Revista_2009_3
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BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 1
Año 2009 Volúmen 13 Número 3 ISSN 0188-4786
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 2
MESA DIRECTIVA
Dra. María Luisa Villarreal Ortega Presidenta
Dr. Alfredo Martínez Jiménez VicePresidente
Dra. Maricarmen Quirasco Baruch Secretaria
Dra. María Soledad Córdova Aguilar Tesorera
Dra. Ana Carmela Ramos Valdivia Subsecretaria
Dr. Francisco Javier Cervantes Carrillo Vocal
I.A. Alaide Jiménez Serna Vocal Estudiante
COORDINADOR EDITORIAL
Lic. Claudia Elydeé Cardeña Medina
FORMACION EDITORIAL
Lic. Claudia Elydeé Cardeña Medina
COMITÉ EDITORIAL
Dr. Sergio Sánchez Esquivel Editor en Jefe Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM Dr. Luis Bernardo Flores Cotera CINVESTAV
Dr. Fernando Luis García Carreño CIBNOR
Dr. Mariano Gutiérrez Rojas UAMI
Dra. Romina Rodríguez Sanoja Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM
Dra. Sara Solís Pereira Instituto Tecnológico de Mérida
Dra. Elizabeth Langley McCarron Instituto Nacional de Cancerología DISEÑO GRAFICO E IMAGEN
Lic. Nayeli Quinto (SODIO NET) ADSCRIPCIONES Y PUBLICIDAD
Lic. Claudia Elydeé Cardeña Medina Tel./Fax: (55) 5849 5859 Email: [email protected]
ISSN 0188-4786, revista cuatrimestral publicada por la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería, A.C. incluida en PERIÓDICA, índice de Revista Latinoamericanas en Ciencias (CICH-UNAM). Certificado de Licitud de Título en trámite y Certificado de Licitud de Contenido en trámite. Reserva de derechos de Título04-1999-082516265000-101. Los Conceptos que en ella aparecen son responsabilidad exclusiva de los autores. Se prohíbe la reproducción total o parcial de su contenido sin previa autorización por escrito del Comité editorial. Toda correspondencia deberá enviarse a Km. 23.5 Carretera Federal México-Cuernavaca, Av. Cipreses s/n, Col. San Andrés Totoltepec, C.P. 14400, Del. Tlalpan, México, D.F. Tiraje 500 ejemplares.
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Editorial 4
Instrucciones para autores 6
ARTÍCULOS
Lignocelulosa Como Fuente de Azúcares Para la Producción de Etanol 11 Producción Microbiológica de Butanol 26 Biodiesel a Partir de Microalgas 38 Bioelectricidad 62 Etanol Carburante 79 Reseña XIII Congreso Nacional y VII SIPAL 103 Reseña Cientifica XIII Congreso Nacional y VII SIPAL 106 Informe Financiero del XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y del VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras 110 Reseña del Premio Alfredo Sanchez Marroquin 2009 116
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“La Biotecnología en la Sustentabilidad”
Las ciencias químico-biológicas son fundamentales para sustentar el
desarrollo de cualquier país; son disciplinas cuya expansión y acumulación de
conocimiento básico y aplicado es estratégico, con una enorme complejidad y con
el concurso de otras disciplinas que ha marcado un parte aguas en las sociedades
modernas desde la segunda mitad del siglo pasado. En el presente siglo son
áreas de conocimiento indispensables por sus implicaciones en el bienestar
individual y social, en la generación de bienes y servicios, en la sustentabilidad, en
preservar los ecosistemas y todo tipo de especies biológicas, en la prolongación
de la vida con calidad, y en la autosuficiencia. La adquisición, manejo y
transferencia de conocimiento de frontera en estas disciplinas es, en resumen, un
insumo indispensable para la soberanía de las naciones. La biotecnología en su
forma más amplia, con componentes de ciencia básica y aplicada, y por definición
multidisciplinaria y multisectorial, es la expresión más incluyente de las disciplinas
químico-biológicas.
Las acciones humanas que se han desarrollado y sofisticado durante
milenios para preservar y garantizar la sobrevivencia de los individuos y de las
sociedades han tenido grandes impactos en los diferentes ecosistemas: el uso
indiscriminado de los recursos naturales y el manejo inadecuado de desechos,
necesarios para la producción de alimentos y de energía para concentraciones
humanas cada vez más numerosas, ha impuesto grandes presiones sobre el
ambiente, pero el hombre se ha vuelto irreversiblemente dependiente de estas
prácticas.
La visión en épocas recientes ha cambiado, generando una importante
preocupación por el daño del ambiente, por el agotamiento de los recursos
naturales, y están surgiendo estrategias que en el futuro cercano y a mediano
plazo nos permitirán seguirnos desarrollando de manera sustentable. Una parte
muy importante de las semillas de sustentabilidad se están gestando en el ámbito
de la biotecnología, ya que atañe en gran medida a las ciencias químico-biológicas
el estudio de estos problemas y el planteamiento de soluciones. La biotecnología
EDITORIAL
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
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es y deberá ser un actor fundamental en la generación de recursos eficientemente
renovables y con menos impacto en el ambiente.
En este contexto, la vinculación de recursos biológicos con la producción de
energía es un área de gran oportunidad que está siendo explorada por muchos
grupos de biotecnólogos en el mundo y en nuestro país. En el presente número de
la revista BioTecnología, se incluyen cinco artículos que dan cuenta de estas
áreas de oportunidad: la producción de biodiesel a partir de microalgas, el uso de
lignocelulosa para la producción de azúcares con el propósito de producir etanol,
la producción microbiana de butanol, etanol carburante y la generación de
bioelectricidad. Esto representa un abanico de importantes alternativas que tienen
como denominador común vincular a los recursos biológicos con la producción de
energía, buscando alternativas sustentables que en el futuro nos den mayor
certidumbre en el desarrollo humano, sobretodo en las grandes colectividades.
Dr. Mariano García-Garibay Departamento de Biotecnología, Unidad Iztapalapa
y División de Ciencias Biológicas y de la Salud, Unidad Lerma.
Universidad Autónoma Metropolitana.
EDITORIAL
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Guía de Autores
La revista puede recibir trabajos de investigación original así como de revisión en los campos de la biotecnología y bioingeniería. Todos los manuscritos serán sujetos a revisión por al menos dos miembros del Comité Editorial y deberán contar con una recomendación de aceptación para ser publicados.
Los idiomas de la revista son el Español y el Inglés.
Los trabajos se escribirán en hoja tamaño carta (21.6 cm x 27.6 cm). Los márgenes aplicados a todo el manuscrito serán de 2.5 cm para los extremos superior e inferior, así como 3 cm de cada lado. Las páginas deberán estar numeradas en la parte inferior y central de cada hoja.
Se recomienda que los trabajos completos tengan un máximo de 25 páginas, escritas con un interlineado de 1.5 renglones, incluyendo las tablas y figuras. Las publicaciones de trabajos originales y revisiones en la revista Biotecnología están exentas de costo para los autores.
Cuando corresponda, se recomienda el uso de abreviaturas para referirse a unidades de tiempo (h, min, s), de volumen (l, ml, µl), de peso (kg, g, mg, µg), DNA, RNA y otras comúnmente aceptadas en la literatura científica.
Los trabajos de investigación original pueden tocar cualquiera de los diversos campos que cultivan la biotecnología y la bioingeniería, desde sus aspectos fundamentales hasta las aplicaciones de los mismos, incluyendo: microbiología, bioquímica y biología molecular, procesos y proyectos, así como biotecnología marina y biotecnología aplicada a la salud, alimentos, agricultura, veterinaria, enzimas y ambiente. Los trabajos de investigación original serán divididos en las siguientes secciones: Introducción, Materiales y métodos, Resultados, Discusión, Referencias y Agradecimientos. Las secciones de Resultados y Discusión pueden presentarse combinadas. Los trabajos de revisión incluirán el tema y subtemas que a juicio de los autores sean necesarios para la mejor presentación de la información. Estos trabajos pueden cubrir los siguientes contenidos:
1. ¿Qué es y para qué sirve la Biotecnología?. Es decir: descripciones que ilustren y divulguen los distintos campos de la biotecnología, sus alcances y limitaciones, su historia y sus perspectivas.
2. Las fronteras de la biotecnología: revisiones de nuevos campos o nuevas aplicaciones de la
biotecnología. Por ejemplo: las perspectivas del uso de los genomas para el desarrollo de nuevas drogas o para el tratamiento de enfermedades metabólicas. Las perspectivas de la genómica (estudio sistemático de los genes y sus aplicaciones), la proteómica (predicción de la expresión de los genes en proteínas funcionales) y la fenómica (predicción de fenotipos o conductas de los organismos, en base a sus genes y a sus proteínas). El uso de la ingeniería genética para hacer
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ingeniería metabólica. Los nuevos tipos de reactores biológicos y los fenómenos de transporte implicados. Los nuevos esquemas de reacción, separación y control en procesos biotecnológicos.
3. Aplicaciones de la Biotecnología para resolver problemas o atender necesidades de la sociedad,
con especial atención a sus aplicaciones ya vigentes en México. Esta sección será dedicada a una empresa o institución (pública o privada) que desee difundir los logros obtenidos en algún campo de la biotecnología. Por ejemplo: empresas productoras de antibióticos o productos biológicos, empresas de ingeniería ambiental que usen procesos biotecnológicos, empresas agropecuarias, forestales o de acuacultura que usen tecnologías biológicas avanzadas, o empresas de transformación de alimentos que utilicen enzimas, cultivos de microorganismos, etc. Esta lista es indicativa pero no exhaustiva.
4. Problemas de bioseguridad, bioética y biodiversidad relacionados con las aplicaciones de la
biotecnología a la sociedad. Por ejemplo: análisis y comentarios sobre los debates acerca del uso de semillas transgénicas, los problemas de conservación y explotación de la biodiversidad mediante la biotecnología, los riesgos del uso de organismos transgénicos en diversos campos de la industria, los problemas de bioseguridad del uso de antibióticos y otros productos biotecnológicos.
5. La educación, la cultura y la difusión tecnológica en relación con la biotecnología. Por ejemplo:
comentarios de planes y programas, de estilos y necesidades de la enseñanza, del enfoque interdisciplinario, en carreras o planes de estudio directamente ligados con la biotecnología. También necesidades y modalidades sobre programas de extensión educativa para la industria, para el público consumidor o para grupos selectos de personas interesadas en la biotecnología (políticos, funcionarios de empresas, líderes de opinión). El uso de la informática en la difusión de la biotecnología, y en general, el análisis de necesidades, métodos y alternativas para difundir los conocimientos de la biotecnología.
6. Oportunidades y propuestas para mejorar la cooperación y el desarrollo biotecnológicos. Por
ejemplo: Análisis de las oportunidades vigentes de intercambio académico o comercial en biotecnología. Propuestas de nuevas formas de cooperación entre los sectores de investigación y la industria biotecnológica. Análisis y propuestas del uso óptimo de recursos humanos, financieros o materiales para mejorar la cooperación o el desarrollo de la biotecnología. En esta sección se dará espacio a los análisis, críticas o propuestas de los aspectos legales y fiscales que afecten e incluso puedan mejorar el desarrollo de la biotecnología en México. Tales como: la propiedad industrial, el régimen fiscal de las empresas, el costo del desarrollo biotecnológico y los subsidios o estímulos económicos para el desarrollo de la biotecnología.
Tanto los trabajos de investigación original como las revisiones deberán apegarse al siguiente
formato: 1. El título del manuscrito será puesto en negritas con letra Arial o equivalente tamaño 14. El
título deberá estar centrado.
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2. El nombre de los autores ocupará los siguientes renglones escribiendo el nombre y primer apellido de cada participante. Se usará letra Arial o equivalente tamaño 12. Los nombres de los participantes deberán estar centrados, señalando con un asterisco el autor responsable de la publicación. En el siguiente renglón con letra itálica Arial del mismo tamaño, se incluirá la dirección postal de la institución de adscripción de los autores, así como el e-mail del autor corresponsal.
3. Se deberá añadir un Resumen de no más de 250 palabras en Español y un Abstract en Inglés de
tamaño similar. 4. Se incluirán entre 3 a 6 Palabras clave: que permitan clasificar el artículo en una base de datos. Estas palabras deberán de incluirse en Español y en Inglés (Key words:). 5. Si el texto inicia con el nombre de algún subtema, éste de pondrá como primera línea en cursivas
con letra Arial o equivalente tamaño 10. Después en el siguiente renglón se iniciará el texto descriptivo usando letra Arial o equivalente tamaño 10. El texto deberá ser escrito con un interlineado de 1.5 renglones. Se deberá dejar un espacio de un renglón al inicio de una sección o subtema nuevo. Los géneros y especies deberán escribirse en letras itálicas.
6. Las figuras deberán numerarse con arábigos, correlativamente en orden de aparición en el texto.
No se integrarán al texto, sino al final del manuscrito. No obstante, para facilitar el trabajo de edición, se recomienda indicar la ubicación de las mismas en el momento en que son mencionadas por primera vez en el texto. Las figuras deben incluir un breve título explicativo en la parte inferior de la misma. Si es necesario incluir fotos, éstas se deberán designar como figuras. La impresión de las figuras e imágenes se hará en blanco y negro, por lo que se recomienda que muestren un buen contraste, en especial las figuras con varias líneas. Según el orden de aparición en el texto, las tablas también se numerarán con arábigos ubicados en la parte superior de las mismas e incluirán un breve título explicativo. Las notas en las tablas deberán ser indicadas con letras minúsculas en superíndice. La ubicación de las tablas será señalada en el texto pero se anexarán en hojas separadas después de las Referencias.
7. La información dada como referencias bibliográficas deberá permitir a los lectores llegar con
facilidad a tal fuente de información original, si ello fuera necesario. En el texto del trabajo, las referencias se citan por autor y año entre paréntesis redondos. Por ejemplo: “Martínez & García (1999) han demostrado que...”, o bien, “Datos recientes (Martínez & García, 1999) han demostrado que...”. Si la cita posee varios autores se escribira como sigue: “Gutiérrez et al. (2003), han demostrado….” O bien: “Datos recientes (Gutiérrez et al., 2003) han mostrado…” Si la cita es es una página de Internet, ésta deberá ponerse completa entre paréntesis directamente en el texto donde se mencione. La lista de Referencias se deberá escribir con el mismo tipo de letra del texto principal (Arial tamaño 10) de acuerdo al siguiente formato:
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Para revistas:
García-Carreño F, Cota K & Navarrete del Toro MA (2008) Phenoloxidase activity of hemocyanin in whiteleg shrimp, Penaeus vannamei: conversion, characterization of catalytic properties, and role in postmortem melanosis. J. Agric. Food Chem. 56: 6454-6459.
Para libros y capítulos de libros:
(Libro)
Ullrich M (2009) Bacterial Polysaccharides: Current Innovations and Future Trends. Horizon Scientific Press, Norwich.
(Capítulo de libro)
Sánchez S & Demain AL (2009) Metabolic regulation and overproduction of primary metabolites. In: Encyclopedia of Industrial Biotechnology. Bioprocess, Bioseparation, and Cell Technology (EIB). Flickinger MC (ed). John Wiley & Sons, Inc. Hoboken, NJ. pp. 396-458.
Para patentes:
Fenical WH, Jensen PR & Kwon HC (2009) Polyol macrolide antitumor-antibiotics from the marine actinomycete strain CNQ140. US patent 7,521,414.
Para congresos y reuniones: Se aceptarán un máximo de dos citas de este tipo.
Reyes N, Domínguez RM, Islas I & Solis S (2007) Inducción diferencial por pH y temperatura del Complejo pectinolítico producido por células inmovilizadas de Aspergillus HL. XII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería. Morelia Mich. México. OIII-12.
Para citas provenientes de internet: Se aceptará un máximo de dos citas de este tipo. Van Deuren J, Wang Z & Ledbetter J (1997) Remediation Technologies Screening Matrix and
Reference Guide. 3ª Ed. Technology Innovation Office, EPA. Disponible en: http://www.epa.gov/tio/ remed.htm.
Revistas electrónicas: Sun J, Lu X, Rinas U, & Zeng AP (2007) Metabolic peculiarities of Aspergillus niger disclosed by
comparative metabolic genomics. Genome Biol. 8: R182.
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Para tesis de pre y posgrado: Cárdenas C (2009) Evaluación del uso biotecnológico de la semilla de Ditaxis heterantha para la
Producción de safranal. Tesis de Maestra en Ciencias Bioquímicas. Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. pp. 1-78.
Cada autor es responsable de la precisión de las citas que emplea. Las citas de internet, congresos y reuniones, deberán evitarse al máximo.
Una vez que ha sido revisado y aceptado su trabajo, los autores deberán enviar una carta de cesión de los Derechos de Autor, de manera que la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería pueda hacer uso del artículo aceptado, o parte de él, con fines de divulgación y difusión de la actividad científica y tecnológica. En ningún caso, dichos derechos afectan la propiedad intelectual que es propia de los autores, para usar la totalidad o parte de ese artículo con fines no lucrativos.
Los trabajos solamente se reciben vía correo electrónico en la dirección [email protected] Al momento de recibirlo, se enviará un acuse de recibo al autor corresponsal, por lo que se pide incluir una dirección de correo electrónico para este fin, así como para mantener comunicación con el editor sobre la evolución de la revisión y sobre la aceptación del mismo.
Una vez aceptados, los trabajos son editados y enviados a los autores para su corrección. En esta condición no se permitirán cambios sustanciales en el contenido de los mismos sin la aprobación del editor en jefe. Una vez aprobada la prueba, el trabajo se publicará en línea y podrá ser consultado en la página de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería AC http://www.smbb.com.mx/ La publicación en línea precederá a la publicación impresa.
Lignocelulosa Como Fuente de Azúcares Para la Producción de Etanol.
Laura Cuervo1, Jorge Luis Folch1, Rosa Estela Quiroz1,2*
1Centro de Investigación en Biotecnología, UAEM. 2Instituto de Biotecnología,
UNAM. Av. Universidad 2001 Col. Chamilpa, Cuernavaca, Mor. 62209, México. [email protected]
RESUMEN La lignocelulosa es el principal componente de la pared celular de las plantas, esta biomasa
producida por la fotosíntesis es la fuente de carbono renovable más prometedora para solucionar
los problemas actuales de energía. El principal impedimento tecnológico para la utilización de la
biomasa vegetal es, en general, la ausencia de una tecnología de bajo costo dirigida a la
recalcitrancia de la lignocelulosa. Se han desarrollado diversos métodos que mejoran la hidrólisis
de la lignocelulosa, como los pretratamientos fisicoquímicos y biológicos. La finalidad del
pretratamiento es remover la lignina, hidrolizar la hemicelulosa a azúcares fermentables, y reducir
la cristalinidad de la celulosa para liberar la glucosa. El propósito de esta revisión es mostrar un
panorama de los métodos que se han desarrollado para hidrolizar la lignocelulosa.
Palabras clave: celulosa, hidrólisis, pretratamientos químicos y biológicos.
ABSTRACT Lignocellulose, the main component of plant cell wall produced by photosynthesis is the most
promising renewable carbon source to overcome the energy crisis. The central technological
impediment to a more widespread utilization of this resource is the general absence of low-cost
technology for overcoming the recalcitrance of ligcellulosic biomass. Several methods have been
developed to improve lignocellulosic material hydrolysis, such as physicochemical and biological
pretreatments. The goal of both pretreatments is to remove lignin and hemicellulose, as well as
reducing cellulose crystallinity in order to release glucose units that can be used as a carbon source
for fermentation processes to obtain biofuels. The aim of this revision is to show a general view of
the methods developed to hydrolyze cellulosic material.
Key words: cellulose, hydrolysis, chemical and biological pretreatments.
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INTRODUCCIÓN La bioenergía es una de las fuentes de
energía renovables que puede reemplazar en
parte el uso de los combustibles fósiles.
Contribuye a la diversificación de la energía
de los países y a la apropiación de
tecnologías de energías emergentes,
reduciendo las emisiones de gas
invernadero, la generación de empleo en el
área rural y la sustitución de la importación
de combustibles (Islas et al., 2006). La
agencia internacional de energía (IEA, por
sus siglas en inglés) sugiere que a partir de
la biomasa se puede obtener cerca de un
tercio de la energía necesaria en África, Asia
y Latinoamérica (Somerville, 2007). El
material lignocelulósico es atractivo por su
bajo costo y alta disponibilidad en diversos
climas y localidades, sin embargo, el principal
impedimento para su utilización es la falta de
una tecnología de bajo costo para degradar
la fracción recalcitrante de la biomasa.
Aunque existen métodos físicoquímicos que
permiten utilizar la biomasa en la producción
de biocombustibles, una alternativa
prometedora son los métodos biológicos que
utilizan organismos celulolíticos para obtener
azúcares fermentables (Lynd et al., 2002).
Los sustratos más utilizados para producir
biocombustibles son la caña de azúcar y el
maíz, siendo Brasil el mayor productor de
bioetanol a partir de caña de azúcar y
Estados Unidos que emplea el maíz; las
fuentes celulósicas potencialmente utilizables
son los desechos de la industria maderera,
residuos de cosechas (bagazos), hierbas,
aserrín y desechos sólidos de animales (Gray
et al., 2006).
COMPOSICIÓN DEL MATERIAL LIGNOCELULÓSICO
La lignocelulosa (celulosa, hemicelulosa y
lignina) es el principal y más abundante
componente de la biomasa producida por la
fotosíntesis, anualmente se forman 200,000
millones de toneladas en el mundo
(Ragauskas et al., 2006). La pared celular de
las plantas está formada por lignocelulosa, la
composición y porcentajes de los polímeros
varían entre las especies de plantas, incluso La lignocelulosa (celulosa, hemicelulosa y
lignina) es el principal y más abundante
componente de la biomasa producida por la
fotosíntesis, anualmente se forman 200,000
millones de toneladas en el mundo
(Ragauskas et al., 2006). La pared celular de
las plantas está formada por lignocelulosa, la
composición y porcentajes de los polímeros
varían entre las especies de plantas, incluso
entre la edad y la etapa de crecimiento
(Jeffries, 1994). La celulosa es un polímero
de D-glucosa unida por enlaces glucosídicos
-1,4 que se estructuran en largas cadenas
lineales (microfibrillas) unidas por puentes de
hidrógeno y fuerzas de van der Waals
intramoleculares, formando una estructura
cristalina resistente a la hidrólisis y regiones
amorfas susceptibles a la degradación
enzimática (Ovando & Waliszewski, 2005;
Béguin & Aubert, 1994). La celulosa es
sintetizada, en menores proporciones, por
bacterias del género Acetobacter y los
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tunicados (Czaja et al., 2007; Sasakura et al.,
2005). La hemicelulosa es un polímero
complejo de heteropolisacáridos formado por
pentosas (D-xilosa y L-arabinosa) y hexosas
(D-glucosa, D-manosa y D-galactosa) que
forman cadenas ramificadas y los ácidos 4-
O-metilglucurónico, D-galacturónico y D-
glucurónico, los azúcares están unidos por
enlaces -1,4 y ocasionalmente por enlaces
-1,3 (Pérez, et al., 2002). La lignina es un
heteropolímero amorfo, tridimensional y
ramificado formado por alcoholes aromáticos
que da soporte estructural, rigidez,
impermeabilidad y protección a los
polisacáridos estructurales (celulosa y
hemicelulosa) y es altamente resistente a la
degradación química y biológica (Aro et al.,
2005) (Fig.1). Existen dos tipos de sistemas
enzimáticos extracelulares: los que producen
hidrolasas que degradan la celulosa
(celulasas) y la hemicelulosa (hemicelulasas)
y los que despolimerizan la lignina por
reacciones de oxidación (peroxidasas y
lacasas) (Pérez et al., 2002). En los residuos
lignocelulósicos existe una variación en el
contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina
como se muestra en la Tabla 1.
Fig.1. Estructura de la lignocelulosa. La celulosa, la hemicelulosa y la lignina forman estructuras llamadas microfibrillas, organizadas en macrofibras que regulan la estabilidad de la pared celular de las plantas (Tomada de Rubin, 2008).
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Tabla 1. Contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina de residuos agrícolas y desechosa
Material lignocelulósico Celulosa (%) Hemicelulosa (%) Lignina (%)
Madera dura 40-55 24-40 18-25 Madera suave 45-50 25-35 25-35 Cáscara de nuez 25-30 25-30 30-40 Olote de maíz 45 35 15 Desechos de pastos 25-40 35-40 18-30 Papel 85-99 0 0-15 Paja de trigo 30 50 15 Hojas 15-20 80-85 0 Algodón 80-95 0 0 Papel periódico 40-55 25-40 18-30 Desecho de papel de pulpeos químicos 60-70 10-20 5-10 Desechos sólidos de aguas residuales 8-15 NDb 24-29 Desechos animales (cerdos) 6 28 NDb Desechos sólidos de ganado 1.6-4.7 1.4-3.3 2.7-5.7 Hierba Bermuda 25 35.7 64 Pastos de crecimiento rápido 45 31.4 12
aSung & Chen, 2002, bND-No disponible
DEGRADACIÓN DE LA CELULOSA Organismos degradadores de la celulosa
Los hongos basidiomicetos y las bacterias
aerobias degradan el material celulósico a
través de la producción de celulasas extracelulares (Lynd et al., 2002). Entre este
grupo se encuentran las bacterias del género
Cellulomonas (Elberson et al., 2000) y
Streptomyces (Alani et al., 2008), así como
los hongos basidiomicetos responsables de
la pudrición de la madera (Baldrian &
Valaskova, 2008), que son los organismos
más estudiados en esta área porque
producen celulasas y actualmente dominan
las aplicaciones industriales. Entre estos
últimos se encuentran Sclerotium rolfsii,
Phanerochaete chrysosporium, Volvariella
volvacea, Schizophyllum commune,
Pycnoporus sanguineus, Bjerkandera adusta,
y algunos ascomicetos como Trichoderma
reesei, y especies de Aspergillus, y
Penicillium (Sternberg, 1976; Duff & Murray,
1996; Ding et al., 2006; Quiroz-Castañeda et
al., 2009). Los hongos y bacterias anaerobias
degradan la celulosa a través de
celulosomas, habitan en aguas residuales y
en el rumen y el tracto intestinal de los
animales herbívoros e insectos como
escarabajos y termitas (Cazemier et al.,
2003; Warnecke et al., 2003). Bacterias
pertenecientes a este grupo son Clostridium
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y Ruminococcus y los hongos Anaeromyces
mucronatus, Caecomyces communis,
Cyllamyces aberencis, Neocallimastix
frontalis, Orpinomyces sp. y Piromyces sp.
(Doi, 2008; Teunissen & Op den Camp,
1993).
Los microorganismos aerobios producen
celulasas con diferentes especificidades y
modos de acción, actuando en sinergismo
para hidrolizar la celulosa (Henrissat, 1991).
Hay tres tipos de celulasas (Fig.2): las
endoglucanasas (EGs) (EC 3.2.1.4), que
cortan azarosamente en regiones amorfas de
la celulosa generando oligosacáridos, esto
causa la disminución en el largo de las
cadenas y un incremento de los azúcares
reductores; las exoglucanasas o celobiohidrolasas (CBHs) (EC 3.2.1.74),
que actúan sobre los extremos reductor y no
reductor de las cadenas de celulosa
liberando glucosa o celobiosa y las -
glucosidasas (EC 3.2.1.21) que hidrolizan la
celobiosa y las celodextrinas para liberar dos
moléculas de glucosa (Lynd et al., 2002).
Fig. 2. Representación esquemática de la hidrólisis de la celulosa amorfa y cristalina en el sistema de celulasas complejo (A) y no complejo (B) (Modificado de Lynd et al., 2002).
Degradación del material lignocelulósico:
Pretratamientos. Existen tres pasos principales en el
proceso de conversión de la lignocelulosa:
1) Pretratamiento: mejora el acceso de las
enzimas a la celulosa.
2) Sacarificación enzimática: uso de
celulasas y ocasionalmente hemicelulasas.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 15
3) Fermentación: de los azúcares liberados.
La finalidad del pretratamiento es remover
la lignina y la hemicelulosa, reducir la
cristalinidad de la celulosa e incrementar la
porosidad del material, mejorando la
liberación de azúcares y evitando la
degradación o pérdida de carbohidratos así
como la formación de compuestos inhibitorios
para la posterior fermentación. Existen
diversos procesos para el pretratamiento de
materiales lignocelulósicos (Sun & Cheng,
2002).
MÉTODOS FÍSICOS Fragmentación mecánica y pirólisis El material lignocelulósico es
fragmentado, triturado y molido (hasta 0.2–2
mm) para aumentar el área de contacto,
facilitando el acceso de las celulasas a las
fibras de celulosa y aumentando su
conversión (Millet et al., 1976). En la pirólisis
la lignocelulosa se descompone en diferentes
productos gaseosos y carbón residual
cuando es tratada con temperaturas altas de
hasta 300ºC (Kilzer & Broido, 1965). Aunque
es un método eficiente para tratar el material
lignocelulósico tiene un costo elevado en
comparación con otros métodos.
MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS Explosión por vapor
Es uno de los pretratamientos más efectivos
para las maderas duras y desechos
agrícolas, pero menos eficiente para
maderas suaves (Clark & Mackie, 1987). La
biomasa es tratada con vapor saturado a una
temperatura de 160–260°C (0.69–4.83 MPa)
durante cierto tiempo causando reacciones
de autohidrólisis, donde la hemicelulosa y
lignina son convertidos en oligómeros
solubles. La adición de H2SO4 mejora la
posterior hidrólisis enzimática y disminuye la
producción de compuestos inhibitorios. Los
factores que afectan el proceso son el tiempo
del tratamiento, la temperatura, el tamaño de
partícula y el contenido de humedad (Duff &
Murray, 1996). Las ventajas de este método
son un requerimiento bajo de energía
comparado con los métodos físicos
convencionales que requieren 70% más
energía para alcanzar el mismo tamaño de
reducción de las partículas (Holtzapple et al.,
1989). Las limitantes del proceso son la
destrucción parcial del xilano y la separación
incompleta de la lignina y los carbohidratos,
así como la generación de compuestos
inhibitorios para los microorganismos
utilizados en procesos de fermentación
(Mackie et al., 1985).
Explosión de fibra de amoníaco (AFEX)
Este pretratamiento mejora
significativamente la tasa de sacarificación de
diversos sustratos lignocelulósicos (Mes-
Hartree et al., 1988; Vlasenko et al., 1997;
Reshamwala et al., 1995) los cuales son
tratados con amoniaco a alta temperatura y
presión. Es eficiente para sustratos con poca
lignina, logrando hasta el 90% de la hidrólisis
de la celulosa y hemicelulosa (Holtzapple et
al., 1991) y no se producen inhibidores ni se
requiere que el material lignocelulósico sea
triturado. Para reducir los costos y proteger el
ambiente, el amoniaco se recicla después del
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 16
reducir los costos y proteger el ambiente, el
amoníaco se recicla después del
pretratamiento (Dale et al., 1984). El efecto
de los métodos físicoquímicos varía de
acuerdo al material lignocelulósico, como se
observa en la Tabla 2.
MÉTODOS QUÍMICOS Ozonólisis
El ozono degrada la lignina y la
hemicelulosa de sustratos como la paja de
trigo y de algodón, el bagazo de caña y el
aserrín de pino y álamo (Ben-Ghedalia &
Tabla 2. Solubilización de los componentes lignocelulósicos después de pretratamientos fisicoquímicosa
Proceso Celulosa Hemicelulosa Lignina
Explosión de vapor Despolimerización 80-100% de Poca o nula Hidrólisis ácida Despolimerización Solubilización a Poca o nula
Solventes orgánicos Solubilización Solubilización Termólisis Poca 80-100% de
AFEX Descristalización 0-60% de Solubilización Hidrólisis alcalina Relajamiento >50% de Solubilización
aLynd et al., 2002
Miron, 1981). Las reacciones ocurren a
presión y temperatura ambiente, se remueve
la lignina hasta en un 8% y el rendimiento
aumenta en un 57%, no produce residuos
tóxicos pero se requiere una gran cantidad
de ozono lo que eleva los costos (Vidal &
Molinier, 1988).
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 17
Hidrólisis ácida
Los ácidos como el H2SO4 y HCl
concentrados son poderosos agentes que
hidrolizan la celulosa, pero son tóxicos,
corrosivos y peligrosos por lo que requieren
reactores que resistan su corrosión. Se
emplean altas temperaturas y ácidos diluidos
que hidrolizan la hemicelulosa en azúcares
solubles en agua, en los residuos queda la
celulosa y la lignina, esta última se extrae
con solventes orgánicos. El pretratamiento
con ácidos mejora la hidrólisis de la celulosa,
pero su costo es alto en comparación con
otros pretratamientos y requiere una
neutralización del pH para evitar la inhibición
de la fermentación (Eggeman & Elander,
2005).
Hidrólisis alcalina
Es la adición de bases diluidas a la
biomasa y su eficiencia depende del
contenido de lignina de los materiales. El
hidróxido de sodio diluido produce un
hinchamiento, permitiendo un incremento en
el área de superficie interna reduciendo el
grado de polimerización y cristalinidad de la
celulosa, causando la separación de las
uniones estructurales entre la lignina y los
carbohidratos (Fan et al., 1987). En las
maderas duras hay un incremento en la
digestibilidad y un descenso del contenido de
lignina, en maderas suaves con lignina hasta
en un 26% no se han obtenidos resultados
eficientes; en general la utilización de bases
permite la disolución de la lignina, pero sus
costos son altos, haciendo estos métodos no
competitivos a gran escala (Sun & Cheng,
2002).
Deslignificación oxidativa
El pretratamiento con peróxido de
hidrógeno (agente oxidante) aumenta la
susceptibilidad a la hidrólisis enzimática al
eliminar cerca del 50% de la lignina y la
mayoría de la hemicelulosa, las cuales son
solubilizadas liberando la glucosa durante la
sacarificación (Azzam, 1989).
Proceso organosolvente
Se utilizan solventes orgánicos como
metanol, etanol y acetona así como también
ácidos inorgánicos como catalizadores
(H2SO4 ó HCL) que rompen los enlaces de la
lignina y la celulosa. La remoción de
solventes del sistema es necesaria, ya que
inhiben el crecimiento de los organismos, la
hidrólisis enzimática y la fermentación (Zhao
et al., 2009).
MÉTODOS BIOLÓGICOS Los tratamientos biológicos son
amigables con el ambiente e incrementan la
accesibilidad al material celulósico
favoreciendo una subsecuente hidrólisis y
fermentación, sin embargo, es un proceso
lento que limita su aplicación a nivel industrial
(Hatakka, 1983). Las principales ventajas son
el alto rendimiento del producto, las
condiciones moderadas de la reacción, la
poca generación de compuestos tóxicos y
una mínima demanda de energía (Kirk &
Jeffries, 1996). Algunas bacterias y hongos
de podredumbre blanca y parda oxidan
completamente la madera, por lo que tienen
aplicaciones biotecnológicas en la conversión
de la lignocelulosa a productos de valor
industrial (Balan et al., 2008; Martínez et al.,
1998). Se han llevado a cabo búsquedas de
organismos con capacidades celulolíticas,
como en el trabajo de Li et al. (2008) que
evaluaron la capacidad de Fusarium concolor
para deslignificar la paja de trigo en 5 días, y
proponen que podría utilizarse en
pretratamientos de materiales
lignocelulósicos usados en la industria del
biopulpeo y la bioconversión a etanol. Zhang
et al. (2007) utilizaron Coriolus versicolor en
el pretratamiento del bambú, observando una
disminución en la cantidad de lignina y
hemicelulosa y un aumento hasta del 37% en
la tasa de sacarificación después del
tratamiento. Schilling et al. (2009) trataron
restos de pino y abeto con hongos de
podredumbre parda, Gloeophyllum trabeum y
Fomitopsis pinicola, logrando un incremento
en el proceso de sacarificación. Algunas
bacterias celulolíticas utilizadas en
pretratamientos biológicos son
Sphingomonas paucimobilis y Bacillus
circulans que incrementan la liberación de
azúcares hasta en un 94% a partir de papel
de oficina (Kurakake et al., 2007). El
descubrimiento de enzimas con propiedades
importantes resulta muy valioso, Quiroz-
Castañeda et al. (2009) reportaron la
caracterización de la actividad celulolítica de
los hongos P. sanguineus y B. adusta en paja
de trigo, cuyas enzimas son capaces de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 18
tolerar condiciones elevadas de temperatura
y funcionan en un amplio rango de pH, lo que
los hace potenciales candidatos para ser
utilizados en procesos industriales que
requieren la hidrólisis de la celulosa.
Una alternativa atractiva a la
bioconversión es la sacarificación y
fermentación simultánea (SSF), en donde las
enzimas hidrolíticas y los microorganismos
fermentativos están en un mismo reactor
(Chandrakant & Bisaria, 1998). La SSF
consolida la hidrólisis de la celulosa y la
fermentación de los azúcares en un solo
paso, sin embargo, la actividad de las
celulasas puede ser inhibida por productos
finales como la celobiosa y la glucosa. Entre
los organismos usados en la sacarificación y
fermentación simultánea están S. cerevisiae,
diversas especies de Kluyveromyces y
Candida (van Markis et al., 2006). El proceso
de SSF tiene las siguientes ventajas: (1)
aumentar la tasa de hidrólisis por conversión
de los azúcares que inhiben la actividad de
las celulasas; (2) disminuir los requerimientos
de enzimas; (3) elevar el rendimiento del
producto; (4) remover inmediatamente la
glucosa al producir el etanol; (5) duración
corta del proceso y (6) utilización de un único
reactor. En cuanto a las desventajas se
encuentran la incompatibilidad entre la
temperatura de hidrólisis y de fermentación,
la tolerancia de los microorganismos al etanol
así como la inhibición de las enzimas por el
producto (Sun & Cheng, 2002).
OBTENCIÓN DE ETANOL A PARTIR DE CELULOSA CON LEVADURAS
Los azúcares obtenidos de la biomasa
celulósica pueden ser utilizados en la
producción de bioetanol. La producción de
etanol a partir de celulosa se logra a través
de la degradación de ésta para obtener celo-
oligosacáridos y glucosa, seguido de la
conversión de la glucosa a etanol por
diferentes microorganismos como levaduras
y bacterias (Kotaka et al., 2008). En los
siguientes párrafos se describen las
estrategias que se han seguido para generar
levaduras que puedan hidrolizar celulosa
mediante la expresión heteróloga de genes
que codifican para celulasas. La levadura Saccharomyces cerevisiae es
un huésped atractivo para la producción de
proteínas recombinantes de importancia
médica y alimenticia, debido a que es un
organismo no patógeno libre de endotoxinas
para el hombre y su utilización a escala
industrial se remonta hace siglos. Presenta
como ventajas su fácil manejo y alta
velocidad de crecimiento en comparación con
las bacterias en condiciones anaerobias,
posee una organización subcelular
eucarionte capaz de realizar los procesos
postraduccionales de proteínas complejas.
Las levaduras además, secretan proteínas
por medio de un sistema de
multicomponentes, permitiendo la
maduración, el plegamiento correcto y la
formación de enlaces disulfuro en éstas, así
como la glicosilación y otros procesos
postraduccionales (Barnett, 1992). La producción de etanol a partir del
material celulósico ha sido motivo de
numerosas investigaciones y se ha utilizado
a S. cerevisiae para expresar genes de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 19
celulasas con la finalidad de sacarificar y
fermentar simultáneamente. En S. cerevisiae
se han expresado genes que codifican para
celulasas de hongos y bacterias con la
finalidad de evaluar la hidrólisis de los
diferentes polisacáridos de la pared celular.
Penttilä et al. (1988) expresaron
eficientemente en S. cerevisiae dos
celobiohidrolasas, CBHI and CBHII, del
hongo ascomiceto Trichoderma reesei, se
encontró que ambas enzimas fueron capaces
de hidrolizar celulosa amorfa e incluso
celulosa cristalina. En esta levadura, también
se ha expresado de manera eficiente el gen
de una endoglucanasa (cen1) del hongo
basidiomiceto Irpex lacteus, observando un
fuerte efecto sinérgico en la degradación de
celulosa cristalina (Avicel) y amorfa cuando
se coexpresó con el gen de una
celobiohidrolasa (ex1) del mismo hongo
(Toda et al., 2005).
Existe evidencia que demuestra que la
expresión de genes de celulasas en S.
cerevisiae permite incrementar la utilización
del material celulósico para la obtención de
combustibles como el etanol, por ejemplo,
Fujita et al. (2002) coexpresaron los genes
de una -glucosidasa (bgl1) del hongo
Aspergillus aculeatus y de una
endoglucanasa (egII) de T. reesei en células
de levadura para producir etanol utilizando
como sustrato un -glucano de cebada
(polisacárido de 1200 residuos de glucosa
unidas por enlaces -1,4), las levaduras
recombinantes fueron capaces de fermentar
45 g/l del -glucano para producir 16.5 g/l de
etanol en un periodo de 50 horas. El
rendimiento fue de 0.48 g/g en términos de
gramos de etanol producidos por gramo de
carbohidrato y corresponde al 93.3% del
rendimiento teórico. Este resultado muestra
una sacarificación y fermentación simultánea
eficiente de la celulosa para obtener etanol
empleando células recombinantes de
levadura que expresan enzimas celulolíticas.
La expresión en S. cerevisiae de los
genes que codifican para tres enzimas
celulolíticas: una -glucosidasa (bgl1) de A.
aculeatus y una endoglucanasa (egII) y una
celobiohidrolasa (cbhII) de T. reesei permiten
una fermentación directa y eficiente de la
celulosa amorfa a etanol logrando un 88.5%
del rendimiento teórico; este biocatalizador
tiene la habilidad de inducir de manera
sinérgica y secuencial la degradación de
celulosa para la producción de etanol (Fujita
et al., 2004).
Se han realizado diversos esfuerzos
enfocados en la expresión de genes de
enzimas hidrolíticas en levaduras que
permitan la utilización del material vegetal
como materia prima en la producción de
bioetanol; sin embargo, el crecimiento y la
producción de etanol utilizando cepas de
levadura de laboratorio es mucho menor si se
compara con cepas utilizadas en la industria,
como las levaduras empleadas en la
elaboración de bebidas como el sake, estas
levaduras proliferan rápidamente, fermentan
vigorosamente y tienen una alta resistencia al
etanol, como lo reportado por Kotaka et al.
(2008) quienes expresaron en S. cerevisiae
GRI-117-UK tres genes de betaglucosidasas
y dos genes de endoglucanasas de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 20
Aspergillus oryzae, utilizando como sustrato
un -glucano de cebada con características
similares al material celulósico. La conversión
del -glucano a etanol fue del 69.6 % del
rendimiento teórico y se obtuvo una
concentración de 7.94 g/l de etanol en 24
horas, lo que hace atractivo el uso de este
tipo de levaduras para la conversión de la
biomasa en energía.
Cabe mencionar que la degradación de la
biomasa vegetal genera además de las
hexosas, grandes cantidades de azúcares
como la xilosa y la arabinosa que no pueden
ser fermentados por S. cerevisiae. Como se
describe en otro capítulo de este número, S.
cerevisiae y otras levaduras han sido
manipulada genéticamente para transportar y
fermentar pentosas (Becker & Boles, 2003;
Jeffries, 2006). La integración de ambas
estrategias, la de metabolizar toda la
variedad de azúcares presentes en los
hidrolizados de lignocelulosa, así como la de
hidrolizar celulosa mediante la expresión
heteróloga de celulasas en cepas de
levaduras industriales productoras de etanol,
permite preveer los alcances que tendrá la
biotecnología en la producción de etanol que
no proviene de alimentos.
CONCLUSIONES Actualmente la obtención de los
energéticos derivados del petróleo atraviesa
una fuerte crisis debido a una disminución en
sus reservas, por lo cual la aplicación de
nuevas tecnologías dirigidas a generar
combustibles a partir de materiales
renovables como la lignocelulosa, y no de
alimentos, representa una alternativa viable a
la demanda energética mundial. En el
material lignocelulósico se dispone de una
gran cantidad de azúcares fermentables, sin
embargo, su utilización se puede ver
impedida por la recalcitrancia intrínseca del
material, una solución a este problema han
sido los diversos métodos físicoquímicos y
biológicos que se han desarrollado para
liberar los azúcares fermentables y obtener
bioetanol. Algunas estrategias utilizando
microorganismos como las levaduras se han
enfocado en la obtención de etanol a partir
de lignocelulosa mediante la expresión de
enzimas celulolíticas y aprovechando la
capacidad fermentadora de la levadura. En
este proceso de sacarificación y fermentación
simultánea se han obtenido cantidades y
rendimientos significativos de etanol lo cual
representa un punto de partida que conducirá
al desarrollo de tecnologías encauzadas a
satisfacer las necesidades energéticas en el
futuro.
REFERENCIAS Alani F, Anderson WA & Moo-Young M
(2008) New isolate of Streptomyces sp.
with novel thermoalkalotolerant cellulases
Biotechnol. Lett. 30: 123-126.
Aro N, Pakula T & Penttila M (2005)
Transcriptional regulation of plant cell wall
degradation by filamentous fungi. FEMS
Microbiol. Rev. 29: 719–739.
Azzam AM (1989) Pretreatment of cane
bagasse with alkaline hydrogen peroxide
for enzymatic hydrolysis of cellulose and
ethanol fermentation. J. Environ. Sci.
Health. 24: 421–433.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 21
Balan V, da Costa Sousa L, Chundawat SP,
Vismeh R, Jones AD & Dale BE (2008)
Mushroom spent straw: a potential
substrate for an ethanol-based
biorefinery. J. Ind. Microbiol. Biotechnol.
35: 293-301.
Barnett JA (1992) The taxonomy of genus
Saccharomyces Meyen ex Reess: a short
review for non-taxonomist. Yeast, 8: 1-23.
Baldrian P & Valaskova V (2008) Degradation
of cellulose by basidiomycetous fungi.
FEMS Microbiol. Rev. 32: 501–521.
Becker J & Boles E (2003) A modified
Saccharomyces cerevisiae strain that
consumes L-arabinose and produces
ethanol. Appl. Environ. Microbiol. 69:
4144-4150.
Béguin P & Aubert JP (1994) The biological
degradation of cellulose. FEMS Microbiol.
Rev. 13: 25-58.
Ben-Ghedalia D & Miron J (1981) The effect
of combined chemical and enzyme
treatment on the saccharification and in
vitro digestion rate of wheat straw.
Biotechnol. Bioeng. 23: 823–831.
Cazemier AE, Verdoes JC, Reubsaet FA,
Hackstein JH, van der Drift C & Op den
Camp HJ (2003) Promicromonospora
pachnodae sp. nov., a member of the
(hemi) cellulolytic hindgut flora of larvae
of the scarab beetle Pachnoda marginata.
Antonie Van Leeuwenhoek 83: 135-48.
Chandrakant P & Bisaria VS (1998)
Simultaneous bioconversion of cellulose
and hemicellulose to ethanol. Crit. Rev.
Biotechnol. 18: 295–331.
Clark TA & Mackie KL (1987) Steam
explosion of the soft-wood Pinus radiata
with sulphur dioxide addition. I. Process
optimization. J. Wood Chem. Technol. 7:
373–403.
Czaja WK, Young DJ, Kawecki M & Brown
RM (2007) The future prospects of
microbial cellulose in biomedical
applications. Biomacromolecules 8: 1-12.
Dale BE, Henk LL & Shiang M (1984)
Fermentation of lignocellulosic materials
treated by ammonia freeze-explosion.
Dev. Ind. Microbiol. 26: 223–233.
Ding SJ, Ge W & Buswell JA (2006) Cloning
of multiple cellulose cDNAs from
Volvariella volvacea and their differential
expression during substrate colonization
and fruiting. FEMS Microbiol. Lett. 263:
207-213.
Doi RH (2008) Cellulases of mesophilic
microorganisms: Cellulosome & Non-
Cellulosome Producers. Ann. NY Acad.
Sci. 1125: 267-279.
Duff SJB & Murray WD (1996). Bioconversion
of forest products industry waste
cellulosics to fuel ethanol: a review.
Bioresour. Technol. 55: 1–33.
Eggeman T & Elander RT (2005) Process
and economic analysis of pre-treatment
technologies. Bioresour.Technol. 96:
2019-2025.
Elberson MA, Malekzadeh F, Yazdi MT,
Kameranpour N, Noori-Daloii MR, Matte
MH, Shahamat M, Colwell RR & Sowers
KR (2000) Cellulomonas persica sp. nov.
and Cellulomonas iranensis sp. nov.,
mesophilic cellulose-degrading bacteria
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 22
isolated from forest soils. Int. J. Syst.
Evol. Microbiol. 50: 993-996.
Fan LT, Gharpuray MM & Lee YH (1987) In:
Cellulose Hydrolysis Biotechnology
Monographs. Editor (ed). Springer, Berlin,
p. 57.
Fujita Y, Takahashi S, Ueda M, Tanaka A,
Okada H, Morikawa Y, Kawaguchi T, Arai
M, Fukuda H & Kondo A (2002) Direct
and efficient production of ethanol from
cellulosic material with a yeast strain
displaying cellulolytic enzymes. Appl.
Environ. Microbiol. 68: 5136-5141.
Fujita Y, Ito J, Ueda M, Fukuda H & Kondo A
(2004) Synergistic saccharification, and
direct fermentation to ethanol, of
amorphous cellulose by use of an
engineered yeast strain codisplaying
three types of cellulolytic enzyme. Appl.
Environ. Microbiol. 70: 1207-1212.
Gray KS, Zhao L & Emptage M (2006)
Bioethanol. Curr. Opin. Chem. Biol. 10:
141-146.
Hatakka AI (1983) Pretreatment of wheat
straw by white-rot fungi for enzymatic
saccharification of cellulose. Appl.
Microbiol. Biotechnol. 18: 350–357.
Henrissat, B (1991). A classification of
glycosyl hydrolases based on aminoacid
sequence similarities. Biochem. J. 280:
309–316.
Holtzapple MT, Humphrey AE & Taylor JD
(1989) Energy requirements for the size
reduction of poplar and aspen wood.
Biotechnol. Bioeng. 33: 207–210.
Holtzapple MT, Jun JH, Ashok G, Patibandla
SL & Dale BE (1991) The ammonia
freeze explosion (AFEX) process: a
practical lignocellulose pretreatment.
Appl. Biochem. Biotechnol. 28/29: 59–74.
Islas J, Manzini F & Masera O (2007) A
prospective study of bioenergy use in
Mexico. Energy. 32: 2306-2320.
Jeffries TW (1994) Biodegradation of lignin
and hemicelluloses. In: Biochemistry of
microbial degradation. Ratledge C (ed.)
Kluwer, Dordrecht, pp. 233–277.
Jeffries TW (2006) Engineering yeasts for
xylose metabolism. Curr. Opin.
Biotechnol. 17: 320-326.
Karhumaa K, Wiedemann B, Hahn-Hägerdal
B, Boles E & Gorwa-Grauslund M (2006)
Co-utilization of L-arabinose and D-xylose
by laboratory and industrial
Saccharomyces cerevisiae strains.
Microb. Cell Fact. 5: 18.
Kilzer FJ & Broido A (1965) Speculations on
the nature of cellulose pyrolysis.
Pyrodynamics 2: 151–163.
Kirk TK & Jeffries TW (1996) Roles for
microbial enzymes in pulp and paper
processing. In: Enzymes for pulp and
paper processing. Jeffries TW &Viikari L
(eds) American Chemical Society,
Washington DC. pp. 2–14.
Kotaka A, Bando H, Kaya M, Kato-Murai M,
Kuroda K, Sahara H, Hata Y, Kondo A &
Ueda M (2008) Direct etanol production
from barley -glucan by sake yeast
displaying Aspergillus oryzae -
glucosidase and endoglucanase. J.
Biosci. Bioeng. 105: 622-627.
Kurakake M, Ide N & Komaki T (2007)
Biological pretreatment with two bacterial
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 23
strains for enzymatic hydrolysis of office
paper. Curr. Microbiol. 54: 424-428.
Li L, Li XZ, Tang WZ, Zhao J & Qu YB (2008)
Screening of a fungus capable of
powerful and selective delignification on
wheat straw. Lett. Appl. Microbiol. 47:
415-420.
Lynd L, Weimer P, van Zyl W & Pretorius I
(2002) Microbial Cellulose Utilization:
Fundamentals and Biotechnology.
Microbiol. Mol. Biol. Rev. 3: 506–577.
Mackie KL, Brownell HH, West KL & Saddler
JN (1985) Effect of sulphur dioxide and
sulphuric acid on steam explosion of
aspenwood. J. Wood Chem. Technol. 5:
405–425.
Martínez A, Speranza M, Ruiz-Dueñas F,
Ferreira P, Camarero S, Guillén F,
Martínez M, Gübitz GM, Mansfield SD,
Böhm D & Saddler JN (1998) Effect of
endoglucanases and hemicellulases in
magnetic and floatation deinking of
xerographic and laser-printed papers. J.
Biotechnol. 65: 209–219.
Mes-Hartree M, Dale BE & Craig WK (1988)
Comparison of steam and ammonia
pretreatment for enzymatic hydrolysis of
cellulose. Appl. Microbiol. Biotechnol. 29:
462–468.
Millet MA, Baker AJ & Scatter LD (1976)
Physical and chemical pretreatment for
enhancing cellulose saccharification.
Biotech.Bioeng. Symp. 6: 125–153.
Ovando-Chacón SL & Waliszewski KN (2005)
Preparativos de celulasas comerciales y
aplicaciones en procesos extractivos.
Universidad y Ciencia, 21: 111-120.
Penttilä ME, Andre L, Lehtovaara P, Bailey
M, Teeri TT & Knowles JKC (1988)
Efficient secretion of two fungal
cellobiohydrolases by Saccharomyces
cerevisiae. Gene 63: 103–112.
Pérez J, Muñoz-Dorado A, De la Rubia T &
Martínez, E (2002) Biodegradation and
biological treatments of cellulose,
hemicellulose and lignin: an overview. Int.
Microbiol. 5: 53–63.
Quiroz-Castañeda RE, Balcázar-López E,
Dantán-González E, Martinez A, Folch-
Mallol JL & Martínez-Anaya C (2009)
Characterization of cellulolytic activities of
Bjerkandera adusta and Pycnoporus
sanguineus on solid wheat straw medium.
Electron. J. Biotechnol. [online].
http://www.ejbiotechnology.cl/content/vol1
2/issue4/full/3/index.html
Ragauskas AJ, Williams CK, Davison BH,
Britovsek G, Cairney J, Eckert CA,
Frederick WJ Jr, Hallett JP, Leak DJ,
Liotta CL, Mielenz JR, Murphy R, Templer
R & Tschaplinski T (2006) The path
forward for biofuels and biomaterials.
Science. 311: 484-489.
Reshamwala S, Shawky BT, & Dale BE
(1995) Ethanol production from enzymatic
hydrolysates of AFEX-treated coastal
Bermuda grass and switchgrass. Appl.
Biochem. Biotechnol. 51/52: 43–55.
Rubin EM (2008) Genomics of cellulose
biofuels. Nature 4: 841-845.
Sasakura Y, Nakashima K, Awazu S,
Matsuoka T, Nakayama A, Azuma J &
Satoh N (2005) Transposon-mediated
insertional mutagenesis revealed the
functions of animal cellulose synthase in
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 24
the ascidian Ciona intestinalis. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA. 102: 15134-15139.
Vlasenko EY, Ding H, Labavitch JM &
Shoemaker SP (1997) Enzymatic
hydrolysis of pretreated rice straw.
Bioresour. Technol. 59: 109–119.
Schilling JS, Tewalt JP & Duncan SM (2009)
Synergy between pretreatment
lignocellulose modifications and
saccharification efficiency in two brown
rot fungal systems. Appl. Microbiol.
Biotechnol. 2009 (En prensa).
Warnecke F, Luginbühl P, Ivanova N,
Ghassemian M, Richardson TH, Stege
JT, Cayouette M, McHardy AC, Djordjevic
G, Aboushadi N, Sorek R, Tringe SG,
Podar M, Martin HG, Kunin V, Dalevi D,
Madejska J, Kirton E, Platt D, Szeto E,
Salamov A, Barry K, Mikhailova N,
Kyrpides NC, Matson EG, Ottesen EA,
Zhang X, Hernández M, Murillo C, Acosta
LG, Rigoutsos I, Tamayo G, Green BD,
Chang C, Rubin EM, Mathur EJ,
Robertson DE, Hugenholtz P &
Leadbetter JR (2007) Metagenomic and
functional analysis of hindgut microbiota
of a wood-feeding higher termite. Nature
450: 560-565.
Somerville C (2007) Biofuels. Curr. Biol. 17:
R115-119.
Sternberg D (1976) Production of cellulase by
Trichoderma. Biotechnol. Bioeng. Symp.
Ser. 6: 35–53.
Sun Y & Cheng J (2002) Hydrolysis of
lignocellulosic materials for ethanol
production: a review. Bioresour. Technol.
83: 1–11.
Teunissen MJ & Op den Camp HJ (1993)
Anaerobic fungi and their cellulolytic and
xylanolytic enzymes. Antonie Van
Leeuwenhoek 63: 63-76. Zhang X, Xu C & Wang H (2007)
Pretreatment of bamboo residues with
Coriolus versicolor for enzymatic
hydrolysis. J. Biosci. Bioeng. 104: 149-51.
Toda H, Takada S, Oda M, Amano Y, Kanda
T, Okasaki M & Shimozaka M (2005)
Gene cloning of an endoglucanase from
the basidiomycete Irpex lacteus and its
cDNA expression in Saccharomyces
cerevisiae. Biosci. Biotechnol. Biochem.
69: 1262-1269.
Zhao X, Cheng K & Liu D (2009) Organosolv
pretreatment of lignocellulosic biomass
for enzymatic hydrolysis. Appl. Microbiol.
Biotechnol. 82: 815–827.
van Markis AJA, Abbott DA & Bellissimi E
(2006) Alcoholic fermentation of carbon
sources in biomass hydrolysates by
Saccharomyces cerevisiae: Current
Status. Antonie van Leeuwenhoek 90:
391-418.
Vidal PF & Molinier J (1988) Ozonolysis of
lignin, improvement of in vitro digestibility
of poplar sawdust. Biomass 16: 1–17.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 25
Producción Microbiológica de Butanol
Etienne Rajchenberg-Ceceña, José Alberto Rodríguez-Ruiz, Katy Juárez López, Alfredo Martínez Jiménez*, Sandra Morales Arrieta*
Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo.
Postal 510-3 Cuernavaca, Mor, 62250 [email protected]; [email protected]
RESUMEN
Durante los últimos 30 años la producción de bio-etanol como combustible renovable se ha
incrementado de forma considerable. A pesar de que actualmente varios países generan y utilizan
cantidades importantes de etanol en el sector transporte, éste alcohol dista de ser el reemplazo
ideal para la gasolina pues posee un menor contenido energético que la gasolina y es
higroscópico. Recientemente, ha aumentado el interés en el uso de butanol como un complemento
o sustituto de gasolina, pues posee varias características que lo hacen superior al etanol como
carburante. Tanto Clostridium acetobutylicum como Escherichia coli han demostrado ser bacterias
útiles en la biosíntesis de butanol, y es por eso que con éstas se han realizado esfuerzos para
mejorar su producción empleando diversas estrategias de cultivo y modificaciones genéticas. A
pesar de que actualmente los rendimientos y productividades obtenidos mediante estas
aproximaciones son relativamente bajos y quedan grandes retos por superar, la producción
microbiana de butanol es un proceso prometedor. En este trabajo se revisa la viabilidad en la
producción microbiológica de butanol como una fuente alterna a los combustibles líquidos fósiles.
Palabras clave: Biocombustibles, butanol, Clostridium, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae
ABSTRACT Bio-ethanol production as a renewable fuel has increased during the last 30 years. In spite that
many countries generate and use important amounts of ethanol in the transportation sector, this
alcohol is not an ideal replacement for gasoline because it is hygroscopic and has lower energy
content than the gasoline. Recently, the interest of using butanol as a gasoline substitute had
increased because it has several features that make it better than ethanol like a fuel. Either
Clostridium acetobutylicum or Escherichia coli had proved to be useful in butanol biosynthesis, and
many efforts to improve production, using fermentation and genetic engineering strategies, are
being carried out. Despite that actual yields and productivities are relatively low and that there are
many challenges to overcome, butanol production using microorganisms is a promising process. In
this work a review related to the microbiological production of butanol, as an alternative of liquid
fossil fuels is presented.
Key words: Biofuels, butanol, Clostridium, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 26
INTRODUCCIÓN A nivel mundial, el consumo de energía
se ha incrementado en el último siglo,
ocasionado principalmente por el crecimiento
de la población y por la industrialización de
muchas ciudades. Aunado a esto, la crisis
ecológica inminente, de forma relevante y
global ya observable en el calentamiento del
planeta, debida sobre todo al alto consumo
de petróleo como energético principal, obliga
al replanteamiento urgente de estructuras
alternativas tanto industriales como
económicas viables para sustituir, o por lo
menos disminuir, el uso de éste combustible
fósil y sus derivados. Varios países han
enfocado e intensificado sus esfuerzos en
desarrollar programas de investigación en
biocombustibles los cuales puedan proveer
combustibles líquidos útiles para la
transportación (Himmel et al., 2007). Aunque
el uso de microorganismos para la
producción de combustibles ha existido
desde hace un siglo, resurge en esta
coyuntura con mucho mayor vigor y como
una promesa factible para el futuro de dichos
productos. En el presente trabajo, se
discuten las ventajas que tiene el butanol
sobre el etanol como carburante, y se revisa
la producción microbiológica de butanol
usando microorganismos silvestre y
modificados genéticamente.
GENERALIDADES DEL BUTANOL El butanol (alcohol butílico o 1-butanol) es
un alcohol primario constituído por 4
carbonos cuya fórmula es C4H10O; es un
líquido incoloro, flamable, con un olor
caraterístico, su vapor irrita las membranas
mucosas produciendo un efecto narcótico a
altas concentraciones. El butanol es miscible
en solventes orgánicos comunes y
parcialmente miscible en agua (Lee et al.,
2008).
Hasta hoy, el butanol es considerado una
mejor alternativa que el etanol como
biocombustible ya que es menos corrosivo y
menos soluble en agua que el etanol, siendo
un combustible mas adecuado para las
máquinas de combustión interna utilizadas
actualmente en los automóviles (Keasling et
al., 2008).
Aunque el primer reporte que existe en la
literatura sobre la producción biológica del 1-
butanol fue escrito por Louis Pasteur en
1862, es hasta 1915 con la patente de Chaim
Weizmann donde se describe una idea clara
del proceso de fermentación butílica. Apenas
35 años después, en 1950, el 66% del
butanol utilizado en el mundo provenía de
procesos fermentativos. En años posteriores
la industria petroquímica tomaría casi la
totalidad del mercado del butanol
produciéndolo industrialmente mediante la
reacción oxo del propileno, con el
intermediario butiraldehído.
La producción biológica del butanol
ocurre naturalmente en algunas especies de
microorganismos, como las bacterias
Butyribacterium methylotrophicum,
Clostridium butyricum o la arquea
Hyperthermus butylicus. Sin embargo, el
género más estudiado es el de Clostridium ya
que son capaces de convertir diversas
fuentes de carbono, como la glucosa,
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 27
galactosa, celobiosa, manosa, xilosa y
arabinosa, en combustibles y químicos como
el butanol, acetona y etanol (Ezeji et al.,
2007). Sin embargo, la presencia de butanol,
así como la acetona y etanol en los
microorganismos resulta ser tóxica, lo cual
limita su concentración en el medio de
cultivo, originando bajos rendimientos y un
alto costo durante su recuperación en las
soluciones diluidas. En el caso de Clostridium
su metabolismo se detiene cuando la
presencia de solventes alcanza una
concentración de 20 g/L, lo cual limita la
concentración de fuentes de carbono que
pueden ser utilizados en la fermentación,
ocasionando una baja productividad y baja
concentración de productos.
Concentraciones de alrededor de 0.1 M de
butanol generan un 50% de inhibición del
crecimiento celular y consumo de azúcares.
El butanol es más tóxico que otros solventes,
ya que éste desestabiliza la membrana e
interrumpe funciones asociadas a la
membrana, tales como procesos de
transporte, incluyendo el transporte de
azúcares, entre otras (Lee et al., 2008).
Antes de la primera mitad del siglo 20, la
fermentación ABE (acetona-butanol-etanol)
fue uno de los primeros procesos biológicos
que produjo solventes, usando Clostridium
como microorganismo solventogénico.
Inicialmente, el interés estaba centrado en la
producción de acetona, ya que era utilizada
en la producción de un tipo de pólvora sin
humo. Posteriormente, el interés se movió
hacia el butanol, ya que éste era empleado
como disolvente de laca de secado rápido
para el recubrimiento de los automóviles.
Entre los años 1950-1960, el proceso de
fermentación ABE cesó en plantas
industriales de Europa y Norteamérica debido
a la competencia y menores costos de
producción de acetona y butanol mediante
procesos petroquímicos. En años recientes y
en ciertos países como China, ha resurgido
el interés en la producción fermentativa ABE
como una alternativa al uso de combustibles
fósiles (Ni Sun, 2009).
Desde hace una década, varios
investigadores han tratado de desarrollar
cepas hiperproductoras de butanol,
apoyándose con las herramientas de biología
molecular, ingeniería de vías metabólicas, así
como en la optimización del proceso de
fermentación mediante la producción y
extracción simultánea de butanol.
Propiedades importantes del butanol como
carburante
El interés en el biobutanol se ha
incrementado a pesar del uso actual del
etanol como combustible en el sector
transporte. La razón para buscar alternativas
al etanol se deben principalmente a que éste
tiene un contenido energético bajo, tiene una
alta presión de vapor lo cual ocasiona que se
evapore fácilmente, es higroscópico y por
tanto no puede ser transportado en las
tuberias ni en los contenedores existentes en
la industria petroquímica ya que tiende a
atrapar agua, además su destilación es
costosa. Si el etanol atrapa agua del
ambiente se provocan problemas en las
mezclas de gasolina-etanol ocasionando una
separación de fases y en el proceso de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 28
combustión en el motor (Steen et al., 2008).
Por su parte el biobutanol, su contenido
energético es muy similar al de la gasolina
(Tabla 1) y su presión de vapor es 11 veces
menor que la del etanol (Atsumi et al., 2008).
La capacidad higroscópica de un
combustible es de particular importancia, la
tendencia del etanol a mezclarse con el agua
ambiental hace imposible que éste sea
agregado al combustible con mucha
anterioridad a su uso. Por esto, el etanol
debe ser transportado de forma
independiente, implicando un costo adicional.
En el caso del butanol al ser menos
higroscópico y presentar una mayor
compatibilidad con la gasolina, hace posible
que el butanol sea adicionado a las gasolinas
desde la refinería.
Tabla 1. Comparación de propiedades relevantes del butanol y etanol como carburantes, (Lee et al., 2008).
Butanol Gasolina Etanol Densidad de energía (MJ/L) 29.2 32 19.6
Proporción aire-combustible 11.2 14.6 9 Calor de vaporización (MJ/Kg) 0.43 0.36 0.92
Número de octanos en investigación 96 91-96 129 Número de octanos en motor 78 81-89 102
La Tabla 1 muestra un resumen
comparativo de las propiedades del butanol,
etanol y la gasolina. Esto indica que los
motores de gasolina pueden funcionar
indistintamente con butanol sin requerirse
una modificación previa, como sucede en el
caso del etanol. En este punto radica una de
las mayores ventajas técnicas y económicas
del butanol como biocombustible. Aunque el
butanol tiene un número de octano de
investigación y en motor considerablemente
menor que el del etanol, sus valores son
similares a los de la gasolina, por tanto esta
característica no representa una desventaja
para ser usado en mezclas con gasolina, aún
a elevadas concentraciones de butanol.
PRODUCCIÓN DE BUTANOL CON Clostridium
Las cepas más usadas para la
fermentación industrial ABE son
principalmente del género Clostridium:
Clostridium acetobutylicum, Clostridium
beijerinkii, Clostridium saccharobutylicum y
Clostridium saccharobutylacetonicum. Las
especies de acetobutylicum y beijerinkii son
adecuadas para la fermentación acetona-
butanol a partir de maiz mientras que las
saccharobutylicum y
saccharobutylacetonicum utilizan melaza
como sustrato (Ni Sun, 2009).
Como se mencionó anteriormente, C.
acetobutylicum es la especie más estudiada
la secuencia completa de su genoma fue
liberada en el 2001. Es una especie
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 29
anaeróbica obligada, con forma de bastón,
que posee un cromosoma de 3.94 Mbp y un
plásmido de 192 Kbp. En cepas silvestres
éste plásmido resulta indispensable para la
solventogénesis (Lee et al., 2008). C.
acetobutylicum tiene la ventaja de ser muy
diverso en los sustratos que metaboliza;
utilizando glucosa, galactosa, celobiosa,
manosa, xilosa y arabinosa. Además, es
también diversa la batería de enzimas que
libera al medio, incluyendo: y -amilasas,
y -glucosidasas, pululanasas,
amilopululanasas, entre otras.
Para llevar a cabo la ingeniería
metabólica exitosa de Clostridium es
necesario contar con herramientas de
ingeniería genética eficientes para la
manipulación de genes y recientemente se
están desarrollando metodologías para este
propósito. Aunque se conoce la secuencia
completa de Clostridium, recientemente, uno
de los problemas que se suscitó fue que la
introducción de genes resultaba limitante,
debido a un sistema de restricción intrínseco
en todas las especies de Clostridium, la cual
reconoce segmentos palindrómicos 5´-
GCNGC-3´, y que inactiva la mayoría de las
secuencias transferidas de otras especies
(Lee et al., 2008). La solución (parcial) a este
problema se dió a partir de la construcción de
un vector de transferencia de Bacillus subtilis
reportado por Mermelstein et al. (1993), que
permite expresar genes exógenos con
niveles elevados, tales como los de la vía de
síntesis de acetona.
Una vez que los azúcares son
metabolizados a piruvato, la fermentación a
butanol en Clostridium es catalizada por
diversas enzimas: una acetato/butirato CoA
transferasa, varias deshidrogenasas y una
acetato descarboxilasa, como se muestra en
el flujo general de la Fig. 1. Los genes que
codifican para estas enzimas se encuentran
agrupados en operones activados por
sustrato. Además, análisis genómicos de C.
acetobutylicum han demostrado que posee
11 genes para la formación de celulasas,
dispuestos de forma similar que en especies
celulolíticas, como Clostridium cellulolyticum
y aunque C. acetobutylicum no hidroliza
celulosa, la hacen un blanco interesante para
la ingeniería metabólica y poder desarrollar
un microorganismo que pueda hidrolizar, al
menos parcialmente celulosa, para utilizar
directamente lignocelulosa como materia
prima para la producción de butanol.
Durante el proceso de producción de
butanol con Clostridium se presenta, entre
otros, un cambio fisiológico importante en la
bacteria: los ácidos acético y butírico son
liberados al medio durante la fase de
crecimiento exponencial los cuales son
reabsorbidos al interior de la célula, para ser
metabolizados a butanol, acetona y, en
mucho menor medida en etanol. Esto se
debe a que C. acetobutylicum carece de
homeostasis al nivel de pH, por lo que
depende íntimamente del pH extracelular. La
presencia de ácidos en el medio puede
provocar una pérdida del potencial protónico
de la célula, inactivándola.
El pH es muy importante durante la
fermentación acetona-butanol, ya que la
solventogénesis inicia con un pH bajo; sin
embargo si éste se encuentra por debajo de
4.5 (antes de que se forme una cantidad
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 30
Fig. 1 Vías fermentativas de C. acetobutylicum (tomado de Lee et al., 2008).
suficiente de ácidos orgánicos), la
solventogénesis será disminuida e
improductiva. Una forma sencilla de
incrementar el crecimiento, utilización de los
carbohidratos así como la producción de
butanol es incrementando la capacidad
amortiguante del medio. Dependiendo de las
condiciones de cultivo y el tipo de sustrato
empleado, las fermentaciones tipo lote toman
de 2 a 6 días en completarse, la
concentración final total de solventes
producidos alcanza de 12 a 20 g/L, los cuales
pueden ser separados por destilación del
medio de fermentación (Lee et al., 2008).
Como se muestra en la Fig. 1, el hierro es
un importante componente en la dieta de
Clostridium, ya que se requiere de una
profusa producción de ferredoxina en la
conversión de piruvato en acetil-CoA.
También se ha demostrado que en
condiciones limitantes de fosfato es posible
prevenir la pérdida del plásmido pSOL1 que,
como se mencionó anteriormente, es
necesario para la síntesis fermentativa de
butanol en cepas silvestres (Lee et al., 2008).
ESTRATEGIAS MOLECULARES Y DE PROCESO PARA MEJORAR LA PRODUCCIÓN DE BUTANOL CON Clostridium
La formación de butanol marca el inicio
de una fase de esporulación en Clostridium,
causando la inactivación del cultivo. Se ha
observado que los cultivos continuos con
sistemas integrados de separación in situ dan
los mayores títulos de butanol. Así, el grupo
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 31
de Ezeji et al., en el 2004, obtuvo
productividades de 0.91 g/L/h de butanol
removiendo éste del medio de cultivo activo
por medio de un gas acarreador. En 1983 Lin
Blaschek caracterizaron una cepa de C.
acetobutylicum que alcanzó títulos de
producción de butanol de 7.9 g/L en un
medio que contiene extracto de maíz al 6%.
En ese trabajo, los autores reportan el
desarrollo de mutantes tolerantes al butanol,
que obtuvieron mediante transferencias
consecutivas a medios con cantidades
gradualmente mayores de butanol. En efecto,
una de sus cepas tolerantes reportó el
máximo porcentaje de consumo de
carbohidrato, el mejor rendimiento de
conversión a butanol y la mayor
concentración alcanzada (18.6 g/L de
butanol). Sin embargo, como C.
acetobutylicum posee una fermentación
mixta, también se produjeron cantidades
importantes de acetona y etanol, aún en la
cepa adaptada (Lin Blaschek, 1983).
Utilizando cultivos lote con 6% de glucosa y
cepas de C. beijerinckii, se alcanzaron títulos
de hasta 18.6 g/L de butanol (Formanek et
al., 1997), aunque desafortunadamente
también se produjeron 8.6 g/L de acetona.
Complementariamente, grupos como el de
Liyanage han disminuido la toxicidad del
butanol hacia el cultivo mediante la
generación de ARN antisentido contra la
glicerol deshidrogenasa en C. beijerinckii
(Liyanage et al., 2000). En un estudio
subsecuente (Nair Papoutsakis, 1994) con
la finalidad de hacer el proceso más
específico, transformaron mutantes de C.
acetobutylicum deficientes en la producción
de butanol y acetona con un plásmido
portador del gen que codifica para la enzima
aldehído/alcohol deshidrogenasa (AAD). Esta
sobre-expresión reestableció la producción
de butanol (84 mM) sin la formación de
acetona ni un incremento en la producción de
etanol.
Aunque algunos grupos han intentado la
selección adaptativa para aumentar la
resistencia de los cultivos ante el butanol,
este no ha sido el enfoque más adecuado
debido a que la regulación de la
solventogénesis está íntimamente acoplada a
la esporulación y por tanto es necesario
manipular genéticamente cepas de
Clostridium para evitar que las bacterias
detecten las señales de inicio del proceso de
esporulación y no formen cuerpos de
resistencia, ya que estos no son productores
de butanol. Algunos grupos están intentando
modificar el factor de transcripción Spo0A
para interrumpir la capacidad de regulación
de esporulación, pero hasta ahora sin mucho
éxito (Lee et al., 2008). Otros puntos del
metabolismo regulatorio pueden ser
interrumpidos, el reciente desarrollo del
sistema ClosTron, que funciona mediante el
apareamiento de un intrón modificado y que
permite interrumpir genes en cualquier
especie de Clostridium, de una manera
estable, potencialmente podrá solventar
estas limitantes para inactivar genes que
hasta hace poco no se sabía que existían.
Este sistema ha sido probado con cuatro
especies diferentes con éxito (Heap et al.,
2007).
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 32
USO DE Escherichia coli COMO MICROORGANISMO PRODUCTOR DE BUTANOL
En un intento para aminorar los
problemas asociados al uso de C.
acetobutylicum, tales como formación de
subproductos, baja velocidad de crecimiento
y dificultades para realizarle ingeniería
genética, se ha empleado a Escherichia coli
como sistema de expresión de genes
heterólogos para generar vías metabólicas
que den lugar a la formación de butanol. E.
coli es una bacteria con una fisiología y
genética ampliamente estudiadas, por lo que
se puede hacer uso de toda una gama de
herramientas para su manipulación. E. coli ha
probado ser un microorganismo adecuado
para la producción de diversos metabolitos
(Martin et al., 2003), sin embargo no produce
butanol de forma natural, por lo que es
necesario emplear técnicas de ingeniería de
vías metabólica, para introducirle la ruta
bioquímica de síntesis. Un estudio importante
al respecto, evaluó la producción de butanol
en una cepa de E. coli en la cual se
expresaron inicialmente seis genes de la vía
de C. acetobutylicum utilizando plásmidos
con promotores inducibles (Fig. 2). La sola
expresión de la vía permitió la obtención de
butanol (0.0139 g/L) en condiciones
anaeróbicas. Posteriormente, se expresó el
gen que codifica para la enzima que ayuda a
dirigir el acetil-CoA hacia la vía de síntesis de
butanol. Este cambio, junto con el uso de
condiciones microaeróbicas aumentaron el
título de 1-butanol a más de 0.060 g/L,
(Atsumi et al., 2008a). Finalmente, para
complementar la actividad de estas enzimas,
Fig. 2. Esquema de producción de butanol en E. coli modificada genéticamente. La ruta modificada
está formada de seis pasos enzimáticos a partir de acetil-CoA, AtoB, (acetil-CoA aciltransferasa),
Thl (tiolasa), Hbd (3-hidroxibutiril-CoA deshidrogenasa), Crt (crotonasa), Bcd (butiril-CoA
deshidrogenasa), Etf (flavoproteína transportadora de electrones), (aldehído/alcohol
deshidrogenasa). (Tomado de Atsumi et al., 2008a).
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 33
se realizaron interrupciones en los genes que
codifican para otras enzimas de vías
competitivas del acetil-CoA, así como del
regulador transcripcional Fnr. La combinación
de estas estrategias mejoró la producción de
butanol, alcanzando concentraciones de
0.373 g/L en medio mínimo adicionado con
2% de glucosa, (Atsumi et al., 2008a).
En una aproximación diferente, que utiliza
una mayor parte de vías nativas de E. coli,
también se logró producir butanol en E. coli
(Shen Liao, 2008). Este trabajo hizo uso de
las vías de síntesis de los cetoácidos
norvalina y treonina, bloqueando las rutas
competitivas de producción de otros
aminoácidos como valina, leucina, metionina
e isoleucina. El razonamiento contempló el
uso del oxaloacetato producido como
intermediario de oxidación de la glucosa,
para redirigirlo hacia 2-cetobutirato y 2-
cetovalerato. Estos dos compuestos pueden
ser transformados a 1-propanol y a 1-butanol,
respectivamente, mediante la acción de dos
enzimas: la 2-cetoácido descarboxilasa y la
alcohol deshidrogenasa, dichos genes que
codifican para éstas enzimas y que provienen
de la bacteria Lactococcus lactis y de la
levadura Saccharomyces cerevisiae se
introdujeron a E. coli.
Otras modificaciones han incluido la sobre-
expresión de enzimas de la vía de síntesis de 2-
cetovalerato resistentes a retroinhibición y el
aumento de disponibilidad intracelular de treonina.
La mejor cepa modificada con los puntos
anteriores sobrepasó los 0.8 g/L de butanol en
fermentaciones con 30 g/L de glucosa y 5 g/L de
extracto de levadura (Atsumi et al., 2008b).
MODIFICACIÓN DE Saccharomyces cerevisiae PARA PRODUCIR n-BUTANOL
En la búsqueda de nuevos
microorganismos productores de butanol en
el 2008 Steen et al., modificaron vías
metabólicas en S. cerevisiae para la
producción de n-butanol, ya que es un
organismo bien caracterizado y
genéticamente manejable. Estos
investigadores también razonaron que la
única diferencia entre el butanol y el etanol
son dos carbonos por lo que S. cerevisiae
puede ser capaz de tolerar altas
concentraciones de n-butanol por los mismos
mecanismos que tolera el etanol.
En la Fig. 3 se observa la ruta biosintética
que se generó en S. cerevisae para la
producción de n-butanol. Los genes fueron
clonados en dos diferentes plásmidos y
transformados en S. cerevisiae BY4742. Las
cepas denominadas por los autores ESY2,
ESY3 y ESY4 fueron modificadas con genes
de Ralstonia eutropha (pha y phaB),
Streptomyces collinus (crr), Clostridium
beijerinckii (crt y adhe2), E. coli (atoB) y S.
cerevisiae (erg10). Los autores reportan que
la cepa que generó el nivel mas alto de n-
butanol (0.001 g/ml) fue EYS2, sugiriendo
que la PhA es una de las tiolasas clave en
esta ruta metabólica. En una segunda etapa,
también probaron diferentes isoenzimas para
el 3-hidroxibutiril-CoA (HbCoA)
deshidrogenasa, ésta última utiliza NADPH
(PhaB) como cofactor. La mejor cepa, la
ESY7 produjo 0.0025 g/ml de n-butanol
utilizando 2% de galactosa como fuente de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 34
Fig. 3. Ruta heteróloga para la biosíntesis de butanol en S. cerevisiae. Enzimas en negro son de
otros microorganismos: AtoB, E. coli; Erg10, S. cerevisiae: PhaA, R. eutropha; PhaB, R. eutropha;
Ccr, S. collinus. Enzimas en verde son de C. beijerinckii, thl, enzima nativa de Clostridium.
carbono. En esta cepa se sobre-expresó la
tiolasa nativa (ERG10) y la HbCoA
deshidrogenasa.
COMENTARIOS FINALES
La fermentación ABE fue ampliamente
utilizada en el siglo pasado, su aplicación
industrial es todavía muy limitada: tanto por
el elevado costo de re-cuperación-separación
de los productos por su baja concentración;
en el caso particular que atañe a esta
revisión, por los bajos rendimientos del
butanol; así como también por la inactivación
del microorganismo durante la producción de
acetona-butanol-etanol. El interés reciente en
la producción de butanol a partir de biomasa
ha permitido la re-examinación de la
fermentación ABE, incluyendo estrategias
para reducir o eliminar la toxicidad del
butanol en el medio de cultivo o para
modificarlo para obtener una mejor
especificidad del producto y rendimiento
(Chukwuemeka et al., 2007). Aunque
actualmente, los rendimientos y
productividades obtenidos de este alcohol
son bajos, su obtención mediante
microorganismos es un proceso prometedor
a mediano plazo. Entre los grandes retos que
se tienen que superar para que la obtención
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 35
microbiológica del butanol pueda desplazar a
otros biocombustibles como el etanol, están
el aumentar el rendimiento de conversión de
azúcares en butanol minimizando la
formación de subproductos y optimizar las
condiciones de fermentación para alcanzar
mayores concentraciones de producto. Una
solución indirecta proviene de la
implementación de sistemas de separación
del solvente in situ, y aunque estos sistemas
resultan todavía muy costosos se reporta que
ya se cuenta con algunas alternativas
económicamente factibles (Lee et al., 2008).
A la fecha, la comparación de niveles de
producción de butanol con microorganismos
modificados genéticamente (máximo de 0.8
g/L), en comparación con los obtenidos en
cultivos de cepas silvestres de Clostridium
(hasta 20 g/L), parece indicar que la
aplicación industrial a corto plazo favorece a
este último microorganismo, principalmente
con la ayuda de la extracción in situ del
alcohol para mejorar la productividad y
factibilidad económica del proceso.
AGRADECIMIENTOS
Se agradece el apoyo del Consejo
Nacional de Ciencia Tecnología �– México a
través de los proyectos FOMIX Estado de
Morelos: MOR-2007-CO1-80360 y de Redes
de Fuentes de Energía, así como del
Proyecto UNAM-PAPIIT-DGAPA: IN220908.
REFERENCIAS Atsumi S, Cann AF, Connor MR, Shen CR,
Smith KM, Brynildsen MP, Chou KJY,
Hanai T & Liao JC (2008a) Metabolic
Engineering of Escherichia coli for 1-
butanol production. Metabol. Eng. 10:
305�–311.
Atsumi S, Hanai T & Liao JC (2008b) Non-
fermentative pathways for the synthesis
of branched-chain higher alcohols as
biofuels. Nature 451: 86-89.
Ezeji TC, Qureshi N & Blaschek H (2007)
Bioproduction of butanol from biomass:
from genes to bioreactors. Curr. Opin.
Biotechnol. 18: 220-227.
Ezeji TC, Qureshi N & Blaschek HP (2004)
Acetone Butanol ethanol (ABE)
production from concentrated substrate:
Reduction in substrate inhibition by fed-
batch technique and product inhibition by
gas stripping. Appl. Microbiol. Biotechnol.
63: 653-658.
Formanek J, Mackie R, Blaschek HP (1997)
Enhanced butanol production by
Clostridium beijerinckii BA101 grown in
semidefined P2 medium containing 6
percent maltodextrin or glucose. Appl.
Environ. Microbiol. 63: 2306-2310.
Heap JT, Pennington OJ, Cartman ST, Carter
GP & Minton NP (2007) The ClosTron: A
universal gene knock-out system for the
genus Clostridium. J. Microbiol. Methods.
70: 452-464.
Himmel ME, Ding SY, Johnson DK, Adney
WS, Nimlos MR, Brady JW & Foust TD
(2007) Biomass recalcitrance:
Engineering plants and enzymes for
biofuels production. Science 315: 804-
807.
Lee SY, Park JH, Jang SH, Nielsen LK, Kim J
& Jung KS (2008) Fermentative butanol
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 36
production by Clostridia. Biotechnol.
Bioeng. 101: 209-228.
Lin YL & Blaschek HP (1983) Butanol
production by a butanol-tolerant strain of
Clostridium acetobutylicum in extruded
corn broth. Appl. Environ. Microbiol. 45:
966-973.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 37
Lyanage H, Young M & Kashket ER (2000
Butanol tolerance of Clostridium
beijerinckii NCIMB 8052 associated with
down-regulation of gldA by antisense
RNA. J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2: 87�–
93.
Martin VJ, Pitera DJ, Withers ST, Newman
JD & Keasling JD (2003) Engineering a
mevalonate pathway in Escherichia coli
for production of terpenoids. Nat.
Biotechnol. 21: 796-802.
Mermelstein LD & Papoutsakis ET (1993) In
vivo methylation in Escherichia coli by the
Bacillus subtilis phage w3TI methyl-
transferase to protect plasmids from
restriction upon transformation of
Clostridium acetobutylicum ATCC 824.
Appl. Environ. Microbiol. 59: 1077-1081.
Nair RV & Papoutsakis ET (1994) Expression
of plasmid-encoded aad in Clostridium
acetobutylicum M5 restores vigorous
butanol production. J. Bacteriol. 176:
5843-5846.
Ni Y & Sun Z (2009) Recent progress on
industrial fermentative production of
acetona-butanol-ethanol by Clostridium
acetobutylicum in China. App. Microbiol.
Bitechnol. 83: 415-423.
Shen & Liao JC (2008) Metabolic engineering
of Escherichia coli for 1-butanol and
1-propanol production via the keto-acid
pathways. Metab. Eng. 10: 312-320.
Steen EJ, Chan R, Prasad N, Myers S,
Petzold CJ, Redding A, Ouellet M &
Keasling JD (2008) Metabolic engineering
of S. cerevisiae for the production of n-
butanol. Microbial cell Factories. 7-36: 1-
8.
Biodiesel a Partir de Microalgas
1Adriana Garibay Hernández*, 1Rafael Vázquez-Duhalt, 2M. del Pilar Sánchez Saavedra, 1Leobardo Serrano Carreón, 1Alfredo Martínez Jiménez*
1Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo.
Postal 510-3 Cuernavaca, Mor., 62250 2Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada, Km.
107 Carretera Tijuana – Ensenada, Ensenada, Baja California, 22860 [email protected]; [email protected]
RESUMEN La situación actual debida al agotamiento de los combustibles fósiles, incremento del precio del
petróleo y dificultades ambientales, demanda urgentemente fuentes alternas de energía siendo una
opción promisoria el biodiesel; biocombustible producido primordialmente a partir de aceites
provenientes de plantas oleaginosas, cuya disponibilidad desafortunadamente, es incapaz de
sustituir el mercado de petrodiesel en México y el mundo. El uso de microalgas para la producción
de biodiesel es una alternativa ventajosa debido al elevado contenido de lípidos y perfil idóneo para
la obtención del biocombustible que éstas ofrecen. Aunado a lo anterior, otros atributos de las
microalgas son su elevada eficiencia fotosintética, su capacidad de crecer tanto en aguas marinas,
dulces, residuales y salobres, así como su velocidad de crecimiento relativamente alta. No
obstante, los sistemas de cultivo de microalgas actualmente presentan ciertas limitantes tales como
la escasez de información para su escalamiento, la dificultad para el mantenimiento de
monocultivos, los elevados costos de operación para la producción y recolección de la biomasa de
microalgas, entre otros. Ante estos inconvenientes, la optimización de los sistemas de cultivo de
microalgas es imprescindible. El propósito de esta revisión es el de proporcionar un panorama
general y crítico de esta alternativa bioenergética, mediante el análisis de los fundamentos de la
misma.
Palabras clave: Biodiesel, microalgas, biocombustible, lípidos, fotobioreactores
ABSTRACT The current situation due to the exhaustion of the fossil energy resources, the increase of oil
prices and the environmental challenges related to the accumulation of greenhouse gases, urgently
demands the development of alternative energy sources, where one of the most prominent is
biodiesel. Biodiesel is a biofuel mainly produced from plant oils, which are raw materials that are not
enough to replace the majority of Mexico’s and also the world’s petroleum-based diesel demand.
Microalgae appear to be a satisfactory feedstock for biodiesel production that provides several
advantages such as: high photon conversion efficiency; ability to grow in marine, salt, fresh and
waste waters; sustained high growth rates; elevated oil productivity; and acceptable fatty acid
composition that complies with existing standards. However, there are significant limitations
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
38
associated with microalgae culture systems, such as lack of information for scaling them up,
difficulty for maintaining axenic cultures and the high costs for algal biomass production and
harvesting; consequently, optimization of the microalgal culture systems is necessary. This review
provides a critical overview of microalgae technology by the analysis of its basic principles.
Keywords: Biodiesel, microalgae, biofuels, lipids, photobioreactors
INTRODUCCIÓN En este siglo la humanidad afronta una
grave problemática debido al aumento de la
demanda energética mundial, agotamiento
de los combustibles fósiles, incremento del
precio del petróleo y las dificultades
ambientales causadas por los gases de
invernadero tales como la contaminación
local del aire y el calentamiento global. Esta
situación demanda urgentemente fuentes
alternativas de energía basadas en procesos
sustentables, renovables y amigables con el
ambiente, que además posibiliten la captura
de CO2. Una alternativa energética
promisoria que ha resultado muy atractiva en
años recientes es el biodiesel (Donohue &
Codgell, 2006; Schenk et al., 2008; Meng et
al., 2009; Rodolfi et al., 2009).
SITUACIÓN ACTUAL DEL BIODIESEL El biodiesel consiste en monoalquil-
ésteres de alcoholes de cadena corta,
usualmente etanol y metanol, con ácidos
grasos de cadena larga obtenidos a partir de
biomasa renovable y que es técnicamente
capaz de sustituir al diesel derivado de
petróleo como combustible (Sheehan et al.,
1998; Liu & Zhao, 2007; Song et al., 2008).
En contraste con el petrodiesel, el
biodiesel ofrece varias ventajas ya que es
una fuente de energía renovable y
biodegradable (se degrada cuatro veces más
rápido que el diesel fósil) y produce menos
emisiones indeseables (CO, hidrocarburos
aromáticos policíclicos, partículas de hollín,
óxidos de azufre y nitrógeno, metales)
durante su combustión a causa de su estado
oxigenado, siendo éstas por ende menos
nocivas. Además, posee propiedades
lubricantes que reducen el desgaste del
motor y es un material seguro para su
transporte, almacenamiento y manejo debido
a su baja volatilidad y elevado punto de
inflamación (100 - 170°C). El biodiesel puede
utilizar la infraestructura actual de
almacenamiento y distribución para el diesel
de petróleo. Asimismo, debido a la similitud
de las propiedades físicas y químicas del
diesel fósil con las del biocombustible, su uso
no requiere de modificación alguna en los
motores diesel convencionales, por lo que
puede ser empleado en éste ya sea
directamente (B100) o en mezclas biodiesel-
petrodiesel al 2% (B2), 5% (B5) y 20% (B20)
(Al-Zuhair, 2007; Anónimo, 2007; Liu & Zhao,
2007; Song et al., 2008; Vasudevan & Briggs,
2008).
Existen diversas metodologías para la
producción de biodiesel, cuatro de ellas han
sido estudiadas exhaustivamente: uso directo
de aceites o mezclas de éstos con diesel
fósil, microemulsiones, pirolisis y
transesterificación. La aplicación de las tres
primeras alternativas en motores diesel es
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
39
impráctica e insatisfactoria, ya que ocasiona
problemas tales como la obstrucción de los
inyectores, la formación de depósitos de
carbono, la combustión incompleta, el
golpeteo en el motor, el desgaste excesivo
del mismo, el daño del lubricante y, en el
caso específico de la pirólisis, la eliminación
de los beneficios ambientales inherentes al
uso de combustibles oxigenados. La
transesterificación o alcohólisis (Fig. 1) es la
reacción química ocurrida entre los aceites
(triacilglicéridos) y un alcohol (comúnmente
metanol, etanol, propanol o butanol) para
producir glicerol y alquil ésteres de ácidos
grasos, los cuales son conocidos como
CH2-OOC-R1 R1-COO-R’ CH2-OH | Catalizador | CH -OOC-R2 + 3 R’OH R2-COO-R’ + CH-OH | | CH2-OOC-R3 R3-COO-R’ CH2-OH Triacilglicérido Alcohol Alquil ésteres Glicerol (Biodiesel)
Fig. 1. Reacción general de transesterificación. R1, R2, R3 y R’ son radicales alquilo. Los catalizadores pueden ser álcalis, ácidos o enzimas (lipasas) (Ma & Hanna, 1999; Fukuda et al., 2001; Sharma et al., 2008).
biodiesel. Los principales factores que
influyen en el proceso son la relación molar
alcohol:glicéridos, el tipo de catalizador
(álcali, ácido, lipasas), la temperatura, el
tiempo de reacción y el contenido de agua y
ácidos grasos libres en la materia prima. En
la actualidad, la mayoría del biodiesel es
producido mediante transesterificación
alcalina, a causa de su rapidez y condiciones
moderadas que la caracterizan (Ma & Hanna,
1999; Al-Zuhair, 2007; Liu & Zhao, 2007;
Sharma et al., 2008; Vasudevan & Briggs,
2008).
La Unión Europea, con una producción
de 8,812 millones de litros (ML) en el 2008,
es el líder mundial en la industria del
biodiesel y se estima que lo seguirá siendo
durante la década próxima. Alemania
encabeza la lista de países productores
(3,203 ML), seguido por EUA (3,182 ML),
Francia (2,063 ML) e Italia (676 ML); países
en desarrollo tales como Malasia, China,
Brasil, Colombia, Argentina e Indonesia, son
prometedores en la industria del biodiesel. Se
estima un mercado de biodiesel de 168,206
ML para el 2016 (European Biodiesel Board,
2008; Li et al., 2008; US National Biodiesel
Board, 2008). La introducción exitosa y
comercialización del biodiesel en varios
países ha dado lugar al establecimiento de
normas que regulan sus propiedades y
aseguran su calidad. Los estándares
usualmente utilizados como referencia son la
norma ASTM D6751 en EUA y las normas
europeas EN 14213 (biodiesel para
calefacción) y EN 14214 (biodiesel para uso
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
40
vehicular). El cumplimiento de tales
disposiciones precisa de biodiesel
enriquecido en ácidos grasos de cadena
larga con elevado grado de saturación
(preferentemente los ácidos palmitoleico
(16:1), oleico (18:1) y mirístico (14:0)) que
permitan disminuir las emisiones tóxicas y
mejorar las propiedades del biocombustible
(número de cetanos, poder calorífico y
estabilidad oxidativa) sin comprometer sus
características de flujo, viscosidad y
lubricidad (Knothe, 2005; Chisti, 2007;
Schenk et al., 2008).
FUENTES DE MATERIA PRIMA Los aceites vegetales son la principal
materia prima para la producción de
biodiesel, razón por la cual el uso de cultivos
de alto contenido oleaginoso ha sido
estudiado exhaustivamente. Los principales
materiales oleaginosos utilizados derivan de
la palma, colza y soya, además del girasol,
coco, cacahuate, oliva, mostaza, entre otros
(Ma & Hanna, 1999; Al-Zuhair, 2007;
Anónimo, 2007; Li et al., 2008; Meng et al.,
2009; Song et al., 2008). El mercado
creciente de producción de biodiesel a partir
de aceites vegetales comestibles, requeriría
del uso de enormes extensiones de terreno
fértil, situación que podría conllevar a crisis
alimentarias ante la escasez de suelos
cultivables. En el caso particular del sureste
asiático y Brasil, el considerable incremento
en su tasa de producción de biodiesel a partir
de palma y soya, ha ocasionado problemas
ambientales inherentes a la deforestación de
regiones tropicales (Dismukes et al., 2008;
Schenk et al., 2008). En consecuencia se ha
planteado el uso de aceites no comestibles
procedentes de cultivos marginales tales
como Jatropha curcas (piñón), Calophyllum
inophyllum (tamanu), Pongamia pinnata
(haya de la India, karanja), Madhuca indica,
Swida wilsoniana, Ricinus communis
(higuerilla) y Vernicia fordii (tung). Estos
cultivos marginales no requieren de terrenos
fértiles, ya que proliferan en suelos áridos,
pobres en nutrientes, con altos niveles de
radiación y baja precipitación pluvial
(Fairless, 2007; Liu & Zhao, 2007; Sharma et
al., 2008; Song et al., 2008). El elevado costo
de la materia prima, que contribuye del 50 al
90% del precio de producción del biodiesel,
ha obstaculizado la comercialización del
biocombustible, motivo por el que se ha
propuesto el uso de aceites de desecho y de
grasas animales, alternativa que no ha sido
satisfactoria a causa de los gastos
adicionales necesarios para el refinamiento y
la transesterificación del material (Al-Zuhair,
2007; Liu & Zhao, 2007; Song et al., 2008;
Meng et al., 2009). En el 2007, la producción
de biodiesel a partir de aceites vegetales
(comestibles y no comestibles, vírgenes y
usados) y grasas animales (12 Mtons)
correspondió al 0.3% del consumo global de
petróleo (3952.8 Mtons), situación que
constata la incapacidad de estas fuentes
para desplazar la demanda actual y futura de
combustible (BP Statistical Review of World
Energy 2008; Schenk et al., 2008). Asimismo,
la obtención de biodiesel a partir de plantas
oleaginosas (comestibles y no comestibles)
está limitada por varios inconvenientes tales
como los largos periodos de producción
(meses o años) inherentes a la tecnología
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
41
agrícola, el rendimiento lipídico restringido
(menor al 5% del peso seco total) y la
dependencia a las condiciones climáticas, la
ubicación geográfica, la fertilidad de los
suelos y la variedad cultivada; no obstante, el
principal obstáculo es la extensa superficie
de cultivo requerida y el enorme volumen de
agua necesario para el riego (Anónimo, 2007;
Li et al., 2007; Chisti, 2007; Chisti, 2008;
Schenk et al., 2008). La sustentabilidad de la
industria del biodiesel requiere de materias
primas alternas que permitan operar
continuamente y superar las limitaciones
señaladas (Liu & Zhao, 2007); una alternativa
prometedora es la obtención de aceites a
partir de cultivos de microalgas.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
42
LAS MICROALGAS COMO MATERIA PRIMA ALTERNA Características generales de las microalgas
Las microalgas son un conjunto
heterogéneo de microorganismos
fotosintéticos unicelulares procariontes
(cianobacterias) y eucariontes, que se
localizan en hábitats diversos tales como
aguas marinas, dulces, salobres, residuales o
en el suelo, bajo un amplio rango de
temperaturas, pH y disponibilidad de
nutrientes; se les considera responsables de
la producción del 50% del oxígeno y de la
fijación del 50% del carbono en el planeta. Su
biodiversidad es enorme, se han identificado
alrededor de 40,000 especies aunque se
estima que existen más de 100,000, de las
cuales con frecuencia se desconoce su
composición bioquímica y metabolismo. Las
microalgas se clasifican de acuerdo a varios
parámetros tales como pigmentación, ciclo
de vida, morfología y estructura celular
(Tabla 1). Las especies más estudiadas para
aplicaciones biotecnológicas corresponden a
las algas verdes y a las diatomeas
(Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991;
Sheehan et al., 1998; Hu et al., 2008).
Desde la antigüedad las microalgas se
han usado como alimento humano, sin
embargo es hasta ahora que han atraído la
atención para la investigación de su potencial
biotecnológico. El interés por las microalgas
surgió en Alemania en los años cincuenta y
sesenta al ser consideradas como una fuente
abundante de proteína de bajo costo para la
nutrición humana, interés que después se
extendió a países de todos los continentes.
El atractivo de las microalgas posteriormente
fue encauzado hacia otras aplicaciones tales
como la acuacultura (cultivo de especies
acuáticas vegetales y animales en medios
naturales y artificiales), el tratamiento de
aguas residuales, la obtención de sustancias
químicas finas, la producción de
farmacéuticos y los procesos de
bioconversión energética. La producción de
bioenergía a partir de microalgas fue
contemplada desde los años cincuenta, sin
embargo a partir de la crisis energética de
1975, el potencial económico de esta
tecnología fue reconocido por varios países
como EUA, Japón y Australia (Arredondo &
Vázquez-Duhalt, 1991; Huntley & Redalje,
2007).
Tabla 1. Clasificación de las microalgas. Se describen las principales divisiones en las cuales las microalgas han sido clasificadas de acuerdo a parámetros diversos tales como pigmentación, ciclo de vida, estructura celular, etc. (AlgaeBase, www.algaebase.org; Hu et al., 2008; Sheehan et al., 1998).
Clase Características
Chlorophyta (algas verdes)
División conformada por una gran cantidad de especies, en particular por las que proliferan en ambientes dulceacuícolas. Pueden existir ya sea como células individuales o colonias. Su principal reserva de carbono es el almidón, sin embargo pueden almacenar lípidos bajo determinadas condiciones. En esta división destaca la clase Prasinophyceae, caracterizada por incluir especies que forman parte del ‘pico-plancton’.
Bacillariophyta (diatomeas)
Las diatomeas predominan en aguas oceánicas, no obstante también se les puede encontrar en aguas dulces y residuales. Se caracterizan por contener silicio en sus paredes celulares. Almacenan carbono de maneras diversas, ya sea como aceites o como crisolaminarina (polímero glucídico).
Heterokontophyta
División constituida por una gran diversidad de clases dentro de las cuales destaca la Crysophyceae (algas doradas), conformada por especies similares a las diatomeas en términos de composición bioquímica y contenido de pigmentos. Las algas doradas se distinguen por los complejos pigmentos que las conforman, los cuales les proporcionan tonalidades amarillas, cafés o naranjas. Las especies de este grupo son principalmente de agua dulce. Sus reservas de carbono son los lípidos y los carbohidratos. Asimismo, otras clases relevantes de esta división son: Phaeophyceae (algas cafés), Xantophyceae (algas verde-amarillas), Eustigmatophyceae (forma parte del ‘pico-plancton’), entre otras.
Cianobacteria Las cianobacterias son microorganismos procariotes cuya estructura y organización son similares a las de las bacterias. Las cianobacterias desempeñan un papel relevante en la fijación del nitrógeno atmosférico.
Otras divisiones Rhodophyta (algas rojas), Dinophyta (dinoglagelados).
Destaca el proyecto solventado por el
Departamento de Energía de los EUA (DOE,
Department of Energy) con más de 25
millones de dólares, y el ‘programa de
especies acuáticas’ del Laboratorio Nacional
de Energía Renovable (NREL, National
Renewable Energy Lab) con una duración de
18 años (1978-1996), cuyas importantes
aportaciones en las áreas de aislamiento,
caracterización, fisiología, bioquímica e
ingeniería genética de especies microalgales
aunadas a los avances en el análisis
económico y escalamiento de cultivos en
sistemas eficientes, constituyen las bases
actuales para el desarrollo de
biocombustibles a partir de microalgas.
Asimismo sobresale el programa
subvencionado por el gobierno japonés
(1990-2000), el cual estuvo dirigido al estudio
de la fijación de CO2 y a la optimización del
crecimiento microalgal. Estos proyectos
fueron suspendidos en parte, ante la falta de
competitividad del biocombustible ante los
precios del combustible fósil. No obstante,
debido a la condición actual de agotamiento
de los combustibles fósiles, incremento de
los precios del petróleo y calentamiento
global como consecuencia de la acumulación
de gases de invernadero, el panorama para
la producción de bioenergía a partir de
microalgas es alentador (Arredondo &
Vázquez-Duhalt, 1991; Sheehan et al., 1998;
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
43
Huntley & Redalje, 2007; Hu et al., 2008;
Rodolfi et al., 2009; Waltz, 2009).
Características relevantes de los cultivos
microalgales para la producción de biodiesel
En la actualidad se ha detectado el uso
de lípidos microalgales para la producción de
biodiesel, ya que es una alternativa que
asegura satisfacer o reemplazar la demanda
global de petrodiesel. Esta tecnología es
prometedora dadas las ventajas que ofrece
en contraste con las plantas oleaginosas,
tales como: mayor eficiencia fotosintética;
eficacia superior en la asimilación de
nutrientes; y periodos cortos de producción
sostenida durante todo el año, a causa de los
breves tiempos de duplicación de las
microalgas. Los cultivos microalgales son
independientes de la estacionalidad
inherente a los cultivos agrícolas y de la
fertilidad del suelo, condición que posibilita
prescindir de herbicidas y pesticidas y
además, permite emplear territorios
marginales e inclusive zonas no aptas para la
agricultura, ganadería, industria y turismo.
Asimismo, en contraste con los cultivos
tradicionales, requieren de menores
cantidades de agua y son flexibles ante el
tipo y la calidad de ésta, por lo que prosperan
convenientemente tanto en aguas marinas,
como dulces, salobres y residuales.
Igualmente, el contenido oleaginoso y el perfil
de composición lipídica de las microalgas,
puede ser controlado en función de las
condiciones de cultivo, principalmente
mediante la limitación de nutrientes. Además,
esta tecnología puede ser acoplada al
reciclaje del CO2 liberado en las emisiones
industriales, especialmente por las plantas de
producción de electricidad a partir de
combustibles fósiles. Una ventaja adicional
estriba en la posibilidad de obtener
subproductos (proteína, carbohidratos,
biopolímeros, pigmentos, biogás, etc.) a partir
de la biomasa microalgal residual una vez
que los lípidos han sido extraídos. Inclusive,
resulta factible el empleo de algunos de estos
residuos en la alimentación humana o animal
y en la producción de fertilizantes o de otros
biocombustibles. Finalmente, la ventaja
competitiva más importante del biodiesel de
microalgas, consiste en los rendimientos
lipídicos por unidad de área
considerablemente superiores a los
obtenidos con plantas oleaginosas
(Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991;
Sheehan et al., 1998; Chisti, 2007; Li et al.,
2007; Williams, 2007; Dismukes et al., 2008;
Hu et al., 2008; Rittmann, 2008; Schenk et
al., 2008; Gouveia & Oliveira, 2009; Meng et
al., 2009; Rodolfi et al., 2009; Waltz, 2009).
Una de las estimaciones más
conservadoras para el rendimiento anual de
biodiesel microalgal, como se indica en la
Tabla 2, por lo menos duplica los
rendimientos obtenidos a partir de plantas
oleaginosas. En el 2008 la demanda de
petrodiesel en México fue de 23,630 ML
(Indicadores Petroleros, 2008), el reemplazo
de esta demanda con biodiesel de origen
vegetal, incluso con aquél derivado de
cultivos de elevada productividad lipídica
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
44
Tabla 2. Comparación de distintas fuentes de materia prima para la producción de biodiesel en México. Se indican las proporciones de suelo fértil y de superficie total del país necesarias para reemplazar con biodiesel el 100% de la demanda de petrodiesel en México. Las fracciones de superficie total sólo se señalan para materias primas que no precisan de suelos fértiles (CIA World Factbook, 2009; Schenk et al., 2008).
Materia prima Productividad De Biodiesel
(L/ha/año)
Superficie equivalente requerida (ha x 106)
Porcentaje equivalente de la superficie
fértil requerida
Porcentaje equivalente de la superficie total (no necesariamente
fértil) requerida
Palma 5,950 3.972 16.14 --
Jatropha 1,892 12.490 50.75 6.43
Colza 1,190 19.859 80.69 --
Girasol 952 24.823 100.9 --
Soya 446 52.986 215.3 --
Microalgasa 12,000 1.969 8.00 1.01
Microalgasb 20,000 1.181 4.80 0.61aRendimiento conservador de productividad de biodiesel microalgal acorde con Schenk et al. (2008). bProductividad de biodiesel microalgal asequible a través de la tecnología actualmente disponible, acorde con Wijffels (2008).
como la palma, requeriría de extensas
regiones fértiles. Igualmente, el uso de
plantas marginales como Jatropha curcas,
precisaría de superficies mayores a las
comprendidas por cultivos microalgales
independientemente de la fertilidad de los
suelos. La tecnología de microalgas es una
alternativa prometedora, ya que para
satisfacer el 100% de la demanda actual de
diesel de petróleo en México, sería necesario
emplear sólo 1% de la extensión total del
país, al considerar el rendimiento lipídico y la
independencia a la calidad de los suelos por
parte de los cultivos de microalgas (Schenk
et al., 2008; CIA World Factbook, 2009).
Potencial de producción de biodiesel
microalgal
Recientemente, el potencial de las
microalgas para la producción de biodiesel
ha sido sobreestimado por empresas
diversas que aseguran productividades
iguales o superiores al máximo teórico
posible (Wijffels, 2008; Waltz, 2009). La
determinación de la productividad máxima
teórica se fundamenta en la eficiencia
fotosintética, la cual se define como la
fracción de la energía luminosa absorbida
que es fijada como energía química en la
biomasa durante el crecimiento
fotoautotrófico. La fijación fotosintética de un
mol de CO2 en biomasa microalgal con una
composición representativa (CH1.78O0.36N0.12)
en sistemas con amonio como fuente de
nitrógeno, se considera que requiere de la
absorción de 14 fotones, aunque de acuerdo
a las estimaciones de autores diversos, esta
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
45
magnitud puede variar de 6 a 16. La
incorporación de un mol de carbono resulta
así en la producción de 21.25 g de peso seco
con un contenido energético (entalpía de
combustión) de 547.8 kJ (Wijffels, 2008).
Cabe destacar que la totalidad de la
radiación solar no es aprovechada en la
fotosíntesis microalgal, sólo es útil el
espectro comprendido entre los 400 y 700
nm de longitud de onda denominado
‘radiación fotosintéticamente activa’ (PAR por
sus siglas en inglés), región que solo
representa el 42.3% del total. La energía
promedio de los fotones comprendidos en
este rango es de 218 kJ. Los datos anteriores
posibilitan determinar una eficiencia
fotosintética máxima para las microalgas del
7.6% respecto a la radiación solar total
(Apéndice 1.A), valor que a pesar de ser
reportado por varios investigadores en un
intervalo del 3 al 10%, es cercano o superior
al máximo teórico precisado para plantas C3
(2.4 - 4.3%) y C4 (1.3 - 3.7%). El
aprovechamiento parcial de la radiación
fotosintéticamente activa es atribuido a
fenómenos diversos, principalmente a la
disipación de energía en los aparatos
fotosintéticos en manera de calor o
fluorescencia con la intención de evitar el
daño de éstos por radiación excesiva
(fotoinhibición) (Pulz & Scheibenbogen, 1998;
Janssen et al., 2003; Dismukes et al., 2008;
Wijffels, 2008). La energía solar es un recurso renovable
abundante y de alta calidad en México, ya
que la radiación solar promedio es de 1,825
kWh/m2/año (Jiménez et al., 2007). En el
Apéndice 1.B, se describe que al considerar
una eficiencia fotosintética del 7.6%, se
determina que la máxima productividad
teórica de biomasa seca microalgal en
México sería de 194 tons/ha/año; asimismo,
al suponer un contenido de triglicéridos del
30% (gTAG/gBiomasa), una eficiencia de
transesterificación del 96% (Al-Zuhair, 2007)
y una densidad del biodiesel microalgal de
0.864 kg/L (Xu et al., 2006), se estima una
producción hipotética del biocombustible
(biodiesel) de 64,500 L/ha/año, magnitud
inasequible hasta ahora. Acorde con Wijffels
(2008), la tecnología actualmente disponible
permitiría producir alrededor de 20,000
L/ha/año de biodiesel. No obstante, este
valor podría ser cercano al máximo teórico a
través de avances en la selección de
especies, las estrategias y sistemas de
cultivo, los procedimientos de cosecha y
extracción de aceites, aunados a la
optimización del metabolismo de los
microorganismos mediante recursos
moleculares (Wijffels, 2008; Waltz, 2009).
Estos datos indican la superioridad del
potencial de producción de biodiesel a partir
de cultivos microalgales en contraste con el
uso de aceites vegetales (comestibles y no
comestibles) como materia prima para la
obtención de biodiesel (Tabla 2).
El contenido lipídico de las microalgas
Las microalgas con elevadas
productividades lipídicas son deseables para
la elaboración de biodiesel, razón por la cual
la cantidad de lípidos contenidos en la
biomasa y la velocidad de crecimiento,
sumados a la eficiencia metabólica y la
robustez del microorganismo, son
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
46
parámetros relevantes para su selección
(Chisti, 2007; Rosenberg et al., 2008).
La determinación del contenido
oleaginoso de las microalgas resulta
complicada a causa de su variación ante
condiciones distintas de cultivo; el
crecimiento en ambientes desfavorables o
bajo situaciones de estrés, frecuentemente
conlleva al incremento de la fracción lipídica,
aunque en detrimento de la productividad
lipídica del cultivo. Los lípidos comprendidos
en las microalgas por lo general constituyen
del 20 al 50% de su peso seco, sin embargo
se han reportado valores en un rango del 1 al
80%, o incluso superiores, como se señala
en la Tabla 3 (Arredondo & Vázquez-Duhalt,
1991; Chisti, 2007; Hu et al., 2008; Schenk et
al., 2008; Meng et al., 2009; Rodolfi et al.,
2009). Las especies que producen más de un
30% de materias grasas se denominan
‘oleaginosas’ (Arredondo & Vázquez-Duhalt,
1991).
Los grupos taxonómicos a los cuales
pertenecen las microalgas oleaginosas son
diversos. En los ejemplares eucariontes, el
contenido lipídico es considerado como
propio de la especie y no del género, de
manera tal que este parámetro varía
notablemente entre las especies individuales
de cada grupo taxonómico (Ben-Amotz et al.,
1985; Hu et al., 2008). No obstante, de
acuerdo con Hu et al. (2008), es posible
generalizar que microalgas oleaginosas
eucariontes de grupos diversos (clorofitas,
diatomeas, crisofitas, haptofitas,
eustigmatofitas, dinofitas, xantofitas y
rodofitas) presentan, bajo condiciones
normales de cultivo, una fracción lipídica
promedio del 25.1%, magnitud que es
superior (45%) en situaciones de estrés.
Cabe destacar que la ubicuidad de las algas
verdes (clorofitas) en hábitats diversos,
además de la facilidad para su aislamiento y
desarrollo en condiciones de laboratorio, ha
favorecido la identificación de numerosas
especies oleaginosas en este grupo,
condición que no necesariamente es
distintiva del mismo. Las cianobacterias por
su parte presentan bajos contenidos lipídicos
promedio (9.8%; Hu et al., 2008), sin
embargo su aplicación en la producción de
biodiesel ha sido sugerida por Rittmann
(2008) a causa de la producción de lípidos
paralela al crecimiento y la sencillez para la
manipulación genética que ofrecen, en
contraste con las especies eucariontes.
Químicamente los lípidos son sustancias de
origen biológico que, siendo escasamente
solubles en agua, pueden ser extraídas con
solventes orgánicos de baja polaridad.
Las estructuras de estas biomoléculas
comprenden largas cadenas
hidrocarbonadas, unidades de isopreno y
grupos funcionales diversos (oxigenados
principalmente). En las microalgas los
principales componentes de la fracción
lipídica son triacilgliceroles, ácidos grasos
libres, ceras, esteroles, hidrocarburos,
glicolípidos (predominantes en membranas
cloroplásticas), fosfolípidos (abundantes en
plasmalema y diversos sistemas
endomembranosos) y pigmentos
(carotenoides, clorofilas, ficobilinas, etc.),
aunque compuestos inusuales tales como
ácidos grasos halogenados e hidroxilados,
alquenonas de cadena larga, entre otros,
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
47
Tabla 3. Contenido lipídico de algunas microalgas en condiciones autotróficas.
%Contenido lipídico %Contenido lipídico Especie
(gLípidos/gPeso-seco x100)Especie
(gLípidos/gPeso-seco x100)
Ankistrodesmus sp. 2,4,6 24.5 – 40.3 Hormotilopsis gelatinosa 2 49.1
Botryococcus braunii var. A 2,5 43.0 – 63.0 Isochrysis sp. 4,8 7.1 – 47.0
Botryococcus braunii var. B 2,5 53.0 – 86.0 Monallantus salina 1,2 20.0 – 72.2
Botryococcus sudeticus 7 9.39 – 23.09 Monodus subterraneus 2,10 39.3 - 40.0
Chaetoceros gracilis 2 46.0 Nannochloris sp. 1,8 20.0 – 47.8
Characium polymorphum 2 42.0 Nannochloropsis salina 8 40.8 – 72.2
Chlamydomonas applanata 2 32.8 Nannochloropsis sp. 1,9 28.7 – 68.0
Chlorella emersonii 9,10 63.0 Naviculla pelliculosa 2,8 22.0 – 44.8
Chlorella minutissima 9,10 57.0 Neochloris oleoabundans 2,3 18.9 – 88.8
Chlorella protothecoides 10 23.0 Nitzschia laevis 10 69.1
Chlorella pyrenoidosa 2,8 14.4 – 35.8 Nitzschia pelea Kutz 2,8 27.2 – 39.5
Chlorella sorokiana 9,10 22.0 Nitzschia sp. 1,4 22.1 – 47.0
Chlorella sp. 1 28.0 – 32.0 Ochromonas danica 2,8 39.0 – 71.0
Chlorella vulgaris 9 5.1 - 56.0 Oocystis polymorpha 2 34.7
Chlorococcum oleofaciens 2 44.3 Parietochloris incisa 10 62.0
Chlorosarcinopsis nagevensis 2 32.2 Ourococcus sp. 2,8 27.0 – 49.5
Chroomonas salina 8 44.0 Peridinum cinetum fa. Westi 2 36.0
Chrysochromulina kappa 2,8 32.6 Phaeodactylum tricornutum 2 31.0
Chrysochromulina polylepsis 2,8 47.6 Protosiphon botryoides 2,8 37.0
Cosmarium laeve 2,8 15.0 - 33.0 Prymnesium parvm 2,8 22.0 - 38.2
Crypthecodinium cohnii 1 20.0 Radiosphaera nagevensis 2,8 43.0
Cyclotella cryptica 2 36.8 Scenedesmus dimorphus 2,8,9 6.0 – 40.0
Cyclotella sp. 2 54.0 Scenedesmus obliquus 9 11.0 - 55.0
Cylindrotheca sp. 1 16.0 – 37.0 Scotiella sp. 2,8 34.5 – 48.0
Dunaliella primolecta 1,2,8 23.0 – 53.8 Schizochytrium sp. 1 50.0 - 77.0
Dunaliella salina 2,4,8 9.2 – 47.2 Skeletonema costatum 2 30.3
Euglena gracilis 2 55.0 Stichoccus bacillaris 2 38.9
Hantzchia sp. 2 61.0 Tetraselmis sueica 1 15.0 – 23.0 1Chisti, 2007; 2Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991; 3Gatenby et al., 2003; 4Ben-Amotz et al., 1985; 5Metzger & Largeau, 2005; 6Sheehan et al., 1998; 7Vázquez-Duhalt & Greppin, 1987; 8Cohen, 1986; 9Gouveia & Oliveira, 2009; 10Li et al., 2008.
también ocurren (Cohen, 1986; Arredondo &
Vázquez-Duhalt, 1991; Metzger & Largeau,
2005; Guschina & Harwood, 2006; Hu et al.,
2008). No todos los lípidos microalgales son
satisfactorios para la producción de biodiesel,
sin embargo los apropiados para ello (ácidos
grasos, libres y unidos covalentemente al
glicerol y sus derivados) son producidos con
frecuencia y constituyen la mayor fracción de
los lípidos totales, usualmente del 20% al
40% (Cohen, 1986; Chisti, 2007). Un perfil de
ácidos grasos de cadena larga con un bajo
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
48
grado de insaturación es deseable para la
elaboración de biocombustible de calidad
(Knothe, 2005).
SÍNTESIS DE LÍPIDOS La composición de ácidos grasos de las
microalgas comúnmente incluye moléculas
lineales de 12 a 22 átomos de carbono en
número par, saturadas e insaturadas, donde
la posición y el número de enlaces dobles (1
a 6) es variable, siendo por lo general cis la
configuración de éstos. Los ácidos grasos de
16C a 18C son los más frecuentes, no
obstante moléculas de cadena media (10C,
12C, 14C) o demasiado larga (> 20C)
predominan en algunas especies. Por lo
general, en las microalgas dulceacuícolas
prevalecen los ácidos grasos saturados y
mono-insaturados, observándose en menor
proporción compuestos poli-insaturados
(PUFAs, Polyunsaturated Fatty Acids). Estos
últimos, ocasionalmente constituyen la mayor
fracción de ácidos grasos en especies
marinas. La variación del perfil de ácidos
grasos entre grupos algales diversos es
considerable, variabilidad que igualmente se
exhibe bajo distintas condiciones de cultivo
(Cohen, 1986; Hu et al., 2008; Griffiths &
Harrison, 2009).
El metabolismo lipídico de las algas es
similar al de plantas superiores,
particularmente en la biosíntesis de ácidos
grasos y triglicéridos, como consecuencia de
las homologías de secuencia y la similitud de
características bioquímicas observadas entre
ciertos genes y enzimas, de origen vegetal y
algal, involucrados en la producción de
lípidos. En el cloroplasto ocurre la síntesis de
novo de ácidos grasos, cuyo paso inicial
consiste en la carboxilación de acetil-CoA
dependiente de ATP para su conversión en
malonil-CoA. Esta reacción es catalizada por
la acetil-CoA carboxilasa y es considerada el
paso limitante del proceso, ya que
compromete el flujo de acetil-CoA hacia la
biosíntesis de lípidos, donde las unidades de
acetil-CoA probablemente derivan del
piruvato proveniente de la glucólisis. La
reacción anterior es seguida por ciclos de
adición descarboxilativa de malonil-CoA a
unidades acilo y -reducción, catalizados por
el sistema ácido graso sintetasa, hasta
producir moléculas de 16C y 18C saturadas.
Los ácidos palmítico (16:0) y oleico (18:1 9)
son los precursores de las moléculas poli-
insaturadas, a su vez producidas mediante
mecanismos de desaturación aerobia y
elongación. Por su parte, se sugiere que la
biosíntesis de triglicéridos sucede en el
citosol y en el retículo endoplásmico
esencialmente a través de la catálisis por
acil-transferasas del traslado secuencial de
ácidos grasos a las posiciones 1, 2 y 3 del
glicerol-3-fosfato, donde antes de la última
transferencia, se requiere de la
defosforilación del ácido fosfatídico
previamente formado (Fischer et al., 2008;
Hu et al., 2008). En la Fig. 2, se presenta un
esquema que describe en términos generales
la biosíntesis de lípidos microalgales. CONDICIONES AMBIENTALES QUE AFECTAN LA ACUMULACIÓN DE LÍPIDOS La producción de lípidos al igual que su
composición en las microalgas, a pesar de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
49
Fig. 2. Biosíntesis de lípidos microalgales. En términos generales, en el sistema fotosintético a partir de la energía proporcionada por los fotones presentes en el flujo luminoso, se lleva a cabo la oxidación catalítica del agua con la consecuente formación de protones, electrones y O2, los cuales a su vez posibilitan la obtención de los productos fotosintéticos: ATP y NADPH. Estos productos fotosintéticos son el sustrato del Ciclo de Calvin en el cual el CO2 es fijado en moléculas de 3 átomos de Carbono (3 C), las cuales a su vez son asimiladas como carbohidratos, lípidos y proteínas. En el caso particular de los lípidos microalgales, las moléculas de 3 C son transformadas a piruvato y acetil-CoA en el cloroplasto, donde las moléculas de acetil-CoA son carboxiladas y sometidas a numerosos ciclos de adición descarboxilativa y -reducción para la síntesis de novo de ácidos grasos (grupos acilo: ACIL-ACP). El mecanismo de transporte de ácidos grasos al exterior del citoplasma se desconoce. Posteriormente, como se indica en el texto, los ácidos grasos son secuencialmente transferidos a las posiciones 1, 2 y 3 del glicerol-3-fosfato, donde algunos intermediarios son desviados hacia la síntesis de lípidos de membrana (Fischer et al., 2008; Hu et al., 2008; Rosenberg et al., 2008; Beer et al., 2009).
depender principalmente de la especie, y en
última instancia de su constitución genética,
son afectados por diversas condiciones
físicas y químicas de cultivo, tales como la
fase de crecimiento, la disponibilidad y la
clase de nutrientes, la salinidad, el tipo,
periodos e intensidad de luz, la temperatura,
el pH, e incluso, la asociación con otros
microorganismos. La aclimatación de las
microalgas a la restricción de nutrientes se
caracteriza por la manifestación de
respuestas específicas para el elemento
limitado (inducción de sistemas de transporte
de alta afinidad y de la síntesis de enzimas
hidrolíticas para la liberación intra- o extra-
celular del nutriente), además de respuestas
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
50
generales tales como cambios morfológicos,
cese de la división celular, alteraciones en la
permeabilidad de las membranas,
acumulación de lípidos y/o polisacáridos,
reducción de la actividad fotosintética y
modificación de procesos metabólicos. La
limitación de Nitrógeno es considerada como
la estrategia más eficiente para incrementar
el contenido de lípidos neutros en las
microalgas, en particular el de triglicéridos
conformados por ácidos grados con un
elevado grado de saturación. Respuestas
similares son inducidas por la deficiencia de
fósforo, azufre y silicio, siendo el efecto de
este último específico para las diatomeas.
Asimismo, la disponibilidad de Hierro (+3)
influye en el contenido oleaginoso, aunque el
mecanismo se desconoce. Sin embargo, el
comportamiento de las microalgas ante la
restricción de nutrientes es
considerablemente variable y por tanto, no es
posible establecer una tendencia
generalizada entre las especies microalgales
(Ben-Amotz, et al.,1985; Cohen, 1986;
Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991;
Thompson, 1996; Sheehan et al., 1998;
Grossman & Takahashi, 2001; Gatenby et al.,
2003; Guschina & Harwood, 2006; Huntley &
Redalje, 2007; Dismukes et al., 2008; Hu et
al., 2008; Li et al., 2008; Rosenberg et al.,
2008; Gouveia & Oliveira, 2009; Rodolfi et al.,
2009). La acumulación de lípidos en especies
oleaginosas, a pesar de la atenuación de la
división celular, es consecuencia de la
asimilación continua de carbono y su
orientación hacia la síntesis activa de ácidos
grasos. Los lípidos bajo tales circunstancias,
fungen como una reserva de carbono y
energía, además de proteger al organismo
contra el estrés fotooxidativo (Thompson,
1996; Grossman & Takahashi, 2001; Hu et
al., 2008; Rosenberg et al., 2008; Meng et al.,
2009; Rodolfi et al., 2009).
La temperatura, por su parte, afecta
notablemente el perfil lipídico de las
microalgas, de manera tal que a bajas
temperaturas incrementa el grado de
insaturación. Las altas intensidades
luminosas son otra de las condiciones que
favorecen sustancialmente la acumulación de
triglicéridos con un elevado perfil de
saturación, donde intensidades bajas a su
vez promueven la síntesis de lípidos polares
altamente insaturados, estructural y
funcionalmente asociados con las
membranas. El pH y la salinidad son otros
factores que modifican la síntesis de lípidos
de diversas microalgas, sin embargo el tipo y
cantidad de lípidos producidos también
dependen de la especie y de la magnitud del
cambio de éstas variables (Cohen, 1986:
Arredondo & Vázquez-Duhalth, 1991;
Thompson, 1996; Andersen, 2005; Guschina
& Harwood, 2006; Hu et al., 2008; Rodolfi et
al., 2009).
PRODUCCIÓN DE MICROALGAS La producción de biodiesel a partir de
microalgas es un proceso conformado, en
términos generales, por las etapas
elementales de producción de biomasa rica
en lípidos, recuperación o cosecha de la
biomasa, extracción de lípidos y
transesterificación, como se indica en la Fig.
3 (Chisti, 2008; Schenk et al., 2008).
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
51
Fig. 3. Esquema conceptual del proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas. El proceso de producción de biodiesel está conformado en términos generales por las etapas elementales indicadas en el esquema. El agua, los nutrientes, el CO2 y la luz, son proporcionados a los sistemas de cultivo (abiertos, cerrados o híbridos) para la producción de biomasa de microalgas rica en lípidos. El CO2 suministrado puede provenir del aire ambiente, o bien, los sistemas de cultivo pueden ser acoplados a flujos ricos en este gas procedente de emisiones industriales, tales como las de las plantas generadoras de energía eléctrica. La biomasa producida es separada del agua y los nutrientes residuales son recirculados hacia la etapa inicial de producción de biomasa. Los aceites son extraídos a partir de la pasta de microalgas, siendo después transformados en biodiesel y glicerol, mediante la reacción de transesterificación (alcalina, ácida o enzimática). Este esquema conceptual puede incluir etapas adicionales que posibiliten acoplar la producción de biodiesel al aprovechamiento de los co-productos, es decir, del glicerol y de la biomasa microalgal libre de lípidos, ya sea directamente como insumos industriales, en la alimentación humana, animal y/o acuícola, o indirectamente a través de su transformación en productos alternos tales como biogás o bioetanol, entre otros (Chisti, 2008; Schenk et al., 2008).
En relación a la etapa de producción de
biomasa de microalgas, actualmente existen
sistemas de cultivo de microalgas destinados
a la obtención de productos de alto valor
agregado (pigmentos carotenoides, ácidos
grasos esenciales - 3 y 6 -, compuestos
isotópicos, ficobiliproteínas, farmacéuticos -
anticancerígenos y antibióticos -, vitaminas C
y E, etc.), no obstante ante la escasa
flexibilidad económica del mercado de los
biocombustibles, la optimización de tales
sistemas de producción resulta necesaria
(Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991; Schenk
et al., 2008; Wijffels, 2008). Los sistemas
empleados con mayor frecuencia en la
producción de biomasa microalgal son los de
tipo abierto, que a pesar de sus formas y
tamaños diversos, destacan por asemejar el
entorno natural de las microalgas. Los
cultivos abiertos comprenden sistemas
naturales (lagos, lagunas, estanques),
artificiales, de superficie inclinada y
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
52
estanques tipo circuito (‘raceway ponds’),
donde estos últimos son los de uso más
extendido (Fig. 4A). Los estanques tipo
‘raceway’ consisten en circuitos de 15 a 30
cm de profundidad, en los cuales una rueda
de paletas mantiene un flujo constante del
A. Estanque tipo ‘circuito’. B. Fotobioreactor Tubular.
*
Fig. 4. Sistemas para producción de microalgas. (A) Sistema tipo ‘circuito’: es el tipo de sistema abierto de uso más frecuente; *Paletas giratorias para la circulación del agua. (B) Fotobioreactor tubular: es una clase de sistema cerrado de cultivo microalgal de uso común. Las flechas indican la dirección del flujo de agua.
cultivo; las producciones y productividades
biomásicas factibles en estos sistemas son
bajas, próximas a 1 g/L y a 10-25 g/m2/d,
respectivamente. Las ventajas inherentes a
los cultivos abiertos radican en su sencillez y
su bajo costo de inversión en contraste con
sistemas cerrados, a causa de la diversidad
de materiales útiles para su construcción
(concreto, tierra, plástico, etc.) y la facilidad
que ofrecen para su operación y
mantenimiento. Sin embargo, acorde con
Wijffels (2008), un factor determinante del
costo de producción de biomasa de
microalgas en sistemas abiertos es la
cosecha de la biomasa, debido a la baja
concentración que ésta alcanza. De este
modo, al considerar la operación de cosecha
de la biomasa y la tecnología actualmente
disponible, los costos de producción de los
sistemas abiertos no son tan bajos e incluso,
son del mismo orden de magnitud que los
correspondientes a los sistemas cerrados.
Los sistemas abiertos presentan diversos
inconvenientes tales como pérdidas de agua
por evaporación, transferencia limitada de
CO2 al cultivo por su baja concentración en el
aire (0.035% v/v) y su difusión hacia la
atmosfera, control limitado de las condiciones
de cultivo, alta susceptibilidad de
contaminación (excepto en cultivos de
especies extremófilas), requerimiento de
superficies extensas, amplios periodos de
producción (6 a 8 semanas), producciones
reducidas de biomasa y penetración limitada
de la luz (Pulz & Scheibenbogen, 1998; Pulz,
2001; Chisti, 2007; Li et al., 2008; Rittmann,
2008; Schenk et al., 2008; Wijffels, 2008).
Los sistemas cerrados, en contraste con
los abiertos, ofrecen numerosas ventajas
tales como pérdidas mínimas de CO2, riesgo
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
53
reducido de contaminación, control y
reproducibilidad de las condiciones de
cultivo, ahorro de agua y nutrientes, menores
requerimientos de superficie, flexibilidad de
diseño, cortos periodos de producción (2 a 4
semanas) y productividades
considerablemente superiores (5 a 13 veces).
Los fotobioreactores cerrados, con el
propósito de colectar la mayor cuantía
posible de energía solar por unidad de
superficie, presentan configuraciones
diversas, tubulares (vertical, horizontal,
helicoidal, conformación ), páneles planos y
columnas de burbujeo, principalmente. Los
reactores tubulares (Fig. 4B) y de pánel plano
son los de uso más frecuente; habitualmente
están conformados por dos unidades, una de
recolección de luz y otra de transferencia de
gases. La consideración de factores tales
como la luz, la razón CO2/O2, la temperatura,
los nutrientes, la salinidad, el pH, entre otros,
resulta trascendental para el diseño de
sistemas cerrados. Las altas productividades
inherentes a estos sistemas precisan de una
penetración y distribución óptima de la luz,
condición que a su vez requiere de
materiales de construcción transparentes y
de relaciones superficie/volumen elevadas,
sin embargo, la intensidad de la luz incidente
debe ser moderada, de lo contrario se
presentan fenómenos de fotoinhibición y
fotoblanqueo. Asimismo, la relación CO2/O2
debe ser tal que la proporción de O2 sea
mínima y por ende, sean impedidos procesos
de fotorespiración y daño fotooxidativo.
Actualmente, la principal desventaja de los
sistemas cerrados consiste en sus elevados
costos, atribuidos en mayor medida a la
energía invertida en la agitación mecánica de
los cultivos con la finalidad de evitar la
sedimentación y favorecer la transferencia de
gases (Pulz & Scheibenbogen, 1998; Pulz,
2001; Carvalho et al., 2006; Chisti, 2007;
Chisti, 2008; Rittmann, 2008; Schenk et al.,
2008; Wijffels, 2008).
Los sistemas híbridos han sido
propuestos como una alternativa económica
para la producción de biodiesel microalgal a
gran escala. En términos generales, tales
sistemas consisten en una etapa inicial de
producción de biomasa en fotobioreactores
cerrados, en la cual los microorganismos son
mantenidos en crecimiento continuo bajo
condiciones de suficiencia de nutrientes,
etapa que es seguida por una fase de
acumulación de producto (lípidos) en
estanques abiertos, inducida mediante la
deficiencia de nutrientes (Schenk et al.,
2008).
Una vez que la biomasa de microalgas ha
sido producida en alguno de los sistemas
descritos, se da inicio a la etapa de cosecha
o recolección, cuyo propósito es el de
remover el agua y concentrar las células
microalgales para su posterior
procesamiento. Esta etapa, como se ha
mencionado, influye notablemente en los
costos de producción del biodiesel, por lo que
la selección de una técnica de recolección
eficiente y de bajo costo es trascendental. La
centrifugación, sedimentación, filtración y
floculación, ya sea individualmente o
combinados, son los procedimientos de
cosecha más comunes, cuya aplicación
depende de las propiedades de la especie de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
54
microalga cultivada (morfologías particulares,
presencia de vacuolas gaseosas, etc.), ya
que algunas presentan características que
facilitan su recolección (Dismukes et al.,
2008; Schenk et al., 2008; Lee et al., 2009).
La filtración resulta conveniente para
especies microalgales de forma filamentosa o
capaces de formar colonias; cabe mencionar
que esta operación a gran escala presenta
inconvenientes tales como la obstrucción de
los filtros, formación de tortas de filtración
compresibles y altos costos de
mantenimiento. La aplicación de la
sedimentación o de la centrifugación podría
ser factible en microalgas con diámetros
mayores a los 5 m y paredes celulares
relativamente gruesas. A pesar del frecuente
empleo de la sedimentación en la
acuacultura, su principal desventaja es la
larga duración de esta operación. Por su
parte, la centrifugación sólo resulta
conveniente para productos de alto valor
agregado, ya que implica altos costos y
demanda un elevado consumo de energía.
La floculación es otro procedimiento común
de cosecha, el cual consiste en la
aglomeración y posterior sedimentación o
flotación de la biomasa de microalgas; esta
puede ser inducida de diversos modos. La
floculación mediante la adición de sales
inorgánicas (alúmina, cloruro férrico, óxido de
calcio) no es recomendada por su alto costo
y por contaminar la biomasa, de manera tal
que ésta no puede ser utilizada
posteriormente como alimento. El uso de
polímeros orgánicos catiónicos como
floculantes no presenta estos inconvenientes,
sin embargo su efectividad puede ser
disminuida en aguas salobres como
consecuencia de la elevada fuerza iónica que
las caracteriza. Por su parte, la biofloculación
es un procedimiento alterno de cosecha que
consiste en el uso de especies de microalgas
que naturalmente floculan o cuya
aglomeración puede ser inducida mediante la
aplicación de condiciones de estrés tales
como cambios de pH, temperaturas extremas
y restricción de nutrientes. No obstante, la
modificación de las condiciones de cultivo
puede alterar la composición bioquímica de
la microalga y por tanto el rendimiento
lipídico. Finalmente, se ha propuesto la
floculación microbiana o co-biofloculación,
procedimiento en el cual se adicionan
microorganismos autofloculantes (tales como
levaduras) al cultivo microalgal, de manera
tal que se promueve la aglomeración
conjunta de éstos con la biomasa que se
desea cosechar (Belter et al., 1988; Schenk
et al., 2008; Lee et al., 2009).
A partir de la biomasa cosechada se
extraen los aceites mediante procedimiento
tales como lixiviación con solventes
orgánicos, principalmente hexano. Sin
embargo, algunos inconvenientes de esta
técnica de extracción son los costos y la
energía adicionales necesarios para la
recuperación del solvente, además de la
contaminación de la biomasa microalgal libre
de lípidos, restringiendo así las posibilidades
para el posterior aprovechamiento de este
co-producto. En esta década, se han
propuesto variantes para la lixiviación con
solventes orgánicos, tales como la extracción
in situ a partir de células vivas de microalgas
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
55
o el acoplamiento de la etapa de extracción
lipídica con la de transesterificación, no
obstante, tanto su aplicación a gran escala,
como su factibilidad económica, deben ser
evaluadas. Asimismo, la extracción mediante
prensado ha sido sugerida aunque, a pesar
de no implicar el uso de solventes, su
eficiencia es menor a la de la lixiviación
(Hejazi & Wijffels, 2004; Chisti, 2008; Schenk
et al., 2008).
FACTIBILIDAD ECONÓMICA DEL BIODIESEL DE MICROALGAS La factibilidad de la producción de
biodiesel de microalgas depende de su
competitividad con los combustibles fósiles,
de manera tal que los costos de producción
resultan decisivos. La estimación de la
viabilidad de esta tecnología es posible
mediante una evaluación análoga a la
realizada por Chisti (2008), en la cual se
determina el máximo costo de producción de
biomasa microalgal con un contenido
oleaginoso específico, que posibilitaría su
competencia con los precios actuales del
petróleo. El cálculo se fundamenta en la
definición de la cantidad de biomasa que, a
partir del biodiesel y biogás derivados de la
misma, proporciona una cantidad de energía
equivalente a la de un barril de crudo (159 L).
Acorde con la OPEC (OPEC Annual Report,
2008), en el 2008 el costo promedio del barril
de petróleo fue de US$ 94.45. Para poder
contender con este precio, el gasto en la
obtención de biomasa microalgal con un
contenido lipídico del 55% (gLípidos/gBiomasa)
debe ser inferior a los US$ 323 tonBiomasa-1
(Chisti, 2008). Recientemente, compañías
productoras de biomasa microalgal han
reportado costos de producción de US$ 370
tonBiomasa-1 o inferiores, por ende la tecnología
actual podría ser económicamente viable
(Schenk et al., 2008). Sin embargo, las
fluctuaciones en el precio del crudo deben
ser consideradas ya que en el transcurso del
2009, el costo del barril ha disminuido
considerablemente (OPEC Basket Price,
2008), situación que demanda la reducción
de los costos de producción de biomasa
microalgal a alrededor de la mitad del valor
antes estimado para el 2008 (US$ 142
tonBiomasa-1).
COMENTARIOS FINALES
La tecnología microalgal presenta
limitaciones diversas, siendo las más
destacadas la dificultad para mantener
monocultivos con altos rendimientos de
biomasa, la selección de cepas de
microalgas oleaginosas, la escasez de
información relativa al escalamiento de
sistemas de producción y el consumo
elevado de energía por procesos de bombeo,
transferencia de gases, mezclado,
recolección y deshidratación de la biomasa.
No obstante, los costos de producción de
biodiesel microalgal pueden ser aminorados
a través de distintas estrategias. Avances en
la ingeniería de fotobioreactores, además del
desarrollo de procesos económicos para la
recolección de biomasa y su posterior
transesterificación sin el requerimiento previo
de procedimientos de deshidratación, son
aspectos trascendentales para la reducción
de costos. Con tal propósito, también se ha
sugerido el acoplamiento de los cultivos de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
56
microalgas a los flujos ricos en CO2
derivados de emisiones industriales y al
tratamiento de aguas residuales. Asimismo,
se ha propuesto el aislamiento y selección de
especies oleaginosas, además de su
modificación mediante procedimientos de
ingeniería genética y metabólica con
propósitos diversos, tales como incrementar
la eficiencia fotosintética, mejorar la
productividad, aumentar la fracción
oleaginosa, reducir los fenómenos de
fotoinhibición y daño fotooxidativo, entre
otros. Finalmente, resulta imprescindible la
consideración de estrategias de producción
basadas en el concepto de ‘biorefinerías’,
donde los componentes restantes de la
biomasa microalgal después de extraer los
lípidos, pueden ser transformados en
productos comercializables tales como:
alimento para ganado, extracción de
pigmentos naturales, otras sustancias
químicas de alto valor agregado y hasta el
uso de la digestión anaerobia para obtener
biogas o metano (Chisti, 2007; Chisti, 2008;
Dismukes et al., 2008; Hu et al., 2008;
Schenk et al., 2008; Song et al., 2008;
Wijffels, 2008; Rodolfi et al., 2009).
AGRADECIMIENTOS Se agradece el apoyo del Fondo Sectorial
CONACyT-SAGARPA y de la Red de
Fuentes de Energía del CONACyT.
REFERENCIAS Al-Zuhair S (2007) Production of biodiesel:
possibilities and challenges. Biofuels
Bioprod. Bioref. 1: 57-66.
Andersen RA (2005) Algal Culturing
Techniques. Phycological Society.
Elsevier Academic Press. Amsterdam.
pp. 578.
Anónimo (2007) Biodiesel: combustible del
futuro. Claridades Agropecuarias. 163:
3-12.
Arredondo BO & Vázquez-Duhalt R (1991)
Aplicaciones biotecnológicas en el
cultivo de microalgas. Ciencia y
Desarrollo. 17: 99-111.
Beer LL, Boyd ES, Peters JW & Posewitz
MC (2009) Engineering microalgae for
biohydrogen and biofuel production.
Curr. Opin. Biotechnol. 20: 264-271.
Belter PA, Cusler EL & Hu WS (1988)
Bioseparations: Downstream processing
for biotechnology. John Wiley & Sons.
pp. 587
Ben-Amotz A, Tornabene TG & Thomas WH
(1985) Chemical profile of selected
species of microalgae with emphasis on
lipids. J. Phycol. 21: 72-81.
BP Statistical Review of World Energy
(2008)
www.bp.com/liveassets/bp_internet/glob
albp/globalbp_uk_english/reports_and_p
ublications/statistical_energy_review_20
08/STAGING/local_assets/downloads/pd
f/statistical_review_of_world_energy_full
_review_2008.pdf
Carvalho AP, Meireles LA & Malcata FX
(2006) Microalgal reactors: a review of
enclosed system designs and
performances. Biotechnol. Prog. 22:
1490-1506.
Chisti Y (2007) Biodiesel from microalgae.
Biotechnol. Adv. 25: 294-306.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
57
Chisti Y (2008) Biodiesel from microalgae
beats bioethanol. Trends Biotechnol. 26:
126-131.
CIA World Factbook (2009)
www.cia.gov/library/publications/the-
world-factbook/
Cohen Z (1986) Products from microalgae.
In: Handbook of microalgal mass culture.
Richmond A (ed.) CRC Press pp. 421-
454.
Dismukes GC, Carrieri D, Bennette N,
Ananyev GM & Posewitz MC (2008)
Aquatic phototrophs: efficient
alternatives to land-based crops for
biofuels. Curr. Opin. Biotechnol. 19: 235-
240.
Donohue T & Cogdell R (2006)
Microorganisms and clean energy. Nat
Rev. Microbiol. 4: 800.
European Biodiesel Board (2008) www.ebb-
eu.org/stats.php
Fairless D (2007) The little shrub that could
– maybe. Nature, 449: 652-655.
Fischer CR, Klein-Marcuschamer D &
Stephanopoulos G (2008) Selection and
optimization of microbial hosts for
biofuels production. Metab. Eng. 10:
295-304.
Fukuda H, Kondo A & Noda H (2001)
Biodiesel fuel production by
transesterification of oils. J. Biosci.
Bioeng. 92: 405-416.
Gatenby CM, Orcutt DM, Kreeger DA,
Parker BC, Jones VA & Neves RJ (2003)
Biochemical composition of three algal
species proposed as food for captive
freshwater mussels. J. Appl. Phycol. 15:
1-11.
Gouveia L & Oliveira AC (2009) Microalgae
as raw material for biofuels production.
J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 36: 269-
274.
Griffiths MJ & Harrison STL (2009) Lipid
productivity as a key characteristic for
choosing algal species for biodiesel
production. J. Appl. Phycol. 21: 493-507.
Grossman A & Takahashi H (2001)
Macronutrient utilization by
photosynthetic eukaryotes and the fabric
of interactions. Annu. Rev. Plant Physiol.
Plant Mol. Biol. 52: 163-210.
Guschina IA & Harwood JL (2006) Lipids
and lipid metabolism in eukaryotic algae.
Prog. Lipid Res. 45: 160-186.
Hejazi AM & Wijffels RH (2004) Milking of
microalgae. Trends Biotechnol. 22: 189-
194.
Hu Q, Sommerfeld M, Jarvis E, Ghirardi M,
Posewitz M, Seibert M & Darzins A
(2008) Microalgal triacylglycerols as
feedstock for biofuel production:
perspectives and advances. Plant J. 54:
621-639.
Huntley ME & Redalje DG (2007) CO2
mitigation and renewable oil from
photosynthetic microbes: a new
appraisal. Mitigation and Adaptation
Strategies for Global Change. 12: 573-
608.
Indicadores Petroleros (2008)
www.ri.pemex.com/index.cfm?action=co
ntent§ionID=16&catID=12155);
Janssen M, Tramper J, Mur LR & Wijffels
RH (2003) Enclosed outdoor
photobioreactors: light regime,
photosynthetic efficiency, scale-up and
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
58
future prospects. Biotechnol Bioeng. 81:
193-210.
Jiménez A, Sánchez-Juárez A, Fernández
A, Mathew X & Sebastian PJ (2007)
Converting solar radiation to electric
power in Mexico. In: Towards a cleaner
planet. Klapp J, Cervantes-Cota JL &
Chávez JF (eds.) Springer Berlin
Heidelberg pp. 281-303.
Knothe G (2005) Dependence of biodiesel
fuel properties on the structure of fatty
acid alkyl esters. Fuel Process Technol.
86: 1059-1070.
Lee AK, Lewis DM & Ashman P (2009)
Microbial flocculation, a potentially low-
cost harvesting technique for marine
microalgae for the production of
biodiesel. J. Appl. Phycol. 21: 559-567.
Li Q, Du W & Liu D (2008) Perspectives of
microbial oils for biodiesel production.
Appl. Microbiol. Biotechnol. 80: 749-756.
Li X, Xu H & Wu Q (2007) Large-scale
biodiesel production from microalga
Chlorella protothecoides through
heterotrophic cultivation in bioreactors.
Biotechnol. Bioeng. 98: 764-771.
Liu B & Zhao Z (2007) Biodiesel production
by direct methanolysis of oleaginous
microbial biomass. J. Chem. Technol.
Biotechnol. 82: 775-780.
Ma F & Hanna MA (1999) Biodiesel
production: a review. Bioresour Technol.
70: 1-15.
Meng X, Yang X, Xu X, Zhang L, Nie Q &
Xian M (2009) Biodiesel production from
oleaginous microorganisms. Renewable
Energy. 34: 1-5.
Metzger P & Largeau C (2005)
Botryococcus braunii: a rich source for
hydrocarbons and related ether lipids.
Appl. Microbiol. Biotechnol. 66: 486-496.
OPEC Annual Report (2008)
www.opec.org/library/Annual%20Report
s/pdf/AR2008.pdf
OPEC Basket Price (2008)
www.opec.org/Home/basket.aspx
Pulz O (2001) Photobioreactors: production
systems for phototrophic
microorganisms. Appl. Microbiol.
Biotechnol. 57: 287-293.
Pulz O & Scheibenbogen K (1998)
Photobioreactors: design and
performance with respect to light energy
input. In: Advances in biochemical
engineering / biotechnology. Scheper T
(ed.) Springer-Verlag Berlin Heidelberg
pp. 123-152.
Rittmann BE (2008) Opportunities for
renewable bioenergy using
microorganisms. Biotechnol. Bioeng.
100: 203-212.
Rodolfi L, Zittelli GC, Bassi N, Padovani G,
Biondi N, Bonini G & Tredici MR (2009)
Microalgae for oil: strain selection,
induction of lipid synthesis and outdoor
mass cultivation in a low-cost
photobioreactor. Biotechnol. Bioeng.
102: 100-112.
Rosenberg JN, Oyler GA, Wilkinson L &
Betenbaugh MJ (2008) A green light for
engineered algae: redirecting
metabolism to fuel a biotechnology
revolution. Curr. Opin. Biotechnol. 19:
430-436.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
59
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
60
Schenk PM, Thomas-Hall SR, Stephens E,
Marx UC, Mussgnug JH, Posten C,
Kruse O & Hankamer B (2008) Second
generation biofuels: high-efficiency
microalgae for biodiesel production.
Bioenerg. Res. 1: 20-43.
Sharma YC, Singh B & Upadhyay SN (2008)
Advancements in development and
characterization of biodiesel: a review.
Fuel. 87: 2355-2373.
Sheehan J, Dunahay T, Benemann J, &
Roessler P (1998) A look back to the US
Department of Energy’s Aquatic Species
Program – biodiesel from algae. National
Renewable Energy Laboratory, Golden
CO; Report NREL/TP-580-24190, 328 p. www.nrel.gov/docs/legosti/fy98/24190.pdf
Song D, Fu J & Shi D (2008) Exploitation of
oil-bearing microalgae for biodiesel.
Chin. J. Biotech. 24: 341-348.
Thompson Jr GA (1996) Lipids and
membrane function in green algae.
Biochim Biophys Acta. 1302: 17-45.
US National Biodiesel Board (2008)
Estimated US biodiesel production by
fiscal year.
www.biodiesel.org/pdf_files/fuelfactsheet
s/Production_graph_slide.pdf
Vasudevan PT & Briggs M (2008) Biodiesel
production – current state of the art and
challenges. J. Ind. Microbiol. Biotechnol.
35: 421-430.
Vázquez-Duhalt R & Greppin H (1987)
Growth and production of cell
constituents in batch cultures of
Botryococcus sudeticus. Phytochem. 26:
885-889.
Waltz E (2009) Biotech’s new gold? Nat.
Biotechnol. 27: 15-18.
Wijffels RH (2008) Potential of sponges and
microalgae for marine biotechnology.
Trends Biotechnol. 26: 26-31.
Williams PJ (2007) Biofuel: microalgae cut
the social and ecological costs. Nature,
450: 478.
Xu H, Miao X & Wu Q (2006) High quality
biodiesel production from microalga
Chlorella protothecoides by
heterotrophic growth in fermenters. J.
Biotechnol. 126: 499-507.
Apéndice 1. Cálculo de la eficiencia fotosintética y de la máxima productividad teórica de biodiesel
de microalgas a partir de la radiación solar promedio de México.
A. Eficiencia fotosintética.
La eficiencia fotosintética se define como la fracción de energía luminosa absorbida que es
fijada como energía química en la biomasa microalgal durante el crecimiento fotoautotrófico. El
cálculo de la eficiencia fotosintética es posible si se considera que la fijación de un mol de CO2 en
la biomasa microalgal requiere de la absorción de 14 fotones y resulta en la producción de 21.25 g
de peso seco con una composición representativa CH1.78O0.36N0.12 (esto es un peso molecular
promedio de la microalga de 21.25 g/mol) y un contenido energético de 547.8 kJ. Asimismo, se
considera que la radiación fotosintéticamente activa (PAR) sólo comprende el 42.3% de la
radiación solar total y que la energía promedio de los fotones PAR es de 218 kJ (Wijffels, 2008). De
este modo, la eficiencia fotosintética respecto a la radiación total, se determina de la siguiente
manera:
100absorbida luminosa Energía
fijada química EnergíaicafotosintétEficiencia%
% 7.6 100
PAR1fotónkJ 218
fotones 0.423PARfotón 1
fotones 14
kJ 547.8icafotosintétEficiencia%
Radiación
Biomasa
B. Máxima productividad teórica de biodiesel de microalgas en México.
La máxima productividad teórica de biomasa microalgal (Q Máxima Teórica) en México se estima al
considerar la radiación solar promedio en el país de 1,825 kWh/m2/año (Jiménez et al., 2007) y la
eficiencia fotosintética de las microalgas en relación a la radiación solar incidente calculada en el
Apéndice 1.A.
Cmol
AlgasBiomasaPromedioSolarTeórica Máxima fijadaquímicaEnergía
molecularPesoicafotosintétEficienciaRadiaciónQ
/ha/añotons194Q BiomasaTeórica Máxima
De este modo, al suponer un contenido de triglicéridos en la biomasa microalgal del 30%
(gTAG/gBiomasa x 100), una eficiencia de transesterificación del 96% (Al-Zuhair, 2007) y una densidad
de biodiesel proveniente de microalgas de 0.864 kgBiodiesel/L (Xu et al., 2006), se estima una
producción hipotética máxima de 64,500 LBiodiesel/ha/año.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
61
Bioelectricidad
Axel Falcón, J. Esteban Lozano y Katy Juárez
Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo. Postal 510-3 Cuernavaca, Mor, 62250, México. [email protected]
RESUMEN
El desafío tecnológico más grande para la sociedad humana es el reemplazo de combustibles
fósiles con fuentes de energía renovable y carbono neutrales. Los microorganismos son capaces
de producir energía renovable sin daño del ambiente o la interferencia con suministro de alimentos.
Las celdas microbianas de combustible, ofrecen la posibilidad de convertir eficientemente
compuestos orgánicos en electricidad. Los microorganismos que pueden oxidar totalmente
compuestos orgánicos empleando un electrodo como único aceptor de electrones, son los que
contribuyen principalmente a la producción de energía. Existen varios mecanismos para la
transferencia del electrones al ánodo: transferencia directa vía citocromos tipo c de la membrana
externa, transferencia mediante nanocables bacterianos, y transportadores de electrones solubles.
La investigación en esta área se ha centrando principalmente en el estudio de los mecanismos de
la transferencia de electrones entre los microorganismos y el electrodo, para diseñar mejores
electrodos o en la manipulación genética de microorganismos que permitan incrementar la
producción de electricidad. En esta revisión abordamos el tema de la producción de bioelectricidad
y los avances y los retos tecnológicos que hay que vencer para convertirla en una fuente de
energía renovable competitiva.
Palabras Clave: Celdas microbianas, Bioelectricidad, Energía renovable
ABSTRACT
The greatest technological challenge for today�’s human society is the replacement of fossil fuels
with energy sources that are renewable and carbon neutral. Microorganisms can produce
renewable energy without damaging the environment or disrupting food supply. Microbial fuel cells
offer the possibility of efficiently converting organic compounds into electricity. Microorganisms that
can completely oxidize organic compounds with an electrode serving as the sole electron acceptor
are the primary contributors to power production. Several mechanisms for electron transfer to
anodes have been proposed including: direct electron transfer via outer-surface c-type
cytochromes, long-range electron transfer via microbial nanowires, electron flow through a
conductive biofilm matrix containing cytochromes, and soluble electron shuttles. Research in this
area is focusing on elucidating the mechanisms of electron transfer between the microorganisms
and the electrode in order to design better electrodes or genetically engineer better microbes for
higher rates of electricity production. In this review we are examining the advances of the
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 62
bioelectricity generation and the technological challenges that there are to face in order to turn it
into a competitive renewable energy source.
Key words: MFC, Bioelectricity, Renewable energy
INTRODUCCIÓN
La creciente demanda de energía en el
mundo y el uso excesivo de combustibles
fósiles han provocado serios problemas de
contaminación ambiental y el calentamiento
global de la tierra. Por lo que en la
actualidad, numerosos grupos de
investigación a nivel mundial se han
enfocado en la búsqueda de fuentes alternas
de energía que contribuyan de manera
sustentable a mitigar dicha demanda. Sin
embargo, aun no se cuenta con la
infraestructura ni la tecnología necesaria para
dejar de depender del petróleo como fuente
principal de energía. Una de las
consideraciones importantes, en la búsqueda
de fuentes alternativas, es la liberación de
CO2 a la atmósfera, ya que algunas de ellas,
como por ejemplo el proceso de combustión
de los hidrocarburos contenidos en el
petróleo libera grandes cantidades de CO2,
favoreciendo problemas como el calenta-
miento global. Debido a lo anterior, se busca
que las nuevas tecnologías de producción de
energía sean carbono-neutrales, es decir que
solo liberen el carbono recién fijado a la
atmósfera. En los últimos años se han
desarrollado diversas tecnologías que se
enfocan en la utilización de la energía
acumulada en la biomasa de desechos, para
ser redirigida a otras formas de energía que
la humanidad pueda utilizar como son: la
metanogénesis (CH4), el biohidrógeno (H2) y
la bioelectricidad (Logan et al., 2006).
Las celdas de combustible microbianas,
conocidas también como MFC por sus siglas
en inglés (Microbial Fuel Cell), resultan ser
una opción prometedora para la generación
de energía renovable que se pueda emplear
como electricidad (Logan & Regan, 2006).
Avances importantes se han logrado para
incrementar la eficiencia de estos dispositivos
tanto para la generación de electricidad como
para la generación de hidrógeno,
empleándolas como celdas de electrólisis
microbianas o MEC por sus siglas en inglés
(Microbial Electrochemical Cell) (Liu et al.,
2005b). Una gran variedad de substratos se
han empleado en el ánodo para la
generación de energía, incluyendo acetato,
celulosa, aguas residuales municipales e
industriales, etc. Se ha mejorado la
tecnología y funcionamiento de la celda
misma, sin embargo un factor común y que
tiene gran relevancia, es la formación de la
biopelícula microbiana en el ánodo (Kim et
al., 2006). Se han identificado y caracterizado
el tipo de organismos que conforman los
consorcios bacterianos que participan en la
formación de la biopelícula y de manera
importante en el aporte de energía (Lovley,
2008). Aunque existen estudios de la
ecología microbiana de dicha biopelícula, las
relaciones entre los miembros de las
comunidades microbianas y como
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 63
contribuyen al flujo de electrones del ánodo
al cátodo, aun no están completamente
comprendidas, así como los mecanismos que
favorecen su formación y los procesos
metabólicos que intervienen en su
establecimiento. Los cultivos mixtos se sabe
que generan una mayor energía en
comparación al empleo de cultivos puros,
esto se debe a las interacciones sinérgicas
que se presentan en el ánodo y a la
participación de cepas con capacidades
metabólicas complementarias (Lee et al.,
2003). Reportes recientes describen que
biopelículas constituídas por consorcios
enriquecidos, han generado densidades de
potencia de hasta 6.9 W por m2 (área
expuesta del ánodo) lo cual lo acerca incluso
a los límites teóricos (Logan, 2009).
En este trabajo hacemos una revisión de
los avances realizados en el campo de la
bioelectricidad empleando MFCs, analizando
los aspectos generales, las limitaciones y los
retos que presentarán en esta área de
investigación en el futuro.
ESTRUCTURA BÁSICA DE UNA MFC La estructura básica de una MFC para la
producción de electricidad se puede observar
en la Fig. 1; consta de dos cámaras una
catódica y una anódica separadas por una
membrana de intercambio de protones (MIP)
(Min et al., 2005).
Fig. 1. Esquema de celda de combustible microbiana (MFC) tipo H. Los microorganismos en la cámara anódica oxidan los compuestos orgánicos como parte de su metabolismo y durante este proceso generan electrones y protones. Los electrones son transferidos al ánodo y son transportados a hacia el cátodo a través de un circuito externo. Para mantener el balance de cargas, los protones generados en la reacción atraviesan una membrana permeable a protones o un puente salino y una vez en la cámara catódica se unen con el oxígeno, para formar agua (Logan et al., 2006; Cheng et al., 2000a)
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 64
El mecanismo por el cual son liberados
los electrones al electrodo en las MFCs es
uno de los principales objetivos de estudio
para llegar a entender el funcionamiento de
este tipo de dispositivos y mejorar su
eficiencia. El factor más importante para que
una MFC genere una corriente de electrones
que pueda ser utilizada es, sin duda alguna,
el microorganismo o microorganismos
utilizados para llevar a cabo el proceso de
degradación de la materia orgánica a
compuestos como CO2 y H2O y la liberación
de electrones al sistema. Otro factor es el
tipo de inóculo, se pueden emplear diferentes
tipos de inóculos en las MFCs. El inóculo
puede provenir de lodos activados (Lee et al.,
2003), lodos anaeróbicos (Rabaey et al.,
2003), aguas residuales domesticas (Min &
Logan, 2004), aguas residuales industriales
(Prasad et al., 2006) sedimentos marinos
(Bond et al., 2002) o sedimentos acuáticos
(Holmes et al., 2004). Aunque los mejores
resultados se han obtenido empleando lodos
activados o anaeróbicos (Rabaey et al.,
2003).
Ánodo
Los materiales con los que se deben
construir los ánodos deben ser conductivos,
biocompatibles y químicamente estables en
la solución del reactor. Ánodos metálicos
consistentes de malla de acero inoxidable no
corrosivo pueden ser utilizados. El material
de electrodo más versátil es el carbón,
disponible como placas de grafito compacto,
barras o gránulos.
Los materiales utilizados más simples son
las placas y las barras de grafito ya que son
relativamente baratos, fáciles de manejar y
tienen un área de contacto definida. Diversos
tipos de productos de carbón como son
papel, fibra, entre otros han sido utilizados
extensivamente como electrodos. Mayores
áreas superficiales pueden ser alcanzadas
usando materiales compactos como carbón
vítreo reticulado, el cual se encuentra
disponible con diferentes tamaños de poro o
usando capas de gránulos de carbón o
esferas. El efecto a largo plazo del
crecimiento de la biopelícula o de las
partículas en el flujo en cualquiera de las
superficies no ha sido debidamente
examinado todavía.
Para incrementar el desempeño del
ánodo, diferentes estrategias químicas y
físicas han sido utilizadas. Materiales
electrocatalíticos como son compuestos de
polianilinas han mostrado que mejoran la
generación de corriente ayudando a la
oxidación directa de metabolitos microbianos.
Dirigir el flujo de agua a través del material
del ánodo puede utilizarse para incrementar
la potencia. El flujo hacia el ánodo ha sido
también usado en reactores utilizando
mediadores exógenos. (Sell et al.. 1989)
Cátodo
Debido a su buen desempeño,
ferrocianuro es muy popular como un aceptor
experimental de electrones en MFCs. La
ventaja del ferrocianuro es el bajo
sobrepotencial, y la desventaja de su empleo
es la oxidación insuficiente por oxígeno, el
cual requiere el catolito para ser
regularmente reemplazado. El desempeño a
largo plazo del sistema puede ser afectado
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 65
por difusión del ferrocianuro a través de la
MIP y en la cámara anódica.
El oxígeno es el aceptor más adecuado
de electrones para una MFC debido a su alto
potencial de oxidación, disponibilidad, bajo
costo, sustentabilidad, y la carencia de
residuos químicos. La elección del material
del cátodo afecta de manera importante el
desempeño, y su variedad de aplicaciones
(Cheng et al., 2006b ) Para incrementar la
velocidad de reducción de oxígeno, los
catalizadores de platino son usualmente
usados para oxígeno disuelto o cátodos de
difusión de gas. Para bajar el costo de la
MFC, la cantidad de platino puede
mantenerse a 0.1 mgcm-2. La estabilidad a
largo plazo del platino necesita ser
investigada todavía. Recientemente, metales
nobles han sido propuestos como cátodos
para las MFCs (Logan et al., 2006).
Membrana de intercambio de protones (MIP)
La mayoría de los diseños de las MFCs
requieren la separación de la cámara anódica
y la cámara catódica por una membrana de
intercambio de protones. La MIP más
comúnmente utilizada es Nafion (DuPont
Co., USA) aunque existen otras opciones
como Ultrex CMI-7000 que también son
adecuadas para MFCs. El mercado para las
MIP´s esta en constante crecimiento, y más
estudios se requieren para evaluar los
efectos de la membrana en el desempeño y
la estabilidad a largo plazo (Logan & Regan,
2006, Logan et al., 2006).
Condiciones de operación
Hasta este momento, el desempeño de
las MFCs a nivel laboratorio es mucho menor
que el desempeño ideal de estos sistemas.
Puede haber muchas razones posibles. El
desempeño de una MFC es alterado por
muchos factores incluyendo el tipo de
microbios utilizados, el tipo y concentración
de biomasa utilizada como combustible,
fuerza iónica, pH, temperatura, y la
configuración del reactor. (Liu et al., 2005a)
Los parámetros de operación pueden ser
regulados para bajar la polarización para
poder aumentar el desempeño de una MFC.
pH y electrolito
Sin una solución amortiguadora en una
MFC, obviamente existirá una diferencia de
pH entre la cámara anódica y la cámara
catódica, aunque teóricamente no habría
cambio de pH cuando la velocidad de
reacción de protones, electrones y oxígeno
en el cátodo es igual a la velocidad de
producción de protones en el ánodo. La
membrana de intercambio de protones causa
una barrera en el transporte a través de la
membrana de difusión de protones, y el
transporte de protones a través de la
membrana es más lenta que su velocidad de
producción en el ánodo y su velocidad de
consumo en la cámara catódica en la etapa
inicial de la operación de la MFC, así trae
una diferencia de pH. Sin embargo, la
diferencia de pH incrementa la fuerza motriz
de la difusión de protones de la cámara
anódica a la cámara catódica y finalmente
forma un equilibrio dinámico. Algunos de los
protones generados con la biodegradación
sustratos orgánicos transferidos a la cámara
catódica pueden reaccionar con el oxígeno
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 66
disuelto mientras algunos protones son
acumulados en la cámara anódica cuando
ellos no se transfieren a través de la
membrana de intercambio de protones o de
puentes salinos rápidamente a la cámara
catódica. Gil et al. (2003), detectó una
diferencia de pH de 4.1 después de 5 horas
de operación con un pH inicial de 7 sin
utilizar amortiguadores. Con la adición de de
un amortiguador de fosfatos (pH 7), el
cambio de pH en el ánodo y cátodo fue de
menor de 0.5 unidades y la salida de
corriente se incremento alrededor de 1 a 2
veces.
Sin embargo, el proceso microbiano
anódico prefiere un pH neutral y las
actividades microbianas disminuyen en un
pH mas alto o mas bajo, por lo que
el empleo de amortiguadores es fundamental
(He et al., 2008).
MECANISMOS DE TRANSFERENCIA DE ELECTRONES La transferencia extracelular de electrones
se puede definir como el proceso en el cual
los electrones derivados de la oxidación de
compuestos orgánicos son transferidos a la
superficie externa de la célula para reducir un
aceptor terminal de electrones extracelular
(Lovley, 2008). Se han planteado diferentes
mecanismos para explicar cómo los
microorganismos liberan los electrones al
electrodo: a) transferencia directa con la
participación de citocromos, b) transferencia
con ayuda de mediadores externos o
producidos por el mismo organismo y c)
transferencia por medio de los nanocables
bacterianos o pili.
a) Transferencia directa de electrones al
electrodo
Electrígenos Los electrígenos son microorganismos
que conservan la energía permitiendo el
crecimiento por la oxidación de compuestos
orgánicos a dióxido de carbono y con la
transferencia directa de electrones a los
ánodos de las MFC. (Lovley & Kevin, 2008)
Estos microorganismos son conocidos
también como anodofílicos. Entre los
microorganismos más estudiados de esta
clase se encuentran los antes mencionados
Geobacter y Rhodoferax; los cuales poseen
mecanismos de transporte de electrones
internos y no requieren la ayuda de
mediadores para liberar dichos electrones al
ánodo. La producción de electricidad
utilizando microorganismos electrígenos en
MFC tiene algunas ventajas significativas
(Bond & Lovley, 2003). Una de ellas es la
completa oxidación de la materia orgánica a
dióxido de carbono que estos microorga-
nismos hacen posible y que se traduce en
una alta eficiencia coulombica en el proceso
(Lovley & Nevin, 2008). Otra ventaja
utilizando electrígenos es su sustentabilidad
a largo plazo. Se han reportado MFCs que
han sido operadas por más de 2 años sin
bajar la producción de electricidad (Lovley &
Nevin, 2008).
La reacción de una MFC que se lleva
acabo en el ánodo sin mediadores se ha
estudiado principalmente en los Geobactera-
ceae, en este proceso el ánodo actúa como
aceptor final de electrones de manera similar
a como lo hacen con los óxidos minerales
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 67
sólidos que se encuentran en el subsuelo, su
hábitat natural. Los Geobacteraceae son un
grupo de microorganismos capaces de
acoplar la respiración anaeróbica a la
reducción de metales en el ambiente. Debido
a su metabolismo son capaces de
biorremediar varios metales pesados
incluyendo Uranio(VI), Vanadio(VI)
Cromo(VI); así como biodegradar varios
contaminantes orgánicos como por ejemplo
los hidrocarburos monoaromáticos.
Recientemente dicha especie se ha usado
para generar electricidad a partir de
deshechos orgánicos, ya que su metabolismo
único la hace sobresaliente en este campo
(Lovley, 2008).
Geobacter pertenece a los microorganis-
mos reductores de metales, los cuales
producen energía útil biológicamente en
forma de ATP durante la reducción de óxidos
de metales bajo condiciones anaerobias en
suelos y sedimentos. Su característica
principal es la habilidad para oxidar
compuestos orgánicos como ácidos grasos,
alcoholes, compuestos monoaromáti-cos por
la vía de los ácidos tricarboxílicos, mediante
la transferencia de electrones a óxidos de
Fe(III) insolubles, sustancias húmicas u
óxidos de Mn(IV) (Nevin & Lovley 2002,
Lovley 2008).
La mayoría de los estudios relacionados
con la transferencia de electrones se han
hecho utilizando Geobacter sulfurreducens,
ya que su genoma se conoce completamente
y se sabe que es un gran generador de
potencia. La manera en que esta bacteria
transfiere electrones al electrodo, es a través
de una serie de citocromos tipo c (mas de
100 codificados en su genoma), asociados a
la membrana interna, periplasma y
membrana externa (Methe et al., 2003,
Lovley, 2008).
Rhodoferax ferrireducens, es también una
bacteria de especial importancia en la
producción de bioelectricidad, fue aislada de
sedimentos del subsuelo como un reductor
de Fe(III), oxida azúcares como glucosa,
fructosa, sacarosa, lactosa y xilosa a CO2 con
el 80% de la recuperación de los electrones
en forma de electricidad. La gran producción
de energía le es atribuida a la cantidad de
células adheridas a la superficie del electrodo
durante largos periodos de tiempo y a su
habilidad para mantenerse activa. Por lo que,
debido a la conversión de varios tipos de
azúcares a electricidad y a su capacidad de
mantenimiento sin disminuir su desempeño,
Rhodoferax es un candidato ideal para ser
utilizado en MFCs. (Du et al., 2007,
Chaudhuri & Lovley, 2003; Risso et al.,
2009).
b) Transferencia con ayuda de mediadores
externos o producidos por el mismo
organismo
Un mediador es un compuesto que puede
entrar en la célula, aceptar electrones de
varios acarreadores intracelulares de
electrones, salir de la célula en estado
reducido y entonces donar los electrones al
ánodo. Estos mediadores juegan un papel
fundamental en la transferencia de electrones
en aquellos microorganismos que son
incapaces de transferir electrones al ánodo
directamente.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 68
-Mediadores producidos por el mismo
microorganismo
Los microorganismos que tienen la
capacidad de reducir Fe(III) enfrentan el
problema de cómo tener acceso
efectivamente a un aceptor de electrones que
no puede difundirse a la célula. Las bacterias
del genero Shewanella han resuelto este
problema liberando quinonas solubles que
pueden acarrear electrones de la superficie
celular a óxido de Fe(III) aunque éste se
encuentre a una distancia considerable de la
célula. Se ha reportado que Shewanella tiene
la capacidad de transferir electrones a
metales localizados a más de 50 µm de la
superficie de la célula (Nevin & Lovley, 2002).
Las bacterias del género Shewanella son
miembros de las Proteobacterias son
microorganismos acuáticos con una amplia
distribución alrededor del mundo: forman un
grupo diverso de bacterias anaerobias
facultativas que se encuentran en ambientes
marinos y de agua dulce (Hau & Gralnick,
2007). Son fisiológicamente diversos, por lo
que pueden tener varias aplicaciones
biotecnológicas, como son, la bio-
remediación de compuestos clorados,
radioactivos y otros contaminantes
ambientales, así como la generación de
energía.
Los Shewanellae pueden respirar
empleando un diverso grupo de aceptores de
electrones lo que les ha permitido adaptarse
a ambientes extremos y variados. Estos
organismos son fáciles de crecer y manejar
en un laboratorio, por lo que muestran un
gran potencial para la biorremediación de
varios contaminantes ambientales y en las
MFCs para producir electricidad.
Diversos estudios han sugerido que las
células de Shewanella tienen la capacidad
para producir y secretar acarreadores
endógenos de electrones para promover la
reducción de óxidos de Fe(III), aunque dichos
compuestos no han sido totalmente
identificados han surgido reportes que
intentan identificarlos. Recientemente se
demostró que este microorganismo produce
flavinas que emplean como mediadores para
la transferencia de electrones fuera de la
célula (Marsili et al., 2008; Von Canstein et
al., 2007).
El mecanismo de transferencia de
electrones hacia la superficie del electrodo,
por esta bacteria, no ha sido elucidado, pero
son de vital importancia los citocromos
localizados en la membrana externa y las
rutas de secreción tipo II. Sin embargo, se
cree que los nanocables o pili de Shawenella,
puede facilitar la transferencia de electrones
en distancias muy largas. Las aplicaciones
de esta bacteria en los aparatos generadores
de corriente incluyen el tratamiento de aguas
residuales, la conversión de biomasa de
deshecho y el uso como proveedor de
electricidad a sensores ambientales en
cuerpos acuáticos como lagos, ríos y
océanos, donde los sedimentos ricos en
materia orgánica proveen de una fuente de
electrones (Hau & Gralnick, 2007).
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 69
-Mediadores adicionados exógenamente
En el caso de microorganismos que no
son capaces de producir sus propios
mediadores y que son incapaces de transferir
eficientemente los electrones derivados del
metabolismo central afuera de la célula ,
requieren de la adición de mediadores
exógenos que transporten los electrones al
ánodo.
Las propiedades que se buscan en un
compuesto para se utilizado como un buen
mediador son: Un potencial bastante
diferente del potencial del organismo para
facilitar la transferencia de electrones
mientras se mantiene un alto potencial
electroquímico en la celda, un alto coeficiente
de difusión en el electrolito y en la membrana
celular, rápida transferencia de electrones de
el organismo al electrodo, capacidad para
repetidos ciclos redox, no citotoxicidad y
buenos perfiles de absorción-adsorción-
resorción al organismo, electrodo y otras
superficies de la MFC, de forma que
permanezca en la solución y permanezca
disponible para el proceso. (Bullen et al.,
2006). Ejemplos de compuestos de este tipo
son; rojo neutro, fenazinas, fenotiazinas,
benzilviolágeno, entre otros (Lovley, 2006).
Existen varios problemas y desventajas
en el uso de mediadores para facilitar el
transporte de electrones, entre ellos se
encuentra el hecho de que los compuestos
utilizados suelen ser tóxicos para los seres
humanos, por lo que se debe evitar utilizar
estos compuestos en los procesos de
producción de electricidad en lugares que se
exponga el medio ambiente a ellos, como
puede ser en plantas de tratamiento de
aguas residuales, sedimentos acuáticos,
entre otros.
Otra desventaja es el corto tiempo que se
mantienen estables estos compuestos, lo
cual, limita el tiempo de vida de la MFC.
Además, incluso en presencia de mediadores
los microorganismos fermentativos producen
ácidos por fermentación, lo que
eventualmente desestabiliza el sistema, ya
que la mayoría de los electrones presentes
inicialmente en el combustible se recuperan
en la fermentación de estos ácidos, en mayor
cantidad que como electricidad, y, por lo
tanto, la eficiencia es baja en estos sistemas
sin importar el uso de los mediadores.
c) Transferencia por medio de los nanocables
bacterianos o pili.
En estudios recientes se ha descubierto la
presencia de nanocables en algunos
microorganismos electriigenos. Estos pili se
han identificado en bacterias como
Geobacter sulfurreducens, Shewanella
oneidensis, una cianobacteria fototrópica
Synechocystis y un microorganismo
fermentador termofílico Pelotomaculum
thermopropionicum (Gorby et al., 2006)
Existen opiniones encontradas con
respecto a la presencia de estas estructuras
en las bacterias que pueden reducir óxidos
de Fe(III) o Mn(IV). El crecimiento en Fe (III)
requiere de la presencia de pili
especializados, los cuales son conductores
de electrones y se encuentran localizados a
un costado de la célula. Estos pili son los
encargados de realizar la conexión eléctrica
entre la célula y los óxidos de Fe(III) y deben
estar en contacto directo con el ánodo de la
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 70
MFC o formando una red entre las células
para facilitar la transferencia de electrones a
través de la biopelícula lo mejor posible, pues
se sabe que Geobacter crece en monocapas
y los pili proveen soporte estructural en la
formación de dicha biopelícula y son
esenciales en la generación de corriente
(Lovley, 2006).
Utilizando G. sulfurreducens se realizó un
estudio en el que se evalúa en presencia de
Fe(III) soluble e insoluble la transferencia de
electrones y el papel que juega la presencia
o ausencia de pili en este proceso. G.
sulfurreducens produce pili durante su
crecimiento en óxido de Fe(III) pero no en
Fe(III) soluble, lo que hace suponer que la
producción de pili es una manera de alcanzar
el Fe(III) no soluble en los sedimentos.
Reguera et al. (2005), evaluaron la
conductividad eléctrica a través de los pili
mediante microscopia de fuerza atómica.
(AFM por sus siglas en inglés). Los
resultados en esos estudios muestran que
los pili de G. sulfurreducens son altamente
conductivos e indican que Geobacter
requiere de estas estructuras para poder
reducir óxidos de Fe(III) en el ambiente.
Estos resultados nos llevan a pensar que la
producción de apéndices conductores en
bacterias que reducen óxidos metálicos es un
mecanismo de transferencia de electrones de
la célula hacia el aceptor externo de
electrones (Reguera et al., 2005).
CONSORCIOS MICROBIANOS Y SINTROFIA
La sintrofia se puede definir como la
asociación o dependencia de 2 o más tipos
diferentes de organismos que combinan sus
capacidades metabólicas para catabolizar un
sustrato que no puede ser catabolizado por
alguno de estos organismos de manera
independiente. (Rittmann et al., 2008, Torres
et al., 2008; Torres et al., 2007).Este
concepto es aplicable para las MFC ya que
para dar el siguiente paso y diseñarlas para
la producción a escala industrial, se debe
pensar en utilizar sustratos complejos, los
cuales poseen diversos nutrientes, y los
microorganismos utilizados deben ser
capaces de procesarlos o por lo menos no
verse afectados por su presencia. Un buen
ejemplo de esto es la producción de metano
e hidrógeno o electricidad por sintrofia en
sistemas de bioenergía microbianos.
La materia orgánica compleja debe ser
hidrolizada y fermentada a productos simples
que pueden ser convertidos directamente a
los productos finales deseados. Para producir
CH4, los metanogénicos usan solo acetato o
H2 y CO2 y todos los electrones deben ser
transportados hacia H2 y acetato. Para
generación de biohidrógeno, el producto final
de la fermentación debe ser H2, lo cual
significa que otros productos de la
fermentación como acetato, propionato,
etanol y butirato, son consumidores
indeseables de electrones. La síntesis de
estos productos reduce la producción global
de H2. Así mismo, la oxidación de H2 para
formar CH4 debe ser suprimida cuando el
objetivo principal es la producción de
hidrógeno. En un proceso de este tipo, la
acumulación excesiva de hidrógeno puede
detener termodinámicamente el proceso de
fermentación que lo produce, y por lo tanto
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 71
una sintrofia balanceada entre bacterias que
producen por fermentación hidrógeno y
microorganismos metanogénicos que oxidan
el hidrógeno, es la clave para llevar acabo la
metanogénesis de manera efectiva. En
procesos de producción de biohidrógeno, los
metanogénicos deben ser suprimidos, lo cual
significa que el H2 debe ser recolectado
rápidamente para evitar su acumulación. En
una MFC, la acumulación de hidrógeno
puede llevar a dos resultados indeseables:
Disminución de la velocidad de fermentación
o desviación del flujo de electrones hacia CH4
(Freguia et al., 2008).
APLICACIONES DE LAS MFC Las MFC se encuentran en un proceso de
investigación y desarrollo. Los reactores más
grandes que se han reportado a la fecha,
tienen un volumen interno del ánodo de
0.388 litros (Liu et al., 2004b). Sin embargo,
la intensa investigación que se ha venido
realizando por diversos grupos de
investigación a nivel mundial, ha logrado
grandes avances en el desarrollo de MFC y
ha encontrado usos alternativos para esta
tecnología que ya pueden aplicarse para
solucionar problemas de gran importancia a
nivel mundial. A continuación
mencionaremos algunas de las aplicaciones
alternativas más importantes de las MFC.
Producción de hidrógeno
Las MFCs pueden ser modificadas de
manera que se utilicen para la producción de
H2, por medio del proceso de electrólisis,esta
modificación se puede realizar mediante la
remoción del oxígeno de la cámara catódica
y añadiendo un pequeño voltaje. Bajo
condiciones normales de operación, los
protones liberados por la reacción anódica
migran al cátodo para combinarse con el
oxígeno y formar agua. La generación de
hidrógeno a partir de los electrones y
protones producidos por el metabolismo de
microorganismos en una MFC es
termodinámicamente desfavorable. Por ello
la aplicación de un potencial externo para
incrementar el potencial del cátodo en un
circuito de MFC permite superar la barrera
termodinámica. Así, los protones y electrones
producidos por la reacción anódica se
combinan en el cátodo para formar hidrógeno
(esto se logra en ausencia de oxígeno). El
potencial externo requerido teórico para una
MFC es 110mV, el cual es mucho menor que
los 1210mV requeridos para llevar a cabo la
electrólisis directa de agua a pH neutro, esto
se debe a que algo de energía proviene del
proceso de oxidación de la biomasa en la
cámara anódica. (Du et al., 2007)
Las MFCs pueden potencialmente
producir alrededor de 8-9 mol H2/mol glucosa
comparado con el típico 4 mol H2/mol glucosa
alcanzado en fermentaciones convencio-
nales. (Logan & Reagan, 2006, Liu et al.,
2005b) Entre las ventajas que presenta este
sistema para la producción de hidrógeno se
encuentra la mejora en eficiencia debida a la
ausencia de oxígeno en la cámara catódica y
que el hidrógeno producido puede ser
acumulado y almacenado para su uso
posterior.
Tratamiento de aguas residuales
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 72
Recientemente, el tratamiento
bioelectroquímico de aguas residuales ha
emergido como una tecnología
potencialmente interesante para la
producción de energía de aguas residuales.
El tratamiento bioelectroquímico de aguas
residuales es basado en el uso de
microorganismos electroquímicamente acti-
vos. Los microorganismos electroquímica-
mente activos son capaces de transferir
electrones extracelularmente y pueden usar
este mecanismo para transferir electrones a
un electrodo mientras oxidan la materia
orgánica presente en las aguas residuales.
Los microorganismos funcionan como un
catalizador para la oxidación electroquímica
de la materia orgánica, y el electrodo es por
lo tanto descrito como un biánodo
microbiano. El proceso de tratamiento
bioelectroquímico de aguas residuales puede
ser modificado por una conexión eléctrica del
biánodo a un electrodo auxiliar (cátodo) que
desempeñará una reacción de reducción.
Como resultado de esta conexión eléctrica
entre el ánodo y el cátodo, las reacciones de
los electrodos pueden ocurrir y los electrones
pueden fluir del ánodo al cátodo produciendo
así una corriente eléctrica (Rozendal et al.,
2008).
Las aguas residuales provenientes de la
industria, la agricultura y de las casas
contienen materia orgánica disuelta que
requiere ser removida antes de ser
descargada al medio ambiente. Actualmente,
existen procesos para remover los
contaminantes orgánicos presentes en esta
agua de deshecho, la mayoría de estos
procesos son tratamientos aeróbicos, los
cuales consumen grandes cantidades de
energía en el proceso de aeración. Sin
embargo, el tratamiento de aguas residuales
ha empezado a ser reconocido como una
fuente renovable para la producción de
electricidad lo cual podría emplearse para el
mismo proceso de tratamiento de efluentes.
(Aelterman et al., 2006, Logan & Reagan,
2006).
Biorremediación
Existe también la posibilidad de modificar
una MFC para utilizarla en procesos de
biorremediación de suelos y aguas
subterráneas. Aunque hay quienes
argumentan que al ser modificadas ya no son
MFC reales, ya que no producen electricidad,
el principio de operación es similar y se usa
la tecnología de las MFCs para cumplir estos
objetivos. Las bacterias no son solo capaces
de donar electrones a un electrodo, también
pueden aceptar electrones del mismo. Al
modificar una MFC convencional, esta no se
usa para producir electricidad, en lugar de
esto, se aplica una corriente al sistema para
llevar a cabo la reacción deseada y así
remover o degradar, por ejemplo U(VI)
soluble a U(IV) insoluble. Es por esto que se
ha propuesto su aplicación en sitios
contaminados por metales pesados como
U(VI). Una estrategia simple para prevenir
posibles contaminaciones con uranio es
adicionar un donador orgánico de electrones,
como acetato a las aguas subterráneas. El
acetato estimula el crecimiento de especies
de Geobacter, las cuales obtienen la mayoría
de su energía con la oxidación del acetato y
la reducción de los óxidos de Fe(III), los
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 73
cuales son abundantes en la mayoría del
subsuelo. Como las aguas subterráneas que
contienen U(VI) entran a una zona de adición
de acetato, las especies de Geobacter
también transfieren electrones de U(VI)
soluble reduciéndolo a U(IV) el cual es
altamente insoluble. Esto previene la futura
migración de uranio, ya que queda
secuestrado en el suelo. Así, cuando un
electrodo sirve como donador de electrones
al U(IV) que es producido, precipita en la
superficie del electrodo. El uso de esta
tecnología para este fin ayuda con los
problemas de contaminación ambiental, ya
que no solo previene la movilidad del uranio,
si no también, se puede extraer con
bicarbonato cuando se retiran los electrodos
de los lugares en los que operaron y
posteriormente pueden reutilizarse dichos
electrodos (Gregory & Lovley, 2005; Gregory,
et al., 2004).
Biosensores
Datos del medio ambiente pueden ser
útiles para entender y modelar respuestas de
los ecosistemas, aquí nace una aplicación
importante para las MFCs, las cuales pueden
emplearse para monitorear ambientes de
tres maneras diferentes como se explica a
continuación.
Los sistemas distribuidos en ambientes
naturales requieren energía para su
operación. Las MFCs pueden ser usadas
como dispositivos que proporcionan dicha
energía, particularmente en ríos y aguas
profundas marinas donde es difícil acceder
de manera continua al sistema para
remplazar baterías. Celdas combustibles en
sedimentos han sido desarrolladas para
monitorear sistemas ambientales como son
arroyos, ríos y océanos. (Logan & Reagan,
2006)
Otra aplicación importante en el campo de
los biosensores es el monitoreo de
compuestos tóxicos. Las bacterias muestran
una baja actividad metabólica cuando son
inhibidas por compuestos tóxicos. Esta
inhibición causa una baja transferencia de
electrones hacia el electrodo. De esta forma,
un biosensor puede ser construido,
inmovilizando una bacteria en el electrodo de
una MFC y protegiéndola detrás de una
membrana. Si un compuesto tóxico se
difunde a través de la membrana, este puede
ser medido por el cambio en el potencial del
sensor. Dichos sensores pueden ser de
utilidad como indicadores de sustancias
tóxicas en ríos o en la entrada de plantas de
tratamiento de aguas. (Meyer et al., 2002,
Chang et al., 2004, Rabaey et al., 2005)
Aparte de las aplicaciones antes
mencionadas, otra aplicación potencial de la
tecnología de las MFCs es usarlas como un
sensor para análisis de poblaciones y un
control de procesos in situ.
PERSPECTIVAS Las celdas microbianas de combustible
son una prometedora tecnología para la
generación de energía en un corto plazo. Sin
embargo, análisis de la literatura muestran
que el desempeño de las MFC esta limitado
por diversos factores, que evitan la
comercialización de esta tecnología y que la
clasifican como una tecnología en desarrollo.
Los problemas que actualmente restringen el
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 74
desempeño de las MFC son diversos, entre
ellos se encuentra la limitación existente en
su resistencia interna derivada de la
transferencia de protones y su pobre cinética
de reducción de oxigeno al cátodo, el
escalamiento del proceso que no ha
permitido diseñar MFC a gran escala que nos
permitan actualmente generar las cantidades
necesarias de electricidad, entre otras
limitantes que se han reportado en diversos
estudios. Lovley propone que el flujo de
electrones en una MFC puede incrementarse
hasta en 4 órdenes de magnitud si Geobacter
transportara electrones al ánodo a la misma
velocidad que lo hace hacia su aceptor
natural de electrones (Holzman et al. 2005).
Utilizando mutagénesis e incluso tecnologías
de DNA recombinante se pudieran crear
algunas cepas de microorganismos que
cumplan con todas las funciones requeridas
de manera optima para el desarrollo de
bioelectricidad en MFC. En conclusión, la
tecnología de las MFC esta todavía en
proceso de desarrollo para la producción de
electricidad de manera eficiente y a gran
escala. Sin embargo, diversas aplicaciones
como son biorremediación, tratamiento de
aguas residuales, biosensores ya están
disponibles y pueden aplicarse para resolver
algunos problemas presentes en la
actualidad.
La producción de bioelectricidad junto a
otras tecnologías de producción de energía
limpia de fuentes renovables de segunda y
tercera generación se perfila como una gran
alternativa para el proceso de transición de
energía que se debe iniciar lo más pronto
posible para evitar los efectos adversos que
la crisis energética y el calentamiento global
han y seguirán desatando.
REFERENCIAS Aelterman PK, Rabaey P, Caluwaert P, &
Verstraete, W (2006) Microbial fuel cell
for wastewater treatment. Water Sci.
Technol. 54: 9-15.
Bond DR & Lovley DR (2003) Electricity
production by Geobacter sulfurreducens
attached to electrodes. Appl. Environ.
Microbiol. 69: 1548-1555
Bond DR, Holmes D, Tender, LM & Lovley,
DR (2002) Electrode-reducing
microorganisms that harvest energy from
marine sediments. Science 295: 483-485.
Bullen RA, Arnot TC, Lakeman JB, Walsh FC
(2006) Biofuel cells and their
development. Biosens. Bioelectron. 21:
2015-2045.
Chang IS, Jang JK, Gil GC, Kim M, Kim HJ,
Cho BW & Kim BH (2004) Continuous
determination of biochemical oxygen
demand using microbial fuel cell type
biosensor. Biosens. Bioelectron. 19: 607-
613.
Chaudhuri SK & Lovley DR (2003) Electricity
generation by direct oxidation of glucose
in mediatorless microbial fuel cell. Nat
Biotechnol 21: 1229-1232
Cheng S, Liu H & Logan BE (2006) Increased
performance of single chamber microbial
fuel cells using an improved cathode
structure. Electrochem. Commun. 8: 489-
494.
Cheng S, Liu H & Logan BE. (2006) Power
densities using different cathode catalysts
(Pt and CoTMPP) and polymer binders
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 75
(nafion and PTFE) in single chamber
microbial fuel cells. Environ Sci Technol.
40: 364-369.
Du Z, Li H & Gu T (2007) A estate of the art
review on microbial fuel cells: A promising
technology for wastewater treatment and
bioenergy. Biotechnol. Adv. 25: 464-482.
Freguia S, Rabaey K, Yuan Z & Keller J. (2008)
Syntrophic processes drive the conversion
of glucose in microbial fuel cell anodes.
Environ Sci Technol. 42: 7937-43.
Gil GC, Chang IS, Kim BH, Kim M, Jang JK, Park
HS & Kim HJ (2003) Operational parameters
affecting the performance of a mediator-less
microbial fuel cell. Biosens. Bioelectron. 18:
327-334.
Gorby YA, Yanina S, McLean JS, Rosso KM,
Moyles D, Dohnalkova A, Beveridge TJ,
Chang IS, Kim BH, Kim KS, Culley DE,
Reed SB, Romine MF, Saffarini DA, Hill
EA, Shi L, Elias DA, Kennedy DW, Pinchuk
G, Watanabe K, Ishii S, Logan B, Nealson
KH & Fredrickson JK. (2006) Electrically
conductive bacterial nanowires produced
by Shewanella oneidensis strain MR-1 and
other microorganisms. Proc Natl Acad Sci
U S A. 103: 11358-11363.
Gregory KB, Bond DR & Lovley DR. (2004)
Graphite electrodes as electron donors for
anaerobic respiration. Environ Microbiol. 6:
596-604.
Gregory KB & Lovley DR (2005) Remediation
and recovery of uranium from contaminated
subsurfaces environments with electrodes.
Environ. Sci. Technol. 39: 8943-8947.
Hau HH & Gralnick JA (2007) Ecology and
biotechnology of the genus Shewanella.
Annu. Rev. Microbiol. 61: 237-258.
He Z, Huang Y, Manohar AK & Mansfeld F
(2008) Effect of electrolyte pH on the rate of
the anodic and cathodic reactions in an air-
cathode microbial fuel cell.
Bioelectrochemistry. 74: 78-82.
Holmes DE, Bond DR, O´Neill RA, Reimers
CE, Tender R & Lovley DR (2004) Microbial
communities associated with electrodes
harvesting electricity from a variety of
aquatic sediments. Microb. Ecol. 48: 178-
190
Holzman DC (2005) Microbe power. Environ.
Health. Persp. 113: A754-757.
Kim BH, Chang SI & Gadd GM (2007)
Challenges in microbial fuel cell
development and operation. Appl.
Microbiol. Biotechnol. 76: 485-494.
Kim HJ, Park HS, Hyun MS, Chang IS, Kim M
& Kim BH (2002) A mediator-less microbial
fuel cell using a metal reducing bacterium,
Shewanella putrefaciens. Enzyme Microb
Tech 30: 145-52
Kim GT, Webster G.,Wimpenny WT, Kim BH,
Kim HJ & Weighman AJ (2006) Bacterial
community structure, compartmentalization
and activity in a microbial fuel cell. J.
Appl.Microbiol. 101: 698-710.
Lee H, Parameswaran P & Kato-Marcus A.
(2008) Evaluation of energy-conversion
efficiencies in microbial fuel cell (MFCs)
utilizing fermentable and non-fermentable
substrates. Water Research 42: 1501-1510
Lee JN, Phung T, Chang IS, Kim BH & Sung
HC. (2003) Use of acetate for enrichment of
electrochemically active microorganism and
their 16s rDNA analyses. FEMS Microbiol
Lett 223: 185-191.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 76
Liu, H., & B.E. Logan (2004) Electriciy
generation using an air-cathode single
chamber microbial fuel cell in the presence
and absence of a proton excahnge
membrane. Environ Sci Technol 38: 4040-
4046
Liu H, Cheng S & Logan BE (2005b) Power
generation in fed-batch microbial fuel cell
as a function of ionic strength, temperature,
and reactor configuration. Environ. Sci.
Technol. 39: 5488-5493.
Liu H, Grot S & Logan BE (2005c)
Electrochemically assisted microbial
production of hydrogen from acetate.
Environ. Sci. Technol. 39: 4317-4320.
Logan BE & Regan JM (2006) Microbial fuel
cells: Challenges and applications. Environ.
Sci. Technol. 40: 5172-5180.
Logan BE, Hamelers B, Rozendal R, Schröder
U, Keller J, Freguia S, Aelterman P,
Verstraete W & Rabaey K. (2006) Microbial
fuel cells: methodology and technology.
Environ Sci Technol. 40: 5181-92.
Logan BE (2009) Exoelectrogenic bacteria that
power microbial fuel cells. Nature Reviews
Microbiology. 7: 375-381
Lovley DR (2008) Extracellular electron
transfer: wires, capacitors, iron lungs, and
more. Geobiol. 6: 225-231.
Marsili E, Baron DB, Shikhare ID, Coursolle D,
Gralnick JA & Bond DR (2008) Shewanella
secretes flavins that mediate extracellular
electron transfer. Proc Natl Acad Sci U S A.
105: 3968-3973.
Methé BA, Nelson KE, Eisen JA, Paulsen IT,
Nelson W, Heidelberg JF, Wu D, Wu M,
Ward N, Beanan MJ, Dodson RJ, Madupu
R, Brinkac LM, Daugherty SC, DeBoy RT,
Durkin AS, Gwinn M, Kolonay JF, Sullivan
SA, Haft DH, Selengut J, Davidsen TM,
Zafar N, White O, Tran B, Romero C,
Forberger HA, Weidman J, Khouri H,
Feldblyum TV, Utterback TR, Van Aken SE,
Lovley DR & Fraser CM (2002) Genome of
Geobacter sulfurreducens: metal reduction
in subsurface environments. Science. 302:
1967-1969.
Meyer RL, Larsen LH & Revsbech NP (2002)
Microscale biosensor for measurement of
volatile fatty acids in anoxic environments.
Appl. Environ. Microbiol. 68: 1204-1210.
Min B &Logan BE (2004) Continuous electricity
generation from domestic wastewater and
organic substrate in flat plate microbial fuel
cell. Environ Sci Technol. 38: 5809-34.
Min B, Cheng, S. & Logan BE (2005) Electricity
generation using membrane and salt bridge
microbial fuel cells. Water Res. 39: 1675-
1686.
Nevin KP & Lovley DR (2002) Mechanisms for
Fe(III) oxide reduction in sedimentary
environments Geomicrobiol. J. 19: 141-159.
Prasad D, Sivaram TK, Berchmans S &
Yegnaraman V. (2006). Microbial fuel cell
constructed with a microorganism isolated
from sugar industry effluent. J. Power
sources 160: 991-996
Rabaey K, Lissens G & Verstraete W (2005)
Microbial fuel cells: performances and
perspectives. In: Biofuels for fuel cells.
Lens P, Westermann P, Haberbauer M &
Moreno A (eds). IWA Publicing, Alliance
House, I., pp. 375-400.
Rabaey, KG. Lissens SD, Siciliano &
Verstraete W. (2003). A microbial fuel cell
capable of converting glucose to electricity
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 77
at high rate and efficiency. Biotechnol. Lett.
25: 1531-1535.
practical implementation of bioelectro-
chemical wastewater treatment. Trend.
Biotechnol. 26: 450-459. Reguera G, McCarthy KD, Mehta T, Nicoll JS,
Tuominen T & Lovley DR (2005)
Extracellularr electron transfer via microbial
nanowires. Nature. 435: 1098-1101.
Sell D, Krâmer P & Kreysa G (1989) Use of an
oxygen gas diffusion cathode and a three-
dimensional packed bed anode in a
bioelectrochemical fuel cell. Appl. Microbiol.
Technol. 31: 211-213.
Rittmann BE, Krajmalnik-Brown R &Halden RU
(2008) Pre-genomic, genomic and
post.genomic study of microbial
communities involved in bioenergy. Nature.
6: 604-612.
Torres CI, Marcus AK & Rittmann BE (2007)
Kinetics of consumption of fermentation
products by anode-respiring bacteria. Appl.
Microbiol. Technol. 77: 689-697. Risso C, Sun J, Zhuang K, Mahadevan R,
DeBoy R, Ismail W, Shrivastava S, Huot H,
Kothari S, Daugherty S, Bui O, Schilling
CH, Lovley DR & Methé BA (2009)
Genome-scale comparison and constraint-
based metabolic reconstruction of the
facultative anaerobic Fe(III)-reducer
Rhodoferax ferrireducens. BMC Genomics.
22: 10: 447.
Torres CI, Marcus AK & Rittmann BE (2008)
Proton transport inside the biofilm limits
electrical current generation by anode-
respiring bacteria. Biotechnol. Bioeng. 100:
872-881.
Rozendal RA, Hamelers VMH, Rabaey K,
Keller J & Buisman JNC (2008) Towards
Von Canstein H, Ogawa J, Shimizu S & Lloyd
JR (2007) Secretion of Flavins by
Shewanella species and their role in
extracellular electron transfer. Appl.
Environ. Microbiol. 74: 615-623.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 78
Etanol Carburante
Ofelia Edith Carreón Rodríguez, Andrea Sabido Ramos López, Sara Centeno Leija, Laura Julieta Leal Reyes, Alfredo Martínez Jiménez*, Marco Tulio Fernández
Sandoval
Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo. Postal 510-3 Cuernavaca, Mor, 62250
[email protected]; [email protected]
RESUMEN
México se encuentra ante una eventual crisis energética debido a la acelerada producción y
reducción en las reservas probadas del petróleo. Para solventar este problema es necesario
desarrollar tecnologías alternativas, que de manera progresiva vayan sustituyendo la variedad de
combustibles derivados del crudo. En el caso de los combustibles para el transporte, el etanol
anhidro representa una opción viable para oxigenar y complementar el uso de la gasolina como
carburante. Brasil y Estados Unidos son los principales productores de etanol carburante
(bioetanol) de primera generación, esto es utilizando como fuente de carbono sacarosa (caña de
azúcar) y glucosa (maíz), respectivamente. México por otro lado, no es autosuficiente en ninguna
de estas dos materias primas, ya que el empleo de las mismas, representa una competencia con el
uso como alimentos y con la reducida superficie cultivable en México. La segunda generación de
etanol plantea el uso de lignocelulosa para su producción, la biotecnología está realizando grandes
avances para poner a punto estas tecnologías. En este trabajo se revisa, de manera general, las
propiedades y el estado del arte de producción de etanol carburante de primera generación, y en
una segunda parte se describen los avances que existen en los aspectos biotecnológicos y de
ingeniería de vías metabólicas para la producción microbiológica de etanol de segunda generación.
Palabras clave: Etanol, biocombustibles, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae ABSTRACT
Due to accelerated declination in production and reduction in oil proved reserves, in the near
future Mexico can have an energy crisis. To gradually replace the variety of fuels derived from
crude oil, alternative technologies must be developed to produce renewable energy. In the case of
transport fuels, anhydrous ethanol is a viable option to oxygenate and complement the use of
gasoline. Brazil and the U.S. are the main producers of first generation fuel ethanol (bioethanol),
that uses sucrose (cane sugar) and glucose (corn) as carbon sources, respectively. However,
Mexico is not self sufficient in the production of these two commodities for food and feed purposes.
The second-generation technologies uses lignocellulose as a raw material for the production of fuel
ethanol, and biotechnology is a key disciple that is helping to develop these technologies. In this
paper, a general overview about properties and the state of the art in the production of first-
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 79
generation fuel ethanol is presented. In a second part, the advances in biotechnology and metabolic
pathway engineering are described for microbiological production of second-generation ethanol.
Key words: Ethanol, biofuels, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae
PANORAMA ENERGÉTICO ACTUAL EN MÉXICO
El desarrollo tecnológico ha ido de la
mano con el suministro de energía a través
de la historia de la humanidad. En la Fig. 1 se
muestra la distribución porcentual de energía
que diferentes recursos o tecnologías
suministran en el planeta. Desde los inicios
de la era industrial, la principal fuente de
energía mundial ha sido el petróleo; sin
embargo, en los últimos años ha existido un
uso
Fig. 1. Fuentes primarias de energía a nivel mundial (Cala, 2007).
desenfrenado de los recursos energéticos,
por lo cual se pronostica escasez y aumento
en sus precios para un futuro cercano. En la
actualidad este energético abastece el 40%
de la demanda mundial (ver Fig. 1). En el
2005 el consumo se ubicó en 77,237 millones
de barriles de petróleo crudo, equivalentes a
211 millones diarios de barriles. Estados
Unidos, Canadá y México representan el 5%
de las reservas probadas de petróleo a nivel
mundial
(www.un.org/esa/population/publications), y
en particular para México, sin aumentar su
consumo diario, el horizonte previsto para el
agotamiento de las reservas probadas no
rebasa los nueve años. Resulta entonces
obvio que la oferta de energía requiere de
una transición desde su actual dependencia
de los hidrocarburos hacia fuentes de
energía alternativas y renovables. Esta
transición debe realizarse de forma gradual y
ordenada, logrando el aprovechamiento de
diferentes fuentes de energía, prestando
particular atención a fuentes renovables de
energía como la: eólica, hidráulica,
geotérmica, maremotriz, solar y la obtenida a
partir del biomasa. A diferencia de la mayoría
de las energías renovables, con las cuales se
obtiene principalmente energía eléctrica o
calor; por medio del uso de biomasa se
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 80
pueden obtener combustibles sólidos,
gaseosos y líquidos, en los dos últimos casos
haciendo uso de procesos biotecnológicos
para obtenerlos.
En México, de acuerdo con la Comisión
Federal de Electricidad y la Secretaría de
Energía, dos tercios de la energía eléctrica
que se consume se produce en
termoeléctricas a partir de combustibles
fósiles derivados del petróleo: diesel,
combustóleo, aceites pesados y gas natural
(Martínez et al., 2006). El otro tercio lo
produce en plantas hidroeléctricas,
carboeléctricas, geotérmicas, eólicas y
nucleares.
En términos de volumen 50 por ciento del
petróleo extraído en México se exporta a los
Estados Unidos (Martínez et al., 2006), el 25
por ciento se emplea para producir
combustóleo y diesel, el 14 por ciento para
producir gasolina, el 2 por ciento para
obtener turbosina y 9 por ciento para
petrolíferos y petroquímicos. Sin embargo
PEMEX debido a acuerdos comerciales
exporta e importa gasolina, resultando en un
balance del 40% de importación en el 2008.
Otro aspecto importante a considerar
respecto a la energía en México es que
prácticamente 100% de los medios de
transporte público y particular emplean
directamente derivados de combustibles
fósiles.
En especial para el sistema de transporte
y no obstante el amplio desarrollo tecnológico
actual, no existen muchas alternativas
disponibles para sustituir la gasolina y el gas
natural como formas portátiles y
concentradas de energía para automotores.
De las opciones posibles destacan el
almacenamiento de energía solar y eléctrica
en baterías, la generación de energía
eléctrica mediante celdas de combustible de
hidrógeno y la combustión de metano,
metanol, biodiesel o etanol producido
mediante tecnologías biológicas. En cuanto a
la energía solar y eléctrica en baterías su
desventaja radica en que los módulos de
almacenamiento todavía son difíciles de
implementar a escala comercial por sus
costos y tecnología empleada. Los
combustibles líquidos, en particular el etanol
producido mediante procesos
biotecnológicos, son una opción más viable
para México.
IMPLICACIONES AMBIENTALES DEL USO DE COMBUSTIBLES
El uso del petróleo crudo y sus productos
(combustibles) han modificado de manera
importante el medio ambiente. Como
principal evidencia de la influencia humana,
se encuentra el aumento en las
concentraciones atmosféricas de gases de
efecto invernadero (GEI); tales como el
dióxido de carbono, metano y óxidos de
nitrógeno, los cuales contribuyen al cambio
climático actual.
Para contender con el problema de
contaminación generado por los
combustibles fósiles, afrontar la dependencia
energética que representa el petróleo y su
alza de precio se ha propuesto el uso de
biocombustibles como el bioetanol (Ingram et
al., 1999). Las tecnologías biotecnológicas
son favorables y sustentables ya que se
encuentran basadas en la conversión de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 81
material biológico renovable por medio de
microorganismos o enzimas, abatiendo los
problemas de contaminación originados por
los combustibles fósiles. En comparación con
los combustibles derivados del petróleo,
mediante el empleo de combustibles
generados por procesos biotecnológicos, no
se incrementa la concentración neta de CO2
en la atmósfera, sino que éste únicamente se
recicla, integrando la actividad industrial al
ciclo de carbono en nuestro planeta. Como
resultado el uso de bioetanol, obtenido por
medio de tecnologías biotecnológicas,
permite disminuir las emisiones globales de
gases de efecto invernadero y de otros gases
contaminantes.
PRODUCCIÓN DE ETANOL EN EL MUNDO Y MÉXICO
En la última década el interés por los
biocombustibles ha crecido de manera
significativa en todo el mundo. Brasil fue
pionero en desarrollar estas fuentes
alternativas de energía desde el año 1975
(Wheals et al., 1999), las cuales después
fueron retomadas por otros países europeos
y más intensamente por Estados Unidos.
Brasil y Estados Unidos actualmente son
los dos países que producen la mayor
cantidad de etanol como biocombustible, con
tecnologías consolidadas a partir de caña de
azúcar (sacarosa) y maíz (glucosa),
respectivamente (Wheals et al., 1999). Para
esto se utiliza a la levadura Saccharomyces
cerevisiae para llevar a cabo el proceso de
fermentación y cultivos alimentados o
continuos a escalas mayores de cien metros
cúbicos de fermentación (Wheals et al., 1999;
Mielenz, 2001; Vasconcelos et al., 2004; Xu
et al., 2005).
Bajo la actual política de estímulo a la
producción de etanol que el gobierno de
Estados Unidos está llevando acabo, la
producción del biocombustible en este país
alcanzó los 9 billones de galones en 2008
(datos del departamento de agricultura de los
EUA). Como resultado de este impulso en la
oferta de etanol, se ha incrementado la
superficie cultivada con maíz que se destina
a la producción de este biocombustible,
desplazando el área cultivable de frijol de
soya, y además ocasionando el alza en el
precio del maíz en el mercado internacional.
Desde hace más de cuatro mil años el
etanol es producido por el hombre a través
de procesos de fermentación utilizando
principalmente levaduras. En México es
usado principalmente en bebidas y en menor
proporción como solvente y material de
curación; su producción está basada en la
fermentación de azúcares provenientes de
melazas, de ingenios azucareros, de
azúcares obtenidos del agave y de granos en
general. Sin embargo, el uso de etanol
producido por estas material primas, utilizado
para la producción de bebidas alcohólicas, no
puede canalizarse hacia la generación de
etanol carburante debido a la limitada
cantidad de etanol que se produce.
La capacidad de producción de las
destilerías mexicanas es de
aproximadamente 346,000 litros/día; con
rendimientos entre 230 y 250 litros/tonelada
de melaza procesada. Los Ingenios La Gloria
y San Nicolás (ubicados en Veracruz)
cuentan con destilerías con la capacidad
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 82
para producir etanol anhidro, ésta asciende a
115,000 litros/día. La producción de los
efluentes de la destilación, denominados
vinazas, es superior actualmente a 750
millones de litros, cuyo destino principal es la
ferti-irrigación de los cañaverales aledaños a
los ingenios dada la gran cantidad de materia
orgánica y como fuente de potasio para el
cultivo de la gramínea, subsecuentemente.
No existen reportes del empleo del jugo de
caña directo como materia prima en las
destilerías de nuestro país.
Los excedentes de la industria azucarera
nacional ascienden en promedio a 500 mil
toneladas anuales (aunque durante el 2009
no hubo excedentes). El mercado nacional es
aproximadamente de cien millones de litros
diarios de gasolina. Considerando los
rendimiento teóricos de conversión y la
eficiencia de fermentación y recuperación de
etanol, a partir de los excedentes de
sacarosa únicamente se puede obtener el
equivalente al 0.8 por ciento del volumen de
gasolina (0.8 millones de litros por día), por lo
tanto esta alternativa no llegaría a solventar
el consumo equivalente de oxigenante para
la gasolina, ya que se sabe que la
característica oxígenante del MTBE (metil
terbutil éter), el cual se importa en parte en
México, puede ser sustituida agregando 3%
en volumen de etanol a la gasolina (Schifter
et al., 2001); aunado a que el precio de
producción de este etanol sería mayor que el
de venta actual de la gasolina (Martínez et
al., 2006).
Es de vital importancia reconocer que la
superficie agrícola actual del país es
insuficiente para producir materias primas
(tales como el maíz o la caña de azúcar) para
la elaboración de biocombustibles que
sustituyan por completo a los hidrocarburos y
simultáneamente satisfagan la demanda
alimenticia de la población.
Según las Secretarías de Agricultura,
Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y
Alimentación (SAGARPA), y de Energía
(SENER) existe una oportunidad importante
para que México emprenda la producción de
etanol a gran escala, pero antes deben
superarse varios retos políticos, económicos,
de seguridad alimentaria y de desarrollo de
tecnología. Sin embargo, la producción de
etanol a partir caña de azúcar o diversos
granos con las tecnologías maduras
existentes no es factible en México, debido a
la demanda de estos productos para
consumo humano (Martínez et al., 2006), y a
que en México no existe una tecnología
madura de producción de bioetanol como
combustible carburante, a pesar de que
México ocupa el séptimo lugar entre los
países productores de azúcar en el mundo.
La agroindustria de la caña de azúcar es
una de las más antiguas en México, y su
cultivo ocupa alrededor de 658 mil hectáreas
que se procesan en 59 ingenios distribuidos
en 217 municipios de 15 estados de la
República. A pesar de que su valor en el
Producto Interno Bruto se ha reducido, de
esta actividad dependen más de 3 millones
de personas, genera miles de empleos
directos e indirectos y es el sustento de casi
6 mil familias por ingenio. Por ello, esta
industria se considera de interés público y
detonadora del desarrollo regional. Los 22
ingenios que se localizan en el estado de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 83
Veracruz producen más del 40% del total
nacional de azúcar, para lo que se utilizan
alrededor de 240 mil hectáreas.
Por otro lado, el precio de la caña de
azúcar en México es elevado (cerca de 38
dólares americanos por tonelada), cifra que
comparada, por ejemplo con países de
Centro y Sudamérica, es prácticamente del
triple. Esto desde luego, está íntimamente
relacionado con el costo de producción,
debido a factores tales como: el minifundio
(<4.5 Ha/agricultor); agroinsumos; agua y
energía; así como a las fluctuaciones del
precio de las melazas, que inhiben
frecuentemente la producción de alcohol. A la
Agro Industria de la Caña de Azúcar en
México, se le ha denominado sector en crisis
permanente, por la recurrencia de los
problemas que la aquejan; no obstante, la
importancia que en lo económico, lo político y
social tiene, obliga a los involucrados a la
búsqueda de formulas que ayuden a su
sostenimiento. Por todo lo anterior, se puede
concluir que la viabilidad económica de la
producción de etanol anhidro en nuestro país,
depende de varios aspectos a considerar
como el costo de la materia prima a emplear,
la autosuficiencia energética, la economía de
escala (mayor tamaño de las destilerías), la
incorporación de la cogeneración, la
introducción de la biotecnología para mejorar
los procesos de fermentación y los subsidios
a la agricultura (producción de caña
destinada para etanol y/o exportación de
azúcar al mercado mundial).
Basados en los hechos citados en los
párrafos anteriores, la lignocelulosa, que en
México pueden ser los residuos
agroindustriales, como el bagazo de caña,
residuos derivados del maíz, arroz, sorgo,
trigo, entre otros, así como bagazos y hojas
de agaves, pastos de crecimiento rápido, e
incluso lignocelulosa proveniente de zonas
semiáridas, parecen ser una buena
alternativa para la producción de etanol;
desde el punto de vista económico, de
abundancia y de desarrollo rural. A manera
de ejemplo, la industria azucarera obtiene
como co-producto alrededor de 14.1 millones
de toneladas de bagazo de caña por zafra,
los cuales están concentrados en los 59
ingenios del país. Este bagazo de caña, con
tecnologías y procesos biotecnológicos de
punta, pueden ser convertidos en 7.05
millones de litros de etanol por día, esto es
aproximadamente el 7% en volumen de la
gasolina consumida por día. Esto es, si el
43% del bagazo de caña se convierte en
etanol se puede oxigenar toda la gasolina
que se consume en el país con un 3% de
etanol, (Martínez et al., 2006), el 47%
restante del bagazo podría seguir usándose
en los ingenios como combustible, pero se
requeriría una reconversión en los ingenios
para usar calderas más eficientes, a base de
bagazo y no usar las actuales que tienen
más de cincuenta años de vida, para
satisfacer sus necesidades energéticas.
VENTAJAS Y DESVENTAJAS DEL ETANOL COMO CARBURANTE
El etanol a presión y temperatura
ambiente es líquido, incoloro, inflamable,
soluble en agua, de tal manera que es
fácilmente almacenado y transportado. No
obstante, es un líquido higroscópico y forma
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 84
un azeótropo con el agua, dando lugar a un
producto que tiene el 96% v/v de etanol en
agua, él cual no debe ser usado en mezclas
gasolina-etanol debido a que puede ocurrir
separación de fases. Por otro lado, el etanol
anhidro (<0.4% v/v de humedad) se utiliza
para la oxigenación de gasolinas y para
aumentar el octanaje de las mismas. En
comparación con las gasolinas, el contenido
energético del etanol es aproximadamente de
un tercio menor con respecto a la gasolina o
diesel, sin embargo, su calor de vaporización
es casi tres veces mayor y su número de
octanos también es superior. Los motores de
combustión interna que utilizan gasolina
pueden emplear como energético mezclas de
ésta conteniendo hasta 20% de etanol. El
desarrollo tecnológico en Brasil a permitido la
comercialización de automóviles que pueden
emplear mezclas de etanol hasta del 95% en
gasolina, y desde el 2003 se comercializan
los vehículos denominados Flex-Fuel (de
combustible flexible), los cuales tienen un
sistema modificado de inyección de
combustible que permite llenar el tanque de
combustible con gasolina oxigenada con
MTBE, cualquier mezcla de gasolina-etanol
anhidro o bien etanol anhidro puro.
En relación a la emisión de gases, el
Instituto Mexicano del Petróleo (IMP) realizó
una investigación probando mezclas en
relación de 3%, 6% y 10% de etanol anhidro
con gasolina (Schifter et al., 2001). Las
pruebas de emisiones se realizaron en 12
motores, representativos del parque vehicular
que se utiliza en la Zona Metropolitana de la
Ciudad de México a 2,200 m.s.n.m. (con y sin
convertidor catalítico). Los resultados
claramente muestran que hay una reducción
del 33% en las emisiones de monóxido de
carbono, 10% en hidrocarburos totales, 15%
en benceno, 15% en 1,3, butanedieno, una
ligera disminución de óxidos de azufre, pero
un incremento en un 5% para las emisiones
de óxidos de nitrógeno. No debe descuidarse
de modo alguno el impacto del etanol sobre
algunos elastómeros y juntas del motor;
situación que ya fue superada por la industria
de automotores brasileña.
ETANOL A PARTIR DE LIGNOCELULOSA
Procesamiento de lignocelulosa
Como se citó antes, la producción de
etanol a partir de residuos agroindustriales
(lignocelulósicos) no atenta contra cultivos
que son utilizados principalmente para
consumo humano. La lignocelulosa es un
polímero natural más abundante en el
planeta, representando cerca del 50% de la
biomasa en la tierra y se encuentra en
residuos agrícolas, industriales, forestales,
municipales, pastos de crecimiento rápido,
material vegetal del mar, y biomasa
proveniente de zonas semiáridas. La
lignocelulosa está constituida de tres
principales fracciones: celulosa (40-50%),
compuesta de moléculas de celulosa;
hemicelulosa (25-35%), un heteropolímero
ramificado que contiene hexosas (15%),
pentosas (85%), ácidos urónicos y
generalmente esta acetilada (Gray et al.,
2006); y lignina (15-20%), la cual es un
polímero de carácter fenólico (Zaldivar et al.,
2001) (Fig. 2).
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 85
Fig. 2. Composición de la lignocelulosa
La conversión de las materias primas a
etanol involucra: el pretratamiento
(procesamiento e hidrólisis de la
lignocelulosa), detoxificación de la
hemicelulosa, sacarificación enzimática de la
celulosa, fermentación y recuperación del
etanol [destilación y deshidratación (Fig. 3)].
Cualquier biomasa lignocelulósica en su
forma nativa, es resistente a la sacarificación
enzimática, por lo que estos residuos
necesitan ser pretratados para facilitar la
depolimerización de la celulosa e hidrolizar la
hemicelulosa (Saha, 2004). Así pues, el
objetivo del procesamiento consiste, por un
lado, en incrementar el área expuesta de la
materia prima, permitiendo con ello una
mayor accesibilidad de las enzimas que
hidrolizan la celulosa (Galbe & Zacchi, 2002)
y por otro generar jarabes de azúcares ricos
en pentosas y hexosas.
Fig. 3. Esquema del proceso de producción de etanol carburante a partir de lignocelulosa.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 86
Hidrólisis ácida
Aunque existen otros métodos, el
procesamiento con ácido diluido a altas
temperaturas se ha convertido en una
operación común para el pretratamiento de
muchos materiales lignocelulósicos, por su
relativa facilidad para realizarlo y por su bajo
costo. Como se citó, este proceso permite la
hidrólisis de la hemicelulosa en pentosas y
hexosas, remueve parte de la lignina, y hace
más accesible la estructura de la celulosa, a
tal punto que una fracción pueda ser
convertida a glucosa enzimáticamente (Saha,
2008). El primer paso en la hidrólisis con
ácidos diluidos, es mezclar una proporción de
1-2 % de ácido sulfúrico con la biomasa para
que la hemicelulosa se hidrolice a
temperaturas mayores a 130ºC (Sun et al.,
2002). Con este método se obtienen jarabes
de hemicelulosa que contienen pentosas
(xilosa y arabinosa) y hexosas
(principalmente glucosa y manosa), además
de presentar una concentración de 3�–10 g L-1
de ácido acético, pequeñas concentraciones
de furanos (furfural e hidroximetil-furfural) y
fenólicos derivados de la hidrólisis parcial de
la lignina (Martínez et al., 2001). Los furanos,
fenólicos y el acético inhiben el crecimiento
de los microorganismos y tienen un efecto
sinérgico de toxicidad, por tanto es necesario
�“detoxificar�” los hidrolizados para mejorar la
fermentabilidad de estos jarabes (Fig. 3).
Para llevar a cabo la detoxificación de los
hidrolizados, la adición de Ca(OH)2 es un
método de los más efectivos y menos
costosos, este método es conocido
generalmente como �“overliming�”
(alcalinización). La metodología consiste en
adicionar el hidróxido hasta llevar a un pH
aproximado de 10 a temperatura ambiente ó
60ºC, con la finalidad de reducir las
concentraciones de furfural,
hidroximetilfurfural y compuestos fenólicos y
permitir la formación de una sal insoluble en
función del tipo de ácido utilizado, además
reduce de esta forma la concentración de
sales solubles durante la fermentación
(Martínez et. al., 2001).
Hidrólisis enzimática
Por otro lado, la sacarificación de la
celulosa (Fig. 3) se lleva a cabo
enzimáticamente mediante celulasas. Las
enzimas provenientes de hongos, son
consideradas como una de las mejores
alternativas para la hidrólisis de fuentes
lignocelulósicas, para lo cual se requiere de
la acción combinada de diferentes tipos de
actividades: 1) endoglucanasas, las cuales
cortan internamente enlaces - 1, 4 de
glucosa; 2) celobiohidrolasas, que cortan en
los extremos de las moléculas de celulosa
generando disacáridos de glucosa
(celobiosa), y 3) - glucosidasas, las cuales
hidrolizan celobiosa y productos de cadena
corta en monómeros de glucosa (Ingram et
al., 1998). Debido a que las celulasas son
inhibidas por su producto (glucosa, celobiosa,
celotriosa, etc.), además de tener una baja
actividad específica, baja tasa de reacción y
un alto costo, este procesamiento presenta
limitantes para aplicarse a escala comercial.
Una alternativa para mitigar la inhibición por
producto es mediante la sacarificación y
fermentación simultánea (SSF por sus siglas
en inglés), en la cual el microorganismo
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 87
convierte los azúcares en etanol tan pronto
como éstos son liberados por acción
enzimática en un mismo reactor (Saha,
2008). No obstante, los procesos de SSF
requieren que las condiciones del cultivo y
las de la actividad enzimática sean
compatibles, principalmente con respecto al
pH y temperatura (Galbe & Zacchi, 2002;
Zaldivar et al., 2001). A lo largo de los últimos
años, se ha hecho un gran progreso en
cuanto al desarrollo de nuevas enzimas
hidrolíticas se refiere y se espera que pronto
las compañías productoras de enzimas
lancen al mercado nuevas generaciones de
mezclas enzimáticas con mejores
propiedades y más baratas que las que
actualmente se comercializan. Cabe aclarar,
que un pretratamiento eficiente es
fundamental para que la estructura de la
celulosa quede lo suficientemente expuesta
para que las celulasas puedan liberar
glucosa de eficientemente (van Maris et al.,
2006).
MICROORGANISMOS PARA LA PRODUCCIÓN DE ETANOL A PARTIR LIGNOCELULOSA
Actualmente, en diferentes partes del
mundo, y teniendo como principales
exponentes a Brasil y a Estados Unidos, la
tecnología madura de producción de etanol
utiliza cepas de levaduras, siendo el género
Saccharomyces sp. el más ampliamente
utilizado; las cualidades que hacen que este
microorganismo sea el más empleado, son
su capacidad de convertir rápidamente los
azúcares a etanol, alta tolerancia al etanol
(más de 80 g/l), elevada osmotolerancia,
tolerancia a variaciones en la temperatura,
resistencia a un ambiente ácido y tiene una
amplia aceptación en los procesos
industriales ya que es un microorganismo
que ha sido utilizado por siglos por el ser
humano (Ingram & Buttke, 1984).
En el proceso de producción de etanol a
partir de caña de azúcar, están presentes
microorganismos intrínsecos que vienen en
la caña, en especial levaduras, algunas que
se han identificado son del género
Saccharomyces sp., Torula sp. y Pichia sp.
Sin embargo, en el proceso de obtención de
etanol para fines carburantes, la
permanencia de linajes diferentes a
Saccharomyces sp. no es deseable debido a
los altos rendimientos y niveles de etanol
requeridos (Schwan et al., 2001; Pataro et
al., 2000). A partir de los años 90, en Brasil
se empezaron a utilizar inóculos de
Saccharomyces cerevisiae para sustituir las
levaduras nativas de la caña y tener un mejor
control de la fermentación.
Por otro lado, el desarrollo de
microorganismos que sean capaces de
metabolizar la amplia variedad de azúcares
presentes en la lignocelulosa, principalmente
glucosa, xilosa, arabinosa, galactosa y
manosa, de preferencia de manera
simultanea y con mínimos requerimientos
nutricionales, es necesario para simplificar el
proceso y reducir los costos de la producción
de etanol a partir de lignocelulosa. Así
mismo, además de poseer altas
productividades y rendimientos de etanol, los
microorganismos deben reducir la formación
de subproductos indeseables, tolerar la
liberación de inhibidores generados por la
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 88
hidrólisis de la lignocelulosa, tener una
elevada tolerancia al etanol y al estrés
osmótico ocasionado por la elevada
concentración de azúcares fermentables
(Zaldivar et al., 2001). A pesar del uso
extensivo de S. cerevisiae para la obtención
de etanol a partir de sacarosa, glucosa o
fructosa, este microorganismo presenta una
serie de desventajas para su aplicación en la
producción del mismo a partir de hidrolizados
de hemicelulosa, tales como: altos costos de
aireación, elevada producción de biomasa, y
principalmente su incapacidad para
metabolizar pentosas (componentes
principales de la hemicelulosa), por lo que a
lo largo de las últimas dos décadas se han
seleccionado y generado diferentes
microorganismos capaces de producir etanol
con el fin de cumplir los requisitos de un
proceso fermentativo a partir de hidrolizados
de hemicelulosa. Entre los microorganismos
más promisorios se encuentran Escherichia
coli, Klebsiella oxytoca y Zymomonas mobilis
y la misma S. cerevisiae modificadas por
ingeniería de vías metabólicas (Dien et al.,
2003).
La falta de microorganismos con
capacidad industrial para la producción de
etanol a partir de biomasa, es uno de los
principales obstáculos para el desarrollo de la
producción de etanol a partir de residuos
agroindustriales. Recientemente, mediante el
uso de técnicas de biología molecular,
evolución dirigida e ingeniaría de vías
metabólicas, diversos grupos de
investigación se han dedicado a la
modificación de la fisiología y de vías
metabólicas de diferentes microorganismos
con la finalidad de obtener cepas con la
capacidad de metabolizar todos los azúcares
provenientes de los residuos
agroindustriales, y al mismo tiempo para
obtener mejores rendimientos y
productividades de etanol. Un paso limitante
en el desarrollo de cepas etanologénicas, es
la integración de genes recombinantes y la
expresión eficiente de éstos en el
microorganismo hospedero en condiciones
no aireadas, así como la sobreexpresión de
los genes propios del microorganismo para
incrementar la producción de etanol,
manteniendo un balance entre la fisiología
microbiana y las altas productividades (Dien
et al., 2003).
INGENIERÍA METABÓLICA DE MICROORGANISMOS PARA LA PRODUCCIÓN DE ETANOL Escherichia coli
E. coli presenta diferentes ventajas como
biocatalizador para la producción de etanol,
dentro de las cuales se encuentran: su
capacidad para fermentar una amplia gama
de azúcares (hexosas y pentosas, además
de ácidos urónicos), su amplio conocimiento
en cuanto a su uso a nivel industrial en la
producción de proteínas recombinantes.
Actualmente existen muchos procesos
aerobios a escala comercial con este
microorganismo, requerimientos mínimos
para su crecimiento, y una mayor tolerancia a
inhibidores generados por la hidrólisis de la
hemicelulosa en comparación con S.
cerevisiae y Z. mobilis (Zaldivar et al., 1999;
Zaldivar & Ingram, 1999).
Durante el metabolismo anaerobio, las
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 89
las cepas silvestres de E. coli forman acetil
Co-A a partir de piruvato por la enzima
piruvato formato liasa (PFL). Al utilizar acetil
CoA, la enzima alcohol deshidrogenasa
(ADHE) forma acetaldehído, para después
formar etanol usando la misma enzima. Esta
vía fermentativa está desbalanceada, debido
a que se genera una molécula de NADH por
cada molécula de piruvato formada a partir
de glucosa, pero se requiere de dos
moléculas de NADH para convertir el piruvato
en etanol. Razón por la cual el flujo de
carbono hacia la formación de etanol no es
considerable en cepas silvestres de E. coli
(ver Fig. 4a). Un balance similar se obtiene
para el consumo de otras hexosas y también
para pentosas. En cambio S. cerevisiae y Z.
mobilis convierten piruvato a etanol utilizando
las enzimas piruvato descarboxilasa (PDC) y
alcohol deshidrogenasa (ADHB), y esta vía
sólo consume una molécula de NADH por
cada molécula de etanol producida (Dien et
al., 2003) (Fig. 4b).
Fig. 4. Vías de formación de etanol en: a) Escherichia coli; y b) Zymomonas mobilis. PDC, piruvato decarboxilasa de Z. mobilis; ADH, alcohol deshidrogenasa de Z. mobilis; PFL, piruvato formato liasa; PTA, fosfotransacetilasa; ADHE, alcohol deshidrogenasa de E. coli; ACK, acetato cinasa; LDH, lactato deshidrogenasa.
Para mantener el balance redox en E. coli
una cantidad igual de acetil-CoA debe ser
convertida a acetato. Así, los rendimientos
teóricos de etanol por la vía nativa de E. coli
son menores a los posibles con la vía basada
en las enzimas PDC y ADHB de Z. mobilis.
Adicionalmente, la enzima PDC de Z. mobilis
permite canalizar el piruvato a etanol en
cepas modificadas de E. coli, debido a que la
PDC tiene una km más baja por el piruvato
(0.4 mM) que otras enzimas que compiten
por este metabolito en condiciones de
fermentación (por ej. 2 mM para el caso de la
piruvato formato liasa y 7 mM para la lactato
deshidrogenasa). Como se muestra adelante,
se ha comprobado que altos niveles de
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 90
glucosa o xilosa son fermentados
eficientemente a etanol por cepas
modificadas de E. coli que sobreexpresan
PDC y ADH de Z. mobilis (Ingram et al.,
1998).
Mediante técnicas de biología molecular
e ingeniería de vías metabólicas se han
construido diferentes cepas etanologénicas
de E. coli, entre ellas, de una primera
generación, la cepa de E. coli denominada
KO11 ha sido una de las más estudiadas.
Esta cepa tiene integrado en cromosoma el
operón PET (production of ethanol), el cual
contiene los genes que codifican para las
enzimas piruvato descarboxilasa (pdc) y
alcohol deshidrogenasa (adhB) de Z. mobilis,
bajo el control del promotor de la piruvato
formato liasa (Ppfl), el cual se expresa
fuertemente en condiciones anaerobias (Fig.
5). Además E. coli KO11 tiene integrado el
gen cat, que codifica para la cloramfenicol
acetil transferasa y le confiere resistencia a
cloramfenicol. Cabe resaltar que en E. coli
KO11 se generó una interrupción en el gen
frd, que codifica para la enzima fumarato
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 91
Formato
Acetaldehído
pflB
Acetil-CoA
Acetil-P
Acetato
Oxalacetato Succinato frd
PEP
Piruvato Lactato ldhApdc
Etanol
adhB
pta
ackA
Acetaldehído
Etanol
adhE
NADH+H NAD+
ADP
ATP
NADH+H NAD+
NADH+H
NAD+
Glucosa
adhE NADH+H
NAD+
Acetil-AMP Acetato acs acs
PPi ATP
Gliceraldehído 3P
Fructosa 6P
Vía de las Pentosas
ATP ADP
xylFGH Xilosa
Fig. 5. Metabolismo fermentativo y vías de asimilación de glucosa y xilosade E. coli.El operón PET consiste de los genes pdc, piruvato descarboxilasa y adhB, alcohol deshidrogenasa de Z. mobilis. Abreviaturas: frd, fumarato reductasa; adhE, alcohol deshidrogenasa; pflB, piruvato formato liasa; ldhA, lactato deshidrogenasa; pta, fosfotransacetilasa; ackA, acetato cinasa; acs, acetil-CoA sintetasa, xylFGH transportador de xilosa ABC dependiente de ATP de E. coli.
reductasa, impidiéndole generar succinato a
partir de fumarato en anaerobiosis (Ohta et
al., 1991a). Se ha encontrado que cuando
KO11 es cultivada utilizando hidrolizados de
hemicelulosa de bagazo de caña o medios
minerales suplementados con glucosa y
xilosa, la cepa sólo alcanza rendimientos de
etanol menores al 70% del teórico, en
comparación al 95% alcanzado en medios
ricos (Huerta et al., 2007). Esto se debe a
que parte del carbono se desvía a la
producción de ácidos orgánicos como lactato
y acetato. Esto ha dado origen a la
generación de variantes de esta cepa.
Mientras que la productividad de etanol con
la cepa KO11 es similar a la obtenida con
levaduras en cultivos lote, la tolerancia al
etanol es mucho menor. Utilizando esta
misma cepa, se seleccionaron por evolución
metabólica en medio líquido, mutantes con
un incremento en la tolerancia al etanol, así
como en medio sólido, con un incremento en
su producción. Como resultado de esta
evolución, se obtuvo la cepa E. coli LY01,
capaz de crecer en presencia de 50 g/l de
etanol (Jarboe et al., 2007).
Otras cepas modificadas genéticamente
de E. coli, incluyen las denominadas E. coli
FBR1 y FBR2, las cuales fueron construidas
transformando la cepa FMJ39 (E. coli pfl,
ldh) con dos conversiones del operón PET
(conteniendo los genes pdc y adh de la vía
etanologénica de Z. mobilis),
respectivamente. Una ventaja de estas cepas
es que la única vía que tienen para oxidar el
NADH es la vía heteróloga para la
producción de etanol. Razón por la cual en
condiciones anaerobias estas cepas son
estables, debido a que requieren del
plásmido para poder sobrevivir (Hespell et
al., 1996).
Una tercera generación de cepas
etanologénicas derivadas de E. coli, incluye
interrupciones en todos los genes que
codifican para enzimas que catalizan
reacciones hacia la formación de productos
de fermentación y que compiten con la
disponibilidad de piruvato para ser convertido
en etanol por la vía heteróloga. Un ejemplo
de esto es la cepa LY160, derivada de E. coli
KO11, con el genótipo: adhE, ackA,
ldhA, PrrlE´::pdcZm-adhAZm-adhBZm, mgsA
(Fig. 5) a la cual se le insertó el operón
conteniendo los genes pdc, adhA y adhB de
Z. mobilis mediante un transposón bajo el
promotor ribosomal rrnB. Esta cepa ha
demostrado ser eficiente al crecer en medio
mineral con 1 mM de betaína suplementado
con 9% de xilosa con rendimientos del 95%
del teórico máximo (0.51 g de etanol por g de
azúcar) (Martinez et al., 2007; Yomano et al.,
2008).
La capacidad de estas cepas de E. coli
para la producción de etanol a partir de la
biomasa ha sido demostrada con múltiples
sustratos como bagazo de caña, residuos
agroindustriales, madera, etc (a nivel
laboratorio). Los rendimientos, con respecto
al teórico, se encuentran entre el 70% -100%
dependiendo medio utilizado: medios
complejos con glucosa o xilosa; mezclas de
estos azúcares en medios minerales; y
fermentación de todos los azúcares que se
encuentran en hidrolizados de hemicelulosa
con alto contenido de pentosas (Jarboe et al.,
2007). No obstante una de las principales
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 92
limitantes aún para que E. coli sea aplicada a
nivel industrial para producir etanol es su
baja tolerancia al mismo etanol. Actualmente,
de forma independiente dos compañías, una
de Japón y otra de los EUA, están utilizando
cepas etanológenicas de E. coli para
demostrar a escala semicomercial la
producción de etanol a partir de
lignocelulosa.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 93
Zymomonas mobilis
Uno de los microorganismos más
estudiado para la producción de etanol es la
bacteria Gram negativa (Z. mobilis), ésta
presenta mayores tasas específicas de
consumo de azúcares y velocidades de
producción de etanol que las levaduras.
Además, Z. mobilis produce menos biomasa
y presenta mayor tolerancia hacia el etanol
(hasta 120 g/l) (Dien et al., 2003).
Desafortunadamente este microorganismo no
puede asimilar las pentosas presentes en los
jarabes de hemicelulosa. Diferentes cepas de
Z. mobilis han sido modificadas con la
finalidad de expresar enzimas hidrolíticas de
microorganismos capaces de utilizar
polímeros de glucosa. Gunasekaran &
Chandra-Raj (1999) produjeron cepas con la
capacidad de metabolizar tanto hexosas
como pentosas.
Z. mobilis presenta altos rendimientos y
productividades de etanol debido a que este
microorganismo metaboliza la glucosa
anaeróbicamente mediante la vía de Entner-
Doudoroff (ED) en lugar de la de Embden-
Meyerhof-Parnas (EMP) (Dien et al., 2003).
La vía ED genera sólo la mitad del ATP
generado por la vía EMP por mol de glucosa,
como consecuencia, Z. mobilis genera
menos biomasa y por lo tanto una mayor
cantidad de carbono es dirigida hacia los
productos de fermentación. Además, todas
las enzimas relacionadas con la fermentación
se expresan de manera constitutiva y
comprenden aproximadamente el 50% de la
biomasa (Sprenger, 1996).
Una limitante importante para el uso de Z.
mobilis en la producción de etanol a partir de
biomasa, es su capacidad de fermentar
únicamente glucosa, fructosa y sacarosa
(Dien et al., 2003). Por lo que se han
realizado diversos trabajos para lograr que
este microorganismo pueda fermentar
azúcares como xilosa y arabinosa.
Zhang et al. (1995) mediante la
introducción y expresión de cuatro genes de
E. coli: xilosa isomerasa (xylA), xilulosa
cinasa (xylB), transcetolasa (tktA) y
transaldolasa (talB), lograron obtener la cepa
Z. mobilis (pZB5) capaz de fermentar xilosa y
producir etanol con un rendimiento del 86%.
Las enzimas xilosa isomerasa y xilulosa
cinasa convierten a la xilosa en xilulosa-5-
fosfato, intermediario en la vía de las
pentosas fosfato, y posteriormente la
transcetolasa y la transaldolasa convierten a
la xilulosa-5-fosfato en intermediarios de la
vía ED (Fig. 6).
Utilizando una estrategia similar, Deanda
et al. (1996) lograron construir una cepa de
Z. mobilis capaz de fermentar arabinosa a
través de un plásmido que expresa cinco
genes de E. coli: L-arabinosa isomerasa
(araA), L-ribulosa cinasa (araB), L-ribulosa-5-
fosfato-4-epimerasa (araD), trancetolasa
(tktA) y transaldolasa (talB). Los tres
Fig. 6. Metabolismo fermentativo de glucosa a etanol de Zymomonas mobilis y vía heteróloga para el metabolismo de xilosa a piruvato.
primeros genes codifican para las enzimas
responsables de convertir la arabinosa en
xilulosa-5-fosfato, posteriormente este
compuesto es convertido en intermediarios
de la vía ED por la transcetolasa y la
transaldolasa. La cepa obtenida, Z. mobilis
ATCC39676 (pZB206), fue capaz de
fermentar arabinosa a etanol con un
rendimiento del 98% con respecto al teórico.
La cepa Z. mobilis AX101 construida por
Zhang et al. (1995), tiene integrado en su
genoma los 7 genes necesarios (antes
mencionados) para metabolizar tanto xilosa
como arabinosa. Esta cepa metaboliza la
arabinosa a menor velocidad con respecto a
la xilosa, y generalmente de forma
incompleta (50% de la arabinosa inicial). Sin
embargo, cuando Z. mobilis AX101 crece con
mezclas de azúcares se ha observado que el
rendimiento y la productividad de la
fermentación de arabinosa se incrementan.
En cultivos que con 40 g/l de glucosa, 40 g/l
de xilosa y 20 g/l de arabinosa, Z. mobilis
AX101 logró fermentar el 100 % de la
glucosa y xilosa inicial y el 75 % de la
arabinosa en 50 h (Lawford & Rousseau,
2002; Mohagheghi et al., 2002).
La principal desventaja de la cepa Z.
mobilis AX101 radica en su baja tolerancia a
los furanos, fenólicos y ácido acético,
especialmente en presencia de etanol. El
ácido acético se encuentra comúnmente en
hidrolizados de hemicelulosa en
concentraciones de 2 a 10 g/l. La adición de
2.5 g/l de ácido acético (pH 5.5) y 30 g/l de
etanol en los cultivos generó una disminución
en la producción de etanol a partir de xilosa
cercana al 50% (Lawford & Rousseau, 2002).
Por lo que es necesario mejorar la tolerancia
de Z. mobilis AX101 hacia el acido acético.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 94
Klebsiella oxytoca
K. oxytoca es una bacteria entérica que
ha sido aislada creciendo en papel y en
madera. Este microorganismo es capaz de
crecer en un pH tan bajo como 5 y a una
temperatura de 35°C, puede utilizar para su
crecimiento una gran variedad de azúcares
incluidos hexosas y pentosas, así como
celobiosa y celotriosa, lo cual lo hace muy
interesante para producir etanol a partir de
celulosa. En los procesos de sacarificación
con celulasas las enzimas son inhibidas por
la presencia de la celobiosa (Freer & Detroy,
1983), por lo tanto para realizar procesos de
sacarificación y fermentación simultánea
(SFS) con K. oxytoca disminuiría la cantidad
de celulasas que se agrega a los cultivos.
K. oxytoca fermenta la glucosa hacia una
gran variedad de ácidos orgánicos y
productos neutros. En particular la
producción de etanol en K. oxytoca se lleva a
cabo mediante la vía de la piruvato formato
liasa (PFL). La introducción del operón PET
(conteniendo los genes pdc y adh de la vía
etanologénica de Z. mobilis) en K. oxytoca
(M5A1), logró aumentar la concentración de
etanol hasta el 90% del total de productos de
fermentación (Ohta et al., 1991b). Esta cepa
tiene a la vez la capacidad de fermentar
xilosa tan rápido como la glucosa (2 g/l h),
esto es aproximadamente 2 veces más
rápido que la cepa E. coli KO11.
Wood & Ingram (1992) lograron integrar
el operón PET en el cromosoma de K.
oxytoca y tras métodos de mutagénesis y
selección (con el objeto de incrementar su
producción de etanol), la cepa resultante se
denominó K. oxytoca P2 y tuvo la capacidad
de metabolizar glucosa (100 g/l) o celobiosa
(100 g/l) en 48 horas, con producciones entre
44-45 g/l de etanol. También se han
integrado en el cromosoma de esta bacteria
dos genes de endoglucanasas extracelulares
(celZ y celY) de Erwinia chrysanthemi,
además del transportador auxiliar (out), la
cepa celulolítica fue denominada K. oxytoca
SZ21 (Zhou & Ingram, 2000). Esta cepa fue
capaz de fermentar lentamente celulosa
(Sigmacell 50), sin la necesidad de agregar
celulasas adicionales (Zhou et al., 2001).
Saccharomyces cerevisiae
S. cerevisiae es la levadura que se utiliza
por excelencia para la producción de etanol,
ésta, a pesar de ser un microorganismo
etanologénico por naturaleza, es incapaz de
metabolizar pentosas. Por lo que uno de los
grandes retos a desarrollar, es la expansión
de los azúcares fermentables a utilizar por S.
cerevisiae (van Maris et al., 2006).
Las cepas silvestres de S. cerevisiae
pueden fermentar glucosa, manosa y
fructosa, así como los disacáridos sacarosa y
maltosa a través de la vía EMP, mientras que
en el caso de la D-galactosa, ésta se
metaboliza por la acción conjunta de la vía
Leloir y la glucólisis (van Maris et al., 2006).
Por su parte, la producción de etanol a partir
de otras fuentes de carbono (D-xilosa, L-
arabinosa, ácido galacturónico y L-ramnosa),
requiere de una extensa investigación y
aplicación de ingeniería vías metabólicas
para que las pueda metabolizar hacia etanol.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 95
A pesar de que S. cerevisiae no puede
fermentar ni asimilar xilosa, ésta no es una
característica general para todas las
levaduras. Sólo un pequeño número de
levaduras facultativas pueden metabolizar
dicho azúcar y fermentarlo hasta etanol, esto
gracias a la acción conjunta de las enzimas
xilosa reductasa y xilitol deshidrogenasa, que
convierten la D-xilosa en xilitol, y éste último
en D-xilulosa, respectivamente (Fig. 7). Sin
embargo, debido a que ambas enzimas
tienen especificidad por diferentes cofactores
(NADPH y NADH respectivamente, aunque la
xilosa reductasa puede utilizar ambos), existe
un desequilibrio redox que al no ser
balanceado, puede ocasioar que la xilosa no
sea fermentada (van Maris et al., 2006).
Fig. 7. Vía heteróloga para la utilización de xilosa y su metabolismo hacia la vía Embden-Meyerhof-Parnas de Saccharomyces cerevisiae.
Debido a que S. cerevisiae es capaz de
metabolizar xilulosa, una de las alternativas
para la producción de etanol a partir de
xilosa, es la introducción de una enzima
heteróloga capaz de convertir la xilosa en
xilulosa sin generar desbalances de
cofactores. Una estrategia de este tipo se
puede llevar a cabo utilizando la xilosa
isomerasa, enzima que tiene la capacidad de
convertir la D-xilosa en D-xilulosa en una
reacción de oxido-reducción neutra (Fig. 7).
Sin embargo, la introducción de esta enzima
no ha tenido resultados satisfactorios, lo cual
se debe a plegamientos incorrectos de la
proteína expresada, modificaciones
postraduccionales, formación de puentes
disulfuro y el pH interno de la levadura.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 96
Una excepción a esta investigación, fue
la expresión de la enzima xilosa isomerasa
(xylA) de la bacteria Thermus thermophilus,
ésta fue la primera xilosa isomerasa funcional
en ser expresada en S. cerevisiae, no
obstante, la actividad de dicha enzima a la
temperatura de crecimiento de la levadura,
no fue lo suficientemente alta como para
permitir la fermentación eficiente de la xilosa
(van Maris et al., 2006). Por otra parte, se
logró expresar satisfactoriamente la xilosa
isomerasa del hongo Piromyces sp. E2 en la
cepa S. cerevisiae RWB 202 permitiendo con
ello el crecimiento en xilosa como única
fuente de carbono, sin embargo es necesario
utilizar condiciones aeróbicas para que
pueda crecer y metabolizar la xilosa.
Posteriormente, esta cepa se sometió a
evolución metabólica, resultando la cepa S.
cerevisiae RWB 202-AFX capaz de crecer en
anaerobiosis, produciendo principalmente
etanol, CO2, glicerol y biomasa, y pequeñas
cantidades de xilitol a partir de xilosa como
única fuente de carbono (van Maris et al.,
2006). Sin embargo, la tasa de producción de
etanol de esta nueva cepa (0.14 g/g célula-h)
fue aún muy baja como para ser considerada
en aplicaciones industriales, por lo que
además de la expresión del gene xylA, se
sobreexpresaron todos los genes
involucrados en la conversión de xilosa en
intermediarios de la glucólisis. Esta nueva
cepa denominada S. cerevisiae RWB 217
sobreexpresa las enzimas: xilulocinasa
(xyl3), ribulosa 5-fosfato isomerasa (araA),
ribulosa 5-fosfato epimerasa (araD),
transcetolasa (tktA) y transaldolasa (talB); así
mismo, el gen que codifica para la aldosa
reductasa se eliminó para minimizar la
producción de xilitol (van Maris et al., 2006).
La cepa resultante crece en condiciones
anaerobias y hasta este momento presenta la
tasa de producción específica de etanol más
alta reportada utilizando xilosa (0.46 g/g
célula-h).
Con el objetivo de mejorar el consumo de
xilosa de esta última cepa en mezclas de
glucosa-xilosa, a ésta se le sometió a
evolución metabólica en una primera etapa
por 85 generaciones en un quimiostato
limitado de xilosa. Posteriormente este cultivo
se utilizó para inocular un cultivo lote con una
mezcla de glucosa-xilosa y de ahí se obtuvo
la cepa S. cerevisiae RWB 218 que es capaz
de fermentar ambos azúcares (20 g/l de cada
uno) en 24 horas. Al utilizar xilosa como
única fuente de carbono, esta cepa presentó
una velocidad específica de crecimiento de
0.12 h-1, de consumo de xilosa de 1.2 g/g
célula-h y una tasa de producción de etanol
de 0.49 g/g célula h.
Al igual que la xilosa, sólo un número
reducido de especies de levaduras pueden
de manera natural asimilar L-arabinosa y
fermentarla a etanol bajo condiciones
microaerobias. Sin embargo, el período de
fermentación es muy largo, entre 7-14 días.
La vía de asimilación de la arabinosa ha sido
descrita en los hongos Penicillium
chrysogenum y Aspergillus niger por acción
de las enzimas: aldosa (xilosa) reductasa
(GRE3), L-arabinitol 4-deshidrogenasa (lad1),
L-xilulosa reductasa (lxr1), D-xilulosa
reductasa y D-xilulocinasa (XKS1). De
manera similar a lo que sucede con la vía de
asimilación de xilosa, estas enzimas
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 97
presentan afinidad por diferentes cofactores,
lo que resulta en un desequilibrio redox bajo
condiciones anaerobias.
Una alternativa para la generación de una
cepa de S. cerevisiae fermentadora de
arabinosa es la sobreexpresión de la vía de
utilización de arabinosa en bacterias (Fig. 8).
En los primeros pasos de esta vía no están
involucradas reacciones redox, y son las
enzimas L-arabinosa isomerasa, L-
ribulocinasa y L-ribulosa 5-fosfato 4-
epimerasa, las encargadas de convertir la L-
arabinosa a L-ribulosa, L-ribulosa-5-P y D-
xilulosa-5-P respectivamente. Cada una de
estas enzimas está codificada por los genes
La primera cepa de S. cerevisiae en
producir etanol a partir de arabinosa, sobre
expresó todos los genes estructurales de la
vía de asimilación de arabinosa de hongos,
sin embargo, esta cepa únicamente produjo
0.35 mg de etanol/g célula-h en condiciones
anaerobias, debido probablemente a los
desbalances en los cofactores redox (van
Maris et al., 2006).
Fig. 8. Metabolismo de D-xilosa y L-arabinosa para cepas modificadas por ingeniería de vías metabólicas en S. cerevisiae. Las letras en cursiva son los nombres de los genes que codifican para las enzimas. Las enzimas subrayadas no se encuentran presenten en el metabolismo de la levadura progenitora. GRE3/xyl1, aldosa/xilosa reductasa; xyl2, xilitol deshidrogenasa; xyl3, xilulocinasa; xylA, xilosa isomerasa; lad1, arabinitol 4-deshidrogenasa; lxr1, L-xilulosa reductasa; araA, L-arabinosa isomerasa; araB, L-ribulocinasa; araD, L-ribulosa-5-fosfato-4-epimerasa; G-3-P, gliceraldehído-3-fosfato; PPP, ruta de las pentosas fosfato.
araA, araB y araD, los cuales fueron
expresados en S. cerevisiae, no obstante,
esta cepa únicamente acumuló L-arabinitol y
no produjo etanol a partir de arabinosa (van
Maris et al., 2006). Utilizando una estrategia
similar y junto con la sobreexpresión de un
gen que codifica para una permeasa de
galactosa de levadura (GAL2), se sometió a
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 98
esta cepa a evolución metabólica bajo
condiciones limitadas de oxígeno. La tasa
específica de producción de etanol a partir de
arabinosa de la cepa evolucionada fue entre
0.06-0.08 g/g célula-h y el rendimiento del
60% con respecto al máximo teórico (van
Maris et al., 2006). A pesar de los resultados
obtenidos, la sobre expresión de la vía de
arabinosa bacteriana, resulta una de las
alternativas más promisorias para generar
cepas de S. cerevisiae capaces de producir
etanol a partir de este azúcar.
CONCLUSIONES
Con la valoración de los datos integrados
en la presente revisión se pone de manifiesto
que si bien, el etanol carburante no es la
única solución a la problemática energética y
ambiental, ha probado ser una alternativa
sólida y suficientemente madura, como en el
caso de Brasil, para atenuar de manera
transitoria la escasez inminente de los
combustibles fósiles, participar de la
transición energética de combustibles fósiles
a renovables y permitir a la vez el desarrollo
de nuevas formas de bioenergía, con mayor
sustentabilidad, más limpias, con mejor
rendimiento energético y además que
satisfagan la demanda de combustibles sin
competir con el abasto de alimentos.
No podemos ignorar que la producción de
bioetanol actualmente implementada compite
con la industria alimenticia y que su
tecnología requiere optimizarse. Por lo que
para contender con lo anterior, es necesario
implementar a nivel industrial el uso de
lignocelulosa y mejorar varios aspectos para
el aprovechamiento de la misma, tales como
la optimización de las condiciones de
hidrólisis, la eliminación de inhibidores
generados y la generación de
microorganismos etanologénicos, ya que la
biomasa representa una materia prima más
barata, con un alto contenido de azúcares
fermentables, no interviene con el sector
alimenticio y no se requiere de la
sobreexplotación del suelo. El uso de la
biología molecular, la ingeniería de vías
metabólicas y la evolución dirigida, han
permitido la obtención de diferentes cepas
bacterianas capaces de producir etanol con
elevados rendimientos, resistiendo
concentraciones elevadas de etanol e
inhibidores, además de fermentar tanto
hexosas, pentosas y polisacáridos como la
celulosa. AGRADECIMIENTOS
Se agradece el apoyo del Consejo
Nacional de Ciencia Tecnología �– México a
través de los proyectos FOMIX Estado de
Morelos: MOR-2007-CO1-80360 y Red de
Fuentes de Energía; así como del Proyecto
UNAM-PAPIIT-DGAPA: IN220908.
REFERENCIAS Cala Hederich & David F(2007). Entropía y
Biocombustibles. Seminario Taller
Nacional Biocombustibles sostenibles
para Colombia, Centro de Convenciones
Quirama, Carmen de Vivoral.
Deanda K, Zhang M, Eddy C & Picataggio S
(1996) Development of an arabinose-
fermenting Zymomonas mobilis strain by
metabolic pathway engineering. Appl.
Environ. Microbiol. 62: 4465-4470.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 99
Dien BS, Cotta MA & Jeffries TW (2003)
Bacteria engineered for fuel ethanol:
Current status. Appl. Microbiol.
Biotechnol. 63: 258-266.
Gray KA, Zhao L & Emptage M (2006)
Bioethanol. Current Opinion Chem. Biol.
10: 141-146.
Gunasekaran G & Chandra Raj K (1999)
Ethanol fermentation technology-
Zymomonasmobilis. Curr. Sci. 77: 56-68.
Freer SN & Detroy RW (1983)
Characterization of cellobiose
fermentations to ethanol by yeast.
Biotechnol. Bioeng. 25: 541-557.
Galbe M & Zacchi G (2002) A review of the
production of ethanol from softwood.
Appl. Microbiol. Biotechnol. 59: 618-628.
Hespell RB, Wyckoff H, Dien BS & Bothast
RJ (1996) Stabilization of pet operon
plasmids and ethanol production in
Escherichia coli strains lacking lactate
dehydrogenase and pyruvate formate-
lyase activities. Appl. Environ. Microbiol.
62: 4594-4597.
Huerta-Beristain G, Utrilla-Carreri J,
Hernández-Chávez G, Bolívar F, Gosset
G &Martínez A (2008) Specific ethanol
production rate in ethanologenic
Escherichia coli strain KO11 is limited by
piruvate decarboxylase. J. Mol. Microbiol.
Biotechnol. 15: 55-64.
Ingram LO & Buttke TM (1984) Effects of
alcohols on micro-organisms. Adv.
Microbial. Physiol. 25: 253-300.
Ingram LO, Gomez PF, Lai X, Moniruzzaman
M, Wood BE, Yomano LP & York SW
(1998) Metabolic engineering of bacteria
for ethanol production. Biotechnol.
Bioeng. 58: 204-214.
Ingram LO, Aldrich HC, Borges ACC, Causey
TB, Martínez A, Morales F, Saleh A,
Underwood SA, Yomano LP, York SW,
Zaldivar J & Zhou S (1999). Enteric
bacterial catalyst for fuel ethanol
production.Biotechnol. Prog.15: 855-866.
Jarboe LR, Grabar TB, Yomano LP,
Shanmugan KT & Ingram LO (2007)
Development of ethanologenic bacteria.
Adv. Biochem. Eng/Biotechnol. 108: 237-
261.
Lawford HG & Rousseau JD (2002)
Performance testing of Zymomonas
mobilis metabolically engineered for co-
fermentation of glucose, xylose and
arabinose. Appl. Biochem. Biotechnol. 98:
429-448.
Mohagheghi A, Evans K, Chou YC& Zhang M
(2002) Co-fermentation of glucose, xylose
and arabinose by genomic DNA-
integrated xylose/arabinose fermenting
strain of Zymomonas mobilis AX101.
Appl. Biochem. Biotechnol. 98: 885-898.
Martínez A, Rodríguez ME, Wells ML, York
SW, Preston JF & Ingram LO (2001)
Detoxification of dilute acid hydrolysates
of lignocellulose with lime. Biotechnol.
Prog. 17:287-293.
Martínez A, Bolívar F & Gosset G (2002)
Biotecnología energética sustentable:
Etanol carburante para el transporte.
Revista de la Universidad Nacional
Autónoma de México. Número 617,
páginas centrales.
Martínez A, Rodríguez Alegría ME, López-
Munguía CA &Gosset LG (2006) ¿Etanol
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 100
carburante a partir de bagazo de caña?
Claridades Agropecuarias. Publicación
Mensual de la SAGARPA (Julio)pp. 33-
39.
Martinez A, Grabar TB, Shanmugam KT,
Yomano LP, York SW, Ingram LO (2007).
Low salt medium for lactate and ethanol
production by recombinant Escherichia
coli B. Biotechnol. Lett. 29:397-404.
Mielenz JR (2001) Ethanol production from
biomass: Technology and
commercialization status. Curr. Op.
Microbiol.4: 324-329.
Ohta K, Beall DS, Mejia JP, Shanmugam KT
& Ingram LO (1991a) Genetic
improvement of Escherichia coli for
ethanol production: chromosomal
integration of Zymomonas mobilis genes
encoding pyruvate decarboxylase and
alcohol dehydrogenase II. Appl. Environ.
Microbiol.57: 893-900.
Ohta K, Beall DS, Mejia JP, Shanmugam KT
& Ingram LO (1991b) Metabolic
engineering of Klebsiella oxytoca M5A1
for ethanol-production from xylose and
glucose. Appl. Environ. Microbiol. 57:
2810-2815.
Pataro C, Guerra JB, Petrillo-Peixoto ML,
Mendonça-Hagler LC, LinardiVR& Rosa
CA (2000) Yeast communities and
genetic polymorphism of S. cerevisiae
strains associated with artisanal
fermentation in BrazilianJ. Appl.
Microbiol.89: 24-31.
Saha BC (2004) Lignocellulose
biodegradation and applications in
biotechnology. In: Lignocellulose
Biodegradation. Saha BC, Hayashi K
(eds). American Chemical Society,
Washington. DC. pp. 2-34.
Saha BC & Cotta MA (2008) Lime
pretreatment, enzymatic saccharification
and fermentation of rice hulls to ethanol.
Biomass. Bioener. 32: 971-977.
Schifter I, Vera M, Díaz L, Guzmán E, Ramos
F & López-Salinas E (2001)
Environmental implications on the
oxygenation of gasoline with ethanol in
the metropolitan area of Mexico city.
Environ.Sci. Technol. 35: 1893-1901.
Schwan RF, Mendonça AT, Silva JJ,
Rodrigues V & Wheals AE (2001)
Microbiology and physiology of cachaça
(aguardente) fermentation. Antonie van
Leeuwenhoeck. 79: 89-96.
Sprenger GA (1996) Carbohydrate
metabolism in Zymomonasmobilis: A
catabolic highway with some scenic
routes. FEMS Microbiol. Lett.145: 301-
307.
Sun Y & Cheng J (2002) Hydrolysis of
lignocellulosic materials for ethanol
production: a review. Bioresource
Technol. 83:1-11.
van Maris AJ, Abbott DA, Bellissimi E, van
den Brink J, Kuyper M, Luttik MA,
Wisselink HW, Scheffers WA, van Dijken
JP & Pronk JT (2006) Alcoholic
fermentation of carbon sources in
biomass hydrolysates by Saccharomyces
cerevisiae: current status. Antonie van
Leeuwenhoek.90: 391-418.
Vasconcelos JN, Lopes CE & França FP
(2004) Continuous ethanol production
using yeast immobilized on sugar-cane
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 101
stalks. Brazilian J. Chem. Eng. 21: 357-
365.
Wheals AE, Basso LC, Alves DMG & Amorim
HV (1999) Fuel ethanol after 25 years.
Trends Biotechnol. 17: 482-487.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 102
Wood BE & Ingram LO (1992) Ethanol-
production from cellobiose, amorphous
cellulose, and crystalline cellulose by
recombinant Klebsielaoxytoca containing
chromosomal integrated Zymomonas
mobilis genes for ethanol-production and
plasmids expressing thermoestable
cellulose genes from Clostridium
thermocellum. Appl. Environ.
Microbiol.58: 2103-2110.
World Population Prospects, UNO. The 2006
revision population data
base.www.un.org/esa/population/publicati
ons Xu TJ, Zhao XQ & Bai FW (2005) Continuous
ethanol production using self-flocculating
yeast in a cascade of fermentors. Enz.
Microb. Technol. 37: 634-640.
Yomano LP, York SW, Zhou S, Shanmugam
KT & Ingram LO (2008) Re-engineering
Escherichia coli for ethanol production.
Biotechnol. Lett.30: 2097-2103.
Zaldivar J, Martínez A & Ingram LO (1999)
Effect of selected aldehydes on the
growth and fermentation of ethanologenic
Escherichia coli. Biotechnol. Bioeng. 65:
24-33.
Zaldivar J & Ingram LO (1999) Effect of
organic acids on the growth and
fermentation of ethanologenic Escherichia
coli LY01.Biotechnol. Bioeng. 66: 203-
210.
Zaldivar J, Nielsen J, & Olsson L (2001) Fuel
ethanol production from lignocellulose: A
challenge for metabolic engineering and
process integration. Appl. Microbiol.
Biotechnol. 56: 17-34.
Zhang M, Eddy C, de Anda K, Finkestein M
&Picataggio S (1995) Metabolic
engineering of a pentose metabolism
pathway in ethanologenic Zymomonas
mobilis. Sci. 267: 240-243.
Zhou S & Ingram LO (2000) Synergistic
hydrolysis of carboxymethyl cellulose and
acid-swollen cellulose by two
endoglucanases (CelZ and CelY) from
Erwinia chrysanthemi. J. Bac.182: 5676-
5682.
Zhou S, Davis FC & Ingram LO (2001) Gene
integration and expression and
extracellular secretion of Erwinia
chrysanthemi endoglucanaseCelY (celY)
and CelZ (celZ) in ethanologenic
Klebsiella oxytoca P2.Appl. Environ.
Microbiol.67: 6-14.
RESEÑA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL
XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras
Dra. María Luisa Villarreal Ortega Presidenta de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería (2008-2010)
Dr. Alfredo Martínez Jiménez Vicepresidente de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería (2008-2010)
En el XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingenería y el VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras, eventos organizados por la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería, se dieron a conocer los adelantos más recientes alcanzados en diversas áreas de la biotecnología.
Ambos eventos se celebraron en forma conjunta en Acapulco Guerrero del 22 al 26 de junio pasados, con el propósito de dar a conocer los avances científicos de alcance internacional en las áreas de la biotecnología y bioingeniería, intercambiar experiencia y crear una red de colegas, así como involucrar a las nuevas generaciones de estudiantes en estos campos del conocimiento.
Para el décimo tercer congreso se contó con más de 1,050 participantes nacionales, así como colegas provenientes de varios países de América (Norte, Centro y Sur), y también de Europa, quienes compartieron sus experiencias más sobresalientes en las diversas vertientes de esta multidisciplina. En esta ocasión se incorporó el simposio bianual itinerante de alcoholes y levaduras que se realiza en diversos países latinoamericanos, habiéndose seleccionado México para su séptima edición. La mesa directiva de la SMBB decidió integrarlo a su congreso por contener áreas temáticas compatibles.
Siendo la SMBB la principal agrupación científica y profesional en el área de la biotecnología en México, en este evento participaron los más destacados biotecnólogos del país, así como socios numerarios, profesionales, empresarios y estudiantes
Más del 65% de los asistentes al congreso fueron jóvenes estudiantes provenientes de 85 universidades, institutos tecnológicos y centros de investigación de todo el país. Este hecho refleja dos de las principales filosofías de la SMBB; que son promover la divulgación de conocimientos de frontera entre las nuevas generaciones, y fomentar la participación de todas las instituciones del país interesadas en la biotecnología y la bioingeniería. Gracias al apoyo proporcionado por la Secretaría de Educación Pública, y la asociación de empresas Agrobio México, fue posible becar la asistencia de 100 estudiantes al evento. Así mismo con apoyo especial del Conacyt permitió financiar los principales gastos del VII Simposio Internacional de Alcoholes y Levaduras.
El programa científico incluyó 834 contribuciones que se distribuyeron en forma de 10 conferencias plenarias, 11 simposios con 4 conferencias temáticas cada uno, 160 presentaciones orales y 620 en cartel.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
103
RESEÑA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL
Las presentaciones reflejaron los avances que se realizan en investigación básica y aplicada en todas las áreas de la biotecnología actual. Por ejemplo, en BIOTECNOLOGÍA MÉDICA se discutieron desarrollos nacionales muy importantes como el método recombinante para producir una nueva vacuna contra la cisticercosis, la caracterización genética de la bacteria causante de la tuberculosis y proyectos relacionados con la producción de biofarmacéuticos basados en plantas. Asimismo, científicos extranjeros analizaron las perspectivas de los beneficios terapéuticos con el uso de células madre y algunos métodos novedosos para la producción de vacunas contra el virus AH1N1. En el caso de la BIOTECNOLOGÍA AGRÍCOLA se presentaron trabajos revelantes realizados por científicos mexicanos con el uso de biofertilizantes en sustitución a fertilizantes químicos, estudios genómicos de variedades de maíz mexicano que explican su domesticación, así como investigaciones recientes que ilustran como es posible evitar la aparición de resistencia de insectos plaga a las toxinas insecticidas producidas por las bacterias.
En BIOTECNOLOGÍA ALIMENTARIA se analizaron estudios sobre bacterias lácticas que son explotadas por su actividad benéfica para conservar alimentos en vista de que producen compuestos antimicrobianos, así como la utilización de consorcios de microorganismos que se adicionan a algunos tipos de quesos para evitar el crecimiento de bacterias patógenas. En el simposio de BIOCATÁLISIS se discutieron las aplicaciones de los biocatalizadores en la síntesis orgánica, la importancia de nuevos biocatalizadores con aplicaciones médicas como analgésicos o antiinflamatorios, así como la preparación de biocatalizadores con estructuras nanométricas.
En el caso de la BIOTECNOLOGÍA MARINA se presentaron algunos resultados que indican que las bacterias que habitan en los mares pueden ser fuentes de nuevos metabolitos bioactivos y se hizo evidente que el desarrollo de este campo presenta un rezago en comparación con otras áreas, a pesar de concentrar un recurso natural extenso e importante para el país. De acuerdo con la imperiosa necesidad de mantener un ambiente limpio, en BIOTECNOLOGÍA AMBIENTAL, la cual representa el área que más se trabaja en México, se revisaron nuevas tecnologías para el tratamiento de aire contaminado en base a biofiltros que provocan la degradación de contaminantes en compuestos no tóxicos, el tratamiento de efluentes con el uso de consorcios bacterianos y el uso de sistemas enzimáticos de hongos para degradar compuestos xenobióticos contaminantes como plaguicidas, hidrocarburos o explosivos. En el área de BIOINGENIERÍA se habló sobre avances en el diseño de microrreactores y reactores para cultivar células de mamífero; así como del diseño y aplicación de técnicas avanzadas que permiten visualizar los eventos que ocurren en tercera dimensión en el interior de estos tanques.
En los temas de BIOCOMBUSTIBLES Y BIOENERGÍA se abordó la obtención de etanol carburante a partir de residuos agroindustriales, con énfasis en los avances realizados en Cuba, Colombia y México. También se presentaron estudios relacionados con la producción de otros biocombustibles como el butanol que es compatible con la gasolina y motores actuales, el biodiesel obtenido a partir de plantas oleaginosas
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
104
RESEÑA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL
mexicanas, y el biopetróleo que constituye una nueva ventana de investigación en donde modificando vías bioquímicas de las bacterias, es posible producir compuestos similares a los que se obtienen del petróleo. Se habló sobre la bioelectricidad, que plantea la generación de este recurso a partir de basura, teniendo aplicaciones prácticas en ambientes extremos como el fondo del mar, pantanos y otros lugares inhóspitos. En el simposio de LEVADURAS se presentaron avances en la utilización de este fascinante microorganismo para la producción de cerveza, el aislamiento y caracterización de cepas especiales para la fabricación de ron y cerveza, el uso de metodologías moleculares para caracterizar productos de fermentación en bebidas como la cachaza brasileña, y la aplicación eficiente de levaduras para convertir los desechos de quesería en etanol. Un simposio particularmente atractivo fue el de BEBIDAS ALCOHÓLICAS MEXICANAS, en el que se presentaron no solo los conocimientos ya establecidos sino la aplicación de metodologías modernas de microbiología, bioprocesos y genómica a la producción de bebidas como el pulque, sotol, mezcal y el tradicional tequila.
Se incluyó una mesa redonda sobre redes temáticas de COOPERACIÓN EN BIOTECNOLOGÍA, donde miembros de la sociedad y representantes del Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología hicieron planteamientos y discutieron las ventajas que pueden brindar dichas redes para propiciar un mejor aprovechamiento de los recursos destinados a generar investigaciones de calidad, hacer frente a la falta de apoyos en ciertas áreas de la biotecnología, crear sinergias entre los especialistas y evitar la duplicidad de esfuerzos.
La relevancia y aplicación de las muchas investigaciones presentadas en el congreso, enfatizan la importancia para que en México se continúe invirtiendo en biotecnología y bioingeniería, con el fin de resolver problemas urgentes que apremian a la ciencia y a nuestra sociedad.
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
105
RESEÑA CIENTIFICA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL
XIII CONGRESO NACIONAL DE BIOTECNOLOGÍA Y BIOINGENIERÍA / VII SIMPOSIO INTERNACIONAL DE PRODUCCIÓN DE ALCOHOLES Y LEVADURAS
Dra. Maricarmen Quirasco Baruch Presidente del Comité Científico
El programa científico es el alma de nuestro congreso, en la primera parte del día se incluyeron
conferencias plenarias y simposios, donde expertos de cada área, nacionales y extranjeros,
presentaron los aspectos más recientes y relevantes de la biotecnología y la bioingeniería. A partir
del congreso realizado en 2007 en Morelia, la Mesa Directiva detectó la necesidad de realizar
simposios simultáneos para ofrecer un mayor abanico temático. Lo anterior resultó de especial
relevancia en esta ocasión, pues el VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y
Levaduras (SIPAL) se realizó como parte integral del congreso de la SMBB, lo que llevó a la
inclusión de temáticas propias del SIPAL en el programa científico.
La otra parte fundamental y característica de nuestro congreso es la exposición de trabajos
libres, que se realizó por las tardes en las modalidades de Cartel y Presentación Oral. Debido a
que se obtuvo una excelente respuesta por parte de la comunidad biotecnológica en la sumisión de
trabajos libres y a que se decidió presentar conferencias plenarias y simposios que cubrieran un
amplio espectro temático, tuvimos el gran desafío de distribuir numerosos eventos en tiempo y
espacio restringidos.
CONFERENCIAS PLENARIAS. Nuestro congreso contó con 11 conferencias plenarias impartidas
por científicos de la más alta calidad, cinco de los cuales provinieron de instituciones de
investigación del extranjero. Se trataron tópicos de interés actual, como el cultivo de células madre,
la influenza A/H1N1 y su vacuna, biorreactores innovadores, bacterias marinas como fuente de
compuestos bioactivos, metabolómica en plantas, propiedad industrial y aplicación del
conocimiento biotecnológico básico, y el tequila, entre otros temas. Tuvimos el honor de escuchar
una conferencia magistral sobre fitorremediación, por parte del Dr. Fernando Esparza, quien fue
galardonado como Miembro Honorario de nuestra Sociedad, reconocimiento que se otorgó por
primera vez. Así como la correspondiente al ganador del Premio Carlos Casas Campillo 2008, Dr.
Cristóbal Aguilar, quien compartió con nosotros lo más relevante de su trabajo de investigación
relacionada con la obtención de compuestos de interés industrial a partir del cultivo de plantas del
desierto mexicano.
SIMPOSIOS. Se llevaron a cabo 12 simposios donde se presentó el panorama más actual de la
biotecnología en diversas áreas: Bio-energía, Levaduras y Bebidas, Redes de Colaboración en
Biotecnología, Biocatálisis, Bebidas Alcohólicas Mexicanas, Microrreactores, Biotecnología de
Alimentos y Microbiana, Farmacéutica, Ambiental, Agrícola y Marina. Como se puede observar, el
contenido de los simposios se vio enriquecido por las temáticas propias del SIPAL. Contamos con
BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3
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la participación de 46 expertos en cada área, de los cuales 12 fueron invitados extranjeros. Se
realizaron tres simposios simultáneos para poder cubrir las áreas temáticas. Los simposios fueron
de muy buena calidad científica y hubo quien deseó tener el don de la ubicuidad para poder asistir
a los tres al mismo tiempo. El Comité Organizador agradece enormemente a los Coordinadores de
Simposio, quienes, al ser autoridades en cada área, planearon cuidadosamente el contenido, lo
que se reflejó en la selección de los investigadores invitados. Cabe mencionar que para esta
actividad, se contó con el apoyo de la Cátedra Jaques Senez (SMBB-UAMI-IRD-Embajada de
Francia en México) para traer a un conferencista de origen francés.
TRABAJOS LIBRES. La cantidad de trabajos libres que ha recibido nuestro congreso
históricamente impulsó al Comité Organizador a la implementación de un sistema automatizado de
recepción de resúmenes, que fuera más sencillo para los autores, práctico para los evaluadores y
que facilitara la elaboración de las memorias. Gracias a la excelente colaboración de Nayeli Quinto,
la SMBB cuenta ahora con un sistema en línea que probó ser eficiente, aún durante la última hora
de recepción de trabajos libres, en la que se recibieron aproximadamente 5 resúmenes por minuto.
En esta ocasión se presentaron 620 trabajos libres en modalidad de cartel y 160 oralmente. En
la Figura 1 se muestra la proporción de éstos de acuerdo al área temática y en la Tabla 1 la
información se presenta desglosada de acuerdo a la modalidad de presentación. Se abrieron
nuevos espacios en el contenido temático, abordándose tópicos de sumo interés actual como la
generación de energía a través de la biotecnología. Un aspecto interesante, es que resúmenes de
Genéricas yemergentes, 2%Bebidas alcohólicas, 4%
Figura 1.
Bio energía, 4%
B. Farmaceútica, 6%
B. Marina, 2%
B. Microbiana yMolecular, 15%
Bioingeniería yFermentaciones, 13%
B. Ambiental, 19%
B. Alimentaria, 12%
B. Agrícola yVegetal, 14%
Biocatálisis, 9%
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investigadores asistentes al SIPAL (extranjeros, en su mayoría) se sometieron a las áreas
temáticas clásicas de nuestro congreso, sobre todo al área de Bioingeniería, y viceversa. Lo cual
favoreció que el evento se enriqueciera académicamente.
Agradezco a los Coordinadores de Área y a los Dictaminadores, ya que su participación en la
evaluación de trabajos libres fue esencial para mantener nuestro evento en la más alta calidad
académica. Esta importante tarea fue realizada por investigadores de instituciones de Educación
Superior de nuestro país, 20 públicas y una privada, así como de dos investigadores provenientes
de sendas compañías del sector privado.
Tabla 1. Áreas temáticas y trabajos aceptados en sus diferentes modalidades
ÁREA TEMÁTICA TRABAJOS LIBRESORALES
TRABAJOS LIBRES
EN CARTEL
I. Biocatálisis 16 53
II. Biotecnología Agrícola y Vegetal 24 85
III. Biotecnología Alimentaria 24 67
IV. Biotecnología Ambiental 28 122
V. Bioingeniería y Fermentaciones 16 88
VI. Biología Molecular y
Biotecnología Microbiana 16 100
VII. Biotecnología Marina 4 15
VIII. Biotecnología Médica
Farmacéutica y Veterinaria 12 32
IX. Bio-Energía 8 26
X. Producción de Bebidas Alcohólicas 8 24
XI. Áreas Genéricas y Emergentes 4 8
TOTALES 160 620
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El Congreso propició un ambiente relajado para el intercambio y discusión de ideas entre
investigadores de nuestro país y con grupos de otros países, principalmente de Latinoamérica.
Acapulco resultó ser un sitio de reunión adecuado, tuvimos una muy buena respuesta de parte de
la comunidad de biotecnólogos del país, pues la cantidad de trabajos libres presentados aumentó
en un 16%, a comparación de nuestro Congreso de Morelia (en el cual se había roto el récord
anterior), no obstante que la situación económica en el 2009 fue más difícil que la de dos años
atrás.
Ochenta investigadores moderaron las sesiones de trabajos libres orales. Fue interesante
constatar que las fortalezas de la investigación en las diversas áreas de la Biotecnología están
distribuidas a lo largo y ancho del país, pues los moderadores provinieron de 23 instituciones de
Educación Superior de 16 estados de la República Mexicana. El Comité Científico les agradece
enormemente su colaboración, pues su experiencia en el área correspondiente enriqueció la
discusión de los trabajos expuestos.
El Comité Organizador del Congreso realizó su mejor esfuerzo por ofrecer un amplio abanico
de temáticas y espera haber cubierto las expectativas de los expertos y de los que se están
adentrando en el campo de la biotecnología y la bioingeniería (quienes son nuestros congresistas
más numerosos). Personalmente, como Presidenta del Comité Científico, me quedo con una gran
satisfacción por todo lo aprendido al coordinar un evento de esta complejidad y tamaño, y no me
queda más que agradecer a los demás miembros de la Mesa Directiva Nacional, quienes pusieron
todos sus talentos para lograr un evento de excelencia, a pesar de la crisis económica, la influenza
y la tormenta tropical que nos amenizó los primeros días en Acapulco.
BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL
Informe Financiero del XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y del VII Simposio Internacional de Producción de
Alcoholes y Levaduras Dra. María Soledad Córdova Aguilar
Tesorera Nacional de la SMBB 2008 – 2010 [email protected]
Selección de sede
La selección de la sede para el XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras (SIPAL), se basó en varias consideraciones, entre ellas, las encuestas realizadas, durante el pasado congreso de la SMBB, así como en la opinión del SIPAL, respecto al lugar y fecha de realización de los eventos. Se hizo, asimismo, un análisis de costos de inscripción y alojamiento normalizados en UDIS de seis congresos anteriores (Fig. 1) celebrados en diferentes lugares por la SMBB, además de evaluar las dos mejores propuestas de sede obtenidas para este evento.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1995 1997 1999 2001 2003 2005 2007 2009
UD
Is
Año/Congreso
Fig. 1. Comparación de costos normalizados en UDIs de inscripción ( ) y alojamiento ( ) en UDIS de los congresos nacionales realizados de 1997 a 2009.
Considerando las dimensiones alcanzadas en las versiones más recientes y la calidad requerida para la subsiguiente realización, se seleccionó como sede el Puerto de Acapulco, en el estado Guerrero, México, y el Hotel Fairmont Acapulco Princess, por las condiciones favorables que ofreció en cuanto a precio de la estancia y uso de las facilidades existentes para este tipo de eventos.
Cuotas de inscripción, alojamiento y transporte
Como puede apreciarse en la Fig. 1, los costos por alojamiento en el hotel sede alcanzados en esta ocasión fueron los más bajos, sólo comparables, en parte, con los del 2001. De igual forma, es necesario hacer notar que, en vista de la situación económica vigente y con el fin de impulsar la participación del mayor número de asistentes posible, el comité organizador estableció que las
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cuotas de inscripción al congreso fueran 16 y 25% menores, en relación a los dos congresos previos de la SMBB (cálculo en pesos corrientes), para Socio numerario/profesional y para Profesional no socio, respectivamente. En la Fig. 1, se puede observar que los costos de inscripción para socios profesionistas y numerarios en esta ocasión fueron los más bajos desde 1997.
Con respecto a las cuotas para estudiantes, como siempre y por política de la SMBB, fueron preferenciales y bastante atractivas. Además, con la misma cuota, se tuvo acceso al VII SIPAL. Así mismo, se consiguieron precios preferenciales para los congresistas hospedados en el Hotel sede (Fairmont Acapulco Princess), los cuales fueron 50% menores que las tarifas normales, incluyendo hospedaje, desayuno tipo buffet, impuestos y propinas de camaristas. Ambas decisiones permitieron que tanto la asistencia al congreso y al simposio como el hospedaje en el hotel sede superaran las expectativas.
Entre otros incentivos, hubo también oferta de hospedaje alterno en el Hotel CASA INN Acapulco con precios muy convenientes con transporte al hotel sede. De igual forma, las tarifas de transportación aérea que se consiguieron con Mexicana de Aviación también fueron especiales para los asistentes al congreso, con un descuento del 25% sobre las tarifas normales, incluyendo invitados, cónyuges e hijos de 12 a 20 años.
Financiamiento
El Congreso Nacional de Biotecnología es un evento financiado fundamentalmente por los ingresos directos a la SMBB, donativos de diversas instituciones y aportaciones de proveedores (Fig. 2). El mayor porcentaje (60%) de los ingresos totales fue por ingresos directos (Fig. 3), donde el 74% correspondió a las cuotas de inscripción. Esto significa que la asistencia al congreso per se suministra recursos que le permiten la operación del evento. No obstante que se requiere de otros apoyos diversos para iniciar los trabajos de organización además de mantener la calidad y profesionalismo con la que se han desarrollado los últimos congresos nacionales. Otros rubros considerados dentro de los ingresos directos son las cuotas de membresía a la SMBB además de las ventas de stand SMBB y las cortesías obtenidas por contrato por la ocupación en el Hotel sede, resultado de las negociaciones directas entre la SMBB y el hotel sede.
60%
34%
6%
Ingresos directos
Instituciones públicas
Proveedores
Fig. 2. Distribución de los Ingresos totales del XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y del VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras (porcentajes sobre ingresos totales)
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Para esta ocasión, se contactó a los proveedores que han apoyado a la SMBB en ocasiones anteriores y, a pesar de la difícil situación por la que se ha atravesado durante los últimos tiempos, se consiguieron los apoyos económicos de cinco compañías (Fig. 4) y las aportaciones de diversas instituciones públicas, como IBT-UNAM, IPICYT, UAM �–Iztapalapa y Cuajimalpa e Instituto de Ingeniería-UNAM (Fig. 5). Como en ocasiones anteriores, se contó con el patrocinio de Yakult para el Premio Alfredo Sánchez Marroquín a las mejores tesis de licenciatura y de posgrado. Tres de las contribuciones correspondieron a proveedores que montaron stands, mientras que las restantes fueron donativos directos.
14%
74%
4%3%
2% 3%Ingresos varios
Membresías 2009 2010 (Enero mayo 2009)
Inscripciones (al 29 de mayo 2009)
Curso Precongreso
BloqueoHotel
Ventas Stand SMBB
Cortesías por contrato Hotel
Fig. 3. Ingresos varios, incluyendo inscripciones al XIII Congreso y cuotas de membresía.
26%
25%
15%
15%
15%
4%
Proveedores
Yakult
Dusher Technology
MILLIPORE
APPLIKON
APPLIEDBIOSYSTEMS
3M
Fig. 4. Distribución de los ingresos obtenidos por proveedores.
Como se observa en la Fig. 5, se obtuvieron financiamientos de forma relevante, de otras fuentes como CONACyT, AgroBio y la Subsecretaría de Educación Superior de la SEP. Estos donativos permitieron cubrir todos los compromisos adquiridos para los eventos y por otra parte y
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2%
2%6% 2% 1%
2%
6%
49%
30%
IBT UNAM
IPICyT
UAM Iztapalapa
UAM Cuajimalpa
UAEM
Instituto de Ingeniería UNAM
AgroBio
SEP/Subsecretaria de EducaciónSuperior
CONACyT
Fig. 5. Distribución de los donativos obtenidos de las diversas instituciones públicas que apoyaron este congreso
por primera vez se becaron los 100 mejores trabajos sometidos de estudiantes de licenciatura y posgrado, cuya selección fue con base a la evaluación académica del resumen sometido por parte del Comité Científico del Congreso. En este sentido, debe enfatizarse que más del 65% de los asistentes al evento fueron estudiantes provenientes de 85 universidades, institutos tecnológicos y centros de investigación de todo el país. Con los apoyos proporcionados por la SEP y AgroBio fue posible becar con el alojamiento y desayuno, en el Hotel sede, a 100 estudiantes de toda la República Mexicana. También es importante mencionar que la inclusión del VII Simposio del SIPAL en el evento fue definitivamente favorable para lograr el apoyo de CONACyT.
Otras contribuciones fueron en especie, las cuales sirvieron de apoyo para algunas otras actividades dentro del Congreso, tales como transporte de asistentes del hotel sede a la Costera, descuentos en algunos locales para congresistas, apoyo del Municipio de Acapulco para algunos eventos culturales y sociales y fundamentalmente, manifestamos nuestro más sincero agradecimiento a cada uno de los invitados al VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras, ya que todos ellos cubrieron su transportación al evento. Gracias a su generosidad y solidaridad, no hubo erogaciones de la SMBB por este concepto. También agradecemos a la Universidad Autónoma del Estado de Morelos y al CINVESTAV-IPN por su valiosa colaboración y apoyo. "Cabe mencionar que también se contó con el apoyo de la Cátedra Jaques Senez (SMBB-UAMI-IRD Embajada de Francia en México) para traer a un conferencista de origen francés."
Operadora y otras acciones
Para la organización y ejecución de los eventos, se contó con los servicios de International Meeting Service (IMS), como operadora profesional, la cual se encargó de toda la operación de registro in situ, audio y video y logística en general, así como la relación con el hotel sede para recepción de invitados y realización de eventos culturales. Esta decisión fue tomada por el comité
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organizador que pudo así dedicar mayor cantidad de tiempo a la supervisión de los aspectos académicos del congreso.
En otro orden de acciones, se puso en operación un sistema electrónico para automatizar la inscripción de los asistentes, lo cual permitió planear por anticipado los gastos inherentes y por lo tanto, como se observa en la Fig. 6a, la inscripción al congreso fue del 78 % antes del evento mientras que el registro in situ sólo tuvo un porcentaje del 22% (Fig. 6b). Dentro de las acciones realizadas en beneficio de la asistencia de estudiantes al evento, se aceptaron inscripciones anticipadas al congreso con descuento de algunos grupos de estudiantes organizados tales como los de la ENCB y UPIBI del IPN, de la Universidad de Nuevo León, entre otras, lo que correspondió al 7% de las inscripciones previas al evento.
SOCIO ESTUDIANTE(GRUPO7%
SOCIO ESTUDIANTE9%
ESTUDIANTE NO SOCIO19%
SOCIO PROFESIONAL26%
PROFESIONAL NOSOCIO39%
6a. Inscripciones previas al congreso
SOCIO ESTUDIANTE9%
ESTUDIANTENO SOCIO
21%
SOCIO PROFESIONAL28%
PROFESIONAL NOSOCIO42%
6b. Inscripción in situ
Fig. 6. (a) Inscripción en línea previa al Congreso (78% del total de inscritos al evento); (b) Inscripción in situ (22% del total de inscritos al evento).
Además, se llevó a cabo una promoción turística basada en dar a conocer los diferentes lugares de interés y atractivos del puerto con información detallada, la cual también estuvo disponible en el portal de la SMBB. Los resultados de esta labor conjunta fueron altamente positivos.
Balance final
En la Fig. 7, se presenta un resumen de los egresos del Congreso y del Simposio. Como se observa en esta figura, la mayoría de los gastos, como memorias, programas y portafolios, entre otros, fueron erogaciones directas de los ingresos de la SMBB, ya que la situación económica que nos afecta, ocasionó que varios de los patrocinadores no nos apoyaran esta vez.
El XIII Congreso obtuvo un balance positivo, sin embargo, no con la holgura de otros años. No obstante, en la parte financiera no se registró ningún déficit, obteniéndose un saldo a favor de $133,240. Estos recursos han servido para cubrir los gastos normales de operación de la SMBB en meses subsecuentes. Del balance general puede apreciarse que la participación y apoyo de los socios y patrocinadores y en general de todos los asistentes, fue fundamental en el aspecto económico. Es deseable que en el futuro la calidad alcanzada en este evento pueda mantenerse o mejorarse, tomando en consideración el crecimiento que se espera en este campo de actividades científicas.
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Convocatoria
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0.9%Programas
2.1%
Memorias1.1%
Morrales3.0%
Impresiones Congreso2.3%
Registro insitu/stands/mamparas/escenog
rafía/audio/video19.9%
Pasajes/víaticosconferencistas
7.9%
Hotel/comidas/recesos de café38.0%
Logística IMS14.7%
Soporte SMBB/papelería/stand3.9%
Curso procongreso0.5%
Otros gastos (culturales,sociales, mudanza)
3.8% PremioASM/Mejores
Tesis1.7%
Fig. 7. Egresos registrados para el XIII Congreso Nacional y VII Simposio SIPAL
En vista de lo anterior debe hacerse hincapié en que es esencial solicitar a todos los socios cubrir a tiempo sus membresías y por otra parte, la MDN deberá buscar y plantear nuevas estrategias que permitan recaudar fondos suficientes, con los cuales se pueda continuar con las actividades ordinarias de la sociedad.
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RESEÑA DEL PREMIO
ALFREDO SANCHEZ MARROQUIN 2009 Dra. Ana Carmela Ramos Valdivia
Subsecretaria MDN 2008 - 2010
Durante el último día del XIII Congreso de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y
Bioingeniería y VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras en la
ciudad de Acapulco, se realizó la ceremonia de premiación a los galardonados con el
Premio Alfredo Sánchez Marroquín, otorgados a las mejores tesis de Licenciatura,
Maestría y Doctorado. En esta ocasión, se contó con la presencia del Lic. Juan Pablo
Fueyo Gutiérrez, en representación del Sr. Toru Ogawa de la empresa Yakult, generoso
patrocinador del premio y que apoya a la SMBB en el reconocimiento a las tesis de mayor
calidad en Biotecnología y Bioingeniería.
La Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería (SMBB) ha instituido a partir
de 1999 el Premio Alfredo Sánchez Marroquín a las mejores tesis en biotecnología para
reconocer y estimular el esfuerzo de estudiantes formados en instituciones mexicanas en
carreras o posgrados afines a éstas áreas. A su vez, se ha decidido honrar a uno de los
pioneros de la biotecnología en México, acordando que este premio lleve el nombre del
Dr. Sánchez Marroquín, quien fue un destacado profesor e investigador científico por más
de seis décadas.
Después de haber evaluado 11 tesis de Licenciatura, 26 tesis de Maestría y 9 de
Doctorado, la Comisión de Premios conformada por la Dra. Amanda Gálvez Mariscal, Dra.
Gabriela Sepúlveda, Dr. Carlos Regalado González, Dr. Rafael Vázquez Duhalt y Dra.
Ana Carmela Ramos Valdivia, designaron como ganadora por la mejor tesis de
Licenciatura a la Q.F.B. Rocío Zapata Bustos de la Universidad Autónoma de San Luis
Potosí, Facultad de Ciencias Químicas, por su trabajo �“Proliferación y diferenciación
celular de preadipocitos en Medio L15�”, bajo la dirección del Dr. Luis A. Salazar Olivo,
investigador de la División de Biología Molecular del Instituto Potosino de Investigación
Científica y Tecnológica, A.C (IPCIYT). Como mejor tesis de Maestría fue seleccionada la
realizada por la M. en C. Mabel Rodríguez González de la Maestría en ciencias
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Bioquímicas del Instituto de Biotecnología de la Universidad Nacional Autónoma de
México, con el título �“Expresión de -latrotoxina recombinante activa de Latrodectus
mactans utilizando el sistema de células de insecto-baculovirus�”, bajo la dirección del Dr.
Roberto P. Stock Silberman. Como mejor tesis de doctorado, el jurado eligió a la de la
Dra. María del Pilar Escalante Minakata del Instituto Potosino de Investigación Científica y
Tecnológica, A.C , por el trabajo intitulado �“Aspectos químicos y moleculares del proceso
de producción de mezcal�”, realizado bajo la dirección de los doctores Antonio de León
Rodríguez, Ana Paulina Barba de la Rosa y Martha Leticia Santos Martínez.
Para obtener el grado de Químico
Farmacobiólogo por la Universidad
Autónoma de San Luis Potosí, en
su trabajo de tesis de Licenciatura,
Rocío Zapata Bustos se propuso
determinar la utilidad del medio L15
para el cultivo in vitro de
preadipocitos de ratón y humanos,
comparando sus tasas de
proliferación y de diferenciación
adiposa con las mostradas por
otros medios utilizados
rutinariamente. De esta manera,
bajo la dirección del Dr. Luis A.
Salazar Olivo, la QFB Zapata
logró simplificar y disminuir los costos de las técnicas para el cultivo celular, debido a que
el medio L15 no necesita de un amortiguador externo del pH ni de atmósferas especiales.
Este procedimiento para cultivar y preservar las células adiposas permite su rápida
expansión y la preservación de su capacidad clonogénica, con lo cual puede ser útil este
medio como modelo para el desarrollo de mejores técnicas de cultivo y la optimización de
células adiposas humanas como fuente de células troncales para su uso en medicina
regenerativa y otras posibles aplicaciones clínicas.
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En el caso de la M. en C. Mabel Rodríguez González, del IBT-UNAM se enfocó a la
clonación y secuenciación del gen de la -latrotoxina de la araña Latrodectus mactans,
una de las 40 especies de viuda negra o araña capulina, distribuida en todo México. El
veneno de esta araña consta de varios componentes, dentro de los que se encuentra una
proteína de 130 kDa denominada
-latrotoxina ( LTX), responsable
del envenenamiento en los
vertebrados mordidos por esta
araña. Para ello utilizó el sistema
de células de insecto-baculovirus,
subclonando el cADN de la LTX
en el vector de transferencia
baculoviral pMelBacA y
cotransfectando esta construcción
a las células de insecto Sf9 junto
con ADN de baculovirus (Bac and
Blue System, Invitrogen),
obteniéndose baculovirus
recombinantes que tienen insertado en su genoma la secuencia del cADN de la LTX
mediante un proceso de recombinanción genética. Al infectar células de insecto Hi5 con
los virus recombinantes, lograron expresar la LTX, la cual se purificó parcialmente
mediante cromatografía de intercambio aniónico en un sistema de FPLC. Al inmunizar
conejos con la LTX recombinante, se desarrolló una respuesta de anticuerpos capaces
de reconocer al veneno nativo de L. mactans. Esto es relevante ya que la LTX de L.
mactans recombinante fue utilizada como inmunógeno sustituto del veneno en la
producción del antiveneno Aracmyn . De esta forma, se eliminó el muy riesgoso y poco
eficiente proceso de obtención del veneno, con el cual se inmunizaban los fragmentos
F(ab’)2 de inmunoglobulinas policlonales de caballos del antiveneno Aracmyn lanzado al
mercado desde 1999 por el Instituto Bioclón en colaboración con el Instituto de
Biotecnología de la UNAM.
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Por su parte, la Dra. María del Pilar
Escalante Minakata, del Instituto Potosino
de Investigación Científica y Tecnológica,
A.C., realizó un estudio integral del
proceso de producción del mezcal, que es
una bebida tradicional mexicana obtenida
a partir de la fermentación de las azúcares
del Agave. La Dra. Escalante se enfocó
tanto a una caracterización exhaustiva de
los componentes de la bebida, como a la
optimización del proceso de producción.
Algunos componentes de la bebida
presentan propiedades biológicas muy
interesantes como antioxidantes y
feromonas, entre otros. Además, se
identificaron por primera vez los
componentes de la comunidad microbiana responsable de la fermentación mediante el
uso de técnicas de biología molecular y se encontró que la población de las bacterias
Zymomonas mobilis, Weissella sp. y Lactobacillus sp. es más abundante que la de las
levaduras, lo que marca una diferencia respecto a otras bebidas como el tequila. Así
mismo, se demostró que las condiciones de operación durante la fermentación afectan de
manera determinante la calidad y la composición del mezcal, lo cual depende en gran
parte del conocimiento y control de la microbiota presente. La forma multi- e
interdisciplinaria con la que se abordó este tema, ha sido la pauta para el estudio y
análisis de otras bebidas alcohólicas tradicionales mexicanas.
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