ... . .. ..... ... .... ....... ........ ...... ........ ..... ....... ... ... ... ...... 3

1.2. RESPUESTA RADICULAR A LA PRESENCIA HETEROGÉNEA DE NUTRIMENTOS ... ... ... ...... ................... . 7

1.2.1. FORMAS DE NITRÓGENO EN EL SUELO ....... .................. . ........ . ....... .. ... .... .. ... ........ . ......... .. .. .... ..... 7

1.3. EFECTO DE LOS DIFERENTES TIPOS DE NITRÓGENO SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR ...... .. ........ 7

1.4. PRESENCIA DE LOS AMINOÁCIDOS EN EL SUELO Y SU ABSORCIÓN POR LAS RAfCES .... .. ..... ... ... .... .... 9

1.5. TRANSPORTE Y COMPARTAMENTALIZACIÓN DE AMINOÁCIDOS ... .. ... ....... .... •.... . ............ . ...... . ..... . ... 10

1.6. CARACTERISTICAS GENERALES DEL GLUTAMATO Y SU METABOLISMO .... ................ ...................... 12

1.7. GLUTAMATO COMO MOLÉCULA SEÑAL EN ANIMALES, PLANTAS Y OTROS ORGANISMOS ...... .......... . 15

1.7.1. CARACTER[STICAS DE LOS RECEPTORES DE GLUTAMATO ......... .. ..... ....................... .................. 17

1.7.2. FUNCIÓN DE LOS RECEPTORES IONOTRÓPICOS DE GLUTAMATO EN LAS PLANTAS ....... . ............. . 21

1.8. EL PAPEL DE LA GLICINA EN LAS PLANTAS ...... ................ ..... .. .. ... ... .. .... .. ..... .. .... ... ......... .... .. ........ . 24

1.9. CAPS/CUM CH/NENSE COMO MODELO DE ESTUDIO ... ..•... ....... . .... . ........................................ .... ... . 25

JUSTIFICACIÓN ... .... ... ... ...... .. ...... .. ..... .•... ... ... ..... ... . ...... ... ...... .. .... .. .... .... . .. .. ..... .. ............ ......... .. .. . 26

OBJETIVO GENERAL ..... .... .. ...... . .. ... •.... ....... . ... ..... .... .... .. •. ...... ..... ... . .. .............. ... ................ .. .. .. .. 27

OBJETIVOS ESPECÍFICOS .. . .... .... ..... .... ... .. ....... ......... ... ... . ........... . .•.. ... .... ................ .................. 27

ESTRATEGIA EXPERIMENTAL. ........................... . ....... ............................................................... 28

BIBLIOGRAFfA ....... .. ..................... .......... .... ..................................................... .... ...... .................. 30

CAPÍTULO 11 ...................................................................................................................... 37

EFECTO DEL GLUTAMATO SOBRE EL SISTEMA RADICULAR DE CHILE HABANERO ......... 37

2.1 . INTRODUCCIÓN ..... ... .. .......................................... .. .... ... .. .................. ........ ....... ................... 37

2.2. MATERIALES Y MÉTODOS ................ .............................. ............... .................... .... ......... .. .. 38

2.2.1. MATERIAL VEGETAL, GERMINACIÓN DE SEMILLAS Y CRECIMIENTO DE PLÁNTULAS ...................... 38

2.2.2. TRATAMIENTOS CON LOS AMINOÁCIDOS .................................................................................. 39

2.2.3. CURVAS DOSIS-RESPUESTA ...................................................... .. ........................................... 40

2.2.4. EFECTO DE LAS CONDICIONES DE LUZ Y DE PH EN LA RESPUESTA RADICULAR A GLUTAMATO Y

GLICINA ........................ ... .......... . ........................... .... ....... ....... .... ..... .......................................... . .... 40

2.2.5. EVALUACIONES DE CRECIMIENTO ..................................................................... ............. ...... .... 40

2.2.6. CLAREADO DE RAÍCES Y ANÁLISIS EN EL MICROSCOPIO ............................................................ 40

2.2.7. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS ...... . ........ .. ..................... ...... .... ..... ........ ................................ ....... ..... 41

2.3. RESULTADOS ....................................................................................................................... 41

2.3.1 EFECTO DEL GLUTAMATO SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR DE CHILE HABANERO ................... 41

2.3 .2. INFLUENCIA DEL PH Y LA LUZ EN LA RESPUESTA RADICULAR A GLUTAMATO ............................... 47

2.3.3. INFLUENCIA DEL PH Y LA LUZ EN LA RESPUESTA RADICULAR A GLICINA ...................... ........ ........ 48

2.3.4. CAMBIOS MORFOLÓGICOS EN LAS RAICES EXPUESTAS A LOS AMINOÁCIDOS .............................. 53

2.4. DISCUSIÓN .. .. .............................................................................................. .... .. .................. . 57

2.4.1. RESPUESTA DE LA RAÍZ PRIMARIA DE CHILE HABANERO A LA PRESENCIA DEL GLUTAMATO ...... .... 57

2.4.2. FORMACIÓN DE RAÍCES LATERALES EN RESPUESTA A LA PRESENCIA DEL GLUTAMATO ...... ...... ... 57

¡¡

2.4.3 RESPUESTA DE LA RAIZ PRIMARIA DE CHILE HABANERO A LA PRESENCIA DE LA GLICINA ............... 58

2.4.3.1. AFECTACIÓN DEL CRECIMIENTO DE LOS PELOS RADICULARES ..... .......................................... 58

2.4.3.2. DISMINUCIÓN DEL CRECIMIENTO DE LA RAIZ PRIMARIA ........................................................... 59

3. BIBLIOGRAFIA ......................................................................................................................... 63

CAPÍTULO 111 ..................................................................................................................... 65

CAMBIOS ANATÓMICOS DE LA RAÍZ DE CHILE HABANERO EN PRESENCIA DE LOS

AMINOÁCIDOS ............................................................................................................................. 65

3.1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 65

3.2. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................................. 66

3.2.1. MATERIAL VEGETAL ............................................................................................................... 66

3.2.2. APLICACIÓN DE LOS TRATAMIENTOS DE LOS AMINOÁCIDOS ....................................................... 66

3.2.3. CORTES HISTOLÓGICOS ......................................................................................................... 66

3.2.4. TINCIONES ....................................................................................... ..................................... 67

3.2.5. EVALUACIONES ..................................................................................................................... 67

3.3. RESULTADOS ....................................................................................................................... 68

3.3.1 EFECTO DE LOS AMINOÁCIDOS SOBRE EL ÁPICE DE LA RAIZ PRIMARIA ........................................ 68

3.4. DISCUSIÓN ........................................................ ................................................ ....... ........ .... 80

4. BIBLIOGRAFIA .................. .... ...... ......... ...... .............................................................................. 83

CAPÍTULO IV ............•........................................................................................................ 85

ESTABLECIMIENTO DE UN PROTOCOLO PARA EVALUAR LA AFECTACIÓN DEL

CRECIMIENTO DE LAS CÉLULAS, A TRAVES DE LA FASE S DEL CICLO CELULAR EN EL

MERISTEMO RADICULAR. ANÁLISIS PRELIMINAR DEL EFECTO DE LOS AMINOÁCIDOS .. 85

4.1. INTRODUC.CIÓN ...... .... ......................................................................................................... 85

4.2. MATERIALES Y MÉTODOS ............... ............ .... ...... ........... .... ... ... .. .............. .. ... .. .... ...... .. ..... 86

4.3. RESULTADOS ....................................................................................................................... 87

4.3.1. PROTOCOLO ........... .. .......... .............. .. .......................................................... ... ..................... 87

4.3. CONCLUSIONES ..... ...... ... ........ ... ............. ... .. ... .... .. .......................................... ... ... ........ ..... . 91

5. BIBLIOGRAFIA .............. .. .............. ................... .. ..... ... .. ........... ..... ............................................ 92

CAPITULO V ...................................... ................................................................................ 93

DISCUSIÓN GENERAL ................................................................................................................ 93

6. BIBLIOGRAFIA ....................................................................................................................... 100

CAPITULO Vl ................................................................................................................... 103

CONCLUSIONES GENERALES Y PERSPECTIVAS ................................................................. 103

CONCLUSIONES .. ......... .. ...... ......... ... ........................................... .... ...... ..... .................. ............ 103

PERSPECTIVAS ......................................................................................................................... 104

iv

LISTADO DE FIGURAS

Figura 1.1 . Clasificación de las zonas presentes en el ápice de la raíz primaria de

Arabidopsis . .... ............ ..... ..... ............ ..... .................. ....... .... .. .... ....... .. ... ..... ....... ............. .. ... .. 4

Figura 1.2. Cambios en el crecimiento de la raíz en respuesta a señales endógenas y

ambientales .......................................................................................................................... 6

Figura 1.3. Estructura química del glutamato .. ......... .................................... ................... ... 13

Figura 1.4. Ruta de síntesis y metabolismo del glutamato en las plantas . ......... ... ............. 14

Figura 1.5. Esquema de las rutas de señalización diferencial propuestas para el iGiuR-

NMDA ..... .. .. ..... ............ ... ... ..... .... .. .... .. .. .. ............ ............. ........................................ ........... 16

Figura1.6. Relación evolutiva de los receptores ionotrópicos de glutamato ...................... . 18

Figura 1. 7. Representación de un diagrama que muestra los residuos de aminoácidos

conservados y específicos entre cianobacterias, animales y plantas ............... ........... ..... . 19

Figura1.8. Modelo de activación de un receptor ionotrópico de glutamato ....... ... .......... ... . 21

Figura 1.9. Estrategia experimental seguida en este trabajo .... .... .. ...... ............................. 29

Figura 2.1. Sistema de evaluación de raíces de chile habanero en presencia de

aminoácidos ......... .. .... ... .......... .... ... .... ... ........ ... ....... .... ................... ...... .. ... .. ........................ 39

Figura 2.2. Efecto del glutamato sobre el crecimiento de la raíz primaria (RP) de Capsicum

chinense .. ............. ........ ....... .... ......... .... ...... .................... .......... ....................... ... ................ 42

Figura 2.3. Efecto del glutamato sobre la formación y elongación de raíces laterales en

Capsicum chinense .. ... ................................................. ...... .. .............................................. 43

Figura 2.4. Curva dosis- respuesta del efecto del glutamato sobre la raíz primaria (RP) de

chile habanero .. ........ .... ...................................................................... ... .. ....... ..... ............... 44

Figura 2.5. Efecto de los aminoácidos sobre el crecimiento diario de la raíz primaria de

Capsicum chinense . ........... ...... .. ...... ............... ..... .... ...... ... ............................................... .. 45

Figura 2.6. Crecimiento total de la raíz primaria de chile habanero en presencia de

distintas concentraciones de glicina ......... ....... ... ........ ...................... ...... ............. ........... .. . .46

Figura 2.7. Efecto del pH (7.5) sobre la respuesta a glutamato en condiciones de

fotoperiodo .. .................. ...... ........ ...... ... .. ....... .... .. .. ........ ... ............................ ............. .......... 4 7

Figura 2.8. Efecto del pH sobre la respuesta radicular a glutamato en condiciones de

oscuridad .. .... ................... .. ........... .. ............. ...... .... ........... .... ...................... ...... ... .. ..... .. ...... 48

Figura 2.9. Efecto del pH (7.5) sobre la respuesta radicular de Capsicum chinense a

glicina en condiciones de fotoperiodo ....... ....... .... ... .. ... ........ ... ...... ................ ... .... .. ..... .. .. ... .49

Figura 2.1 O. Efecto de la glicina sobre el crecimiento radicular de Capsicum chinense bajo

condiciones de oscuridad ............. .. ...... ... .... ........ ............. ........ ....... ....... ....... .. .. ... .. ... .... .... . 50

Figura 2.11 . Efecto de los aminoácidos sobre el crecimiento total (cuatro días) de la raíz

primaria de Capsicum chinense .. .. ... .................... ... ......... .. .... .. .... ... ... ... .... .... ...... ....... ... ..... 52

Figura 2.12. Cambios morfológicos en el ápice radicular de Capsicum chinense inducidos

por glutamato o glicina ..... ......... ...... ... ............ ..... ...... .......... .................... ...... .. ... ...... ....... .... 54

Figura 2.13.Cambios morfológicos de la raíz de Capsicum chinense inducidos por

glutamato o glicina ........... .. .... ...... .. .... .... .. ... ..... ... ... ... ....... ... .. .. ........... ............ .. 55

Figura 2.14. Las fotos representan raíces expuestas a los aminoácidos durante cuatro

días ........ .. ...... ............................................................. ........ ...... .. .................................... .. .. 56

Figura 3.1. La distancia entre el ápice y el primer pelo radicular se acorta en presencia de

la glicina .. .............. ... ..... ......... ........ ... .... ..... .... .... .. .................... ... ....................... ...... ....... .... 69

Figura 3.2. Cambio en el tamaño de las células en la fila de la epidermis .... ........ ............. 70

Figura 3.3. Las fotos representan raíces expuestas a 1 mM de KCI (testigo), glutamato de

potasio (GiuK) y glicina (Giy) durante tres días ...... ... .. ....... ....... ........ ....... .. ... ..... ..... ........... 70

vi

Figura 3.4. La disminución en el tamaño de la zona meristemática es consecuencia de

una reducción en el tamaño de las células que la conforman ............................................ 73

Figura 3.5. El tamaño de las células en la zona de elongación es modificado por la glicina

y por el glutamato .................................................................... ..... ..... ... ........... .. ........ ....... .. 7 4

Figura 3.6. Corte longitudinal y transversal de las raíces de chile habanero en presencia

de la glicina durante tres días ............................................................................................. 77

Figura 3.7. Acumulación de gránulos de almidón en raíces tratadas durante tres días con

el GluK o Gly ....................................................................................................................... 78

Figura 4.1. lnmunoflorescencia en células meristemáticas de raíces de chile habanero

tratadas con KCI. .............. ........ ....... ...... ... ...... ... ........... ........... .. ...... ....... ... .. .. ... .. ... ........ ..... 88

Figura 4.2. lnmunoflorescencia de raíces tratadas con los aminoácidos ........................... 90

Figura 5.1 . Modelo del efecto de la presencia de glicina sobre el crecimiento del sistema

radicular de chile habanero en oscuridad .......... .. .... ......... .... ....... .. .. .... .. .. ........................... 98

LISTADO DE CUADROS

Cuadro 3.1. Tamaño promedio de las diferentes zonas de la raíz (IJm) ........ ..... .. .... ... .... .. 71

Cuadro 3.2. Efecto de los aminoácidos sobre el número y el tamaño promedio de las

células , determinados a partir de la fila de células correspondiendo a la epidermis, en las

diferentes zonas de la raíz (IJm) .... ....... ............ .. ........ ............ .. ............... ............ ..... ...... ... . 72

Cuadro 3.3. Diámetro de la raíz a diferentes distancias del ápice rad icular ....................... 75

Cuadro 3.4. Número celular a diferentes distancias del ápice radicular .................... ... ...... 76

Cuadro 3.5. Acumulación de almidón en ra íces tratadas con la glicina ... .... ..... ... ... .. .. .... .. . 79

vii i

ABREVIATURAS

ABA, Acido abscisico

ACC, Acido 1-aminociclopropano -1- carboxílico

AMP, Adenosina monofosfato

AMPA, a-amino-3 hidroxi-5-metil-4-isoxale acido propiónico

ASPK, Aspartato de potasio

ATP, Adenosina trifosfato

AtGLR, Receptor de glutamato de Arabidopsis thaliana

AVG, Amino -etoxi- vinilglicina

BMAA, 8-metil-amino-L-alanina

Brdu, Bromodeoxiuridina

DNQX, 6, 7 -di nitro quinoxaline-2,3 dione

FAA, Formaldehido-ácido acético-agua

GABA, Ácido y-aminobutírico

GDH, Glutamato deshidrogenasa

GluK, Glutamato de potasio

GluRm, Receptores metabotrópicos de glutamato

GluR-NMDA, Receptores de glutamato activados por NMDA

GOGAT, Glutamina 2-oxoglutarato amino transferasa

GS, Glutamina sintetasa

Gly, Glicina

HCI , Acido clorhídrico

HEPES,( Acido (4-(2-hidroxietil)-1 -piperazine etanofulfónico

AlA, Acido indolacético

KCI , Cloruro de sodio

M1,M2, Segmentos transmembranales

MES, 2-Morfolino-etanosulfónico

Na(OH), Hidróxido de sodio

NO, Nitrógeno orgánico

NH/, Amonio

NMDA, N-metil-O aspartato

NR, Nitrato reductasa

N03-, Nitrato

PR, Pelos radiculares

RP, Raíz primaria

RL, Raices laterales

X

RESUMEN

Los frutos de chile habanero que se cultivan en los suelos pedregosos de Yucatán

presentan un mayor picor y vida de anaquel. Sin embargo, en suelos profundos como los

K'an kab, el rendimiento del cultivo es más alto. En los últimos años se ha demostrado

que los suelos pedregosos contienen más materia orgánica que los Kán kab. Hasta ahora

se han hecho pocos estudios dirigidos hacia el mejoramiento de la producción y

rendimiento de las plantas de chile habanero, entre estos el uso de abonos orgánicos. En

el presente trabajo se realizó un estudio para conocer la respuesta de la raíz de chile

habanero a la presencia exógena de diferentes aminoácidos. El glutamato, un aminoácido

previamente reportado que inhibe drásticamente el crecimiento de la raíz de Arabidopsis,

no tuvo un efecto significativo.sobre chile habanero. No obstante, la glicina indujo cambios

significativos sobre el crecimiento de la raíz primaria. Las plántulas creciendo en

presencia de 1 mM de este aminoácido presentaron una inhibición en el crecimiento

radicular y una estimulación tanto en la elongación de los pelos radiculares como en la

expansión radial de la raíz. Los pelos radiculares se formaron más cerca del ápice,

indicando un acortamiento de la zona meristemática y/o zonas de transición y elongación.

Al analizar los cortes histológicos longitudinales y transversales del ápice radicular, se

observó que las raíces creciendo en presencia de glicina presentaron igual número de

células en cada zona del ápice radicular, comparadas con aquellas creciendo en

presencia de 1 mM de KCI (testigo). Sin embargo, el tamaño de las células fue menor, por

lo que la inhibición sobre el crecimiento parece deberse a una afectación en la elongación

y no en la división celular. Sorprendentemente, la glicina indujo la acumulación de

gránulos de almidón, particularmente en las células corticales inmaduras de la zona

meristemática del ápice radicular, aunque también se encontraron en la endodermis y el

periciclo. Todos los cambios inducidos por glicina en la raíz pueden constituir una

respuesta adaptativa de las plantas cuando se encuentran en presencia de nichos de

materia orgánica en el suelo, en los que la glicina es un aminoácido abundante. En este

trabajo se discute la posible participación de receptores de glutamato, así como de las

hormonas etileno y auxina para mediar dicha respuesta; sin embargo, esto debe ser

dilucidado en futuras investigaciones.

ABSTRACT

Habanero pepper pods plants from growing in the rocky soils of Yucatan present a higher

pungency and longer life. However, in profound soils as the luvisols, culture yield is even-

higher. Recently, it has been proved that rocky soils have more organic matter that the

luvisols. Few studies have been made in order to improve Habanero pepper production

and yield; specifically those using organic fertilizers. In the present work, a s udy was

performed to known the response of habanero pepper roots to the exogenous presence of

different amino acids. Glutamate, an amino acid that drastically inhibits Arabidopsis root

growth, no did affect significantly habanero pepper root system. However, glycine induced

significant changes on it. Seedlings growing in presence of 1 mM glycine showed an

inhibition in primary root growth and a stimulation in both, root hairs elongation , and radial

root expansion. Root hairs formation occurred closer to root apex, indicating an slhorting of

meristematic and/or transition and/or elongation zones. When histological analysis was

performed, it was observed that roots growing in presence of glycine showed similar cells

number in each root apex zone, compared with those growing in presence of 1 mM KCI

(control); however, the cells size was smaller, so that the inhibition of root growth is

caused by an affectation in cell elongation, and no in cell division. Surprisingly, glycine

induced starch grain accumulation, particularly in inmadure cortical cells of meristematic

zone, although also scarse starch grains were observed in endodermis and pericycle. All

changes induced by glycine in root can to constitute an adaptative response of plants

when it growth in presence of organic matter niches in soil, where the glycine is an

abundant amino acid . In this work its discussed the possible participation glutamate

receptors, and ethylene and auxin hormones in the response; however, it should be

elucidated in future research .

INTRODUCCIÓN

INTRODUCCIÓN

El ambiente del suelo de donde las plantas extraen agua y nutrientes es altamente

heterogéneo, tanto espacial como temporalmente. Debido a esto, las plantas dependen

de varios tropismos (gravitropismo, tigmotropismo, hidrotropismo, quimiotropismo, etc.)

para dirigir sus raíces hacia las fuentes de nutrientes y agua en el suelo. Los mecanismos

fisiológicos por los cuales estos tropismos alteran el crecimiento de la raíz todavía no

están del todo claro (Bloom et al. , 2006).

Existen evidencias de que estos cambios en el crecimiento radicular pueden ser causados

por la hipótesis del "crecimiento ácido". De acuerdo a esta hipótesis, la expansión celular

está regulada por la modificación del pH alrededor de la pared celular. Por lo tanto, a pH

bajo (pH < 4) ocurre la expansión de las células. Se sabe que este cambio de pH está

regulado por auxinas (Cosgrove, 1999). Existen trabajos que apoyan esta hipótesis en

brotes de coleóptilo de berenjena (Kotake et al., 2000) y en el cierre de hojas de plantas

de Venus Flytrap (Williams et al., 1982); sin embargo, en las raíces los resultados no son

claros (Bloom et al., 2006).

Bloom et al., (2006) demostraron que valores de pH entre 5.6 y 6.5 no afectaron la

elongación de las raíces de maíz, pero sí su elasticidad. Por el contrario, al adicionar

nitrógeno inorgánico en el medio, en las mismas condiciones de pH, se observó un efecto

sobre la elongación de la raíz. Por lo tanto , estos autores concluyeron que el nitrógeno

inorgánico, más que el pH, influyó en la elongación del ápice radicular en esta especie.

Otros estudios han demostrado que las raíces proliferan en las zonas del suelo ricas en

nitrógeno, particularmente nitrato (Bloom et al. , 2006). Recientemente, se ha demostrado

que la forma del nitrógeno orgánico en el suelo también influye sobre el crecimiento de las

plantas. Sin embargo, pocos grupos de científicos han dirigido su investigación al

respecto.

Se ha demostrado que L-glutamato produce cambios en el desarrollo de la raíz de

Arabídopsís thalíana , al ocasionar una inhibición de la división celular en el meristemo

(Walch-Liu et al., 2006). Más aun, el ápice de la raíz de Arabídopsís thalíana es capaz de

percibir el glutamato extracelular y desencadenar una reducción en la expansión celular

1

INTRODUCCIÓN

(Walch-Liu et al., 2005). Por ello, se propone que este aminoácido podría actuar como

una señal endógena en la comunicación célula - célula o como una molécula de

señalización a larga distancia (Walch-Liu et al., 2005).

En el género Capsicum, que pertenece a la familia de las solanáceas, existen especies de

importancia económica. De varias especies existentes, Capsicum annum, Capsicum

frutescens y Capsicum chinense están ampliamente distribuidas, las cuales producen

frutos pungentes o picosos (Menichini et al., 2009). En lo particular, las plantas de

Capsicum chinense (chile habanero) que se cultivan en Yucatán, son importantes

económicamente para el Estado, las cuales pueden sobrevivir en suelos pedregosos

como aquellos que son pobres de nitrógeno, por lo que han de presentar un sistema

radicular especializado que les permite crecer y desarrollarse en estas condiciones. Sin

embargo, no existe un estudio sobre el efecto que una fuerte orgánica de nitrógeno tiene

en el desarrollo del sistema radicular en el género Capsicum. En el presente trabajo se

estudió el efecto sobre el sistema radicular del chile habanero de los aminoácidos

glutamato y glicina, los cuales son abundantes en los alrededores de la materia orgánica

en descomposición en el suelo.

2

CAPÍTULO 1

ANTECEDENTES

1. Los sistemas radiculares

1.1. Estructura de una raíz

CAPÍTULO 1

El crecimiento de los sistemas radiculares está dado por tres eventos diferentes, la

actividad del meristemo apical , la formación de los pelos radiculares y la formación de

raíces laterales. En el meristemo apical se lleva a cabo la división celular, tanto en

dirección hacia la base radical (para formar células que se diferenciarán dentro de los

tejidos), como en dirección contraria (para la formación de las células meristemáticas de

la cofia).

La raíz está organizada en una zona protectora llamada cofia , una zona meristemática,

una de elongación y una de maduración (Figura 1.1 ). Dentro de la zona de elongación, la

velocidad con que se elongan las células no es homogéna, existiendo una zona llamada

de transición, en la cual las células se preparan para "dejar al meristemo" , donde la

elongación ocurre lentamente. La división celular en el meristemo empieza

aproximadamente a 0.1 mm del apice y va disminuyendo hasta a una distancia de 0.4

mm. En cambio, la zona de elongación inicia de los 0.7 mm a 1.5 mm del ápice, donde

las células se extienden rápidamente en longitud y sufren una serie de divisiones para

producir un cilindro de células endodérmicas. En el cilindro vascular, el floema empieza a

diferenciarse entre los 3 y 4 mm del ápice y este tejido es responsable del transporte de

carbohidratos, desde la parte aérea de la planta para el crecimiento del ápice (Bloom et

al. , 2003).

En los tejidos jóvenes, en donde el floema todavía no se desarrolla, se ha propuesto que

el transporte de carbohidratos y de nitrógeno depende de una difusión simplástica (Bret-

Harte et al. , 1994).

Por otra parte, la zona de maduración inicia entre los 5 y 20 mm del ápice, donde el

xilema desarrolla la capacidad de translocar agua y solutos hasta los brotes. También en

esta zona ocurre la formación de pelos radicales (Figura 1.1) (Bloom et al., 2003).

3

CAPÍTULO 1

e •O ·u Pelo radicular 1! ;:,

"C

"' :E

Corteu e Xllema ·O ·u "' tJI Floema e: o üi Endodermls

Epidermis o E Cl> Región de una rápida -111 división celular ·e: ~ Centro qulascente

Ápice radicular "' 'S Cofia o

Cubierta de mucigel

Figura 1.1. Clasificación de las zonas presentes en el ápice de la raíz

primaria de Arabidopsis (Bloom et al. , 2003).

El sistema radical es indispensable para la sobrevivencia de las plantas, al suministrarles

un soporte físico, además de nutrientes y agua (Mouchel et al. , 2004). Las raíces

responden a nutrientes localizados en determinadas zonas del suelo, modificando su

velocidad y dirección de crecimiento, además de ampliar sus ramificaciones y formar

pelos radiculares (PR) para accesar a las fuentes de agua y aumentar la absorción de

nutrientes (Mouchel et al., 2004).

Los (PR) son proyecciones de las células epidérmicas de la raíz. Estas estructuras juegan

un papel importante para la toma de agua y nutrientes. Ellos también pueden estar

involucrados en el anclaje, aunque su capacidad para sostener una planta completa es

4

CAPÍTULO 1

limitada. No obstante, estas estructuras sirven para anclar la raíz en la zona de

maduración y proporcionar una firmeza en la base, a partir de la cual el ápice puede

extenderse dentro del suelo (Bloom et al., 2003).

Las células epidérmicas no se dividen para formar el pelo radicular sino que se elongan

fuera de la raíz primaria y están localizadas sobre la pared longitudinal y anticlinal , entre

dos células corticales subyacentes (Ridge, 1995). El inicio de la formación de los PR

depende del pH del citoplasma y de la pared celular de las células de la raíz. Bibikova et

al. (1998) observaron que un incremento en el pH del citoplasma y de la pared celular

disminuyeron la formación de pelos radiculares en las raíces de Arabidopsis thaliana.

En otro estudio, se evalúo el efecto de la auxina (2,4-D) y el etileno sobre la formación de

los pelos radiculares. A través del uso de mutantes diferencialmente sensibles a estas

hormonas se pudo determinar que son requeridas para la elongación normal de los PR

(Pitts et al. , 1998). Sin embargo, el etileno juega un papel importante no sólo en la

iniciación de estas estructuras, sino también en su elongación (Dolan, 2001 ).

Por otro lado, las células epidérmicas de la raíz y el desarrollo de los pelos radiculares

están reguladas por el estrés salino, observando que al incrementar la concentración de

NaCI la densidad de los PR disminuye hasta presentarse una inhibición drástica a una

concentración de 100 mM de NaCI (Wang et al. , 2008). Es importante mencionar que en

la formación y el desarrollo de los PR influyen señales ambientales y existe un control a

nivel genético (como los genes que regulan la producción de especies reactivas de

oxígeno involucrados en la morfogénesis de los PR) (Wang et al. , 2008; Jones et al. ,

2007).

La velocidad de elongación de la raíz, el ángulo de crecimiento y su trayectoria se

modifican en respuesta a un gran número de factores , tanto ambientales como internos

(Figura 1.2) (Filleur et al. , 2005). Una de las señales internas que ha sido estudiada, son

las auxinas. Se sabe que bajos niveles el ácido indolacético (IAA) inhibe el alargamiento

celular (lshikawa et al., 1993b) y el crecimiento de los PR (Felle et al. , 1997). Sin

embargo, la respuesta de la raíz a estos estímulos va a depender de la especie (Bloom et

al., 2003).

5

CAPÍTULO 1

Señales endógenas Hormonas, azúcares, péptidos, etc.

Señales ambientales Nutrientes, agua, oxigeno, tacto, luz, gravedad, microorganismos

Zona de elongación

Meristemo

Cofia de la rafz

Respuesta de crecimiento Crecimiento rápido o lento, trayectoria alterada o detención

del crecimiento

Figura 1.2. Cambios en el crecimiento de la raíz en respuesta a señales

endógenas y ambientales (Filleur et al. , 2005).

Una característica importante de los sistemas radiculares es su plasticidad, entendida

como la capacidad para modificar su fenotipo en respuesta a cambios en el ambiente, ya

que proliferan ra íces laterales (RL) en determinadas partes del suelo ricas en

determinados nutrientes tales como amonio, nitrato y fósforo inorgánico (Walch- Liu et al. ,

2006).

6

CAPÍTULO 1

1.2. Respuesta radicular a la presencia heterogénea de nutrimentos

1.2.1. Formas de nitrógeno en el suelo.

En el suelo existen diferentes formas de nitrógeno que son util izados por las plantas para

su crecimiento y desarrollo. La mayor parte de ellos se encuentra en forma de moléculas

orgánicas, como lo son los péptidos, proteínas y aminoácidos libres; los cuales son

convertidos en amonio y nitrato, como formas inorgánicas, a través del proceso de

mineralización y nitrificación por los microorganismos del suelo (Miller et al. , 2004).

Muchos de los trabajos de investigación reportados se han dirigido hacia el estudio de los

efectos del nitrógeno inorgánico; mientras que las investigaciones dirigidas sobre la

interacción del nitrógeno orgánico (NO) en el desarrollo de las plantas son escasas. Por

esta razón , hacer investigación al respecto, sería un reto para enriquecer y fortalecer los

trabajos previos hechos sobre el estudio del nitrógeno orgánico.

1.3. Efecto de los diferentes tipos de nitrógeno sobre el crecimiento radicular.

Desde 1975 se han hecho experimentos para evaluar el comportamiento de la raíz frente

a diferentes concentraciones de nutrientes en el medio de cultivo. Estos estudios

consistieron en crecer plantas de cebada en contenedores y dividir las raíces en dos

compartimentos; en uno de ellos se adicionó una baja concentración del nutriente y en el

otro una alta concentración, ya sea de nitrato, fosforo o potasio (Drew, 1975). Estos

trabajos lograron demostrar que las raíces respondieron de manera distinta a la presencia

de estos nutrientes.

A partir de ellos se observó que en la parte de la raíz primaria (RP) expuesta a altas

concentraciones de fosfato se incrementó la formación y la elongación de las RL, en

comparación a la zona expuesta a baja concentración. Esta respuesta fue similar con

nitrato y amonio. Sin embargo, el potasio no afectó el crecimiento de la raíz (Drew et al. ,

1975).

Por otro lado, las concentraciones de los diferentes nutrientes varían de acuerdo al tipo de

suelo en el que se encuentren, así como del nutrimento en cuestión. Por ejemplo, las

concentraciones de nitrato presentan una variación de casi tres veces entre dos puntos

separados a una distancia de 3 cm en el suelo, en comparación al fosforo (P) y potasio

7

CAPÍTULO 1

(K), que apenas muestran una pequeña variación (Robinson, 1994 ).

El nitrógeno es uno de los elementos requeridos en grandes cantidades para el

crecimiento de las plantas y su absorción sólo es posible a través de la raíz (Bloom et a/.,

2003). Muchas especies son capaces de responder al nitrato localizado en una

determinada zona del suelo y en éstas se incrementan la toma de nutrientes a través de

la proliferación de sus RL.

Al exponer las raíces de Arabídopsís a N03- distribu ido localmente, se observó que la

elongación de las RL se estimuló en la zona expuesta a este nutrimento. Sin embargo, el

número de RL no se incrementó (Zhang et a/., 1999). En cebada, por el contrario, se

observó un incremento en el número y la elongación de las RL. Sin embargo, como el

experimento no fue llevado a cabo bajo condiciones asépticas es posible que haya

ocurrido una nitrificación del NH/ (Drew et a/. , 1975).

Por otra parte, se tienen evidencias de que el efecto de N03- en Arabídopsis,

probablemente sea por un mecanismo de señalización por el mismo ión y no a nivel

metabólico. Este efecto se pudo entender al utilizar mutantes deficientes de la enzima

nitrato reductasa (NR), que sugiere que la concentración de N03- interno más que la

acumulación del producto de la asimilación del mismo ión , fue el factor clave para la

respuesta de elongación de las RL (Zhang et a/., 1999).

Las plantas también pueden obtener el nitrógeno a partir del amonio. Al usar diferentes

niveles, tanto de amonio como de N03-, se observó que el crecimiento de brotes de

tomate fue similar bajo ambas formas de nitrógeno. No obstante, el crecimiento de la raíz

se incrementó por amonio (Bloom et a/., 2003).

El alargamiento de la raíz y el aumento de la biomasa de plántulas de maíz fueron

superiores en soluciones que contenían amonio, en lugar de N03- (Bloom et a/. , 2003).

Estos autores plantean que estos resultados concuerdan con la hipótesis de que la

nutrición con amonio acelera la división celular (Bloom et a/. , 2003).

En Arabídopsís thalíana , se demostró que el amonio no estimulaba el crecimiento de las

(RL) a concentraciones de 1 mM e incluso a 0. 1 mM. Se plantea que a concentraciones

mayores de 1 mM podría inhibir el crecimiento de las RL. Sin embargo, el efecto sobre el

8

CAPÍTULO 1

crecimiento de la RP no se menciona en este trabajo (Zhang et al., 1999).

Otra fuente de nitrógeno para las plantas es la de origen orgánico, como lo son los

aminoácidos. El glutamato se ha utilizado en experimentos con Arabidopsis thaliana para

determinar su efecto sobre el desarrollo del sistema radicular. Al compararlo con el resto

de los aminoácidos (asparagina, glicina, serina, entre otros), se observó que solo éste

inhibía el crecimiento de la RP, excepto por un efecto ligeramente negativo del triptófano,

el cual fue atribuido a la auxina por ser un precursor de esta hormona (Walch-Liu et al. ,

2006).

También , se realizaron experimentos para estudiar si el efecto del glutamato podría

deberse a la percepción del mismo por el ápice de la raíz, o era un resultado del

metabolismo de este aminoácido. De acuerdo a estos resultados , la RP de Arabidopsis

thaliana puede percibir al glutamato y, éste puede comportarse como una molécula señal,

además de que el efecto es altamente específico, porque su estereoisómero D, no fue

capaz de inhibir el crecimiento (Walch-Liu et al., 2006).

La inhibición de la RP se produjo en concentraciones de glutamato tan bajas como 0.05 -

0.5 mM. Estos autores también reportaron que el crecimiento de las raíces de otras

especies, como tomate y Thlaspi caerulescens, fueron sensibles a concentraciones de 1

mM de glutamato, al igual que en Arabidopsis (Walch- Liu et al., 2006).

La función ecológica que puede tener la respuesta de las plantas a los aminoácidos, así

como el papel de esta fuente de nitrógeno orgánica sobre la nutrición vegetal es materia

actual de debate (Walch-Chiu et al., 2006).

1.4. Presencia de los aminoácidos en el suelo y su absorción por las raíces

Se sabe que los nutrientes que están en los ecosistemas son utilizados, tanto por las

plantas como por los microorganismos presentes en el suelo, originando una competencia

entre todos ellos por la toma de los mismos (Neff et al., 2003). El NO como los

aminoácidos, son fuentes importantes de carbono y nitrógeno para los organismos. Se

plantea que solamente el exceso del nitrógeno inorgánico producido por éstos, podrían

estar disponibles para las plantas (Lipson et al. , 2001 ).

9

CAPÍTULO 1

Esta conversión del NO a inorgánico, útil para el crecimiento de las plantas, es llamada

mineralización microbiológica. Sin embargo, existe la evidencia de una toma directa de

aminoácidos por muchas especies de plantas (Neff et al., 2003).

Se ha estimado que el NO del suelo contiene 40% de material proteico, 35% de

compuestos heterocíclicos (ácidos nucleicos), 5-6% de aminoazúcares y 19% de amonio

(Schulten et al., 1998). Actualmente se ha encontrado que la distribución de diferentes

aminoácidos en el suelo (glutamato y aspartato), así como sus amidas, (glutamina y

asparagina) y los dos aminoácidos neutrales (glicina y alanina) son bastante uniformes.

Sin embargo, el aspartato, el glutamato y la glicina son los que predominan comúnmente

en el suelo, con respecto a los aminoácidos básicos lisina, arginina e histidina y los

neutros: alanina, serina, asparagina, glutamina y leucina, que son algunos de los

presentes en altas concentraciones (Lipson et al., 2001 ).

Por otro lado, se sabe que sólo una fracción pequeña del total de los aminoácidos se

encuentra en forma libre en el suelo. Por lo tanto, la cantidad es pequeña y dinámica,

debido a que son rápidamente tomados por los microorganismos y las plantas. Se ha

reportado que la vida media de los aminoácidos en el suelo varía entre 1.7 a 28.7 horas y

que los aminoácidos básicos son adsorbidos por las partículas del suelo debido a su

carga positiva, mientras que los neutrales o acídicos presentan menos grado de adsorción

(Lipson et al., 2001 ).

Generalmente, en la solución del suelo la concentración total de aminoácidos está

alrededor de 0.01 mM (Jones et al. , 2005). Sin embargo, en los alrededores de la materia

orgánica en descomposición , estos valores pueden aumentar hasta el orden de los

milimolares (Walch-chiu et al. , 2006)

1.5. Transporte y compartamentalización de aminoácidos

Los compartimentos tales como cloroplasto, citosol y vacuola están involucrados en el

metabolismo y almacenaje de aminoácidos. Las vacuolas funcionan principalmente para

el almacenamiento de estos aminoácidos. Cuando la síntesis de proteínas se excede en

el citosol , los aminoácidos son transportados hacia las vacuolas para regular el

metabolismo del nitrógeno, que es importante para el crecimiento y desarrollo de las

plantas (Dietz et al. , 1990).

10

CAPÍTULO 1

En las hojas de cebada la concentración del ácido glutámico es superior en el citoplasma

que en las vacuolas. En cambio, la alanina , la leucina y la glutamina son los aminoácidos

que se concentran en mayor proporción en las vacuolas. Además, se observó que los

aminoácidos neutrales valina y leucina disminuyeron el transporte de la alanina hacia la

vacuola (Dietz et al., 1990).

Los productos de la asimilación del carbono y del nitrógeno, tales como la sacarosa, el

malato y los aminoácidos son rápidamente transferidos dentro de la vacuola en las células

de las hojas durante el día. El transporte de la fenilalanina hacia las vacuolas es inhibido

por otros aminoácidos y su translocación hacia este organelo es dirigida por una bomba

de protones (H+-ATPasa). Por su parte, la toma de glutamina y de alanina dentro de las

vacuolas de las hojas de cebada se incrementa por el ATP exógeno, así como la de

arginina en los hongos (Neurospora crassa). Estos organismos acumulan un alto

contenido de arginina en sus vacuolas. Además, se identificó una proteína de 40 kD

involucrada en este transporte (revisado por Martinoia et al. , 1991 ). Estos resultados

demuestran que el transporte de los aminoácidos hacia la vacuola es activo.

En Acer pseudop/atanus, la homoserina uno de los intermediarios en la síntesis de

metionina, treonina e isoleucina (derivados del aspartato) entra activamente a la célula

compitiendo con serina o treonina mediante un transporte de alta afinidad (simporte -

proton), a una velocidad máxima de 8 ± 0.5 ¡Jmol.h/g de peso fresco celular. Mediante

resonancia magnética nuclear se pudo visualizar que la compartamentalización de este

aminoácido fue de 4 a 5 veces superior en el citoplasma que en la vacuola (Aubert et a/. ,

1998).

Por otro lado, en Pringlea antiscorbutica, la prolina se acumula en hojas, tallos y raíces

cuando está sometida a estrés salino. Esta acumulación es de 2 a 3 veces superior en el

citoplasma que en la vacuola (Aubert et al. , 1999).

Los aminoácidos también son transportados entre diferentes órganos; asimismo, la

redistribución del carbono y el nitrógeno, requ ieren de la actividad de transportadores de

aminoácidos en la membrana celular (Fischer et a/., 1998).

En los últimos años se ha demostrado que efectivamente los aminoácidos pueden ser

11

CAPÍTULO 1

transportados a través del floema y el xilema en las plantas (Pratelli et al. , 201 0). Existe la

evidencia de glutamato y glicina son tomados por transportadores específicos que se

encuentran en las raíces (Svennerstam et al. , 2008).

Sin embargo, los aminoácidos aparte de que son absorbidos, también son excretados por

la planta; este proceso de excreción es regulado por determinadas proteínas como las de

la familia GDU (glutamina dumper). En A. thaliana esta familia de proteínas estimulan la

exportación de los aminoácidos. Algunas de ellas están involucradas en la regulación de

la excreción del glutamato y de la glicina, debido a que al sobreexpresar los genes gdu1-

1 D aumentó la exportación de los aminoácidos, mientras que su absorción se redujo.

Estas proteínas GDU pueden encontrarse tanto en las raíces como en la parte aérea

(Pratelli et al., 201 0).

Estos resultados son una herramienta básica que abre una serie de evidencias sobre el

transporte de los aminoácidos dentro de la planta.

1.6. Características generales del glutamato y su metabolismo

El glutamato es uno de los aminoácidos más abundantes y su estructura química se

observa en la Figura 1.3. El ácido glutámico puede existir en forma de glutamato libre o

unido con otros aminoácidos formando péptidos. Las proteínas animales pueden contener

alrededor del 11 al 20% por peso de ácido glutámico, mientras que las proteínas

vegetales alcanzan hasta el 40% por peso. Por lo tanto, el glutamato se encuentra en una

gran variedad de alimentos (Naim et al., 1979).

12

CAPÍTULO 1

+H N -Goo-

~

Figura 1.3. Estructura química del glutamato (Tomado de Berg et al.,

2002)

El metabolismo del glutamato en las plantas es de gran importancia, ya que este

aminoácido es una molécula central para la síntesis de otros aminoácidos (Figura 1.4). El

grupo a-amino del glutamato está involucrado en la asimilación de amonio y también es

transferido a otros aminoácidos. Tanto la estructura carbonada, como el grupo a-amino

son la base para la síntesis de ácido y- aminobutírico (GASA), arginina y prolina (Forde et

al. , 2007). Este compuesto también forma glutamina y asparagina, que son transportados

a través del floema y usados para la síntesis de otros aminoácidos y proteínas (Hiroaki et

al., 2007). Este aminoácido puede ser compartamentalizado tanto en los glioxisomas,

como en las vacuolas (Davenport, 2002). Además, es sintetizado en las mitocondrias y

cloroplastos , y funciona como un intermediario en el ciclo fotorespiratorio dentro de los

peroxisomas (Masclaux et al., 2006).

La enzima clave que interviene en la síntesis de glutamato es la glutamina:2-oxoglutarato

amidotransferasa (GOGAT). La reacción es una transferencia del grupo amino de la

glutamina al 2-oxoglutarato para producir dos moléculas de glutamato. En las plantas esta

enzima está presente en dos formas distintas, dependiendo del donador de electrones

que usen, una que usa ferrodoxina reducida (EC 1.4.7.1) y la otra que usa NADH (EC

1.4.1.14 ). La primera presenta una alta actividad en los cloroplastos de los tejidos

13

CAPÍTULO 1

fotosintéticos, donde es capaz de usar la energía solar directamente como proveedor del

compuesto reductor. La enzima dependiente de NADH, presente también en plástidos,

está localizada en células no fotosintéticas, donde el poder reductor es proporcionado por

la ruta de las pentosas fosfato . El sustrato usado por la glutamato sintasa es la glutamina,

ésta es sintetizada por acción de glutamina sintetasa (GS; EC 6.3.1.2) que utiliza como

sustrato al glutamato y al amonio, y es una reacción dependiente de ATP. La forma GS1

está localizada en el citoplasma, y la GS2 en los plástidos (Farde et al. , 2007).

Otra de las enzimas que está involucrada en el metabolismo del glutamato es la glutamato

deshidrogenasa (GDH; EC 1.4.1.2), que se localiza en la mitocondria. Esta enzima

cataliza de manera reversible la aminación como la deaminación, pudiendo realizar la

síntesis o el catabolismo del glutamato (Farde et al. , 2007) .

. \ s¡•aroa ~lua Addos nudt>kos (fui des

!iiii((•/(I .'UI

Glutamato

GlllftLmalll l ~ ===~j $intasa 1 1

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.\milaoáddos

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Figura 1.4. Ruta de síntesis y metabolismo del glutamato en las plantas

(Farde et al., 2007).

En animales, el glutamato presenta un flujo entre órganos (pulmones, hígado, riñones,

cerebro y músculos) y algunos de ellos liberan o absorben este compuesto para regular

14

CAPÍTULO 1

su energía metabólica (Hediger et al. , 1999). Existe la evidencia de la formación del

glutamato a partir del a-cetoglutarato, intermediario del ciclo del ácido cítrico. A su vez, a

partir de él se sintetizan otros aminoácidos, los cuales posteriormente son usados para la

síntesis de purinas (Berg et al., 2002). El a-cetoglutarato, formado a partir de la

deaminación del glutamato, puede ser usado nuevamente en el ciclo del ácido cítrico y

para la síntesis de glucosa. Además de que el glutamato es producido por el intermediario

del ciclo de Krebs, también interviene en la formación de moléculas de amonio en el ciclo

de la urea (Nelson et al. , 2000). En bacterias, el glutamato puede formarse a partir de 2-

oxoglutarato y amonio por la acción de la glutamato deshidrogenasa o por la glutamato

sintasa, la cual convierte la glutamina y el 2-oxoglutarato en dos moléculas de glutamato

(Kioosterman et al. , 2006).

Además del papel central que juega el glutamato en el metabolismo del nitrógeno,

también este aminoácido es considerado una molécula señal en varios organismos. Su

papel como señal es descrito a continuación.

1.7. Glutamato como molécula señal en animales, plantas y otros organismos

Aunque desde los años 50 se pensaba que el glutamato podría ser una molécula de

señalización, no fue hasta 1970 que se comprobó que era un importante neurotransmisor

excitatorio en el sistema nervioso central de los mamíferos (Forde et al., 2007). Ahora se

sabe que es una molécula importante de señalización en animales, ya que es el principal

neurotransmisor del sistema nervioso central {Figura 1.5) (Li et al. , 2006).

En mamíferos algunos receptores de glutamato relacionados con canales de calcio , son

activados por el N-metii-D-aspartato (NMDA). Estos receptores se conocen como

receptores de glutamato activados por NMDA (GiuR-NMDA), se encuentran en la

membrana post-sináptica de las neuronas y actúan con otras proteínas intracelulares,

pero también cuentan con una serie de coagonistas y moduladores.

Estos receptores están involucrados en el desencadenamiento de una cascada de

señalización en el cerebro (Aibarracin et al. , 2007). La Figura 1.5 muestra un modelo

básico de las posibles rutas de señalización diferencial del GluR-NMDA, así como la

integración entre las diferentes rutas para dar origen a posibles resultados de aprendizaje

15

CAPÍTULO 1

en humanos (Aibarracin et a/. , 2007). Como se observa, la ruta de señalización mediada

por GluR-NMDA desencadena una serie de respuestas intermediarias, que en conjunto,

provocan el equilibrio y la plasticidad conduciendo a una respuesta involucrada en el

aprendizaje o la memoria del ser humano.

Otros receptores. enzimas,

canales. etc

Señalización nuclear, síntesis de nuevas especies proteiCas

Activación 1

--~· 1 AprendiZ~Je, 1----- mamona _

Citoesqueleto y proteinas de adhesión

Figura 1.5. Esquema de las rutas de señalización diferencial propuestas

para el GluR-NMDA. El aprendizaje y memoria de los seres humanos es

mediado por receptores del subtipo NMDA seguida por una

interconexión de rutas de señalización que conllevan a la plasticidad y

homeostasis del sistema nervioso central (Aibarracin et al. , 2007)

En A. tha/iana , existe la evidencia de que el efecto de este aminoácido sobre el

crecimiento de la RP posiblemente sea por una señalización del glutamato y que éste es

percibido en el ápice de la raíz (Walch- Liu et al. , 2006).

16

CAPÍTULO 1

El glutamato también está involucrado en la ruta de señalización quimiosensorial del

Paramecium tetraurelia (protozoos), donde inicia una cascada de señales, produciendo un

incremento en los niveles del AMP cíclico intracelular y provocando una hiperpolarización

de la membrana celular (Yang et al. , 1997).

1. 7 .1. Características de los receptores de glutamato

La señalización por glutamato puede tener un origen evolutivo. Esta evidencia se basa en

la gran distribución filogenética de una familia de receptores ionotrópicos de glutamato

(iGiuR) en diferentes re inos. La existencia de homólogos de estos receptores en las

plantas fue reportada en 1998 (Filleur et al. , 2005). Después de varios años también se

identificó una familia de estos receptores en cianobacterias, los cuales estaban

relacionados con canales de potasio (Filleur et al. , 2005).

También, existe evidencia de que las plantas poseen receptores de glutamato

relacionados con canales iónicos no selectivos, similares a los receptores presentes en

animales, con una posible función en el transporte o señalización de calcio (Filleur et al.,

2005).

En la Figura 1.6 se muestran algunas de las estructuras que representan posibles

relaciones evolutivas entre los receptores ionotrópicos de glutamato. Tanto los

organismos procarióticos como los eucarióticos comparten una similitud de dominios

transmembranales presentes en los receptores ionotrópicos de glutamato (Figura 1.6 A, B

y C).

En peces, anfibios y aves se expresan ciertas proteínas de bajo peso molecular que se

unen a kainato (Revisado por Davenport, 2002), un compuesto producido por algas rojas

que actúa como agonista en receptores ionotrópicos de glutamato (Lam et al., 1998)

(Figura 1.6 D). Estas proteínas carecen del extremo N terminal en comparación a la de los

receptores ionotrópicos, pero aunque todas se unen a este aminoácido y son parecidas a

las secuencias de los receptores ionotrópicos , no parecen funcionar como canales iónicos

(Davenport, 2002).

En animales no sólo existen receptores iónicos, sino otros llamados metabotrópicos que

tienen dominios homólogos de unión a glutamato, pero que no forman canales (Figura 1.6

17

CAPÍTULO 1

E). Como se observa en la figura , estos receptores de glutamato posiblemente compartan

un ancestro común (Davenport, 2002).

18

A B D

ca

Figura1.6. Relación evolutiva de los receptores ionotrópicos de

glutamato. (A), subunidad de canal de potasio con estructura M1 PM2 en

procariotes.(B), GluR0 , una subunidad del canal de potasio que se abre

por la presencia de glutamato, en procariotes. (C), subunidad de

receptores tanto en plantas como en animales. (D), Subunidades de

proteínas que se unen a kainato, encontradas en peces, anfibios y aves.

(E), Subunidad de receptores metabotrópicos de glutamato (GiuRm). En

el caso de los receptores, se muestra una sola subunidad, pero se ha

previsto que cuatro o posiblemente cinco subunidades al parecer

forman un canal iónico funcional. PBP (proteína que se une a

aminoácido periplásmico); S1 , S2 (dominios que se unen al ligando); M

(dominio transmembranal); O (extracelular); i (citosol) (Davenport,

2002).

CAPÍTULO 1

La familia de receptores ionotrópicos de plantas y cianobacterias son estructuralmente

similares a los receptores de mamíferos (Figura 1. 7) (Chiu et al. , 2002).

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CAPÍTULO 1

D- aspartato), AMPA (a- amino- 3 hidroxi- 5- metil- 4- isoxazole ácido propiónico) y

receptores de kainato. Los receptores diferentes a NMDA (los AMPA y Kainato) presentan

un canal catiónico no selectivo permeable a sodio y potasio, mientras que los receptores

tipo NMDA son más permeables a iones calcio. Además, estos receptores están

compuestos por las subunidades NR1 (sitio de unión de la glicina) y NR2 (sitio de unión

del glutamato); la expresión de ambas subunidades es requerida para formar un canal

funcional (Rousseaux, 2008). Sin embargo, estos receptores requieren de la unión tanto

del glutamato como de la glicina para poderse activar por completo (Rousseaux, 2008).

Además, en su estructura tienen un sitio regulado por poliaminas que promueve la

activación del receptor, y los dos restantes son aquellos donde se lleva a cabo el

reconocimiento de Mg++, zn++ y penciclidina (PCP), los cuales inhiben el flujo iónico,

aunque el agonista se una al receptor. Los receptores NMDA son inactivos a potenciales

de membrana con valores de reposo, debido al bloqueo (dependiente de voltaje) de la

entrada de iones al canal por la presencia de magnesio (Rousseaux, 2008).

A diferencia de los receptores AMPA que contienen GluR2, los NMDA son permeables a

calcio y a otros iones. Por lo tanto, su activación provoca la entrada de iones Ca2+ a través

de la membrana de las células post- sinápticas en el sistema nervioso central (Figura 1.8) .

Sin embargo, las corrientes iónicas producidas por los receptores NMDA son más lentas

que las generadas por los de kainato y AMPA. El Zn2+ bloquea al canal de manera

dependiente de voltaje, mientras que las poliaminas (espermina y espermidina) no son

necesarias para la activación del receptor, pero sí causan un efecto en la eficiencia del

canal (Rousseaux, 2008).

20

CAPÍTULO 1

Unión del antagonfsta

Estado inactivo Unión del agonista

Figura 1.8. Modelo de activación de un receptor ionotrópico de glutamato

(Armstrong ,2000). El nivel de activación de un GluR es dependiente de

la conformación de su dominio de unión al ligando. Cuando un agonista

se le une, el receptor de glutamato presenta un cierre máximo del

dominio provocando que el poro se abra y permita la entrada de iones.

Mientras que la unión de un antagonista evita este evento y por tanto no

activan al receptor.

1.7.2. Función de los receptores ionotrópicos de glutamato en las plantas

Se han identificado 20 genes en Arabidopsis que presentan una secuencia muy similar a

la de receptores de glutamato de animales. Dentro de éstos, se ha demostrado que el

receptor de glutamato 1.1 (AtGLR1.1) posiblemente regula el metabolismo del carbono y

del nitrógeno y el balance de agua. Estos eventos son requeridos para el crecimiento y

desarrollo normal de las plantas (Kang et at., 2004).

Otro de los miembros de los receptores de glutamato de A. thaliana es el AtGiuR2. Kim et

al. (2001) proponen que este receptor controla la translocación de calcio durante el

21

CAPÍTULO 1

desarrollo normal de la planta o cuando ésta se encuentra bajo condiciones de estrés

iónico. Esta evidencia se logró al sobreexpresar AtG/uR2, el cual provocó síntomas de

deficiencia de calcio en las plantas transgénicas y una notable hipersensibilidad a potasio

y sodio; sin embargo, al incrementar la concentración de calcio la hipersensibilidad iónica

fue moderada (Kim et a/., 2001 ).

Por otro lado, los resultados sugieren que la activación del receptor inotrópico de

glutamato AtGLR3.3 induce la entrada de calcio, ya que mutantes de este receptor

presentaron una reducción en la entrada de calcio al citosol y en la subsecuente

despolarización de la membrana plasmática. Además, se logró observar que la respuesta

del receptor dependió del pH, ya que a un pH de 7.7, en lugar de 5.7 no se observó el

efecto sobre el flujo de calcio (Qi et al., 2006). Cabe recalcar que también se realizaron

experimentos con la glicina, obteniendo resultados similares a los de glutamato (Qi et a/. ,

2006).

En este trabajo, sólo cuatro de los aminoácidos (alanina, arginina, cisteína y serina)

causaron efectos similares al glutamato y la glicina, mientras que el resto produjeron una

pequeña despolarización. En este trabajo se demostró que alanina, cisteína, glutamato,

glicina, serina y asparagina desencadenan una entrada temporal de calcio y una

despolarización de la membrana, mediante un mecanismo que depende de AtGLR3.3 (Qi

et a/. , 2006).

Por otra parte, se demostró que estos seis aminoácidos tienen efectos distintos, de tal

manera que los autores proponen la existencia de cuatro subtipos de receptores en

hipocotilos de Arabidopsis. El tipo A es activado y desensibilizado sólo por glutamato y

contiene la subunidad GLR3.3. El tipo B es activado y desensibilizado por alanina,

cisteína, glutamato y glicina. Este receptor contiene subunidades GLR3.3 y posiblemente

una subunidad GLR3.4; mientras que el tipo C es activado y desensibilizado por los seis

aminoácidos y contiene las dos subunidades. Los autores mencionan que si no está

presente la subunidad GLR3.3 en los tres subtipos, posiblemente el canal pierda su

función (Stephens et a/. , 2008).

También, en otro trabajo se estudió si otro posible receptor de glutamato de Arabidopsis,

el AtGLR 1.1, está involucrado en la regulación del efecto del ABA. Con base en el uso de

22

CAPÍTULO 1

mutantes se demostró que efectivamente el AtGLR 1.1 regula los efectos del ABA sobre la

germinación y el crecimiento de la RP. Además, también se observó que el proceso de

cierre y apertura de los estomas es regulado por este receptor, ya que en plantas

transgénicas que crecieron bajo las mismas condiciones el proceso de apertura no fue

completado en comparación de las silvestres. Cabe mencionar que el receptor también

está involucrado en la regulación de los efectos de la escases de agua. Las plantas

transgénicas sometidas a sequía se mantuvieron verdes en comparación de las silvestres,

las cuales presentaron un proceso de marchitamiento y clorosis (Kang et al., 2004).

Por otra parte, en Arabidopsis se ha reportado que los receptores de glutamato pueden

moderar la transmisión de las señales de luz. Esta evidencia se logró al usar 13-metil-

amino-L-alanina (I3MAA), un agonista de los receptores de mamíferos que se produce en

plantas y que inhibe la unión del ligando al receptor, disminuyendo su actividad. Bajo

condiciones de luz el I3MAA induce la elongación del hipocotilo, mientras que en la

oscuridad no lo hace. Además, se observó que revierte el efecto negativo del glutamato

en el crecimiento del hipocotilo (Brenner et al. , 2000).

En un estudio realizado en arroz, Li et al. , (2006) proponen que el receptor GLR3.1 es

necesario para mantener la división celular y la sobrevivencia de células individuales en el

meristemo, ya que mutantes de este gen (plantas que producen raíces cortas), tuvieron

una disminución en el tamaño del centro quiescente y una reducción de la actividad

mitótica en el meristemo apical de la raíz (Li et al. , 2006).

También, existe la evidencia de que un tipo de receptor para este aminoácido participa en

el control de la toxicidad por aluminio en plantas de Arabidopsis. El aluminio y el

glutamato provocaron una depolimerización de los microtúbulos y una despolarización de

la membrana celular en la raíces. Sin embargo, ambas respuestas son bloqueadas por un

antagonista específico de receptores ionotrópicos de glutamato, mientras que un

antagonista de un canal aniónico que se regula por aluminio bloquea la respuesta a

aluminio, pero no a glutamato. Por esto, los autores plantean que posiblemente ambos

eventos ocurren en la célula, después de que el glutamato endógeno entre a través de un

canal aniónico (Al) y se une a su receptor para traducir la respuesta celular por aluminio

(Sivaguru et al. , 2003).

23

CAPÍTULO 1

El receptor AtGLR3.4 de Arabidopsis se expresa en las raíces, el tejido vascular, las

células del mesófilo y en las células guarda. Se observó que el contacto, el estrés

osmótico o el frío estimulan su expresión de manera independiente del ácido abscísico,

pero dependiente de calcio (Meyerhoff et a/., 2005).

Los 20 genes de receptores ionotrópicos de glutamato encontrados en Arabidopsis

thaliana , se expresan en raíces. Sin embargo, 16 de ellos también se expresan en otros

órganos como hojas, tallos y peciolos y cuatro se expresan exclusivamente en raíces.

También, se encontró que el gen AtGLR3.7, es ubicuo en todo los estados de desarrollo

de la planta y su expresión en ovocitos de rana induce la conductancia de elementos

como el bario, calcio y sodio en la membrana plasmática. Los autores sugieren que la

ubicuidad de la expresión del AtGLR3.7 en plantas demuestra su capacidad para formar

canales catión icos, independientes a ligandos o quizá actuar como una plataforma para

estructuras heteroméricas, incluyendo a la de receptores de glutamato en Arabidopsis que

responden a ligandos (Roy et a/., 2008).

1.8. El papel de la glicina en las plantas

En 1939, White propuso que la glicina era uno de los aminoácidos involucrados en la

estimulación del desarrollo de raíces de tomate. Mediante la eliminación de nueve de los

aminoácidos del extracto de levadura (histidina, fenilalanina , lisina, leucina, isoleucina,

ácido glutámico, prolina, valina y serina), se observó que su carencia no afectó el

crecimiento de las raíces cortadas e incubadas en una solución residual. Sin embargo, el

crecimiento de las raíces expuestas a un medio básico (sales estándar, sales de

complemento y azúcar), suplementado únicamente con glicina fue similar al observado en

la solución completa. De acuerdo a los resultados, ellos sugieren que la glicina está

jugando un papel como nutrimento, induciendo el crecimiento de las ra íces (White , 1939).

Por otra lado, se ha propuesto que la glicina podría activar receptores como lo hace el

glutamato. Así , más aún , la glicina también provoca el incremento del calcio en el citosol.

Sin embargo, una mezcla del glutamato y glicina produce una respuesta menor de

entrada de calcio en las células del hipocotilo de Arabidopsis thaliana , que cuando se

usaron individualmente estos aminoácidos (Dubas et al., 2003). De esta forma, estos dos

aminoácidos modulan esa respuesta sinérgicamente.

24

CAPÍTULO 1

Para confirmar que estos aminoácidos activan receptores , plantas de Arabidopsis fueron

pretratadas con inhibidores de receptores de glutamato (DNQX). Al suministrarse en

presencia del glutamato o glicina se detectó una disminución en la entrada de calcio,

causando una reducción de la longitud del hipocotilo (Dubas et al. , 2003).

Los receptores del tipo NMDA están compuestos de una subunidad NR1 y al menos una

de las subunidades NR2 (NR2A-D). Hay evidencia de que la activación de estos

receptores por el glutamato requiere del ca-agonista glicina y ha sido propuesto que su

sitio de unión es la subunidad NR1 (Miyazaki et al. , 1999). Así, la glicina podría ser el

ligando natural para estos receptores en plantas, y no el glutamato. Esto fue demostrado

mediante programas computacionales creando modelos moleculares de la unión de estos

aminoácidos a subunidades de determinados receptores (Dubas et al. , 2003).

Como se ha descrito, los aminoácidos pueden regular el crecimiento radicular, incluso a

concentraciones a las cuales se pueden detectar en los alrededores de la materia

orgánica en descomposición en el suelo. Sin embargo, se ha observado que no todos los

aminoácidos son capaces de provocar este efecto e incluso la respuesta es diferencial

entre especie y dentro de la especie (Walch-Liu et al., 2006).

Con base a estas investigaciones realizadas con respecto a la respuesta de ciertas

especies de plantas a la presencia del glutamato y de la glicina, sin duda, genera una

aportación de ideas que consolida nuevas investigaciones científicas para sust~ntar la

importancia del nitrógeno orgánico en el crecimiento de las plantas en su medio ambiente.

Es por ello que en este trabajo se realizó una investigación de la respuesta del chile

habanero en la presencia de los aminoácidos, debido a que es un cultivo de importancia

cultural y económica para el Estado de Yucatán .

1.9. Capsicum chinense como modelo de estudio

México cuenta con una gran variedad de especies cultivadas y silvestres de chile que

crecen en diferentes partes del país (Montes et al. , 2004). La especie más importante en

el Estado de Yucatán es Capsicum chinense Jacq. (chile habanero), la cual es cultivada

todo el año por la gran demanda que tiene en el mercado regional. Su fruto se

comercializa en fresco o industrializado (Trujillo-Aguirre et al., 2004). En los últimos años

la comercialización de chile habanero se ha incrementado no solamente en el país, sino

25

CAPÍTULO 1

también a nivel internacional. Debido a esto se ha planteado aumentar las áreas de

siembra para producir una cantidad suficiente.

Recientemente, se ha estudiado los medios físicos que le afectan su crecimiento,

desarrollo y producción. El tipo de suelo es uno de los factores más importante a estudiar

para mejorar y aumentar la producción de Capsicum chinense (Ramírez et al., 2005).

Dentro de la clasificación maya de los suelos de Yucatán conocidos como litosoles y

rendzinas se encuentran: el tz'ekel , el chac-lu 'um; y el pus-lu'um, respectivamente. Otro

de los grupos son los vertisoles, conocidos como ak'alché. Sin embargo, los suelos

adecuados para la siembra del chile en la región , son el k'an kab (ródico) y el ya'ax-hom

(crómico) que son luvisoles. Las plantas del género Capsicum crecen incluso en suelos

pedregosos que, son pobres en nitrógeno y tienden a ser alcalinos (Ramírez et al., 2005),

por lo que sugerimos que estas plantas deben de contar con un sistema radicular

especializado para captar los nutrientes y otros compuestos orgánicos en determinadas

partes del suelo.

En el estado de Yucatán , los suelos de tipo luvisol (Káncab) cuentan con alrededor de un

3.2 % de materia orgánica, mientras que los de tipo rendzinas (pedregosos) cerca de

7.89% (Borges et al. , 2008).

Con base a la revisión presentada, se observa que el NO presente en el suelo puede

orientar el crecimiento de las raíces, ya que existen receptores de glutamato. Puesto que

la materia orgánica en los suelos del estado de Yucatán es elevada, sería interesante

estudiar más a profundidad los cambios morfológicos que pudiera tener el sistema

radicular de chile habanero en presencia de los aminoácidos.

JUSTIFICACIÓN

El chile habanero es uno de los cultivos de importancia económica para la península de

Yucatán . Desafortunadamente, el número de estudios realizados para mejorar el

rendimiento de esta importante hortaliza es poco; en algunos lugares el rend imiento de

chi le habanero se ve afectado por las condiciones del suelo. Sin embargo, esta limitante

se ha logrado solucionar con la aplicación de abonos orgánicos (gall inaza, cerdaza), no al

100%, pero se ha demostrado que es posible alcanzar rendimientos similares a los

26

CAPÍTULO 1

obtenidos en suelos con sistemas de riego (Ramírez-Jaramillo et al, 2005). Una de las

nuevas alternativas, es estudiar más a profundidad la interacción de las raíces de chile

habanero con los nutrimentos, en este caso, el estudiar su crecimiento en presencia de

los aminoácidos es una de las opciones, debido a que éstos forman parte de los abonos

orgánicos. Chile habanero es una de entre muchas especies de Capsicum de cuyo

crecimiento en presencia de nitrógeno orgánico no ha sido estudiado. Así que cada vez

más, se cae en la necesidad del uso de abonos orgánicos para mejorar la productividad

de los cultivos de interés económico y evitar la contaminación más del suelo por el uso de

fertilizantes inorgánicos. Si se lograra conocer los cambios morfológicos producidos por

los aminoácidos y descifrar el mecanismo por el cual el chile habanero responde a la

presencia de los mismos, se tendría mayor conocimiento científico para el mejoramiento

en un futuro de la productividad de chile habanero, y a la vez evitar la contaminación del

subsuelo por el uso en exceso de fertilizantes inorgánicos.

OBJETIVO GENERAL

Caracterizar la respuesta del sistema radicular de Capsicum chinense a la presencia

exógena de glutamato y glicina.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1. Evaluar el efecto de los aminoácidos glutamato y glicina sobre el crecimiento del

sistema radicular de Capsicum chinense.

2. Determinar el efecto de las condiciones de pH y de luz sobre la respuesta radicular a

los aminoácidos.

3. Determinar los cambios morfológicos y anatómicos del ápice de la raíz en respuesta a

la presencia de los aminoácidos.

4. Establecer una metodología para el estudio de la división celular en el ápice radicular y

evaluar el efecto de los aminoácidos sobre este proceso.

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CAPÍTULO 1

ESTRATEGIA EXPERIMENTAL

Para alcanzar los objetivos planteados se propuso la estrategia experimental descrita en

el esquema de la Figura 1.9.

A manera de resumen, como material biológico se propuso utilizar a la variedad de chile

habanero naranja, cuya semilla proviene de la empresa Seminis. Las plántulas serán

obtenidas in vitro, después de la germinación de dichas semillas en condiciones asépticas

y el crecimiento de las plántulas en un medio adecuado. Para los ensayos se utilizarán

plántulas cuya raíz primaria mida aproximadamente 2.5 ± 0.2 cm.

En un experimento inicial, las plántulas se expondrán a dosis creciente de L-glutamato de

potasio y L-glicina {desde 0.250 mM hasta 5 mM), ajustando en todas el KCI a 1 mM y el

testigo será 1 mM de KCI , sin la adición de cualquier aminoácido. Se evaluará diariamente

el crecimiento de la RP, hasta que el ápice radicular alcance el borde inferior de las cajas

de Petri. El experimento será conducido inicialmente con plántulas creciendo en un

fotoperíodo de 16 h luz/8 h oscuridad , a un pH de 5.7, ya que estas condiciones han sido

las utilizadas anteriormente con Arabidopsis para evaluar el efecto de los aminoácidos.

Sin embargo, los ensayos también se desarrollarán en condiciones de oscuridad , debido a