SOLUCIONES ORGÁNICAS Y QUÍMICAS EN LA EFICIENCIA ...

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TORREÓN

DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN

PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS EN SUELOS

SOLUCIONES ORGÁNICAS Y QUÍMICAS EN LA EFICIENCIA

FISIOLÓGICA Y DESBALANCE NUTRIMENTAL EN

PLANTAS DE MELÓN

Tesis que presenta:

NATIVIDAD MANUEL GÓMEZ OCHOA

Como requisito parcial para obtener el grado de:

MAESTRO EN CIENCIAS EN SUELOS

Director de tesis:

DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL

Torreón, Coahuila, México.

Noviembre 2018

Tesis elaborada bajo la supervisión del comité particular de tesis, la cual

ha sido aprobada y aceptada como requisito parcial para obtener el

grado de:

MAESTRO EN CIENCIAS

EN SUELOS

ASESOR PRINCIPAL

DR. JORGE ARNALDO OROZCO VIDAL

ASESOR

MC. ZAIDA CRISPIN DEL RÍO

ASESOR

MC. LETICIA ALFARO HERNÁNDEZ

Torreón Coahuila, México. Noviembre 2018

iii

DEDICATORIAS

A mi madre Esperanza Ochoa Segura que es mi fuente de inspiración de

fuerza y constancia, quien con su ejemplo de vida me ha demostrado su gran

tenacidad y amor por la misma.

A mi esposa Diana Guadalupe Acevedo Delgado por ser mi cómplice durante

todo este trayecto y alentarme con su calidez y amor incondicional en las altas

y bajas que este camino presenta.

A mis hermanos Gerardo, Jesús y Teódulo Gómez Ochoa por el cariño,

apoyo y ser parte fundamental en el diseño de la estructuración del proyecto.

A cada uno de mis maestros que con profesionalismo, conocimiento y

disposición siempre me brindaron su apoyo, contribuyendo así de forma

directa en mi formación personal y profesional.

A mis compañeros y todas las personas que de forma directa e indirecta

estuvieron involucrados en mi formación profesional.

iv

AGRADECIMIENTOS

Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por brindarme la

oportunidad de continuar con mis estudios de posgrado.

Al Instituto Tecnológico de Torreón por permitirme el uso de sus instalaciones

para la elaboración de mi proyecto de investigación.

Al Dr. Jorge Arnaldo Orozco por su apoyo constante, confianza, dedicación y

profesionalismo desde el inicio hasta la conclusión del proyecto.

A todos los colaboradores por su apoyo, dedicación y disponibilidad siempre

expuesta de forma amable e impoluto profesionalismo.

A mis maestros que cada uno con profesionalismo y conocimiento

contribuyeron de forma sólida mi formación profesional.

A todo el personal y compañeros de la institución que con respeto y cordialidad

brindaron su apoyo durante todo el proceso del proyecto de investigación.

v

ÍNDICE DE CONTENIDO

Pág.

DEDICATORIAS ................................................................................................... iii

AGRADECIMIENTOS .......................................................................................... iv

ÍNDICE DE CONTENIDOS ................................................................................... v

ÍNDICE DE CUADROS ....................................................................................... viii

ÍNDICE DE FIGURAS .......................................................................................... ix

RESUMEN ............................................................................................................ x

ABSTRACT .......................................................................................................... xi

1. INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 1

1.1. Objetivos……………………………………………………………………… 4

1.1.1. General ............................................................................................. 4

1.1.2. Específicos ........................................................................................ 4

2. REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................... 5

2.1. Solución nutritiva………………………………………………………………. 6

2.2. Soluciones químicas………………………………………………………….. 7

2.3. Soluciones orgánicas…………………………………………………………. 8

2.4. Uso de lixiviados de lombriz……………………………………………….. 10

2.5. Importancia de la hidropónia………………………………………………. 12

2.5.1. Generalidades de la hidropónia ...................................................... 12

2.5.2. Sistemas hidropónicos .................................................................... 13

2.5.2.1. Sistemas hidropónicos en agua circulante o NFT. ....................... 13

2.5.2.2. Raíz flotante o cultivo en agua ...................................................... 14

2.5.3. Soluciones nutritivas en cultivos hidropónicos………………………... 14

2.6. Invernadero y casa sombra………………………………………………… 15

2.7. Descripción botánica del cultivo del melón………………………………. 16

2.7.1. Generalidades del cultivo del melón ................................................ 17

2.8. Sistema integrado de diagnóstico y recomendación (DRIS)……………. 18

2.8.1. Índice de desbalance nutrimental (IDN) .......................................... 19

2.8.2. Orden de requerimiento nutrimental (ORN) ................................... 20

vi

2.9. Comportamiento del crecimiento vegetal………………………………… 20

2.10. Estudio del crecimiento vegetal…………………………………………. 21

2.10.1 Análisis de crecimiento y sus parámetros ....................................... 22

2.11. Índices de eficiencia fisiológica 24

2.11.1. Relación de área foliar (RAF) .......................................................... 24

2.11.2. Área foliar especifica (AFE) ............................................................. 24

2.11.3. Relación del peso foliar (RPF) ........................................................ 25

2.11.4. Índice de área foliar (IAF) ................................................................ 26

2.12. Los estomas……………………………………………………………….. 27

2.12.1. Función ........................................................................................... 28

2.12.2. Importancia ..................................................................................... 28

2.12.3. Estructura ........................................................................................ 30

2.12.3.1. Ostiolo ........................................................................................ 30

2.12.3.2. Células guarda ........................................................................... 31

2.13. Factores involucrados en la apertura estomática 31

2.13.1. Fotosíntesis ..................................................................................... 32

2.13.2. Transpiración .................................................................................. 33

2.13.3. Factores ambientales ...................................................................... 34

2.13.3.1.Temperatura ................................................................................. 35

2.13.3.2.Luz ................................................................................................ 36

2.13.3.3. Humedad ..................................................................................... 36

2.13.3.4. Intercambio gaseoso ................................................................... 37

3. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 38

3.1. Localización geográfica de la Comarca Lagunera…………………….… 38

3.2. Localización del sitio experimental…………………………………….….. 39

3.3. Material vegetal……………………………………………………….…….. 40

3.4. Tratamientos evaluados…………………………………………………… 41

3.4.1. Características de las fuentes de fertilización ................................... 41

3.5. Diseño experimental………………………………………………………… 44

3.6. Materiales utilizados en área experimental………………………………. 44

3.7. Establecimiento del sistema hidropónico…………………………………. 45

vii

3.8. Germinación de plántulas de melón………………………………………. 47

3.8.1. Trasplante en el sistema hidropónico ................................................. 48

3.8.2. Aplicación de las fuentes de fertilización en los canales

hidropónicos ................................................................................................. 48

3.8.3. Verificación de los valores de CE y pH de las fuentes de

fertilización .................................................................................................... 48

3.9. Muestreos de plantas……………………………………………………….. 49

3.10. Variables a evaluar………………………………………………………….. 49

3.10.1. Densidad estomática. ..................................................................... 49

3.10.2. DRIS (Sistema Integrado de Diagnóstico de Recomendación) ....... 51

3.10.2.1. Índices DRIS ............................................................................... 52

3.10.2.2. Determinación del índice del desbalance nutrimental (IDN) ........ 53

3.10.2.3. Orden de requerimiento nutricional ............................................. 53

3.11. Acumulación de biomasa………………………………………………… 54

3.11.1. Comportamiento relativo del aparato fotosintético ........................... 54

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 57

4.1 Comportamiento relativo del aparato fotosintético………………………… 57

4.2. Producción de biomasa total………………………………………………… 60

4.3. Densidad estomática………………………………………………………… 62

4.4. Índice de desbalance nutrimental…………………………………………… 65

5. CONCLUSIÓN ................................................................................................ 70

6. LITERATURA CITADA ................................................................................... 72

viii

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro 3. 1.Características del híbrido cruiser. ............................................... 40

Cuadro 3. 2 Composición química de hydro environment. ............................... 42

Cuadro 3. 3 Composición química del lombricompost ...................................... 43

Cuadro 3. 4 Composición química del extracto de algas (ACADIAN) ............... 43

Cuadro 3. 5 Lista de materiales utilizados. ....................................................... 45

Cuadro 4. 1 Índices del comportamiento relativo del aparato fotosintético. ...... 58

Cuadro 4. 2 Promedio del peso seco total ........................................................ 60

Cuadro 4. 3 Densidad estomática del aparato fotosintético ............................. 63

Cuadro 4. 4 Concentración porcentual foliar media. ........................................ 66

Cuadro 4. 5 Normas obtenidas para el cálculo de los índices DRIS ................. 67

Cuadro 4. 6 Índices DRIS, ORN e IDN. ............................................................ 68

Pág.

ix

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 3. 1.Localización del sitio experimental. ................................................ 39

Figura 3. 2 Croquis experimental. ..................................................................... 44

Figura 3. 3 Diseño y componentes del área experimental. ............................... 47

Figura 4. 1 Peso seco ....................................................................................... 61

Figura 4. 2 Densidad estomatica en haz ........................................................... 64

Figura 4. 3 Densidad estomatica en envés ....................................................... 65

Pág.

x

RESUMEN

En la actualidad la agricultura protegida es una de las alternativas más viable

para incrementar la producción, reduce el uso de grandes volúmenes de agua y

al mismo tiempo ofrece gran adaptabilidad en la utilización de fertilizantes de

origen químicos y otros de origen orgánico como son algunos lixiviados y

extractos de algas. El Sistema Integrado de Diagnóstico y Recomendación

(DRIS), clasifica en orden de importancia los nutrimientos que requiere la planta,

detecta deficiencias y excesos relativos. La eficiencia fisiológica de los cultivos

es influenciada por el comportamiento relativo del aparato fotosintético en el

desarrollo y distribución de la materia seca a cada uno de los órganos de las

plantas. Índices de crecimiento como: AFE, IAF, RPF y RAF son utilizados para

explicar el rendimiento de los cultivos a través de la formación y acumulación de

biomasa. En la presente investigación se evaluaron una fuente de fertilización

de origen químico comercial (T1 Solución química) y dos de origen orgánico,

lixiviado de lombricompost (T2 Lixiviado de Lombricompost) y extracto de algas

marinas (T3 ACADIAN) en plantas de melón bajo un sistema hidropónico, con el

objetivo de conocer el comportamiento del aparato fotosintético en relación a su

Índice de Desbalance Nutrimental (IDN); donde los valores de RAF en

tratamiento químico y en el lixiviado de lombricompost fueron mayores con hojas

más delgadas, área foliar mayor y valores de densidad estomática más elevados

en comparación con el tratamiento tres extracto de algas el cual reportó el valor

del IDN (índice de desbalance nutrimental) mayor.

xi

ABSTRACT

Currently, protected agriculture is one of the most viable alternatives to increase

production, reduces the use of large volumes of water and at the same time

offers a great adaptability in the use of fertilizers of chemical origin and others of

organic origin such as some leachates and Seaweed extracts. The Integrated

Diagnostic and Recommendation System (DRIS) classifies in order of

importance the nutrients required by the plant, detects deficiencies and relative

excesses. The physiological efficiency of the crops is influenced by the relative

behavior of the photosynthetic apparatus in the development and distribution of

the dry matter to each of the organs of the plants. Growth indices such as: AFE,

IAF, RPF and RAF are used to explain crop yields through the formation and

accumulation of biomass. In the present investigation, were evaluated a source

of fertilization of commercial chemical origin (T1 chemical solution) and two of

organic origin, lixiviated from vermicompost (T2 lixiviated from vermicompost)

and a seaweed extract (T3 ACADIAN) in melon plants under a hydroponic

system. with the aim of knowing the behavior of the photosynthetic apparatus in

relation to its Nutritional Imbalance Index (IDN); where the values of RAF in

chemical treatment and in the leaching of vermicompost were higher with thinner

leaves, larger leaf area and higher stomatal density values compared to the

treatment number three seaweed extract which reported a higher value of the

IDN (Nutritional Imbalance Index).

1 Introducción

1

1. INTRODUCCIÓN

La escasez mundial de materias primas para la producción de fertilizantes

químicos ha incrementado el aprovechamiento de los residuos urbanos,

industriales y agrícolas con la intención de generar productos alternativos para

el uso agrícola (Fernández y Testeslaf, 2002; De Gante-Cabrera, 2013).

Materiales orgánicos líquidos como extracto líquido de estiércol (Capulín et al.,

2005), lixiviado de compost o vermicompost (Jarecki y Voroney, 2005, García et

al., 2008), te de compost (Hargeaves et al., 2008, 2009, Ochoa et al., 2009),

soluciones pueden ser aplicadas en sistemas de riego presurizado e hidropónia

que promueven el reciclaje de residuos orgánicos (Rippy et al., 2004).

Los estomas desempeñan un papel vital en el mantenimiento de la homeostasis

de la planta y procesos metabólicos como la fotosíntesis y transpiración

(Sánchez-Díaz y Aguirreolea, 1996). Rubino et al. (1989) y Takur (1990)

señalaron que la disminución de la densidad estomática (DE) limita la

transpiración afectando su crecimiento, ya que la regulación del intercambio

gaseoso es crucial para el crecimiento de las plantas y los procesos de

desarrollo (Assmann y Shimazaki, 1999).

1 Introducción

2

Considerando que el estado nutricional de las plantas influye en la producción

de biomasa seca cuya composición es 90 % de carbono, hidrógeno y oxígeno,

los restos de la composición de la nutrición de otros nutrientes esenciales para

las plantas, tales como: nitrógeno, fósforo, potasio, calcio, magnesio y otros

elementos captados del medio ambiente (Epstein y Bloom, 2006).

Beaufils (1973) desarrolló el método denominado Sistema Integrado de

Diagnóstico y Recomendación (DRIS), este clasifica en orden de importancia

los nutrimientos que requiere la planta, toma en cuenta su interacción, el

balance nutrimental y detecta deficiencias y excesos relativos, realiza

diagnósticos en cualquier etapa de desarrollo y diferente posición de la hoja en

la planta (Beaufils, 1973; Walworth y Sumner, 1987; Singh et al., 2000).

A nivel mundial se siembra una superficie de 364,339 ha, México aporta 6.6 %

de producción de melón a nivel mundial con una superficie de 20,047 ha y se

producen más de 593,717 toneladas (FAOSTAT, 2016). Coahuila aporta el 21

% de la producción nacional, con más de 119,187 toneladas, colocando este

cultivo como una importante fuente económica regional y nacional.

A través del método DRIS es posible calcular el Índice de Desbalance

Nutrimental (IDN) en el cultivo de melón fertilizado con dos fuentes

1 Introducción

3

nutrimentales orgánicas y una química para explicar el comportamiento

relativo del aparato fotosintético.

1 Introducción

4

1.1. Objetivos

1.1.1. General

Evaluar soluciones nutrimentales, dos fuentes de fertilización orgánica y una

química sobre el índice de desbalance nutrimental (IDN) y la eficiencia

fisiológica del cultivo de melón.

1.1.2. Específicos

a) Determinar el índice de desbalance nutrimental (IDN) y el nutrimento más

deficiente al momento del muestreo.

b) Determinar los componentes relativos del aparato fotosintético como: RAF,

IAF, AFE y RPF.

c) Evaluar la densidad estomática.

1.2. Hipótesis

El establecimiento de plantas de melón en diferentes soluciones de

nutrimentales y por lo tanto diferentes condiciones para su crecimiento,

modificará su balance nutrimental y densidad estomática, así como los

patrones de acumulación de biomasa en su aparato fotosintético.

2. Revisión de literatura

5

2. REVISIÓN DE LITERATURA

La preocupación mundial por reducir la contaminación, el cuidado por la salud y

la disminución de costos por insumos, en especial los fertilizantes dado el alto

costo de estos en los últimos años, ha llevado a la búsqueda de sistemas de

producción sustentables; razón por la cual productores de diversos países han

adaptado prácticas orgánicas al cultivo sin suelo (Inden y Torres, 2005; Grigatti

et al., 2007). Esto ha dado como resultado el uso de residuos que se derivan

del sector agropecuario (Porter, 2000).

La escasez de materias primas para la producción de fertilizantes químicos ha

incrementado el aprovechamiento de los residuos urbanos, industriales y

agrícolas con la intención de generar productos alternativos para el uso

agrícolas (Fernández y Testeslaf, 2002; De Gante-Cabrera, 2013).

Estos problemas han impulsado la búsqueda de alternativas de fertilización que

suplan los requerimientos nutrimentales de los cultivos, sin afectar el

rendimiento y la calidad de frutos (Nieto et al., 2002). Duran-Umaña y

Henríquez-Henríquez (2007), los abonos orgánicos por sus características

físicas, químicas y biológicas han sido utilizados en diversas especies hortícolas

con efectos favorables.


6

Una alternativa para disminuir los costos de fertilizantes sintéticos, es la

utilización de materiales orgánicos líquidos como el uso de lixiviados (Pant et

al., 2009; Preciado et al., 2011), el cual se puede aplicar en sistemas de riego

presurizado (Shrestha et al., 2012).

2.1. Solución nutritiva

Los fertilizantes son responsables del 50 % de producción de los cultivos,

aseguran la productividad agrícola y su calidad nutricional (ANFFE, 2015), en

una producción intensiva, la fertilización se realiza por medio de una solución

nutritiva que se elabora con fertilizantes de alta solubilidad, además de propiciar

un medio ambiente menos restrictivo (Fortis et al., 2011).

Una solución nutritiva (SN) consta de agua con oxígeno y de todos los

nutrimientos esenciales en forma única y eventualmente, de algunos

compuestos orgánicos tales como los quelatos de fierro y de algún otro

micronutrimento que puede estar presente (Steiner, 1968). Una SN verdadera

es aquella que contiene las especies químicas indicadas en la solución por lo

que deben de coincidir con las que se determinen mediante el análisis químico

correspondiente (Steiner, 1961).


7

2.2. Soluciones químicas

La solución nutritiva (SN) está regida por las leyes de la química inorgánica que

conducen a la formación de complejos y a la precipitación de los iones en ella,

lo cual evita que estos estén disponibles para las raíces de las plantas (De Rijck

y Schrevens, 1998).

La perdida por precipitación de una o varias formas iónicas de los nutrimientos

puede ocasionar su deficiencia en la planta además de un desbalance en la

relación mutua entre los iones. Es esencial que la solución nutritiva tenga la

proporción adecuada, necesaria para que las plantas absorban los nutrimentos;

lo que dará lugar a excesos o déficits en el medio de cultivo y afectará la

producción (Rincón, 1997).

La planta no absorbe nutrimientos en la misma cantidad durante el ciclo, ya que

lo hace según la etapa fenológica y las condiciones climáticas, por lo que el

equilibrio iónico de la SN se adapta al ritmo de la absorción de la planta

(Adams, 1994; Rincón, 1997).

Los parámetros que caracterizan la SN son: el pH, la presión osmótica y las

relaciones mutuas entre los aniones y los cationes (Adams, 1994; Rincón,

1997).

Preciado (2001), indica que una de las características más importantes de la

solución nutritiva es la presión osmótica. Un aumento de la presión osmótica


8

debido al incremento en el contenido de nutrimentos o de otros iones en la

solución nutritiva provoca que la planta realice un esfuerzo mayor para absorber

agua y algunos nutrientes y por consiguiente un desgaste de energía

metabólica.

Preciado et al., (2003) al medir el efecto de presión osmótica de las soluciones

nutritivas en plántulas de melón, comparo el uso de soluciones nutritivas con

diferentes presiones osmóticas con la fertilización del suelo sobre la absorción

nutrimental de las plantas concluyendo que con la utilización de las soluciones

nutritivas se obtuvieron plántulas con mayor crecimiento y absorción nutrimental

que las obtenidas con las fertilización del suelo.

2.3. Soluciones orgánicas

Son una alternativa para satisfacer la demanda nutricional de los cultivos,

además y reducción de los costos y la dependencia de los fertilizantes

sintéticos; son materiales orgánicos líquidos como extracto líquido de estiércol

(Capulín et al., 2005; 2007), lixiviado de compost o vermi-compost (García et

al., 2008), té de compost (Hargreaves et al., 2008; 2009; Ochoa et al., 2009) y

té de vermicompost (Pant et al., 2009).

El uso de extractos de algas marinas y algunos de sus derivados en la

agricultura se practica en muchos los países, con resultados en los


9

rendimientos y la calidad de las cosechas muy satisfactorios, así como el

mejoramiento de las condiciones del suelo por la incorporación de la materia

orgánica (Canales, 1999).

La aplicación de extractos de algas se considera mayormente en cultivos de

riego controlados o en su caso con muy buen temporal, dado que su actividad

enzimática es por hidrólisis, y sin agua, no tienen lugar o con escasez de la

misma, su actividad se reduce (Canales, 1999).

Estas soluciones pueden ser aplicadas en riego presurizado, lo cual las hace

utilizables en sistemas de producción a gran escala además de que se

promueve el reciclaje de residuos orgánicos (Rippy et al., 2004).

El suministro de bio-productos a los cultivos es cada vez mayor desde el punto

de vista económico y ecológico, además debe considerarse que los mismos

actúan como estimuladores o reguladores del crecimiento de las plantas (Cruz-

Crespo et al., 2013).

Hoy en día, en la agricultura protegida se experimenta con materiales orgánicos

derivados del sector agropecuario y de otros sectores, con el fin de usarlos

como sustratos para las plantas, para lo cual puede o no sufrir un proceso de

tratamiento, tal como el vermicompost; este producto generado a partir de

diversos estiércoles, ha dado resultados favorables sobre el crecimiento y


10

rendimiento de diversas especies (Azarmi et al, 2008; Herrera et al, 2008; Singh

et al, 2008; Azarmi et al., 2009), ya que posee propiedades físicas, químicas y

biológicas que mejoran el medio de crecimiento y aporta nutrimentos (Zaller,

2007). Sin embargo, el vermicompost por si solo es difícil que cumpla con las

condiciones adecuadas para el buen desarrollo de las plantas, motivo por el

cual es necesario hacer mezclas con otros materiales.

Al respecto, el vermicompost es un material que se ha convertido en una opción

como sustrato para el cultivo de plantas, gracias a las características que ésta

confiere al medio de crecimiento y por el aporte de nutrimentos, además de que

su utilización favorece la disminución del deterioro del medio ambiente al

aprovechar los diversos desechos agropecuarios (Sánchez-Hernández et al.,

2006). Sin embargo, un material por si solo es difícil que cumpla con las

mejores condiciones físicas y químicas para el desarrollo de las plantas, por lo

que es necesario hacer mezclas de materiales con diferentes propiedades

físicas y químicas, lo cual se aprovecha en la elaboración de un nuevo sustrato

para obtener mejores condiciones de crecimiento (Burés 1997; Strojny y Nowak,

2001).

2.4. Uso de lixiviados de lombriz

La baja productividad de los suelos por malas fertilizaciones y los problemas de

salud generados por residuos químicos agrícolas, han incrementado la

tendencia por la utilización de productos nutrimentales naturales, como son los


11

líquidos lixiviados de la lombricultura, otros a base de extracto de algas

marinas y ácidos fúlvicos, los cuales aumentan el rendimiento de los cultivos sin

consecuencias para la salud humana (Calderón, 2011).

En el caso de compostas y lombricompostas preparadas con excretas de

ganado bovino y cerdos se han encontrado concentraciones de entre 4-8% de

ácidos húmicos totales (AHT). Dado que las lombricompostas se deben regar

constantemente, ya que las lombrices requieren que el sustrato (excretas)

mantenga una humedad del 70 al 80% para facilitar su locomoción y el

consumo del sustrato, el líquido que escurre de las camas después del riego se

conoce como lixiviado (Lix). Durante el proceso de percolación a través de la

materia orgánica, el agua arrastra nutrientes, microorganismos benéficos y los

ácidos húmicos (AH), lo cual genera un producto líquido usado como abono y

regenerador orgánico, por lo tanto, este producto es ideal para la aplicación en

cualquier tipo de cultivos. Los lixiviados contienen entre 1.0-2.5% de sólidos

totales de los cuales entre el 20-45% es materia orgánica y el resto son

minerales (fósforo, potasio, calcio, magnesio y sodio) en cantidades variables;

además contienen pequeñas cantidades de nitrógeno. Los AH y ácidos fúlvicos

(HF) sumados representan a los AH totales (AHT) que presentan una

concentración entre 0.61-0.66 mg/L de Lix.(Gómez et al., 2011).


12

Los lixiviados están conformados por microorganismos y ácidos húmicos,

condiciones que le permites ser utilizados como fertilizantes orgánicos en gran

variedad de cultivos, los lixiviados son generados como producto del

vermicompostaje (materia orgánica digerida por lombriz), material drenado y

recolectado. Los lixiviados deben ser disueltos el menos al 50 % antes de

aplicarlos para evitar efectos tóxicos debido al exceso de contenido de sales

(Ferruzi 1994, García et al. 2008, Gutiérrez-Miceli et al. 2008, Fortis et al. 2009,

Garg y Gupta 2009, Nath et al. 2009, Arauz 2011, Preciado et al. 2011).

2.5. Importancia de la hidropónia

Según la Facultad de Ciencias Agricolas Xalapa Mx. (2007), la hidroponía es

considerada como un sistema de producción agrícola que tiene gran

importancia dentro de los contextos ecológico, económico y social. Dicha

importancia se basa en las gran flexibilidad del sistema, es decir, por la

disponibilidad de aplicarlo con éxito, bajo muy distintas condiciones y para

diversos usos.

2.5.1. Generalidades de la hidropónia

La palabra hidroponía deriva de las palabras griegas hydro (agua) y ponos

(labor o trabajo) y significa literalmente “trabajo en agua”. En algunos casos, el

término “hidroponía” es usado solo para describir sistemas basados en agua,

pero el sentido más amplio. El término es el de cultivo sin suelo. La hidroponía


13

es la ciencia que estudia los cultivos sin tierra. Es una técnica que permite

cultivar en pequeña o gran escala, sin necesidad de suelo como sustrato,

incorporando los nutrimientos (soluciones nutritivas) que la planta necesita para

crecer a través del riego y efectivizar el cultivo (Recursos de Hidropónia en

Español, 2007).

La producción de cultivos en condiciones protegidas y el uso de sistemas

hidropónicos han permitido incrementos en rendimientos y calidad de frutos, al

propiciar un ambiente poco restrictivo para el óptimo desarrollo de los cultivos.

2.5.2. Sistemas hidropónicos

Rodríguez et al. (2004), mencionan que existen diferentes tipos de sistemas

hidropónicos, desde los más simples, con funcionamiento manual o

semiautomático, hasta los más sofisticados y completamente automatizados.-

Los sistemas de hidropónia se pueden clasificar en dos categorías:

a) Sistema hidropónico en agua.

b) Sistema hidropónico en sustrato.

2.5.2.1. Sistemas hidropónicos en agua circulante o NFT.

Samperio (1997) manifiesta que este sistema consiste en hacer recircular en

forma permanente una película fina constituida por una determinada cantidad

de solución nutritiva, la cual permitirá tanto la respiración de las raíces (al


14

aportarles oxigeno), como la absorción de los nutrientes y del agua durante el

periodo vegetativo de la planta. Esta película no deberá alcanzar una altura

superior a los 5 o 7 centímetros desde el contenedor.

2.5.2.2. Raíz flotante o cultivo en agua

La hidropónia se realiza en un medio líquido que contiene agua y sales

nutritivas en baja concentración (7 cm3 de solución nutritiva por cada 1000 cm3

de agua). Este sistema es muy conveniente para el cultivo de la albahaca, apio,

berro, escarola y varios tipos de lechuga, con excelentes resultados en ahorro

de tiempo y rendimientos pos cada metro cuadrado cultivado. En sistema de

raíz flotante las raíces crecen dentro de la solución nutritiva. Las plantas están

sostenidas sobre una lámina de icopor con la ayuda de un cubito de esponja; el

conjunto de lámina y plantas flota sobre la superficie del líquido. Este sistema

se recomienda para climas frescos porque en climas muy calientes, el oxígeno

(indispensable para que las raíces respiren y tomen los nutrientes) se evapora

con mayor rapidez (Tabares, 2003).

2.5.3. Soluciones nutritivas en cultivos hidropónicos

En la hidropónia comercial, cantidades apropiadas del fertilizante necesario

para preparar la solución nutritiva son mezcladas con agua dentro de tanques

para formar una solución base concentrada (Savvas, 2003). Las diferentes

sales fertilizantes que se pueden usar para la solución de nutrientes tienen a la


15

vez diferente solubilidad, es decir, la medida de la concentración de sal que

permanece en solución cuando se disuelve en agua; si una sal tiene baja

solubilidad, solamente una pequeña cantidad de ésta se disolverá en el agua.

En los cultivos hidropónicos las sales fertilizantes deben tener una alta

solubilidad, puesto que deben permanecer en solución para ser tomadas por las

plantas (WALCO S.A., 2004). Así, cuando las plantas del cultivo hidropónico

deban ser regadas, las soluciones base son diluidas en el agua de irrigación en

proporciones adecuadas a través de sistemas automáticos de inyección de

fertilizante, para formar una solución nutritiva fresca, la que es entregada al

cultivo (Savvas, 2003).

Por lo menos debe haber tres macroelementos presentes en el medio nutritivo

en forma de cationes, ellos son potasio, calcio y magnesio. Los tres aniones

macroelementos son nitratos, fosfatos y sulfatos. Todos los macroelementos

deben por lo tanto ser suministrados por tres sales, por ejemplo, nitrato de

potasio, fosfato de calcio y sulfato de magnesio. En adición a los

macroelementos, una concentración apropiada de microelementos debe ser

suministrada a la solución a bajos pero adecuados niveles (WALCO S.A.,

2004).

2.6. Invernadero y casa sombra

En zonas áridas, como resultado de las actividades intensivas del sector

agrícola, ha causado gran deterioro de los recursos naturales, esta situación ha


16

llevado a la implementación de nuevas alternativas de manejo para un uso

sustentable del ecosistema (DeFries et al, 2004; Arroita et al., 2013). Opciones

como el uso de invernaderos, invernaderos de tecnología media y casa

sombras son utilizadas frecuentemente para el uso eficiente de los recursos (Liu

et al., 2008).

Los cultivos en invernadero de tecnología media ofrecen al horticultor la ventaja

de controlar con precisión el agua y fertilizantes aplicados a las plantas de

acuerdo con su estado fenológico. También se puede controlar temperatura,

ventilación, humedad, luminosidad, disponibilidad de CO2, e incidencia de

insectos-plaga y de enfermedades, entre otras ventajas (Jones, 2008).

En estos sistemas de producción intensiva la fertilización se realiza por medio

de una solución nutritiva que se elabora con fertilizantes de alta solubilidad,

generalmente importados, lo que incrementa significativamente los costos de

producción (Muñoz, 2004).

2.7. Descripción botánica del cultivo del melón

El melón (Cucumis melo L.) tiene un sistema radicular abundante, muy

ramificado y de rápido desarrollo; su tallo principal está cubierto por

formaciones pilosas y con nudos; es herbácea, de porte rastrero y trepador.

Desarrolla hojas, sarcillos y flores, brotando nuevos tallos de las axilas de las

hojas; sus hojas de limbo orbicular aovado, reniforme o pentagonal, dividido en


17

tres y hasta siete lóbulos con los márgenes dentados llenas de vellosidades

incluso por el envés; sus flores son de color amarillos y su fruto es de forma

esférica con la cubierta de colores variados; verde, amarillo, blanco con sus

variantes, su corteza puede ser lisa reticulada o estirada. La pulpa puede ser

blanca amarilla o anaranjada. Las semillas están envueltas entre una

membrana inferior conocida como placenta la cual es gelatinosa y acuosa

(SIAP, 2010).

2.7.1. Generalidades del cultivo del melón

Es una especie originaria de África y Asia, los inicios de su cultivo se remontan

a 2400 a.c. en el Egipto antiguo. Al principio de la era cristiana ya era una

especie muy conocida en la India y en los desiertos iraníes posteriormente se

difundió por toda Europa donde debido a las expediciones comerciales del siglo

XVII se favoreció enormemente la dispersión del melón a todos los continentes,

permitiendo con ello el desarrollo de las principales especies conocidas en

nuestros días (SIAP, 2010).

Mundialmente se siembra una superficie de 364 mil 339 ha; principal productor

mundial de melón (Cucumis melo L.) es China, con 16 millones 9 mil 584 de

toneladas, México produce el 6.6 %, con una superficie de 20047 ha y se

producen más de 593 mil 717 toneladas (FAOSTAT, 2016).


18

El 75% de esta producción se adquirió básicamente de cuatro estados:

Coahuila, Sonora, Michoacán y Guerrero. Tres de cada cuatro dólares que

México obtiene por concepto de exportación de melón proviene de los Estados

Unidos (Espinoza et al., 2011). Coahuila aporta el 21 % de la producción

nacional, con más de 119,187 toneladas (SAGARPA, 2017).

El melón mexicano es una hortaliza que ha mantenido su participación en el

mercado internacional por su calidad. Representa una fuerte derrama

económica por su manejo, cosecha y empaque. Contiene agua en un 90 %,

fibra dietética, energía, proteína, vitaminas y minerales. Su consumo es en

fresco (CABI, 2010).

2.8. Sistema integrado de diagnóstico y recomendación (DRIS)

Con la finalidad de obtener diagnósticos más precisos y completos Beaufils

(1973), desarrollo un método para clasificar el orden de importancia de los

nutrimientos requeridos por la planta tomando en cuenta su interacción, el

balance nutrimental, detectando deficiencias y excesos relativos; a este método

lo denominó Sistema Integrado de Diagnostico de Recomendación o DRIS

(Diagntostic Recomendation Integrated System) por sus siglas en ingles.


19

El (DRIS) señala el orden de limitación relativa de los elementos que son

contemplados en el estudio nutricional (Beaufils, 1973). Sus ventajas sobre el

valor crítico y sobre los rangos de suficiencia, permiten la identificación de las

necesidades nutrimentales, el DRIS considera relaciones para el cálculo de

índices que reflejen el estado nutrimental del cultivo, al elaborar programas de

fertilización y estudiar la respuesta del rendimiento con el aporte del fertilizante

(Beberly et al.,1984; Walworth et al., 1986).

Las normas DRIS son creadas a partir de la generación de poblaciones de

referencia entre las relaciones entre todos los pares de nutrientes, y sus

respectivos coeficientes de variación.

2.8.1. Índice de desbalance nutrimental (IDN)

Las metodología para explicar el estado nutrimental de las planta, como

análisis vegetal, destaca por ser muy versátil, pues identifica de forma directa

los desórdenes nutrimentales en la planta. El IDN (índice de desbalance

nutrimental), es la suma de todos los índices independientes del signo (+ ó -)

donde el valor más grande indica mayor desbalance nutrimental (Davee et al.,

1986).


20

2.8.2. Orden de requerimiento nutrimental (ORN)

La suma aritmética de los índices debe ser cero para que exista un balance

entre los nutrimentos de la muestra analizada, donde los índices positivos,

indican suficiencia o exceso de nutrimentos. El más negativo es el más

deficiente y los que le siguen indican el orden de los requerimientos

nutrimentales (Walwort y Sumner, 1987).

2.9. Comportamiento del crecimiento vegetal

En general las plantas presentan tres fases de crecimiento relacionadas con el

peso de materia seca por unidad de superficie por cultivo o planta individual en

relación con el tiempo, generalmente este comportamiento corresponde a una

curva tipo sigmoidal caracterizada por tres fases: a) Fase logarítmica, donde el

tamaño aumenta en forma exponencial con el tiempo, la rapidez de crecimiento

es proporcional al tamaño del organismo, cuanto mayor sea este más rápido

crece, abarca desde la germinación hasta la etapa juvenil, b) la fase lineal,

donde el crecimiento vegetativo continua a una velocidad casi constante y

usualmente máxima por algún tiempo, por lo que se tiene la mayor demanda de

agua y nutrientes y c) la fase del estado constante, donde se acumula la mayor

cantidad de materia seca, se le conoce como madurez fisiológica, en esta fase

las ganancias en materia seca están equilibradas con las pérdidas (Gardner et

al., 1990).


21

2.10. Estudio del crecimiento vegetal

Desde el punto de vista agronómico, el crecimiento y la productividad de una

planta o un cultivo, están determinados por cinco características fisiológicas del

crecimiento: a) la cantidad de energía luminosa interceptada por el dosel; b) La

eficacia con que la energía luminosa interceptada se usa en la producción de

nueva materia seca; c) la proporción de la nueva materia seca asignada a las

diferentes partes de la planta; d) La proporción de pérdida de materia seca de la

planta, por cualquier causa; e) La duración del crecimiento en la planta de la

parte de interés (Hunt, 1990).

Uno de los métodos que se emplea con más frecuencia para expresar el

crecimiento vegetal, es la acumulación del peso seco, se tiene la gran ventaja

de que al determinar el peso seco, se elimina totalmente al agua de los tejidos

vegetales, factor que puede distorsionar los resultados finales; sin embargo,

también tiene la gran desventaja de que para realizar las mediciones hay que

destruir totalmente el órgano vegetal objeto de estudio, lo que lo hace inviable

en ciertas ocasiones (Pérez y Martínez, 1994) .

Las hojas son los órganos más ricos en materiales minerales (hasta 50 % de la

materia seca) en comparación con las raíces, probablemente porque las raíces

son órganos de paso. Con el cambium, las yemas y los órganos florales son el

centro más activo de la fisiología de la planta, sin embargo, aquí también es

muy grande la variabilidad (5 a 25 %) (Baeyens, 1970).


22

2.10.1 Análisis de crecimiento y sus parámetros

El análisis de crecimiento vegetal permite cuantificar diferentes aspectos del

mismo, tales como: la duración del ciclo, la definición de las etapas de

desarrollo y la distribución de los fotoasimilados en cada uno de sus órganos.

Este análisis es básico para comprender mejor los procesos fisiológicos que

determinan la producción vegetal y así fundamentar más racionalmente las

prácticas de manejo de los cultivos (Azofeifa y Moreira, 2004).

Según Azofeifa y Moreira (2004), el peso seco es el criterio más apropiado

para medir la acumulación de biomasa en la planta y el área foliar es la

magnitud del sistema de asimilación en la planta.

Los eventos que ocurren desde el inicio hasta el final del proceso de

crecimiento pueden tener marcada influencia sobre el rendimiento de la materia

seca. Una aproximación al análisis de los factores que influyen en el

rendimiento y desarrollo vegetal es la acumulación de fotosintatos a través del

tiempo.

Para realizar un análisis de la eficiencia fisiológica de una planta en función de

sus parámetros de crecimiento se requieren dos operaciones básicas:

A. La cuantificación del material vegetal existente en una planta o cultivo.

B. La medida del sistema asimilador de esa planta o ese cultivo en intervalos de

tiempo sucesivos.


23

De esas operaciones se obtienen medidas directas, como masa seca (W), área

foliar total (AF), tiempo (t) e índices derivados como la tasa relativa de

crecimiento (TRC), índice de área foliar (IAF), tasa de asimilación neta (TAN),

tasa de crecimiento del cultivo (TCC), área foliar específica (AFE) y relación de

área foliar (RAF), que se deben obtener por cálculos del análisis funcional.

El índice de crecimiento evalúa cuantitativamente el crecimiento de las plantas

e involucra técnicas mediante comparaciones que permiten estudiar los

patrones de crecimiento vegetal (Hunt, 1978).

Puede efectuarse mediante dos métodos:

A. Método clásico: el cual evalúa el crecimiento con base en datos que

provienen de muestras con un alto número de repeticiones pero a intervalos

prolongados, en este método no se realiza el ajuste de datos mediante modelos

matemáticos, aunque pueden analizarse estadísticamente (Hunt 1982).

B. Método funcional: donde el crecimiento es evaluado a datos con pocas

repeticiones pero a intervalos cortos sobre todo cuando existe mucha variación

en la información, los cuales pueden ser utilizados para ajuste de modelos

(Hunt, 1982).


24

El análisis de crecimiento con el enfoque funcional, utiliza datos a partir de

muestras colectadas periódicamente y se ha utilizado con éxito en plantas

anuales, bianuales y perennes (Brand G. D., Weetman, F.G. 1987).

2.11. Índices de eficiencia fisiológica

El crecimiento vegetal puede analizar mediante el cálculo de índices de

eficiencia, los cuales se pueden determinar con el peso seco de la planta

completa o con diferentes partes de ésta (raíces, tallos u hojas). Estos índices

tienen significado biológico, pues muestran como un ambiente particular o

práctica de manejo es o no más conveniente para una especie que para otra y

comparan funcionamiento de diferentes especies creciendo bajo las mismas

condiciones o de una especie creciendo en diferentes condiciones (Hunt, 1978).

2.11.1. Relación de área foliar (RAF)

Se refiere a la razón de material asimilatorio por unidad de material vegetal

presente, indica la cantidad de área foliar producida con relación al peso seco

total de la planta (Beadle, 1985; Hunt, 1982). Se expresa en unidad de área por

gramo de peso seco (cm2·g-1).

2.11.2. Área foliar especifica (AFE)

El área foliar específica (AFE) explica en mayor parte la variación de

crecimiento entre las especies. Las especies con crecimiento más rápido, bajo


25

óptimas condiciones, son aquellas que tienen la mayor área foliar específica

(Porter, 2002). El área foliar específica es la razón entre el área de la hoja y su

peso seco.

Un incremento en el área foliar específica implica que la hoja invierte menos

biomasa por unidad de área. Esta variable se correlaciona fuertemente con una

variedad de parámetros fisiológicos y químicos. Las especies con alta AFE

poseen altas concentraciones de componentes citoplasmáticos como proteínas,

minerales y ácidos orgánicos. Asimismo presentan altas concentraciones de N y

altas tasas de actividad fotosintética. Especies con baja AFE poseen mayor

cantidad de componentes de pared celular, especialmente lignina. Este tipo de

hojas son más duras y menos atractivas para los herbívoros. Estas especies

también se caracterizan por poseer altos valores en el contenido de materia

seca (masa seca/ masa fresca), y presentar mayor longevidad en raíces y hojas

(Porter, 2002).

2.11.3. Relación del peso foliar (RPF)

Determina la distribución de asimilados hacia las hojas y es un indicador de la

frondosidad de la planta. Páez et al., (2000) al evaluar la producción de

biomasa en tomate en condiciones de sombreado, encontraron que la RPF

también aumenta con la disminución de luz, y por lo tanto la distribución de

biomasa que forma la superficie.


26

Baeza (2002), comparando el área específica foliar entre las mismas especies

de gramíneas dominantes en condiciones de clausura y de pastoreo, encontró

mayores valores de AFE para las especies en condiciones bajo pastoreo y

propuso que estos resultados podrían explicarse por un aumento en la

fotosíntesis neta de las especies sometidas a pastoreo dado que el AFE se

correlaciona positivamente con la capacidad fotosintética.

2.11.4. Índice de área foliar (IAF)

Dado que la tasa de asimilación neta (TAN) proporciona una adecuada

estimación de la eficiencia de las hojas de un cultivo como productoras de

materia seca, entonces el conocer la cantidad de hojas del cultivo es necesario

para evaluar su rendimiento (Hunt, 1978).

La absorción de luz incidente sobre un cultivo depende de la amplitud de su

superficie foliar. Una medida que expresa la capacidad de la estructura para

interceptar la radiación solar es el índice de área foliar (IAF). Este índice

representa la suma de la totalidad de las superficies de las hojas existentes en

un área de suelo, expresadas ambas en las mismas unidades. Los cultivos de

especies diferentes absorben distintas cantidades de fotones, aun con el mismo

IAF. Este comportamiento se debe a la orientación de las hojas en el espacio

(Montaldi, 1995).


27

2.12. Los estomas

Son poros microscópicos conformados por dos células oclusivas de gran

capacidad de difusión cuya función regular la perdida de agua y permitir la

absorción de CO2 (Acharya y Assman, 2009). Se encuentran en mayor cantidad

en las hojas de las plantas, están rodeados por células oclusivas, las cuales

controlan su apertura. Su evolución permitió el intercambio gaseoso y su

presencia es crítica para la producción agrícola, así como para la cadena

alimenticia (Nadeau y Zack, 2002).

Los estomas, a pesar de su tamaño, constituyen una ruta muy eficiente para el

intercambio gaseoso, permiten una pérdida de agua en forma de vapor desde

la células foliares. Por su densidad (los estomas) permiten clasificar a las

plantas como epistomáticas (mayor densidad estomática en la superficie

adaxial), e hipoestomáticas (las de mayor densidad estomática en la superficie

abaxial) clasificando como ambiestomáticas a las plantas que tienen similar

número de estomas en ambos lados (Hopkins, 1999).

Los estomas colaboran con el proceso de fotosíntesis mediante el intercambio

gaseoso, obteniendo de esta forma el CO2 necesario para la producción de

azucares en la elaboración de fotoasimilados, es decir a través de los estomas

se obtiene el CO2 fuente para realizar el ciclo de Calvin; el carbono fijado

puede ser incorporado dentro de los azucares de transporte para exportar a

varios tejidos demandantes de este elemento (Taiz y Zeiger 2006).


28

2.12.1. Función

Regulan el intercambio gaseoso así como la perdida de vapor de agua entre el

mesófilo y la atmosfera. Su densidad es variable dependiendo de la especie,

sin embargo oscilan entre 50 y 500 estomas por mm2 (Beck, 2010). Se

localizan mayormente en las hojas en ambos lados dependiendo del tipo de

plantas siendo mayor las que tienen mayor cantidad de estomas en el envés

(Salisbury y Ross, 1994).

Los estomas reducen su conductancia considerablemente en condiciones de

déficit de humedad, este proceso ocasiona pérdidas en rendimiento, a la vez

que evita la deshidratación de la planta, este es un mecanismo natural que

utilizan las especies vegetales como estrategia de regulación para su

sobrevivencia, pues perderán eficiencia fisiológica del cultivo en la disminución

de perdida de agua(Ludlow y Muchow, 1990; Ritchie et al., 1990, Webb y

Mansfield, 1992).

2.12.2. Importancia

La importancia de los estomas radica en el intercambio de gases, pues este

compromete la perdida de agua en forma de vapor a cambio de la obtención

de CO2 necesario para que dentro de la hoja se lleve a cabo la fotosíntesis

como parte del proceso de producción de biomasa, y su respuesta a los

diferentes factores es dependiente de la especie así como de su capacidad de

aclimatación (Chacón et al., 2010).


29

La conductancia estomática es una medida de la capacidad de difusión de los

gases, que está determinada por la apertura del poro y por el número de

estomas (Long et al., 2004). La conductancia estomática regula un alto

porcentaje de intercambio gaseoso en las hojas de la planta, donde son

involucradas muchas sustancias que controlan la apertura estomática,

presentando variación en ambientes.

La máxima conductancia estomática es determinada por el tamaño y densidad

de estomas (largo/ancho) del poro, de esta forma al aumentar el tamaño del

poro en una unidad de área foliar, incrementa la conductividad estomática

(Taylor, 2012). Es muy importante la turgencia en las plantas aun en

condiciones de escasez de agua para evitar la disminución de producción

tornándose en bajos rendimientos. La conductancia estomática es un indicador

fisiológico de estado hídrico de la planta, pues esta es sensible a las

condiciones ambientales (Gil-Marín et al., 2006; Toral et al., 2010).

El control de la conductancia estomática en la hoja es una de las formas que

los vegetales tienen para controlar la perdida de agua por transpiración. A

menudo se utiliza la medida de esta conductancia o su inversa, la resistencia

estomática, como indicador de estrés. Todos los factores climáticos influyen en

la transpiración produciendo variaciones en la apertura estomática pero son

especialmente importantes la radiación y la humedad relativa (Jolliet, 1993).


30

Las hojas en los cultivos de melón, es el órgano principal fotosintético de las

plantas, son la fuente de acumulación de carbohidratos en las frutas y

suministra carbono para la síntesis de azucares y metabolismo de los

carbohidratos. La fotosíntesis de la hoja es fundamental para el crecimiento y

la calidad del fruto. El cambio en el contenido de clorofila, las tasas de

fotosíntesis y la partición de carbohidratos en las hojas fuente pueden alterar las

tasas de exportación de fotoasimilados, las cuales están directamente

relacionados con la acumulación de carbohidratos en las frutas (Liu, 2011).

2.12.3. Estructura

El estoma está conformado por un poro (ostiolo) y dos células oclusivas que lo

rodean (células guarda). Su forma varía según la especie vegetal, las

dicotiledóneas, por ejemplo, son arriñonadas con una distribución

completamente al azar, mientras que en las monocotiledóneas son alargadas

y su distribución es paralela a las nervaduras en toda la lámina de la hoja

(Lallana y Lallana, 2003).

2.12.3.1. Ostiolo

El ostiolo varía su tamaño al regular el cierre y apertura del estoma, los

factores edáficos; a su vez se encuentra involucrado en el intercambio

gaseoso ya que la tensión del agua retenida también regula el tamaño y la

densidad de las estomas (Swarthout, 2008).


31

En caso de déficit hídrico en el suelo y altas temperaturas en el ambiente el

ostiolo da la señal al estoma para cerrarse, siendo de esta forma un

mecanismo eficiente para frenar la evapotranspiración evitando la perdida

excesiva de agua, aunque con ello disminuye el intercambio de gases y por

consecuencia el rendimiento fotosintético es reducido (Daily et al., 1997).

2.12.3.2. Células guarda

Las células guarda presentan una hendidura entre las dos asas rodeadas por

células epidérmicas, con un contorno elíptico con su poro central (Taiz y Zeiger,

2006). Las células guarda abren y cierran al estoma regulando el intercambio

de gases en el tejido de la planta entre los espacios intercelulares, lo que

influye en los dos procesos más importantes para la planta, fotosíntesis y la

transpiración (Hetherington y Woodward, 2003).

2.13. Factores involucrados en la apertura estomática

La hoja está estructurada para regular la difusión del CO2 entre el aire exterior y

el mesófilo a través de los estomas, en el proceso de la fotosíntesis, la energía

utilizada para la producción de materia orgánica es efectuada mediante la

reducción de CO2. Este mecanismo conocido como fotosíntesis se compone de

dos fase bien diferenciadas conocidas como fase luminosa (producción de ATP

y NADH), y en la fase oscura con el ciclo de Calvin que utiliza la energía


32

obtenida en la fase luminosa para la reducción del CO2 para la obtención de

azucares y otras sustancias.

2.13.1. Fotosíntesis

Entre el 85 y 90% de la materia seca de las plantas consiste de material de la

fotosíntesis (Milthrope y Moorby, 1982). Es un proceso biológico complejo en el

que pueden distinguirse dos fases bien diferenciadas, una primera de absorción

y conversión de energía y otra segunda de toma y asimilación de elementos

constitutivos de la materia orgánica (C, H, O, N, S, etc.). La energía luminosa es

absorbida por las biomoléculas fotosensibles y transformada en una forma de

energía bioquímica estable. Los elementos constitutivos son tomados de

fuentes minerales inorgánicas e incorporados en biomoléculas metabolizadles

(De Las Rivas, 2000).

La fotosíntesis es el proceso mediante el cual las planta capturan el carbono

que se encuentra en la atmosfera, siendo este proceso sin duda alguna, la base

de la vida en el planeta. Este se encuentra vinculado el medio ambiente en

cuanto a la fisiología y regulación de la fotosíntesis ha sido estudiada con

detenimiento (Hall y Rao, 1995; Garab, 1999).

La fotosíntesis tiene como parte de sus procesos la regulación de la apertura

estomática para la evaporación del agua que para a través del xilema desde el

suelo hasta las hojas, por los estomas o de las cutículas, este proceso permite


33

a su vez el intercambio gaseoso, es decir, la asimilación del CO2 de la

atmosfera (Düring, 1987).

Los vegetales son capaces de transformar la energía lumínica procedente del

sol en energía química utilizable para las reacciones metabólicas; por otra

parte, el dióxido de carbono asimilado en los órganos fotosintéticos constituye,

junto con el hidrógeno procedente del agua y los elementos minerales

absorbidos por las raíces la base estructural del crecimiento de los vegetales y,

en consecuencia de la producción primaria de los ecosistemas y la biosfera. Por

ello, la fotosíntesis es un proceso fundamental para la vida en la tierra (Medrano

y Flexas, 2000).

La fotosíntesis es uno de los procesos metabólicos más altamente integrado y

regulado para maximizar el uso de luz disponible, minimizar el efecto dañino del

exceso de luz y optimizar el uso de recursos limitantes de carbono y nitrógeno

(Paul y Foyer 2001).

2.13.2. Transpiración

La presión hidráulica negativa necesaria para subir el agua desde el suelo por

la raíz, a través del xilema, es llevado a cabo por el proceso de evaporación de

agua continua a nivel foliar ya sea por la cutícula o por los estomas se le

conoce como transpiración. El volumen de transpiración más importante es el

que se lleva en los estomas. Éstos son influidos por los factores ambientales y


34

este comportamiento estomático ha sido evidenciado por numerosos autores

(McDonald y Davies, 1996).

La pérdida continua de agua por largos periodos a causa de restricción hídrica

limita a la hoja, pues se enfrenta ante un dilema, la asimilación de CO2 que se

encuentra en la atmosfera, el cual requiere para la formación de azucares para

la producción de biomasa o prevenir la perdida excesiva de agua en forma de

vapor, a través de los estomas, ya que estos últimos forman papel crucial en

ambos procesos (Düring, 1987).

2.13.3. Factores ambientales

La apertura o cierre de los estomas es efectuado por las células guarda y estas

a su vez son conducidas por la turgencia de estas. Los factores ambientales

más importantes que afectan la transpiración son: radiación solar, déficit de

presión de vapor del aire, temperatura, velocidad del viento, concentración de

CO2 y disponibilidad de humedad (Sánchez-Díaz & Aguirreolea, 2008;

Pritchard & Amthor, 2005).

Evidentemente, los factores ambientales no solamente influyen en los procesos

físicos de difusión y de evaporación, sino también en la apertura y en el cierre

de los estomas de la superficie foliar, a través de los que pasa el agua y el CO2

(Salisbury & Ross, 2000). Todos estos procesos se encuentran estrechamente

relacionados.


35

2.13.3.1. Temperatura

La temperatura es uno de los principales controladores de la distribución y

productividad de las plantas, con efectos importantes en la actividad fisiológica

en todas las escalas temporales y espaciales (Budowski 1965, Sage & Kubien

2007). La fotosíntesis es la derivación de las temperaturas óptimas para la

disolución del oxígeno y del CO2, ya que al aumentar la temperatura disminuye

la solubilidad de estos aumentando la actividad oxigenasa de la rubisco, en

resumen a altas temperaturas la fotosíntesis es inhibida (Lea & Leegood 1999).

En función del metabolismo de la planta, la temperatura de la hoja es por lo

general superior a la del aire a su alrededor. Así, los cambios en el metabolismo

pueden ser medidos indirectamente en función de la temperatura de la hoja

mientras el mismo permanezca activo (Atkin et al., 2000).

La diferencia entre la temperatura superficial de la vegetación (Tc) y la

temperatura del aire (Ta), (Tc – Ta), ha sido también empleada por varios

autores (Jackson and Pinter Jr, 1981; Sepulcre-Cantó et al., 2006) como un

índice asociado con el estado hídrico de la vegetación ya que un incremento del

mismo suele responder al cierre de estomas de la planta como respuesta

conservativa del agua en condiciones de altas temperaturas y déficit hídrico, y

trabajos como el de Jones (1999) demuestran la vinculación entre la

conductancia estomática y la temperatura superficial de la vegetación.


36

2.13.3.2. Luz

Aunque usualmente la apertura de los estomas ocurre en presencia de luz no

se ha podido precisar si esto es debido a un efecto directo de este factor o si

ocurre porque la fotosíntesis disminuye la concentración de CO2 interno.

Aniveles bajos de radiación, la concentración de CO2 sería el principal factor

regulador de la apertura estomática; a niveles elevados de radiación, la

respuesta directa a la luz puede sobre compensar el requerimiento de CO2 para

la fotosíntesis y provocar un aumento en la concentración de CO2 intracelular

(Sharkey y Raschke, 1981).

2.13.3.3. Humedad

Este factor influye directamente la fotosíntesis con la disponibilidad hídrica y el

intercambio gaseoso (Naves-Barbeiro et al., 2000). El agua se pierde por

transpiración, con intensidad variable en función de la conductancia estomática

y del gradiente de potencial entre la superficie foliar y la atmósfera, siguiendo

una corriente de potenciales hídricos (Pereira-Netto et al., 2002).

La disminución de la transpiración está asociada al cierre de los estomas, y

cambios en la apertura estomática causan alteraciones potenciales en el

potencial hídrico (Brodribb & Hill, 2000). Los estomas se cierran cuando los

niveles lumínicos están bajo, de esta manera la planta evita el estrés hídrico

(Cochard et al., 2002). Las características fisiológicas están influenciadas por la

disponibilidad de agua y otros factores ambientales (Ometto et al., 2003).


37

2.13.3.4. Intercambio gaseoso

Los procesos fisiológicos en la planta, como la fotosíntesis y la transpiración

para la producción de biomasa, provocan la necesidad hídrica a través del

intercambio gaseoso (CO2 y O2) entre la planta y la atmosfera (Taiz y Zieger,

2006). Cuando la planta transpira a través de los estomas, permiten el

intercambio gaseoso entre la atmosfera y la hoja, permitiéndole el acceso al

CO2 necesario para la elaboración de fotoasimilados a través de la fotosíntesis,

sin embargo las moléculas de H2O son más pequeñas por lo que su ruta de

escape es más rápida que la ruta de entrada del CO2.

Un factor muy importante que influye dentro del proceso del intercambio

gaseoso, es la densidad estomática (SD), que refiere al número de estomas

por área (Ferries, 1994; Ferris Taylor, 1995).

La máxima eficiencia fotosintética requiere una mayor distribución de CO2 y luz

en la hoja pues las estructuras que elevan la eficiencia para la fotosíntesis

están constituidas por células empalizadas y estomas en la zona adaxial (Cosa

& Dottori, 2010). A mayor espesor del mesófilo, hay una mayor concentración

de clorofila, y con ello un incremento en la taza de asimilación de CO2, así como

una mayor eficiencia de agua (Bianco et al. 2004).

3. Materiales y métodos

38

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Localización geográfica de la Comarca Lagunera

La Comarca Lagunera se localiza en la parte centro norte de México. Entre los

meridianos 102°22´ y 104°47´ de longitud oeste y los paralelos 24°22´y 26°23´

longitud norte a 1120 msnm. Geográficamente la región está formada por una

enorme planicie semidesértica de clima caluroso y con un alto grado de aridez;

con grandes llanuras resecas, bolsones y valles muy extensos, cuenta con

pocas prominencias orográficas, pero tiene mucha importancia no obstante son

sierras y cerros de mediana elevación (SEMARNAT, 2005).

El clima es árido con lluvias deficientes en todas las estaciones del año. La

temperatura promedio fluctúa entre los 28 y 40 °c pero puede alcanzar los 48°c

en verano y los -8°c en invierno. La región está ubicada dentro de la región

subtropical de alta presión; esta posición de su latitud y situación altitudinal

intervienen en el comportamiento climático de la zona (SEMARNAT, 2008).


39

3.2. Localización del sitio experimental

El experimento fue establecido en un invernadero tipo malla sombra dentro de

los límites perimetrales del Instituto Tecnológico de Torreón, que se encuentra

en Torreón, Coahuila, México. Las coordenadas son 25°36´ 47.65’’ latitud

norte 103°22’23.66” longitud oeste, a 1200 m de altura sobre el nivel del mar.

El invernadero tipo malla sombra se localiza dentro de las instalaciones del

Instituto Tecnológico de Torreón (ver Figura 3.1); las dimensiones de la casa

sombra en la cual se colocó el sistema hidropónico son de 30.00 m de largo y

9.50 m de ancho, cubierto con malla-sombra raschel al 50 % y tiene una altura

de 4.00 m con forma elíptica.

Figura 3. 1.Localización del sitio experimental.


40

3.3. Material vegetal

Se evaluó el híbrido Cruiser F1, siendo el que más se adapta a las condiciones

de esta región por ser de ciclo precoz.

En el Cuadro 3.1 se muestran las características generales de la semilla del

híbrido de melón que se utilizado en el proyecto de investigación.

Cuadro 3. 1.Características del híbrido cruiser.

Híbrido Registro Germinación Año Expiración

Cruiser F1 batch 95 % 2016 12 meses

Especificaciones de acuerdo a la etiqueta del producto comercial.

Este híbrido es un melón cantaloupe con frutos de forma redonda a

ligeramente ovaladas, sin suturas y con una red uniforme y cerrada, presenta

altos rendimientos, alta calidad de empaque, excelente color exterior dorado,

fruto uniforme de alta calidad interna, embarque a larga distancia y de

comportamiento muy estable. Es de amplia adaptación, los días de cosecha

varían de acuerdo a las temperaturas existentes al momento de la siembra y a

las condiciones climáticas que se presentan en su desarrollo; cuenta solamente

con resistencia intermedia a mildiu polvoriento (Harry Seeds, 2016).


41

3.4. Tratamientos evaluados

Fueron evaluados tres tratamientos que consistieron en una solución química

comercial con el nombre comercial “Hydro environment (T1), y dos soluciones

orgánicas, lixiviado de lombricompost producido en el Instituto Tecnológico de

Torreón (T2), extracto de algas marinas mediante un producto comercial

denominado ACADIAN(T3).

3.4.1. Características de las fuentes de fertilización

Los fertilizantes fueron diluidos en 40 lt de agua, que es la capacidad a la que

se llenaron las canaletas y fueron diluidas en base a la formula expuesta por

Koneman y Elmer (2003).

C1V1=C2V2

( 1)

Donde

C1= Concentración 1

C2= Concentración 2

V1= Volumen 1

V2= Volumen 2


42

Fertilizante químico (Hydro Environment), es una solución que no se precipita

al disolverse en agua por lo que no varía la cantidad durante el ciclo de

producción, en el Cuadro 3.2 se muestra su composición química.

Cuadro 3. 2 Composición química de hydro environment (garantía de composición).

Nitrógeno (N) 10.00 % Hierro (Fe) 0.10 %

Fosforo (P2O5) 8.00% Boro (B) 0.0002 %

Potasio (K2O) 18.00 % Zinc (Zn) 0.010 %

Azufre (S) 2.50 % Cobre ((Cu) 14.16 %

Magnesio(Mg) 1.80 % Manganeso (Mn) 0.002 %

Calcio (Ca) 5.90 %

El fertilizante para preparar Solución Nutritiva para Hortalizas en su

presentación de 1.5 kilogramos diluidos en 1000 litros de agua(al canal del

tratamiento uno se le agrego 60 gm)

En el Cuadro 3.3 se muestra la composición química del lixiviado de

lombricompost. (producido en ITT), así como la concentración en 36 llitros de

agua para completar los 40 lt siendo esta la capacidad de la canaleta, la

solución fue ajustada a una conductividad eléctrica (CE) de 2.0 dS·m-1, a fin de

evitar problemas de Fito-toxicidad (Carballo et al.,2009; Olivia-Llaven et al.,

2010) y el pH fue ajustado a 5.5 con ácido sulfúrico (Capulín et al., 2007).


43

Cuadro 3. 3 Composición química del lombricompost

Concentración

(mg-l-1) canal 40 lt (mg-l-1) canal 40 lt

Nitrógeno (N) 21 2.3 Magnesio(Mg) 11 1.2

Fosforo (P2O5) 13 1.4 Azufre (S) 437 12.14

Potasio (K2O) 255 28.33 Cloro (Cl) 634 70.4

Calcio (Ca) 19 2.1

Concentración en mg-l -1 de los elementos en el lixiviado de lombricompost producido en el Instituto Tecnológico de Torreón.

Extracto de algas (ACADIAN), es un fertilizante orgánico/ líquido que cubre los

requerimientos de cultivos de alto rendimiento, como hortícolas en sistemas de

producción intensiva en campo, en invernaderos y en hidropónia, está

elaborado a base de extracto de algas marinas, su composición se muestra en

el Cuadro 3.4. La cantidad inicial agregada a la canaleta del tratamiento tres fue

de 200 ml ajustándose a las indicaciones de la etiqueta del producto.

Cuadro 3. 4 Composición química del extracto de algas ACADIAN (análisis garantizado).

ACADIAN fertilizante orgánico líquido

Nitrógeno (N) 0.34 % Ácido aspártico 0.116 %

Potasio (K) 6.84 % Ácido glumático 0.274 %

Azufre (S) 1.58 % Glicina 0.061 %

Magnesio(Mg) 0.14 % Isoleucina 0.032 %

Calcio (Ca) 0.12 % Lisina 0.026 %

Boro (B) 64.50 ppm Leucina 0.081 %

Fierro (Fe) 40.17 ppm Metionina 0.016 %

Manganeso (Mn) 6.601 ppm Fenilalinina 0.046 %

Zinc (Zn) 7.48 Prolina 0.056 %

Materia orgánica 14.16 % Tirosina 0.028 %

Alanina 0.079 % Valina 0.063 % Triptofano 0.010 %


44

Concentración en 200 lt de agua de acuerdo a la etiqueta el producto comercial.

3.5. Diseño experimental

Los tres tratamientos fueron evaluados bajo en un diseño de distribución

completamente al azar con cuatro repeticiones, realizando la comparación

mediante la prueba de medias Tukey (p≤0.05), los datos fueron analizados

mediante el programa estadístico con minitab 17.

El diseño experimental fue distribuido dentro de la casa sombra como lo

muestra la Figura 3.2, donde T1 = tratamiento uno solución química, T2=

Tratamiento dos lixiviado de lombricompost y T3= Tratamiento tres Acadian.

Figura 3. 2 Croquis experimental.

3.6. Materiales utilizados en área experimental

En la elaboración del sistema hidropónico se utilizaron 2 tubos de 6” de

diámetro con una longitud de 6.00 m de material PVC sanitario donde se

T3

T2

T1


45

trasplantó el melón para la distribución de los tratamientos en la zona

experimental. También se hizo uso de diversos materiales comúnmente

utilizados en diferentes tipos de sistemas de riego por aspersión, así como el

diseño de láminas clip que funcionaron como soporte de las plantas y evitaron

la deformidad de los canales provocado por el peso del agua. En el cuadro 3.5

se muestra el listado con los diferentes tipos de materiales necesarios para

llevar a cabo el proyecto de investigación.

Cuadro 3. 5 Lista de materiales utilizados.

Material Concepto Cantidad

Bomba de agua sumergible Aireación del agua 3

Tubo sanitario PVC 6 “ Canaletas 2

Tapones de PVC 6” Contención del agua en canaletas 8

Coples de PVC 6” Para la unión de los tubos de PVC 3

Láminas Clip Soporte de las plantas 72

Bloques de concreto #15 Soporte de las canaletas de los

tratamientos.

24

Pegamento (PVC) Para la unión de las canaletas 1(l)

Manguera negra flexible 1” Vía de circulación del oxígeno 3(7.5 m)

Tubín (microtubo) ¼ “

diámetro

Para distribuir el aire en canaletas 12 m

Coples de inserción ¼ Para unir tubínes ¼ con

manguera negra 1”

18

Concepto y cantidad de materiales requeridos para la realización del proyecto.

3.7. Establecimiento del sistema hidropónico

La elaboración de los canales hidropónicos se diseñó para mantener un nivel

mínimo por el cual las soluciones nutritivas serán transportadas y dispuestas

para el sistema radical del cultivo.


46

Se utilizaron coples y tapones del mismo diámetro, de esta forma se les dio

continuidad a los conductos de los tratamientos para seccionar en ocho metros

limitando con tapón de PVC de seis pulgadas con un total de tres canaletas

cortadas a la mitad de forma horizontal.

La continua turbulencia para la oxigenación estuvo a cargo de las bombas

sumergibles para cada tratamiento y repetición, conectadas a una manguera

de 1” pulgada de diámetro donde se insertaron los tubínes distribuidos de

forma conveniente a lo largo de las canaletas, generando una inyección de

oxígeno óptimo para el cultivo.

Para el soporte individual de las plantas en los tratamientos se diseñaron

láminas clip, las cuales constan de un mecanismo de inserción en las canaletas

mediante un ángulo interno menor a 90° que permiten decidir la densidad de

población y ubicación de las plantas dentro del canal y tratamientos, además

que evitan la deformidad de los canales a causa de la carga hídrica.

Se utilizaron bloques tipo U con medidas 15X20X40 cm, dimensiones ideales

para brindar el soporte y ajuste de nivel cero a las canaletas de cada uno de los

tratamientos. La Figura 3.3 muestra el diseño del proyecto y sus componentes.


47

Figura 3. 3 Diseño y componentes del área experimental.

3.8. Germinación y desarrollo de plántulas de melón

Se utilizaron de láminas de peat foam (foam agrícola) de 120 cavidades

previamente humedecidas, colocando una semilla en cada cavidad (Bierbaum,

2006).

Las plántulas permanecieron en las láminas de germinación por 20 días

alcanzando una altura óptima de 10 y 12 cm, y una estructura radicular

adecuada.

Tapas

límite

Compresores

eléctricos

Bombas sumergibles


48

3.8.1. Trasplante en el sistema hidropónico

Una vez que las plantas alcanzaron la estructura adecuada fueron

trasplantados en cada uno de las láminas de soporte de forma individual; en su

tratamiento de evaluación correspondiente.

3.8.2. Aplicación de las fuentes de fertilización en los canales

hidropónicos

Las diferentes fuentes de fertilización correspondientes a los tratamientos

evaluados fueron vertidos en los canales del sistema hidropónico manteniendo

un volumen de experimental. Diluyendo las soluciones químicas y orgánicas

hasta llegar a los rangos óptimos de CE y pH.

3.8.3. Verificación de los valores de CE y pH de las fuentes de fertilización

Se mantuvieron valores de CE no mayores a 2 dSm-1 y un pH no mayor a 6 no

menor de 5.5, dichos valores se verificaron mediante equipos de medición

cuyo número de modelo son: HI98129 para pH y HI130 para CE, ambos

marca Hanna Instruments.

Dentro del invernadero se realizaron aplicaciones de herbicidas del tipo no

selectivo para terminar con dichos agentes que potencializarían el riesgo de

presencia de hospederos que dañen el cultivo.


49

3.9. Muestreos de plantas

Se realizaron tres muestreos cada 20 días por tratamiento a los 20, 40 y 60

días después del trasplante (ddt) separando en órganos vegetativos (tallos,

ramas, hojas), y órganos reproductivos (flores ), obteniendo su área foliar,

posteriormente se colocaron en bolsas de papel llevándolas a una estufa de

desecación a 62°c por 24 horas.

A partir de los pesos de materia seca obtenidos, se calculó la acumulación y

distribución de biomasa así como los índices de crecimiento basados en las

fórmulas de Escalante y Kohashi (1993).

3.10. Variables a evaluar

1. Densidad estomática

2. Índice de desbalance nutrimental (IDN).

3. Acumulación de biomasa

4. Comportamiento relativo del aparato fotosintético.

3.10.1. Densidad estomática.

Se aislaron estomas in situ por tratamiento y repetición mediante la técnica del

barniz colocándolos en porta objetos previamente identificados, Para

posteriormente ser observados en un microscopio óptico a una resolución de


50

40x; equipado con cámara fotográfica con la que se captaron las imagines de

estos procedimiento de acuerdo a la metodología descrita por Capellades et al.

(1990). Estas imágenes fueron analizadas mediante el software image plus

5.1.

La densidad estomática se calculó determinando el número de estomas en la

misma superficie sobre la banda estomática según el método propuesto por

Dunlap y Stettler (2001); Pyakurel y Wang, (2014).

𝑆𝐷 =𝑁𝑜. 𝑑𝑒 𝑒𝑠𝑡𝑜𝑚𝑎𝑠

𝐴𝐹 ( 2)

Dónde:

SD= Densidad estomática

No. de estomas = número de estomas visibles en un aumento de 40X

AF= área foliar visible con un aumento de 40X = 0.02479mm2

40X = 0.02479mm2

3.10.1.1. Aislamiento estomático

Se aislaron estomas in situ por tratamiento y repetición mediante la técnica del

barniz colocándolos en porta objetos previamente identificados.


51

3.10.2. DRIS (Sistema Integrado de Diagnóstico de Recomendación)

Las normas DRIS fueron obtenidas a partir de la valoración de un conjunto

datos en tres ciclos vegetativos en el cultivo de melón en la región lagunera de

acuerdo con Letzsch y Sumner (1984), mencionan que las mejores normas

DRIS son obtenidas considerando un límite alto de rendimiento.

Mediante un análisis de laboratorio fueron obtenidos los valores de

nutrimentales correspondientes. Los análisis del laboratorio de cada muestra

se utilizaron para hacer el diagnostico nutrimental del cultivo de cada una de las

muestras por tratamiento al momento de la floración cuando las plantas tenían

60 dds.

El nitrógeno (N) fue analizado mediante el método kjeldhal, el fosforo (P), por

calcinación y determinación por colorimetría del fosfo-vanadomolibdato. Calcio

(Ca), potasio (K), y magnesio (Mg), por calcinación y determinación por

espectrofotometría de absorción y emisión atómica.

Para terminar los índices DRIS en cada muestra obtenida, se siguió el

siguiente procedimiento, basado en la metodología de Walworth y Sumner,

(1987) utilizando las siguientes ecuaciones:


52

a) Cuando la muestra foliar es mayor que la norma DRIS.

𝑓 (𝐴

𝐵) = 100 (

𝐴𝐵𝑎𝑏

− 1) 𝑘/𝐶𝑉 ( 3)

b) Cuando la muestra foliar es menor que la norma DRIS.

𝑓 (𝐴

𝐵) = 100 (1 −

𝑎𝑏𝐴𝐵

) 𝑘/𝐶𝑉 ( 4)

Dónde:

A/B= Relaciones entre los elementos de la muestra foliar.

a/b = Relaciones entre los elementos en la norma DRIS.

k= factor arbitrario.

CV= Coeficiente de variación.

3.10.2.1. Índices DRIS

Un índice DRIS es la media de las funciones de todas las relaciones que

contienen el nutrimento, el cual está balanceado cuando su valor es cero

(Walworth y Sumner, 1987). En el cálculo de las funciones, si el nutrimento que


53

se calcula está en el numerador, se le da el signo positivo, pero si está en el

denominador, se le da el signo negativo.

Índice (A) = f(A1)+f(A2)+…f(An)/ nf ( 5)

Dónde:

A = elemento a evaluar.

nf= número de funciones que involucran el elemento.

3.10.2.2. Determinación del índice del desbalance nutrimental (IDN)

Una vez determinados los índices DRIS para cada nutrimento se calculó el

índice de desbalance nutrimental, sumando todos los índices e

independientemente del signo. El valor más grande indica mayor desbalance

nutrimental (Davee et al., 1986).

3.10.2.3. Orden de requerimiento nutricional

La suma de los índices positivos y negativos deben ser cero para que exista un

balance entre los elementos de la muestra analizada. Índices negativos

significan deficiencia, y positivos significan suficiencia. El más negativo es el

más deficiente y los que le siguen, indican el orden de requerimiento de los

nutrimentos (Walworth y Sumner, 1987).


54

3.11. Acumulación de Biomasa

A partir de los pesos secos obtenidos de los órganos vegetativos y

reproductivos, se obtuvo su biomasa seca total así como la distribución de esta

en la planta.

3.11.1. Comportamiento relativo del aparato fotosintético

Con la finalidad de conocer el análisis de crecimiento en cada uno de los tres

se evaluaron los siguientes índices: la relación del área foliar (RAF) y el área

foliar especifica (AFE). En comunidades, particularmente en agricultura, y en

algunos estudios en producción vegetal natural se utilizan el índice de área

foliar (IAF), (Hunt, 1978) y Relación de peso foliar (RPF) (Paez et al., 2000).

a) Relación de área foliar (RAF)

Estima la magnitud del aparato fotosintético de la planta.

𝑅𝐴𝐹 =𝐴𝐹

𝑃𝑆 cm2 g-1de PS

( 6)

Dónde:

PS = Peso seco total

AF = Área foliar de la planta


55

b) Área foliar específica (AFE)

Este parámetro representa la superficie foliar por gramo de hoja (indicador del

grosor de la hoja).

AFE =𝐴𝐹

𝑃𝑆𝐴𝐹 cm2 g-1

( 7)

Dónde:

AF= Área foliar

PSAF = Peso seco del área foliar.

c) Relación de peso foliar (RPF)

Determina la distribución de asimilados hacia las hojas, y es un indicador de la

frondosidad de la planta.

𝑆𝐷 =𝑃𝑆𝐴𝐹

Sde la planta, g−1

( 8)

Dónde:

PSAF = Peso seco del área foliar.

S= Superficie


56

d) Índice de área foliar (IAF)

El área foliar por unidad de superficie de suelo.

𝐼𝐴𝐹 =𝐴𝐹𝑇

𝑆 m-2

( 9)

Dónde:

AFT = Área foliar total

S= Superficie

4. Resultados y discusión

57

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 Comportamiento Relativo del Aparato Fotosintético

Las variables de estudio son presentadas en forma separada para mejor

interpretación del comportamiento del aparato fotosintético en el cultivo de

melón bajo condiciones de hidropónia.

En cuanto a los componentes relativos al aparato fotosintético, la relación del

área foliar (RAF) disminuyó a través del tiempo, como se observa en el Cuadro

4.1; debido al mayor aumento progresivo del peso de la planta con relación al

incremento del área foliar.

Con respecto a la relación a los valores que se muestran en el Cuadro 4.1 de

la relación del peso foliar (RPF), no se muestran diferencias significativas entre

los tratamientos aunque los valores más altos los arrojó el tratamiento uno (T1

solución Química con valor de 0.61 ) en diferencia con respecto al valor mas

bajo que lo obtuvo el tratamiento tres (T3 ACADIAN con valor de 0.42).


58

Cuadro 4. 1 Índices del comportamiento relativo del aparato fotosintético.

Índices Muestreo

(ddt) T1

(Sol. Química) T2

Lix. Lomb. T3 (Acadian)

20 140.01 a 137.71 b 130.60 C

RAF 40 108.28 a 94.93 b 106.60 A

cm2 gr-1 60 106.11 a 85.55 c 89.87 B

20 264.37 a 198.68 a 201.45 B

AFE 40 211.22 a 197.66 b 194.07 B

cm2 gr-1 60 193.22 b 191.77 c 188.09 C

20 0.69 a 0.68 ab 0.67 B

RPF 40 0.53 ab 0.54 a 0.49 B

gr gr-1 60 0.61 a 0.45 b 0.42 B

20 0.17 b 0.10 b 0.10 B

IAF 40 0.22 a 0.15 b 0.10 B

m2 m2 60 0.22 a 0.18 a 0.16 a

Cultivo de melón bajo condiciones de hidropónia. Medias dentro de cada

columna seguida con la misma no son significativamente (Tukey: p≤ 0.05); ddt=

días después del trasplante.

Se observó que mientras la planta envejecía los valores del parámetro

correspondiente al área foliar específica (AFE) fueron disminuyendo,

presentando un mayor grosor a los 20 ddt para los tres tratamientos. arrojando

una diferencia estadística significativa entre los tratamientos evaluados

observándose mayores valores en las plantas que crecieron bajo la solución

química (140.01), así como con el uso de lixiviados (137.71) para el caso de los

tratamientos organopónicos permitiendo un aumento en su área foliar por

gramo de peso seco, presentando hojas más grandes pero más delgadas

coincidiendo con lo reportado por (Páez., 2000), estos valores implican que la

hoja invierte menos biomasa por unidad de área, lo cual se correlaciona con


59

una variedad de parámetros fisiológicos (Porter, 2002), esto indica que poseen

altas concentraciones de componentes citoplasmáticos como proteínas,

minerales, ácidos orgánicos así como altas concentraciones de nitrógeno y por

lo tanto altas tasas de actividad fotosintética al presentar una mayor densidad

estomática provocada por la mayor área foliar, generando una mayor

acumulación de biomasa total (Cuadro 4.1 ), situación contraria en el

tratamiento donde se utilizó ACADIAN, al poseer valores más bajos de AFE a

los 20, 40 y 60 ddt (201.45, 194.07 y 188.09 correspondientemente), podría

asumirse de acuerdo con Porter (2002), que poseen mayor contenido de

componentes de pared celular, especialmente lignina generando hojas más

duras y gruesas considerando que el grosor de la hoja determina la

disponibilidad de espacio para acomodar cloroplastos por lo que en hojas

gruesas bajo la solución de ACADIAN presentan espacios vacantes a lo largo

de las células del mesofilo que son ocupadas por cloroplastos (Oguchi et, al

2003).

El proceso de disminución de estos índices desde las primeras etapas de

crecimiento a las etapas finales en todos los tratamientos, se considera normal

ya que en las fases iniciales las plantas invierten la mayor parte de los

fotoasimilados en sus estructuras vegetativas y en el desarrollo de su aparato

fotosintético; pero cuando se inicia la fase reproductiva los fotoasimilados se

utilizan en el crecimiento y desarrollo de los órganos reproductivos (Orozco

2011).


60

4.2. Producción de Biomasa Total

En el Cuadro 4.2 se observa que la mayor actividad metabólica y acumulación

de biomasa registrada en los muestreos se presentó a los 60 ddt, existiendo

diferencias estadísticas significativas siendo el tratamiento uno (T1 Sol.

Química) quien presento el valor más alto 30.32 g.m-2 con diferencias de 4.1

g.m-2 con respecto al tratamiento tres (T3 ACADIAN) y 2.1 g.m-2 con respecto

al tratamiento dos (T2 Lix. Lombricompost).

Cuadro 4. 2 Promedio del peso seco total

PESO SECO TOTAL

Tratamiento Muestreo ddt Media gm-2

20 17.78 a

T1 sol. Química 40 28.1 a

60 30.32 a

T2 Lix. 20 10.20 b

Lombricompost 40 19.30 b

60 28.10 a

20 9.91 b

T3 Acadian 40 15.20 c

60 25.81 ab

Promedio del peso seco total por metro cuadrado del cultivo de melón bajo

condiciones de hidropónia. Medias entre líneas con la misma letra son

estadísticamente iguales (Tukey: p≤ 0.05); ddt= días después del trasplante.

En general cuando ocurrió la máxima acumulación y estabilización de la

biomasa de los órganos vegetativos (40 – 60 ddt), cuando la planta se


61

encontraba en transición de floración , lo que indicaría el claro antagonismo

entre el crecimiento de las estructuras reproductivas y las estructuras

vegetativas como en la mayoría de los cultivos, coincidiendo con (Taiz y

Sieger, 2010). En la Figura 4.1 se puede apreciar el comportamiento de

producción de biomasa donde M1 = primer muestreo a los 20 ddt, M2=

segundo muestreo a los 40 ddt y M3 = tercer muestreo a los 60 ddt donde en

los tres muestreos el tratamiento uno (T1= solución química) muestra los

valores más elevados (30.32 gr.m2) seguido del tratamiento dos (T2= lixiviado

de lombricompost) con valores máximo de 28.1 gr.m2.

Figura 4. 1 Peso seco. Peso m2 de cada uno de los muestreos.

17.78

10.20 9.91

28.1

19.3 15.2

30.32 28.10

25.81

0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3

No. de Tratamiento

PESO SECO

M1

M2

M3


62

4.3. Densidad estomática

Los resultados de la densidad estomática (DE) en la superficie abaxial (envés)

son mayores en comparación con la superficie adaxial (haz), como se muestra

en el Cuadro 4.3, se puede diferenciar a los 20 ddt una mayor densidad

estomática en el tratamiento uno (T1 Sol. química), DE del Envés 443.73mm-2,

DE Haz 403.39 mm-2 en comparación con los tratamientos orgánicos,

presentando el menor valor en densidad estomática al utilizar la solución de

nutrición orgánica del tratamiento tres (T3 ACADIAN) DE en Envés 201.69mm-

2 ,DE en Haz 161.36 mm-2. Lo que sugiere una mayor actividad de

transpiración y por consecuencia una mayor tasa de absorción nutrimental

aumentan la actividad metabólica dentro de las plantas desde el inicio de su

crecimiento, pudiéndose asumir un mayor intercambio gaseoso y una mayor

fotosíntesis permitiendo así una mayor producción de biomasa. De acuerdo con

Erazuu et al., 2016 y González et al., 2010; 2014., a mayor tejido mayor

densidad estomática.


63

Cuadro 4. 3 Densidad estomática del aparato fotosintético del cultivo de melón.

Tratamiento

Muestreo Ddt

Densidad Estomática

Envés

Densidad Estomática

Haz

Diferencia Porcentual

Tratamiento 1 Solución química

20 443.73 a 403.39 a 9.10

40 307.58 a 267.24 b 13.11

60 327.75 a 287.41 b 12.31

Tratamiento 2 Lixiviado Lombricompost

20 242.03 b 201.69 b 16.67

40 282.37 b 242.03 a 14.29

60 257.16 b 216.82 ab 15.69

Tratamiento 3 Solución orgánica ACADIAN

20 201.69 c 161.36 ab 20.00

40 231.95 c 191.61 a 17.39

60 231.95 c 191.61 a 17.39

Medias entre líneas que se encuentran con la misma letra son

estadísticamente iguales (Tukey: p≤ 0.05); ddt= días después del trasplante.

Los valores de la densidad estomática DE expuestos en el cuadro 4.3,

obtenidos en el último muestreo donde el tratamiento uno (T1 Químico) se

presenta densidades estomáticas mayores de DE Envés 307.58 mm-2 y DE Haz

287.41 mm-2, es decir una reducción 30.68 % en comparación con el valor

inicial registrado en el primer muestreo con (DE Envés 443.73mm-2 y DE Haz

403.39 mm-2) los tratamientos constituidos por lixiviados de origen

organopónico. Esta disminución estomática refiere a la etapa fisiológica de la

planta (etapa de floración y frutos) la cual destina su energía para producción

de biomasa necesaria en el metabolismo para la formación de flores y fruto

deteniendo en el órgano fotosintético la formación de nuevas células guarda

reduciendo así el proceso de la formación de estomas afectando directamente


64

su densidad en la hoja. Concordando con lo expuesto por Carranza et al.,

2009 durante el estado de desarrollo cesan su expansión algunas hojas

entran en senescencia, obteniendo plantas que acumulan mayor materia seca y

disminuyen su área fotosintética.

En las Figura 4.2 se pueden observar los estomas en la superficie adaxial (haz)

de los tres tratamientos; la cual muestra al tratamiento uno (a = T1 solucion

química con ocho estomas visibles) en comparación con el tratamiento tres (c=

T3 solución orgánica ACADIAN con cuatro estomas visibles).

Figura 4.2 Densidad estomática en haz. Distribucion de estomas en la superficie adaxial (a =T1 solución química, b =T2 Lix. lombricompost y c =T3 ACADIAN )

En las Figura 4.3 se pueden observar los estomas en la superficie abaxial

(envés) de los tres tratamientos; la cual muestra al tratamiento uno (a = T1

solucion química con nueve estomas visibles) en comparación con los

a b c


65

tratamientos dos y tres (b= T2 solución orgánica lixiviado de lombricompost y

c= T3 solución orgánica ACADIAN con siete estomas visibles cada uno).

Figura 4.3 Densidad estomática en envés. Distribución de estomas en la superficie abaxial (a =T1 solución química, b =T2 Lix. lombricompost y c =T3 ACADIAN )

Coincidiendo con lo indicado por Porter (2002), el tratamiento uno al poseer

altas concentraciones de componentes citoplasmáticos y de nutrimentos, la

densidad estomática mayor, eleva la tasa de actividad fotosintética provocando

mayor producción de biomasa.

4.4. Índice de desbalance nutrimental

El Cuadro 4.4 muestran los valores de los rangos de suficiencia de los

elementos nutrimentales para el cultivo de melón (Hochmuth, 1992). En el

Cuadro 4.4 también se muestra los valores de la concentración foliar media

de cada uno de los tres tratamientos obtenidos de las pruebas en laboratorio,

para los elementos nitrógeno (N), fosforo (P), potasio (k), calcio (Ca) y

b a c


66

magnesio (Mg). Con estos valores se calcula la norma media mediante las

relaciones existentes entre los elementos con la cual se calculó la norma

media.

Cuadro 4. 4 Concentración porcentual foliar media.

Tratamientos N P K Ca Mg

1 4.62 0.48 3.445 1.995 0.54

2 4.145 0.41 3.03 1.95 0.495

3 3.48 2.35 1.83 1.125 0.41

*Intervalos de suficiencia 3.5 a 4.5 0.24 a 0.4 1.8 a 5.0 2.3 a 3.0 0.3 a 3.5

* Valores críticos para análisis químico de hojas de melón cantaloupe durante

sus etapas de crecimiento (Hochmuth, 1992).

En el Cuadro 4.5 se muestra los valores de la muestra foliar de la norma

media de cada uno de los tratamientos, obtenidos con los valores de la

concentración foliar (ver Cuadro 4.4), las normas DRIS, el coeficiente de

variación, los cinco nutrimentos y sus combinaciones entre ellos(relación). A

partir de los cuales se calcularon los índices DRIS, orden de requerimiento

nutrimental (ORN) y el índice de desbalance nutrimental (IDN).


67

Cuadro 4. 5 Normas obtenidas para el cálculo de los índices DRIS.

Tratamiento Relación Muestra foliar Norma media

X media Norma DRIS

C.V.%

Tratamiento 1

Solución Química

N/P 10.87 4.0374 13.02

N/K 1.43 0.5941 11.33

Mg/N 0.11 0.2549 14.32

Ca/N 0.40 0.5193 21.56

PM/g 0.85 0.9648 15.37

K/P 7.60 6.9685 16.69

Ca/P 4.38 2.1331 26.52

Ca/K 0.58 0.2911 25.29

Mg/K 0.15 0.1465 18.49

Mg/Ca 0.27 0.5095 23.13

Tratamiento 2 Lix. Lombricompost

N/P 10.68 4.0374 13.02

N/K 1.51 0.5941 11.33

Mg/N 0.11 0.2549 14.32

Ca/N 0.45 0.5193 21.56

PM/g 0.82 0.9648 15.37

K/P 7.08 6.9685 16.69

Ca/P 4.80 2.1331 26.52

Ca/K 0.68 0.2911 25.29

Mg/K 0.17 0.1465 18.49

Mg/Ca 0.26 0.5095 23.13

Tratamiento 3 ACADIAN

N/P 1.67 4.0374 13.02

N/K 2.03 0.5941 11.33

Mg/N 0.11 0.2549 14.32

Ca/N 0.32 0.5193 21.56

P/Mg 5.68 0.9648 15.37

K/P 0.82 6.9685 16.69

Ca/P 0.54 2.1331 26.52

Ca/K 0.66 0.2911 25.29

Mg/K 0.21 0.1465 18.49

Mg/Ca 0.33 0.5095 23.13

Valores de las de la columna de la muestra foliar representan las diferentes

combinaciones entre los elementos para cada tratamiento.

En el Cuadro 4.6 los índices DRIS indican diferencias estadísticas significativa

entre tratamientos observándose que con el T1 solución química de 202.4) se


68

presentan el menor desbalance nutrimental en la planta siendo el fosforo el

elemento más deficiente lo que coincide con los organopónicos al presentar en

el lixiviado de vermicompost también fosforo como nutriente de mayor

requerimiento; esto podemos suponerlo debido a la mayor densidad estomática

presente en las hojas con ambos tratamientos con respecto al T3, para lo cual

se indica que de acuerdo a la tasa de transpiración será directamente

proporcional a la tasa de absorción de agua y nutrientes y por consiguiente una

mayor eficiencia del cultivo para producir biomasa lo cual es mencionado por

Sumner (1986), que indica que la producción de biomasa coincide con el IDN

menor.

Cuadro 4.6 Índices DRIS, ORN e IDN.

Nutrimentos Índices DRIS

Tratamiento

N

P

K

Ca

Mg

IDN

ORN

T3 ACADIAN 42.19 266.3 -185.82 -24.82 -97.93 617.1 a K>Mg>Ca>N>P

T2 Lix. Lomb 79.04 -44.12 -41.83 33.310 -26.40 224.7 b P>K>Mg>Ca>N

T1 Sol. Quim.

77.72 -37.85 -35.52 23.48 -27.82 202.4 b P>K>Mg>Ca>N

Índices DRIS, Orden de Requerimiento Nutrimental (ORN) e Índice de Desbalance Nutrimental (IDN).

Por lo que IDN mayor es inversamente proporcional a los resultados

obtenidos en densidad estomática, reduciendo el intercambio gaseoso y

producción de biomasa.

De la misma manera la deficiencia y mayor requerimiento de potasio en el T3

indica que los niveles bajos de este elemento podrían tener un efecto negativo


69

en la transpiración de la planta a partir de la apertura estomática ya que la

concentración de K+ produce el potencial osmótico en las células guarda

provocando mayor turgencia y apertura estomática (Hetherington & Woodward,

2003). Y por consiguiente generar una disminución de la tasa de absorción de

agua y nutrientes.

5. Conclusión

70

5. CONCLUSIÓN

Para el caso del comportamiento relativo del aparato fotosintético, el tratamiento

químico y el tratamiento organopónico lixiviado de lombricompost, presentaron

los mayores valores de RAF (relación de área foliar), arrojando hojas más

delgadas y área foliar mayor traduciéndose en una mayor densidad estomática

con respecto al tratamiento tres (T3 ACADIAN).

Dentro de los tratamientos organopónicos el tratamiento dos (lixiviado de

lombricompost) generó en el cultivo un menor IDN índice de desbalance

nutrimental, esto al presentar una mayor disponibilidad de nutrimientos en

solución, así como una mayor taza de absorción producida por la alta

transpiración que genero la mayor densidad estomática en ese tratamiento.

1

6. Literatura citada

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6. LITERATURA CITADA

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