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UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA
“Diseño de un programa de monitoreo para la detección y
control de residuos de plaguicidas organofosforados en
limón persa de exportación en una empacadora del
municipio de Martínez de la Torre, Veracruz-México”
T E S I S
Que para obtener el título de:
MAESTRO EN CIENCIAS AMBIENTALES
P r e s e n t a:
Alejandro Guzmán Robles
Director Dr. César Espinoza Ramírez
Co-director Dr. Ángel Rafael Trigos Landa
Xalapa Enríquez, Veracruz 02 de febrero de 2013
AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecer al CONACYT a través del Proyecto FOMIX No. 115695 por
la beca otorgada para la realización de esta tesis.
Al Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa, S.C. representado por el Dr.
Ángel Rafael Trigos Landa por el apoyo material y económico para el
desarrollo de este trabajo.
Al Dr. César Espinoza Ramírez y a la M. en C. Karina Ramírez Domínguez por
su asesoría y su paciencia.
A los maestros de esta Maestría, de los cuales aprendí tanto.
A Doña Olga por su amistad y ayuda en esos momentos difíciles.
A Liliana por la hermandad que surgió de esta experiencia.
A Crys, Dianita, Angélica, Adriana, Sergio, Moisés, Gabriel y Carlos por su
compañía y apoyo en el Laboratorio.
A Juan Elier, Julio César y América por el gran compañerismo en los dos
años que duró este viaje.
A mi familia y amigos del DF que aunque estaban lejos siempre estuvieron
conmigo.
I
CONTENIDO Pág.
ÍNDICE GENERAL II
ÍNDICE DE FIGURAS V
ÍNDICE DE TABLAS VII
ÍNDICE DE UNIDADES, SÍMBOLOS Y ABREVIATURAS VIII
II
ÍNDICE GENERAL Páginas
CAPÍTULO 1. INTRODUCCIÓN 1
CAPÍTULO 2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1 Los plaguicidas organofosforados, características, uso y comportamiento ambiental 2.1.1 Plaguicidas organofosforados y su uso. 2
2.1.2 Mecanismo de acción de los plaguicidas organofosforados 3
2.1.3 Propiedades fisicoquímicas de los plaguicidas organofosforados
2.1.3.1. Volatilización 7
2.1.3.2. Presión de vapor 7
2.1.3.3. Constante de la Ley de Henry (H) 8
2.1.3.4. Persistencia 9
2.3.1.4.1. Vida media 10
2.1.3.5. Solubilidad en agua 11
2.1.3.6. Coeficiente de Partición Octanol/agua (Kow) 11
2.1.3.7. Toxicidad 12
2.1.3.8. Potencial de contaminación de agua subterránea 14
2.1.4 Características químicas de los compuestos organofosforados 15
2.1.5 Comportamiento ambiental de los plaguicidas organofosforados 23
2.1.5.1 Efectos a corto plazo en el ambiente cercano 25
2.1.5.2. Efectos adversos sobre el ambiente abiótico 25
2.1.5.3 Efectos adversos sobre el ambiente biótico 26
2.5.1.4 Mecanismos que rigen la evolución de los plaguicidas
en las matrices ambientales 28
2.1.6 Afectación a la salud por presencia de residuos de plaguicidas
en agua y alimentos 29
2.2 Legislación aplicable a la detección y control de plaguicidas
en el medio ambiente.
2.2.1 Límites máximos residuales (LMR) 32
2.2.2 Normatividad nacional 33
2.3 Cromatografía de gases como herramienta de análisis para la detección
de plaguicidas organofosforados.
2.3.1Cromatografía de gases 35
2.3.1.1. Generalidades 35
2.3.1.2 Componentes Sistema de cromatografía de gases 36
2.3.1.3 Detector de flama fotométrica pulsada (PFPD) 39
III
CAPÍTULO 3. ANTECEDENTES 42
CAPÍTULO 4. JUSTIFICACIÓN 44
CAPÍTULO 5. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 45
CAPÍTULO 6. OBJETIVOS 46
CAPÍTULO 7. MATERIALES Y MÉTODOS
7.1 Toma de muestras 47
7.2 Disolventes, reactivos y curva de calibración. 51
7.3 Métodos empleados para la detección de residuos de plaguicidas organofosforados.
7.3.1 Método EPA 8141B Determinación de compuestos organofosforados
por cromatografía de gases en agua subterránea, agua residual
y residuos sólidos 53
7.3.2 Metodología 302 del Pesticide Analytical Manual 57
7.4 Condiciones del PFPD para el análisis de organofosforados 60
7.5 Cálculos 61
CAPÍTULO 8 RESULTADOS
8.1 Implementación del programa de monitoreo de residuos
de plaguicidas en limón. 62
8.2 Implementación de procedimientos técnicos y de equipo
para el análisis de residuos de plaguicidas. 63
8.3 Análisis de soluciones de Materiales de Referencia Certificados
de plaguicidas organofosforados y elaboración de curvas de calibración. 64
8.4 Desarrollo de los métodos del Método 302 PAM-FDA y 8141-B EPA
para la detección de residuos plaguicidas en limón y agua. 68
8.5 Discusión de resultados 74
CAPÍTULO 9. CONCLUSIONES 78
CAPÍTULO 10. BIBLIOGRAFIA 80
ANEXOS.
ANEXO 1. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LOS
PLAGUICIDAS ORGANOFOSFORADOS DE TRABAJO 84
IV
ANEXO 2. CROMATOGRAMAS
A.2.1 MATERIA PRIMA 72
A.2.2 PRODUCTO TERMINADO 80
A.2.3 AGUA DE LAVADO 83
ANEXO 3. CURVAS DE CALIBRACIÓN 99
V
ÍNDICE DE FIGURAS Pág.
Figura 1. Esquema del Proceso Fisiológico Neuromuscular durante la Estimulación 4
Figura 2. Estructura Química General de los Plaguicidas Organofosforados 15
Figura 3. Tipos de procesos fisicoquímicos en el ambiente. 29
Figura 4. Diagrama que ilustra la separación de analitos por cromatografía de gases 36
Figura 5. Diagrama general del cromatógrafo de gases. 36
Figura 6. Columna cromatográfica empacada 37
Figura7. Columna cromatográfica capilar 38
Figura 8. Detector Fotométrico de Flama Pulsada (PFPD) 38
Figura 9. Ilustración del software para el análisis de cromatogramas 39
Figura 10. Etapas de la pulsación de flama 41
Figura 11. Distribución geográfica de las regiones productoras de limón persa
que llegan a la empacadora. 48
Figura 12. Diagrama de flujo del proceso general de una empacadora de
productos agrícolas. 50
Figura 13. Cromatogramas de los 16 plaguicidas organofosforados a
diferentes niveles de concentración. 65
Figura 14. Ampliación del cromatograma de plaguicidas organofosforados a diferentes niveles de concentración. 66 Figura 15. Cromatograma y curva de calibración para el Clorpirifos Etil. 66
Figura 16. Cromatograma y curva de calibración para el Paratión Metílico 67
Figura 17. Presentación de los resultados por parte del software de VARIAN 69
Figura 18. Gráfica de barras con resultados de concentración de clorpirifos etil
entre las 12 regiones productoras 72
Figura 19. Gráfica de barras con resultados de concentración de paratión metílico
entre las 12 regiones productoras 72
Figura 20. Gráfica de barras para la comparación de concentraciones de
clorpirifos etil entre materia prima y producto terminado. 73
Figura 21. Gráfica de barras para la comparación de concentraciones de paratión
metílico entre materia prima y producto terminado. 74
Figura 22. Cromatograma de la muestra AQ-296 87
Figura 23. Cromatograma de la muestra AQ-297 88
Figura 24. Cromatograma de la muestra AQ-298 88
Figura 25. Cromatograma de la muestra AQ-299 89
Figura 26. Cromatograma de la muestra AQ-300 90
Figura 27. Cromatograma de la muestra AQ-301 90
Figura 28. Cromatograma de la muestra AQ-302 91
Figura 29. Cromatograma de la muestra AQ-303 91
Figura 30. Cromatograma de la muestra AQ-304 92
Figura 31. Cromatograma de la muestra AQ-305 93
Figura 32. Cromatograma de la muestra AQ-306 93
Figura 33. Cromatograma de la muestra AQ-307 94
Figura 34. Cromatograma de la muestra AQ-308 95
Figura 35. Cromatograma de la muestra AQ-310 95
Figura 36. Cromatograma de la muestra AQ-311 96
Figura 37. Cromatograma de la muestra AQ-315 96
Figura 38. Cromatograma de la muestra AQ-319 97
Figura 39. Cromatograma de la muestra AQ-320 98
VI
Figura 40. Curva de calibración para el diclorvos 99
Figura 41. Curva de calibración para el triclorfón 99
Figura 42. Curva de calibración para el etoprofos 100
Figura 43. Curva de calibración para el dibrom (Naled) 100
Figura 44. Curva de calibración para el dimetoato 101
Figura 45. Curva de calibración para el diazinon 101
Figura 46. Curva de calibración para el disulfoton 102
Figura 47. Curva de calibración para el paratión metílico 102
Figura 48. Curva de calibración para el fenclorfos 103
Figura 49. Curva de calibración para el malatión 103
Figura 50. Curva de calibración para el clorpirifos etil 104
Figura 51. Curva de calibración para el metidatión 104
Figura 52. Curva de calibración para el fenamifos 105
Figura 53. Curva de calibración para el protiofos 105
Figura 54. Curva de calibración para el etión 106
Figura 55. Curva de calibración para el gutión (azinfos metil) 106
VII
ÍNDICE DE TABLAS Pág.
Tabla 1. Presión de Vapor de un plaguicida. 7
Tabla 2. Constante de la Ley de Henry para plaguicidas 8
Tabla 3. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su persistencia 9
Tabla 4. Solubilidad de un plaguicida en agua. 11
Tabla 5. Rangos de Kow de un plaguicida. 12
Tabla 6. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su toxicidad aguda. 13
Tabla 7. Valores de la DL50 aguda-oral corresponden a la cantidad probable
de plaguicida técnico que puede ser letal para un humano adulto de talla mediana. 13
Tabla 8. Valores que indican el potencial de los plaguicidas para contaminar
agua subterránea. 14
Tabla 9. Algunas intoxicaciones masivas causadas por la contaminación de
alimentos con plaguicidas. 31
Tabla 10. Límites Máximos Residual en Limón para diferentes países 32
Tabla 11. LMP de plaguicidas en agua potable. 34
Tabla 12. Regiones productoras de limón con la clave que le asigna la empacadora. 47
Tabla 13. Características de disolventes y reactivos utilizados en el análisis de plaguicidas. 51
Tabla 14. Pureza de los estándares de plaguicidas organofosforados. 51
Tabla 15. Concentraciones de la curva de calibración de plaguicidas organofosforados. 52
Tabla 16. Cronograma de muestreos de limón y agua en la empacadora 62
Tabla 17. Resultados de la construcción de curvas de calibración 68
Tabla 18. Resultados del cálculo de concentración final, por cada región y su respectiva
desviación estándar. 70
Tabla 19. Comparación de resultados para el cálculo de porcentaje de reducción por
lavado 72
Tabla 20. Propiedades fisicoquímicas del clorpirifos etil y paratión metílico para el
análisis de su comportamiento ambiental 76
VIII
ÍNDICE DE UNIDADES, SÍMBOLOS Y ABREVIATURAS
L litros
mL mililitros
mg/mL miligramos por mililitro
g gramos
mg miligramos
µg microgramos
ppm partes por millón
h horas
% por ciento
NSD no se detectó
CG cromatografía de gases
PFPD Detector Fotométrico de Flama Pulsada
CICOPLAFEST Comisión Intersecretarial para el Control del Proceso y
Uso de Plaguicidas, Fertilizantes y Sustancias Tóxicas.
SSA Secretaría de Salud
SAGARPA Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural,
Pesca y Alimentación
SEMARNAT Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales
STPS Secretaría del Trabajo y Previsión Social
1
CAPÍTULO 1
INTRODUCCIÓN
La agricultura se beneficia de la aplicación masiva de plaguicidas debido a que
disminuye la pérdida de cultivos y aumenta la producción. No obstante, éstos son
empleados indiscriminadamente y dependiendo de su toxicidad y persistencia
representan un riesgo al ambiente y a la salud humana. Por tal motivo, la Unión
Europea (UE) y los gobiernos de Japón, Estados Unidos, entre otros, establecen
límites máximos residuales (LMRs) para regular cada las concentraciones del
plaguicida en un alimento en particular. (Ramírez, L., 2009)
En las empacadoras de limón persa, existen ciertos controles de calidad entre los
cuales entra el lavado de los frutos para eliminar tierra o polvos. Si los limones que
ingresan a dicha empacadora están contaminados con plaguicidas de contacto,
algunos de los que sean solubles en agua, o que estén adheridos a partículas de
polvo en la superficie del fruto, se mezclarán en las aguas de desecho,
contaminando esta descarga. Ahora bien, debido a que los plaguicidas sistémicos
no se eliminan con el lavado, los limones empacados pueden contener estas
sustancias, sin que exista un control para la eliminación de esta contaminación.
Debido a lo anterior, este trabajo consistirá en determinar la presencia y
concentración de los plaguicidas organofosforados en limón persa de exportación,
de consumo local y el agua de desecho de lavado, por lo cual se efectuarán
diversos análisis de plaguicidas organofosforados en diferentes muestras de
limón por cromatografía de gases.
Además, permitirá establecer un programa de monitoreo de plaguicidas en una
empacadora de este producto en el municipio de Martínez de la Torre en el Estado
de Veracruz, para conocer la persistencia o degradación de estos plaguicidas a lo
largo de todo el proceso de empacado, sobre todo en las aguas de desecho de
lavado, la cuales se descargan directamente al Rio Bobos.
2
CAPÍTULO 2
REVISION BIBLIOGRÁFICA
2.1 Los plaguicidas organofosforados. Características, uso y comportamiento ambiental.
2.1.1 Plaguicidas organofosforados y su uso
Desde épocas remotas, el hombre ha combatido a las plagas, y por lo tanto ha
usado plaguicidas. La historia de los plaguicidas se divide en tres etapas. La
primera abarca desde los inicios de la agricultura hasta mediados del siglo XIX y
se le suele llamar la “era de los productos naturales”. Con la Revolución Industrial,
crecieron las zonas urbanas y por tanto la dependencia de las áreas rurales para
la producción de alimentos. Debido a estos se requirió una mayor cantidad de
producción y protección de los alimentos, de ahí que la agricultura se torno a un
carácter más industrial. Este periodo se le conoce como “era de los fumigantes y
los derivados del petróleo”.
La tercera etapa se le conoce como la “era de los plaguicidas sintéticos”, que inicio
en los años 20’s en los Estados Unidos, con la síntesis y el uso en cultivos de los
dinitroderivados. En esta etapa se desarrollaron la mayoría de los plaguicidas
sintéticos de uso actual. Dentro de este periodo también se presentaron las
intoxicaciones y los problemas ambientales derivados del uso de estos
compuestos.
El uso de estos compuestos, se popularizó después de la Segunda Guerra
Mundial, el ejemplo claro es del DDT, que se sintetizó a finales del siglo XIX pero
que se descubrió su efecto plaguicida hasta 1939 para el control de vectores y
parásitos en las zonas de combate. A la par se desarrollaron los plaguicidas
organofosforados en Alemania a partir de las investigaciones sobre gases
neurotóxicos que se realizaban para dichos gases como armas químicas.
3
La publicación del libro Primavera silenciosa de Rachel Carson en 1962, marcó el
inicio de cambios en la “era de los plaguicidas sintéticos”. En este libro se alertó
sobre los riesgos de estos productos en aves y sobre todo en los seres humanos.
De este libro se derivaron una serie de investigaciones que permitió conocer los
efectos de estos compuestos, obteniendo las pruebas suficientes para modificar la
legislación de muchos países para el uso, producción y distribución de estas
sustancias.
El principio activo de los plaguicidas organofosforados es una molécula orgánica
que posee uno o dos átomos de fósforo. Actualmente son los más utilizados por
los agricultores, algunas de sus características principales son:
Son productos bastante tóxicos para los animales.
Crean resistencia a plagas.
Producen intoxicaciones en poco tiempo.
Los más conocidos son: Paratión Metílico, Metamidofós, Dimetoato, Profenofós,
Monocrotofós, Clorpirifos, Fentión, Fenamifos.
Los insecticidas organofosforados tienen en la actualidad un papel preponderante
como plaguicidas fitosanitarios a pesar de su problemática toxicológica. Su
eficacia ha sido demostrada frente a pulgones (áfidos), como el pulgón lanígero
del manzano (Eriosoma lanigerum), los insectos minadores, moscas de la fruta
(Ceratitis capitata), ácaros, cochinillas, etc. (Calonge, et al, 2002)
2.1.2 Mecanismo de acción de los plaguicidas organofosforados
Los plaguicidas organofosforados tienen como principal función la inhibición de la
enzima colinesterasa. Inhiben específicamente la acetilcolinesterasa a nivel de la
sinapsis.
4
La acetilcolina es un neurotransmisor endógeno, a nivel de la sinapsis y las
uniones neuroefectoras colinérgicas en los sistemas nervioso central y periférico.
La acetilcolina media el cambio potencial de membrana para la transmisión del
impulso nervioso, la acción de la acetilcolina debe ser muy rápida, cerca de 1/1500
segundos. Por lo cual la acetilcolinestasa la hidroliza en colina y ácido acético, Ver
Figura 1 (UNMSM, 2010).
Figura 1. Esquema del Proceso Fisiológico Neuromuscular durante la Estimulación
Los compuestos organofosforados reaccionan con la enzima de manera similar a
la acetilcolina, es decir inhiben competitivamente la actividad colinestérica
comportándose como sustancias anticolinestericas permitiendo así que la
acetilcolina siga ejerciendo su actividad. La enzima acetilcolinesterasa es la
responsable de la destrucción y terminación de la actividad biológica del
5
neurotransmisor acetilcolina, al estar esta enzima inhibida se acumula acetilcolina
en el espacio sináptico alterando el funcionamiento normal del impulso nervioso.
A continuación se muestra de que manera los plaguicidas de tipo
organofosforados actúan sobre el organismo:
Paso 1: AB + acetilcolinesterasa B + acetilcolinesterasa modificada(A) Paso 2: Acetilcolinesterasa modificada (A) + H2O A + Acetilcolinesterasa
En el primer paso, la parte ácida (A) del plaguicida se incorpora covalentemente
en el sitio activo de la enzima, mientras que se libera su fracción alcohólica (B)
(UNMSM, 2010).
En el segundo paso, una molécula de agua libera la parte ácida (A) del plaguicida,
dejando la enzima libre y, por lo tanto reactivada. Este proceso de reactivación
dura menos tiempo con los carbamatos, mientras que con los organofosforados
puede ser mucho más prolongado e incluso llega a ser irreversible. Debido a que
el sitio activo de la enzima está ocupado por esta parte ácida, la enzima
simplemente ya no funciona (UNMSM, 2010).
Por lo tanto, se genera gran cantidad de impulsos a las células efectoras y esta
estimulación continua causa las manifestaciones de esta intoxicación:
a) Síndrome muscarínico, por estimulación de las glándulas y fibras
musculares lisas, lo que causa vómito, sudoración profusa, diarrea,
salivación excesiva, lagrimeo y abundante secreción bronquial;
característicamente, las pupilas están contraídas “como punta de alfiler”
(miosis).
6
b) Síndrome nicotínico, por acción sobre las fibras musculares estriadas:
calambres de los músculos abdominales y de las extremidades, temblores,
bradicardia y trastornos del ritmo cardíaco.
c) Síndrome neurológico, por sobre estimulación de otras neuronas, que se
caracteriza por: irritabilidad, conducta psicótica, pérdida brusca de la
conciencia y convulsiones. La muerte ocurre por depresión respiratoria,
edema pulmonar o bradicardia extrema. (CICOPLAFEST, 2004).
Los plaguicidas inhibidores de las colinesterasas de los grupos organofosforados
se usan a nivel mundial, sobre todo para reemplazar a los plaguicidas
organoclorados persistentes. La toxicidad aguda de la gran mayoría de estos
plaguicidas es muy alta y los casos de intoxicaciones humanas son frecuentes.
(UNMSM, 2010)
2.1.3 Propiedades fisicoquímicas de los plaguicidas organofosforados
Para entender cómo se comporta un plaguicida en el ambiente se necesita
conocer cierta información sobre las propiedades fisicoquímicas de la estructura
química y su mecanismo de transporte, así como las características
medioambientales y la geografía del lugar donde se encuentra (INE, 2008).
A pesar de lo complejo del problema, los científicos han logrado determinar ciertas
características físico-químicas cuantificables para los plaguicidas, como es la
solubilidad, presión de vapor, Constante de la Ley de Henry y el Coeficiente de
Partición Octanol-Agua (Kow). Con esta información pueden predecir el lugar
donde pudiera encontrarse un plaguicida en altas concentraciones.
Por otra parte, la molécula de plaguicida no permanece intacta por tiempo
indefinido en el medio ambiente, ya que con el tiempo sufre una degradación
influenciada por microorganismos, actividad química, pH, clima, y contenido de
materia orgánica del suelo, entre otros. (INE, 2008)
7
Los factores fisicoquímicos que influyen en el destino de los contaminantes y en el
transporte ambiental son:
2.1.3.1. Volatilización
La volatilidad representa la tendencia del plaguicida a pasar a la fase gaseosa.
Todas las sustancias orgánicas son volátiles en algún grado dependiendo de su
presión de vapor, del estado físico en que se encuentren y de la temperatura
ambiente. La volatilidad se mide a partir de la constante de Henry que depende de
la presión de vapor en estado líquido y de la solubilidad en agua. (UG, 2012)
2.1.3.2. Presión de vapor
Es una medida de volatilidad de una sustancia química (en este caso el
plaguicida) en estado puro y es un determinante importante de la velocidad de
volatilización al aire desde suelos o cuerpos de agua superficiales contaminados.
La presión de vapor varía; se incrementa la presión cuando se incrementa la
temperatura y disminuye cuando disminuye la temperatura.
Un plaguicida con presión de vapor mayor a 10.6 mm Hg puede fácilmente
volatilizarse y tiende a alejarse del lugar donde se aplicó. Los plaguicidas con
presión de vapor menor a 1.0 x 10-8
tienen bajo potencial para volatilizarse y los
plaguicidas con una presión de vapor mayor a 1.0 x 10-3 tienen alto potencial para
volatilizarse, ver Tabla 1. (USDA, 2005)
Presión de vapor del plaguicida
Afinidad del plaguicida al suelo o agua
Plaguicida
< 1.0 x 10-8 Alta
Bajo potencial para volatilizarse. Se puede
solubilizar en agua o ser retenido en suelo
8
Presión de vapor del plaguicida
Afinidad del plaguicida al suelo o agua
Plaguicida
> 1.0 x 10-3 Baja Alto potencial para
volatilizarse
Tabla 1. Presión de Vapor de un plaguicida.
2.1.3.3. Constante de la Ley de Henry (H)
Describe la tendencia de un plaguicida a volatilizarse del agua o suelo húmedo. El
valor se calcula usando la presión de vapor, solubilidad en agua y peso molecular
de un plaguicida. (USDA, 2005)
Hc = p/c, donde:
p = presión de vapor del plaguicida (Pa)
c = solubilidad en agua (mol. m-3
)
Cuando el plaguicida tiene una alta solubilidad en agua con relación a su presión
de vapor, el plaguicida se disolverá principalmente en agua. Un valor alto de la Ley
de Henry, indica que un plaguicida tiene un potencial elevado para volatilizarse del
suelo húmedo (OSU, 1999); un valor bajo predice un mayor potencial de lixiviación
del plaguicida, para ver el comportamiento de los plaguicidas de acuerdo a la
constante de Henry ver Tabla 2.
VOLATILIDAD DEL PLAGUICIDA RANGOS DEL VALOR (atm m3/mol)
No volátil
El plaguicida puede disolverse
en agua
Menor a 3 x 10-7 Constante (H) BAJA
Presión de vapor baja
Alta solubilidad Tiene potencial para lixiviarse
Baja volatilidad 3 x10-7 a 1 x 10-5
Volatilidad moderada
El plaguicida puede evaporarse
1 x 10-5 a 1 x 10-3 Constante (H) ALTA
Presión de vapor alta
Solubilidad baja Alta volatilidad Mayor a 1 x 10-3
9
VOLATILIDAD DEL PLAGUICIDA RANGOS DEL VALOR (atm m3/mol)
Tiene alto potencial para volatilizarse del suelo húmedo
Tabla 2. Constante de la Ley de Henry para plaguicidas 2.1.3.4. Persistencia
Se define como la capacidad de cualquier plaguicida para retener sus
características físicas, químicas y funcionales en el medio en el cual es
transportado o distribuido, durante un período limitado después de su emisión. Los
plaguicidas que persisten más tiempo en el ambiente, tienen mayor probabilidad
de interactuar con los diversos elementos que conforman los ecosistemas. (INE,
2008)
Si su vida media y su persistencia es mayor a la frecuencia con la que se aplican,
los plaguicidas tienden a acumularse tanto en los suelos como en la biota
(CICOPLAFEST, 1998) y con el tiempo, la mayoría de los plaguicidas sufren una
degradación como resultado de reacciones químicas y microbiológicas en suelo o
agua. En la tabla 3 como clasifica el CICOPLAFEST a los plagucidas de acuerdo a
su persistencia.
PERSISTENCIA TIEMPO
Ligeramente persistente Menor de 4 semanas
Poco persistente De 4 a 26 semanas
Moderadamente
persistente De 27 a 52 semanas
Altamente persistente De 1 a 20 años
Permanente Mayor de 20 años
Tabla 3. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su persistencia
10
2.3.1.4.1. Vida media
La vida media está definida como el tiempo (en días, semanas o años) requerido
para que la mitad del plaguicida presente después de una aplicación se
descomponga en productos de degradación. La descomposición depende de
varios factores incluidos la temperatura, el pH del suelo, los microorganismos
presentes en el suelo, clima, exposición del plaguicida a la luz, agua y oxígeno
(ODA, 2010)
Es importante señalar que muchas sustancias resultantes de la descomposición
de un plaguicida pueden ser también tóxicas y tener vidas medias significativas.
Existen diferentes tipos de clasificar a la vida media de un plaguicida, como son:
• Vida media en suelo: Es el tiempo requerido para que un plaguicida se
degrade en el suelo. La vida media está determinada por el tipo de
organismos presentes en el suelo, el tipo de suelo (arena, arcilla, limo), pH
y temperatura, entre otros. El Departamento de Regulación de Plaguicidas
en California, E.U., determinó que un plaguicida que tiene una vida media
mayor a 9 días en un suelo aeróbico puede tener potencial para contaminar
aguas subterránea (INE, 2008).
• Vida media por Fotólisis: Es el tiempo requerido para que la mitad de un
plaguicida aplicado expuesto a la luz del sol se degrade.
• Vida media por Hidrólisis: Es el tiempo requerido para que la mitad de un
plaguicida aplicado se degrade por la acción del agua. El Departamento de
Regulación de Plaguicidas en California, E.U. (2005), determinó que un
plaguicida con una hidrólisis mayor de 14 días tiene potencial para
contaminar agua subterránea.
11
2.1.3.5. Solubilidad en agua
La solubilidad en agua de un plaguicida es una medida que determina la máxima
concentración de un plaguicida a disolverse en un litro de agua y por lo general
tiene un rango de 1 a 100,000 mg/L (ppm). Los plaguicidas muy solubles en agua
se adsorben con baja afinidad a los suelos y por lo tanto, son fácilmente
transportados del lugar de la aplicación por una fuerte lluvia, riego o escurrimiento,
hasta los cuerpos de agua superficial y/o subterránea.
El departamento de Regulación de Plaguicidas en California, E.U. (2005)
determinó que los plaguicidas con una solubilidad mayor a 3 mg/L tiene potencial
para contaminar agua subterránea. Sin embargo en E.U., plaguicidas con
solubilidad en agua menor de 3 mg/L se han encontrado en agua subterránea, lo
cual indica que el parámetro antes mencionado no es una garantía. Para conocer
el comportamiento de los plaguicidas de acuerdo a su solubilidad ver tabla 4.
PLAGUICIDA AGUA Y SUELO
Baja solubilidad
El plaguicida tiene afinidad por el suelo y se acumula en
este
El plaguicida puede sedimentarse en el suelo en la base
de los acuíferos
Alta solubilidad
El plaguicida puede tener afinidad con el agua y puede
solubizarse
El plaguicida se puede transportar a mantos acuíferos
Puede facilitarse la biodegradación del plaguicida
Tabla 4. Solubilidad de un plaguicida en agua. 2.1.3.6. Coeficiente de Partición Octanol/agua (Kow)
El coeficiente de partición Octanol-agua, Kow, es una medida de cómo una
sustancia química puede distribuirse entre dos solventes inmiscibles, agua (es un
disolvente polar) y octanol (es un disolvente relativamente no polar, que
12
representa a las grasas). El Kow proporciona un valor de la polaridad de un
plaguicida, que es frecuentemente utilizado en modelos para determinar como un
plaguicida puede distribuirse en tejido de grasa animal (RPC, 2005).
Kow
= C octanol
/ C agua
donde:
C = la concentración molar
pKow
= -log 10 Kow
Los plaguicidas con una vida media y un Kow
altos pueden acumularse en tejido
graso (ODA, 2010) y bioacumularse a lo largo de la cadena alimenticia. De
acuerdo a este parámetro se puede predecir el comportamiento de los plaguicidas
como se observa en la tabla 5.
ACUMULACIÓN
DE PLAGUICIDA
EN GRASA (KOW)
PLAGUICIDA
Alto
El plaguicida puede fijarse con firmeza a materia orgánica,
sedimento y biota
El plaguicida puede bioacumularse en grasa corporal de
animales
La vía de exposición al plaguicida puede ser por la cadena
alimenticia
Bajo
El plaguicida puede no fijarse en materia orgánica
El plaguicida puede moverse en aguas superficiales,
acuíferos y aire
La vía de exposición al plaguicida puede ser la respiratoria.
Tabla 5. Rangos de Kow de un plaguicida. 2.1.3.7. Toxicidad
Con las limitaciones ya señaladas, en este catálogo se adopta la clasificación de la
toxicidad con base en la DL50 expresada en mg/kg, que fue recomendada por la
OMS en su vigésima octava asamblea. En este caso la DL50 hace referencia a la
13
obtenida en ratas cuando el plaguicida se administra por vía oral o dérmica, en
forma aguda. Un concepto paralelo es la CL50 aguda, que es la concentración de
una sustancia en el aire que causa la muerte del 50% de la población de las ratas
de prueba; se expresa en mg/m3 o en partes por millon (ppm) (IPCS 2002). La
clasificación según estos criterios se presenta en la tabla 6.
Categoría
DL50 mg/kg CL50 por
inhalación
vapor mg/L
Exposición
1 h
Oral Dérmica
Sólido Líquido Sólido Líquido
Mas
de Hasta
Mas
de Hasta
Mas
de Hasta
Mas
de Hasta
Mas
de Hasta
I.
Extremadam
ente tóxicos
- 5.0 - 20.0 - 10.0 - 40.0 - 0.5
II. Altamente
tóxicos 5.0 50.0 20.0 200 10 100 40.0 400 0.5 2.0
III.
Moderadame
nte tóxicos
50 500 200 2000 100 1000 400 4000 2.0 10.0
IV.
Ligeramente
tóxicos
500 - 200
0 -
100
0 -
400
0 - 10 -
Tabla 6. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su toxicidad aguda. En la tabla 7 se muestra la cantidad probable de plaguicida que puede ser letal
para un ser humano.
DL50 mg/kg Cantidad letal
5 unas cuantas gotas
50 Una cucharadita
14
500 30 g o dos cucharaditas
5000 380 g
15000 960 g
Tabla 7. Valores de la DL50 aguda-oral corresponden a la cantidad probable de
plaguicida técnico que puede ser letal para un humano adulto de talla
mediana.
2.1.3.8. Potencial de contaminación de agua subterránea
Las propiedades anteriormente descritas son de gran utilidad para los
investigadores ya que permiten estimar el potencial de afectación de los
plaguicidas si entran en contacto con el agua. La Agencia de Protección Ambiental
(EPA), de los Estados Unidos, realizó estudios de laboratorio durante 10 años,
asociando ciertas propiedades de los plaguicidas con la lixiviación; en la tabla 8 se
muestran los valores de potencial de contaminación de agua subterránea.
Propiedades químicas o
físicas de los
plaguicidas
Valores
determinados
Solubilidad en agua > 30 ppm
Constante de la Ley de
Henry < 10-2 atm m3/mol
Vida media por hidrólisis > de 25 semanas
Vida media por fotólisis > de una semana
Tabla 8. Valores que indican el potencial de los plaguicidas para contaminar agua subterránea. Para ver las propiedades fisicoquímicas de los plaguicidas de trabajo ver anexo 1.
15
2.1.4 Características químicas de los compuestos organofosforados Los compuestos organofosforados son ésteres, amidas o tioderivados del ácido
fosfórico, fosfónico, fosfotrotioico o fosfonotioico.
Cuando el átomo que se une la fósforo con el doble enlace es el oxígeno, el
compuesto se llama oxon y es un potente inhibidor de la colinesterasa. Sin
embargo con el oxígeno en esta posición, se favorece la hidrólisis de este
compuesto, especialmente bajo condiciones alcalinas. Para hacerlos más
resistentes a la hidrólisis, se ha sustituido al oxígeno por el átomo de azufre. Estos
compuestos llamados tiones, son pobres inhibidores de la colinesterasa, pero
tienen las características de atravesar la membrana celular más rápido que los
oxones. Para ver las estructuras generales ver figura 2.
En el ambiente los tiones son convertidos en oxones por acción de la luz solar y el
oxígeno. En el organismo son convertidos por acción de las enzimas
microsomales del hígado. (UNMSM, 2010)
Figura 2. Estructura Química General de los Plaguicidas Organofosforados A continuación se presentan las características químicas de los 16 plaguicidas de
trabajo, tales como su nombre, el número CAS, su estructura química, la fórmula
química, el tipo de estructura como compuesto organofosforado, el peso
molecular, sus características de peligrosidad, la clasificación por su persistencia y
el tipo toxicológico (Ver Tabla 6).
16
CLORPIRIFOS ETIL Nombre (IUPAC) O,O-dietil O-(3,5,6-tricloro-2-piridil) fosfotioato
No. CAS 2921-88-2
Estructura química
N
Cl
Cl
Cl
OP
S
O
O
CH3
CH3
Formula química C
9H
11Cl
3NO
3PS
Tipo de organofosforado Tion
Peso molecular 350.59 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Moderadamente persistente (hasta 1 año)
Tipo toxicológico** III *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
DIAZINON Nombre (IUPAC) O,O-dietil O-2-isopropil-6-metilprimidin-4-il fosforotioato
No. CAS 333-41-5
Estructura química
N
N
CH3
CH3
CH3
O
PS
O
O
CH3
CH3
Formula química C12H21N2O3PS
Tipo de organofosforado Tion
Peso molecular 304.35 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Poco persistente (6 semanas)
Tipo toxicológico** III
1
2 0
1
17
*De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
DIBROM (NALED)
Nombre (IUPAC) (RS)-1,2-dibromo-2,2,-dicloroetil dimetil fosfato
No. CAS 300-76-5
Estructura química
Cl
Cl
Br
Br
OP
O
O
O
CH3
CH3
Formula química C4H7Br2Cl2O4P
Tipo de organofosforado Oxón
Peso molecular 380.79 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Ligeramente persistente (menos de 1 semana)
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
DICLORVOS (D.D.V.P)
Nombre (IUPAC) 2,2-diclorovinil dimetil fosfato
No. CAS 62-73-7
Estructura química
Cl
Cl
O P
O
O
O
CH3
CH3
Formula química C4H7Cl2O4P
Tipo de organofosforado Oxón
Peso molecular 220.98 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Ligeramente persistente (menos de 1 semana)
Tipo toxicológico** II *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
2
3 0
2
2 0
18
DIMETOATO
Nombre (IUPAC) O,O-dimetil S-metilcarbamoilmetil fosforoditioato
No. CAS 60-51-5
Estructura química O
NHCH3 S P
S
O
O
CH3
CH3
Formula química C5H12NO3PS2
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 229.28 g/mol
Peligrosidad* No hay datos
Persistencia Poco persistente (6 semanas)
Tipo toxicológico** III *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
DISULFOTON
Nombre (IUPAC) O,O-dietil S-2-etiltioetil fosforoditioato
No. CAS 298-04-4
Estructura química
S
S
CH3
P
S
O
O
CH3
CH3
Formula química C8H19O2PS3
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 274.41 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Poco persistente (8 a 10 semanas)
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
1
3 0
19
ETOPROFOS
Nombre (IUPAC) O,O-etil S,S-dipropil fosforoditioato
No. CAS 13194-48-4
Estructura química
P
OS
SOCH3
CH3
CH3 Formula química C8H19O2PS2
Tipo de organofosforado Oxón
Peso molecular 242.34 g/mol
Peligrosidad* No hay datos
Persistencia Moderadamente persistente
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
ETIÓN
Nombre (IUPAC) O,O,O,O-tetraetil S,S’-metilen bis(fosforoditioato)
No. CAS 563-12-2
Estructura química
SS
PP
S S
O
O
O
O
CH3
CH3
CH3
CH3
Formula química C9H22O4P2S4
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 348.48 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Moderada a altamente persistente
Tipo toxicológico** II *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
1
3 1
20
FENAMIFOS
Nombre (IUPAC) (RS)-etil 4-metiltio-m-tolil isopropilfosforamidato
No. CAS 22224-92-6
Estructura química
CH3
SCH3
OP
O
O
CH3
NH
CH3CH3
Formula química C13H22NO3PS
Tipo de organofosforado Oxón
Peso molecular 303.4 g/mol
Peligrosidad* No hay datos
Persistencia Poco persistente (4 meses)
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
GUTIÓN (AZINFOS METIL)
Nombre (IUPAC) S-(3,4-dihidro-4-oxobenzo[d]-[1,2,3]-tiazin-3-ilmetil) O,O-dimetil fosforoditioato
No. CAS 86-50-0
Estructura química N
N
N
O
SP
S
O
O
CH3
CH3
Formula química C10H12N3O3PS2
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 317.33 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Ligeramente persistente
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
1
4 0
21
MALATIÓN
Nombre (IUPAC) dietil (dimetoxitiofosforiltio)succinato
No. CAS 121-75-5
Estructura química
O
O
O
O
CH3
CH3
SP
S
O
O
CH3
CH3
Formula química C10H19O6PS2
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 330.36 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Ligeramente persistente (1 semana)
Tipo toxicológico** IV *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
1
2 0
22
METIDATIÓN
Nombre (IUPAC) S-2,3-dihidro-5-metoxi-2-oxo-1,3,4-tiadiazol-3-ilmetil O,O-dimetil fosforoditioato
No. CAS 950-37-8
Estructura química
SN
NO
CH3
O
S P
S
O
O
CH3
CH3
Formula química C6H11N2O4PS3
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 302.33 g/mol
Peligrosidad* No hay datos
Persistencia Ligeramente persistente (5 a 23 dias)
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
PARATIÓN METÍLICO
Nombre (IUPAC) O,O-dimetil O-nitrofenil fosforotioato
No. CAS 298-00-0
Estructura química
N+O
-
O
O
PS O
O
CH3
CH3
Formula química C8H10NO5PS
Tipo de organofosforado Tión
Peso molecular 263.21 g/mol
Peligrosidad*
Persistencia Ligeramente persistente (3 semanas)
Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
2
3 1
23
TRICLORFÓN
Nombre (IUPAC) Dimetil (RS)-2,2,2-tricloro-1-hidroxietilfosfonato-
No. CAS 52-68-6
Estructura química
Cl
Cl
Cl
OH
P
O
O
O
CH3
CH3
Formula química C4H8Cl3O4P
Tipo de organofosforado Oxón
Peso molecular 257.45 g/mol
Peligrosidad* No hay datos
Persistencia Poco persistente (hasta 4 semanas)
Tipo toxicológico** III *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST
2.1.5 Comportamiento ambiental de los plaguicidas organofosforados El mal uso de plaguicidas trae como consecuencia daños irreparables al medio
ambiente.
Por ejemplo pueden:
Contaminar el suelo, volviéndolo poco productivo y a su vez contaminando
los alimentos que allí se producen.
Contaminar el agua de ríos, lagos y mares, los cuales se usan
principalmente para el consumo y pueden causar la muerte de peces y
otros animales.
Eliminan a los insectos benéficos o enemigos naturales, que pueden ayudar
a controlar las plagas.
Favorecen la aparición de nuevas plagas, que cada vez son más
resistentes y difíciles de controlar. (PLAGBOL, 2010)
24
Los efectos ecológicos de los plaguicidas (y otros contaminantes orgánicos) son
muy variados. Los principales tipos de efectos son los que se enumeran a
continuación y varían según el organismo sometido a investigación y el tipo de
plaguicida.
Esos efectos son los siguientes:
Muerte del organismo.
Cáncer, tumores y lesiones en peces y animales.
Inhibición o fracaso reproductivo
Baja de defensas
Perturbación del sistema hormonal.
Daños celulares y en el ADN.
Efectos teratogénicos (deformidades físicas, como las que se observan en
el pico de algunas aves al nacer).
Otros efectos fisiológicos, como disminución del grosor de la cascara de los
huevos.
Según estudios realizados en Suecia, la aplicación de plaguicidas es uno de los
factores que más influyen en la biodiversidad. Los estudios revelan también la
influencia de los plaguicidas en la fertilidad de los suelos, por la baja fijación de
oxígeno por las plantas y la inhibición del crecimiento de microorganismos del
suelo que son causantes de la degradación microbiana de la materia vegetal (y de
algunos plaguicidas). (PLAGBOL, 2010)
El mal uso de plaguicidas, en vez de facilitar y ayudar en el combate a la plagas,
vuelve más pobres a los productores, por generar la necesidad de usar venenos
más potentes y peligrosos que a su vez son más caros.
Otro problema relacionado con el uso de plaguicidas, y que también plantea un
riesgo ambiental y de salud importante, es el de los envases vacíos que
contuvieron estas sustancias; algunos datos indican que el total de estos envases
puede ser de unas 7 mil toneladas anuales, la gran mayoría de las cuales queda
25
dispersa en los campos y es fuente de riesgo ambiental y de salud. Estos envases
están considerados como residuos peligrosos por la legislación ambiental y su
disposición debe ser adecuada a esta normatividad. (PLAGBOL, 2010)
2.1.5.1 Efectos a corto plazo en el ambiente cercano
Los plaguicidas causan la contaminación inmediata del ambiente abiótico (suelos,
aguas superficiales y subterráneas y el aire) y por otro lado, la muerte de
organismo a los que no se deseaba afectar, como son los insectos que son los
enemigos naturales de las plagas o los que se considerar benéficos como es el
caso de las abejas para la polinización.
A corto plazo, estas sustancias provocan también la muerte de organismos
susceptibles como el caso de peces y aves, alterando el equilibrio del ecosistema
y alterando también la salud humana. La mortandad de estas últimas especies es
frecuente en muchas regiones agrícolas afectando la biodiversidad en la zona.
Es importante destacar el impacto sobre los organismos que se encuentran en la
base de la red trófica como es el caso del plancton y las bacterias nitrificantes.
2.1.5.2. Efectos adversos sobre el ambiente abiótico
Aire: Este es una ruta importante para el transporte y la distribución de plaguicidas
a lugares distantes de aquel donde se aplicaron. Los residuos de plaguicidas
pueden encontrarse en el aire en forma de vapor, como aerosoles, o bien,
asociados a partículas sólidas. Una vez en el aire, están sujetos a
transformaciones químicas y fotoquímicas, debido a la presencia de agente
oxidantes y catalíticos, a la luz solar y a la de otra sustancia reactivas; además se
pueden incorporar al ciclo del agua y transportarse a grandes distancia mediante
este ciclo o por acción de los vientos.
Agua: Los plaguicidas y sus residuos llevan eventualmente a los sistemas
acuáticos. Ahí, dependiendo de sus características fisicoquímicas, pueden ser
26
degradados parcial o totalmente, permanecer sin cambios, regresar a la atmósfera
por volatilización. Los efectos adversos de los plaguicidas en los ecosistemas
acuáticos ocurren sobre el agua, el sedimento y la biota del sistema.
Suelo: Los factores que influyen en el comportamiento y destino de los plaguicidas
en el suelo pueden ser dependientes: a) del suelo (tipo de suelo, humedad, pH,
temperatura, capacidad de adsorción, etc.) y b) del plaguicida (naturaleza química
y estabilidad ante la degradación química, microbiológica y fotoquímica). Se ha
demostrado que muchos plaguicidas pueden destruir la microfauna y microflora
del suelo o impedir los procesos biológicos necesarios para mantener su fertilidad.
2.1.5.3 Efectos adversos sobre el ambiente biótico
Microorganismos: Los plaguicidas pueden causar la muerte de todos o parte de
los organismos que forman parte del plancton, con lo cual se afecta la base de las
redes tróficas acuáticas. También son importantes sus efectos subletales sobre
éstos y otros microorganismos, como las bacterias nitrificantes y los hongos que
pueden destruir la quitina, con lo cual se alteran, de manera transitoria o
permanente, los procesos esenciales que dependen de estos organismos. Otra
consecuencia en la alteración de la fertilidad en el suelo.
Plantas: Cuando se aplican plaguicidas a los cultivos, se espera que sean tóxicos
para las plagas y que no lo sean para las plantas de interés. Sin embargo, muchos
de estos productos pueden afectar la germinación de las semillas, el desarrollo
vegetativo, la reproducción sexual y la maduración en los cultivos en lo que se
aplican, al igual que el valor alimenticio y la calidad comercial de los productos.
Las raíces tienden a absorber residuos de plaguicidas a partir del suelo, por lo que
muchas veces su concentración en ellas es mayor, lo que puede ser importante en
el caso de los tubérculos y las raíces comestibles y en el de los plaguicidas que se
27
pueden traslocar hacia los frutos. Algunos plaguicidas inducen la formación de
tumores cancerígenos en las plantas.
Peces y otros organismos acuáticos: En los efectos adversos de los plaguicidas
para la vida acuática, influyen la temperatura, tamaño y dinámica del cuerpo de
agua, además de las características químicas y toxicológicas del plaguicida y sus
concentraciones en el medio. Estos productos no sólo pueden causar la muerte de
los peces, si no también otros efectos subletales que afectan indirectamente a sus
poblaciones, la alteración de la gametogénesis con mortandad final, la inhibición
de la madurez sexual masculina y la inhibición enzimática y de síntesis proteica.
En los organismos acuáticos que sobreviven a exposiciones agudas de
plaguicidas a mediano plazo se han observado efectos adversos tales como la
pérdida de coordinación, alteraciones de la conducta, infertilidad y retraso en el
crecimiento. Es de especial interés la dispersión de los plaguicidas en la zonas
estuarianas y costeras, en donde afectan el desarrollo de diversas especiales de
valor ecológico, alimenticio y comercial.
Aves: Los plaguicidas de alta toxicidad aguda pueden causar mortandad masiva
de aves, lo que altera el equilibrio ecológico de la zona.
Mamíferos: Con frecuencia ocurren envenenamientos accidentales de animales
domésticos y silvestres con plaguicidas; sin embargo, la información sobre los
efectos de estos productos en los mamíferos superiores en condiciones de campo
es escasa. En los mamíferos, además de la muerte, los plaguicidas causan
efectos subletales como: inhibición del desarrollo sexual, alteraciones metabólicas
y enzimáticas, inducción de oxidasas, disminución del nivel de actividad física,
alteraciones en el Sistema Nervioso Central (SNC), acumulación en el tejido
adiposo y la leche, teratogénesis, mutagénesis y carcinogénesis. También inducen
las enzimas microsomales hepáticas, por lo que se piensa que pueden tener
efectos indirectos sobre la reproducción.
28
2.5.1.4 Mecanismos que rigen la evolución de los plaguicidas en las matrices
ambientales
Descomposición química, que tiene lugar por procesos de oxidación, reducción,
hidroxilación, dealquilación, rotura de anillos, hidrólisis e hidratación.
Descomposición fotoquímica, que se produce por efecto del espectro de luz
ultravioleta de la luz solar. Las fuentes de luz y su intensidad regulan el grado de
descomposición de un compuesto.
Descomposición microbiana, la acción de los microorganismos del suelo sobre
los plaguicidas es probablemente el mecanismo de descomposición más
importante. Los microorganismos del suelo, bacterias, algas y hongos, obtienen
alimento y energía para su crecimiento por descomposición de estos compuestos
orgánicos sobre todo cuando carecen de otras fuentes.
Volatilización, es la pérdida del compuesto en forma de vapor. Todas las
sustancias orgánicas son volátiles en algún grado dependiendo de su presión de
vapor, del estado físico en que se encuentre y de la temperatura ambiente.
Movimiento, el transporte de un plaguicida en el suelo, por disolución o arrastre
mecánico, se hace bajo la influencia del agua. El grado de lixiviación está influido
por las características fisicoquímicas del suelo, solubilidad del producto, frecuencia
e intensidad de la lluvia, etc.
Descomposición por las plantas y organismos, como consecuencia de los
procesos metabólicos que tienen lugar en las plantas (García, 2010).
La Figura 3 muestra los mecanismos que influyen en el trasporte de las sustancias
químicas en las diferentes matrices ambientales.
29
Figura 3. Tipos de procesos fisicoquímicos en el ambiente. Las características físicas y las condiciones climáticas del sitio de estudio
contribuyen al transporte de contaminantes. Por consiguientes es necesaria la
información, acerca de la topografía, tipos de suelo y ubicación, tipo de cubierta
del suelo, precipitación anual, condiciones de temperatura, entre otros, para poder
estimar hacia donde pudiera desplazarse el plaguicida aplicado.
2.1.6 Afectación a la salud por presencia de residuos de plaguicidas en agua y
alimentos
Los plaguicidas provocan serias intoxicaciones o envenenamientos, que afectan
gravemente la salud, llegando incluso a causar la muerte de las personas. Son
absorbidos por vías oral, dérmica y respiratoria.
Aire Fotólisis
Reacciones con oxhidrilos Reacciones con ozono
Otras reacciones
Agua Hidrólisis Fotólisis
Oxidación/Reducción Biodegradación
Suelo Fotólisis Hidrólisis
Biodegradación Oxidación/Reducción
Biota Bioacumulación
Metabolismo
Sedimento Hidrólisis
Degradación microbiana Oxidación/Reducción
30
La absorción a través de la piel es la vía más frecuente en las intoxicaciones que
ocurren entre los aplicadores de los plaguicidas. Estas sustancias son absorbidas
sin quemar la piel, sin irritación local, sin dolor y sin ninguna otra indicación de su
penetración. Esto es un problema nuevo para los campesinos y para los
aplicadores en general, que no pueden creer que una sustancia en contacto con la
piel pueda ser absorbida y causar intoxicaciones graves o letales sin provocar
ningún síntoma local. Por esto, es indispensable el baño diario al término del
trabajo y el cambio de ropa.
La absorción oral es la ruta común de intoxicaciones en los niños que ingieren
restos de plaguicidas guardados en botellas de bebidas gaseosas. Es también la
vía de intoxicaciones de aplicadores de plaguicidas que fuman, comen o beben
durante el periodo de aplicación, sin lavar antes cuidadosamente las manos y la
cara. La absorción respiratoria puede ocurrir durante las aplicaciones, cuando de
utilizan equipos para producir gotas muy pequeñas (menos de 20 micras). Esta es
también la vía de absorción de personas que trabajan con plaguicidas en
ambientes cerrados y sin utilizar mascarillas adecuadas. (Albert, 2005)
Dentro de los efectos comprobados que se producen en la salud, a largo plazo, se
tienen:
Esterilidad en el hombre
Daños al sistema nervioso y al cerebro
Cáncer
Daños en el hígado, pulmones, piel y ojos
Malformaciones en los niños
Abortos
Muchos de los plaguicidas, entre ellos los organofosforados, son de alta toxicidad
aguda y causan graves efectos inmediatos a los individuos expuestos. Debido a la
variedad de estructuras ya mencionadas, no es posible describir los síndromes
característicos de la intoxicación con cada plaguicida o grupo de ellos. Es
importante mencionar, sin embargo, que las intoxicaciones agudas de los
31
trabajadores pueden afectar a individuos que están en riesgo especial debido a
sus condiciones de pobreza, nutrición inadecuada, y enfermedades parasitarias o
crónicas. (Ciudad Juárez). Conforme a datos de la OMS, en 1990 hubo en todo el
mundo un millón de intoxicaciones accidentales con plaguicidas. En gran parte, el
problema se debe al uso, sin protección adecuada, de plaguicidas de alta toxicidad
aguda, como la mayoría de los organofosforados. El mal manejo de plaguicidas
también ha causado intoxicaciones masivas en otros países, como se puede ver
en la tabla 9.
Tabla 9. Algunas intoxicaciones masivas causadas por la contaminación de alimentos con plaguicidas
Plaguicida Alimento Origen de la contaminación
Núm. de
casos
Núm. de muertes
Lugar y año
Alquilmercurio Pan Semillas tratadas 200 70 Iraq, 1956
Alquilmercurio Pan Semillas tratadas 45 20 Guatemala,
1965-66
Alquilmercurio Maíz Semillas tratadas 144 20 Ghana, 1967
Etilmercurio ¿? Semillas tratadas 321 35 Iraq, 1971
Metilmerucrio Harina Semillas tratadas 6530 459 Iraq, 1971
Hexaclorobenceno Harina/Pan Semillas tratadas 3000 400 Turquía. 1954-59
Endrin Harina Derrame durante el
transporte o almacenamiento
159 - Reino Unido,
1956
Endrin Harina Derrame durante el
transporte o almacenamiento
691 24 Qatar, 1967-
70
Endrin Harina Derrame durante el
transporte o almacenamiento
183 2 Arabia
Saudita, 1967
Paratión Metílico Trigo Derrame durante el
transporte o almacenamiento
360 102 India, 1958
Paratión Metílico Harina Derrame durante el
transporte o almacenamiento
200 8 Egipto, 1958
Paratión Metílico Harina Derrame durante el
transporte o almacenamiento
600 88 Colombia, 1967-68
Paratión Metílico Harina Derrame durante el
transporte o almacenamiento
559 16 México, 1968
Aldicarb Sandía Derrame durante el
transporte o almacenamiento
1350 80 EU, 1985
Total aproximado 14,342 1,469
Total en países en desarrollo 12,833 1,389
Porcentaje de casos y muerte en países en desarrollo 89.47 %
94.55 %
Fuente: Modificado de Henao et. al. 1993
32
2.2 Legislación aplicable a la detección y control de plaguicidas en el medio
ambiente.
2.2.1 Límites máximos residuales (LMR)
De acuerdo al Artículo 5° de la Ley Federal de Sanidad Vegetal el Límite Máximo
Residual se define como “Concentración máxima de residuos de plaguicidas
permitida en o sobre vegetales”.
Algunos países establecen estos Límites de acuerdo a la normatividad vigente y a
la investigación sobre las afectaciones que pueden tener los residuos de
plaguicidas sobre los alimentos.
A continuación se enlistan los LMR de los principales países a los que se exporta
el limón persa, además de compararlo con Argentina que también es un gran
productor de este fruto. Los límites del CODEX son lo que establece la
Organización de las Naciones Unidas a través de la FAO, ver tabla 10.
Tabla 10. Límite Máximo Residual en Limón para diferentes países.
LMR en Limón (mg/kg)
Plaguicida organofosforado
Unión Europea
Estados Unidos Canadá Japón Argentina México CODEX
Clorpirifos etil 0.2 1 1 1 0.3 1 1
Diazinon 0.01* - 0.7 0.5 0.05 0.7 -
Dibrom (Naled) 0.2 3 3 0.2 - -
Dichlorvos 0.01* - - 0.2 - - -
Dimetoato 0.02* 2 1.5 2 1 2 5
Disulfoton 0.02* - - 0.05 - - -
Ethoprophos 0.02* - - - - - -
Etion 0.01* - - 5 - - **
Fenamifos 0.02* 0.5 - 0.2 0.2 *** -
Fenchlorphos 0.01* - - 0.01 - * **
Guthion (Azinphos methyl) 0.05* - 2 1 - 2 1
Malation 0.02* 8 - 4 2 8 7
Metidation 5 4 - 5 2 2 2
Paration Metílico 0.02* - 1 0.2 - **** -
33
Prothiofos 0.02* - - 0.1 - - -
Triclorfon (Dylox) 0.5 0.1 - 0.1 0.1 0.1 **
LMR Límite máximo residual
*Indica el límite inferior de determinación analítica
** No tiene límites o fueron revocados *** Esta autorizado pero no tiene LMR
**** Está en revisión CODEX Alimentarius de la FAO
2.2.2 Normatividad nacional
De acuerdo al CICOPLAFEST del 2004 la normatividad aplicable al uso y
aplicación de plaguicidas es la siguiente:
SSA
- NOM-047-SSA1-1993 Que establece los límites biológicos máximos permisibles
de disolventes orgánicos en población ocupacionalmente expuesta. DOF 8 agosto
1996
- NOM-048-SSA1-1993 Que establece el método normalizado para la evaluación
de riesgos a la salud como consecuencia de agentes ambientales. DOF 29
noviembre 1995
- NOM-056-SSA1-1993 Requisitos sanitarios del equipo de protección personal.
DOF 30 noviembre 1995.
SAGARPA
- NOM-052-FITO-1995 Por la que se establecen los requisitos y especificaciones
fitosanitarias para presentar el aviso de inicio de funcionamiento por las personas
físicas o morales que se dediquen a la aplicación aérea de plaguicidas agrícolas.
DOF 10 de junio de 1997
34
STPS
- NOM-003-STPS-1999, Actividades agrícolas-uso de insumos fitosanitarios o
plaguicidas e insumos de nutrición vegetal o fertilizantes. Condiciones de
seguridad e higiene. DOF 28 de diciembre de 1999
- NOM-005-STPS-1998, Relativa a las condiciones de seguridad en los centros de
trabajo para el manejo, transporte y almacenamiento de sustancias químicas
peligrosas. DOF 02 de febrero de
1999.
Sin embargo, ninguna de estas normas establece los Limites Máximos Residuales
mencionados en este catálogo. Cabe mencionar que no existen ningún documento
o lineamiento que marque los límites máximos permisibles de plaguicidas
organofosforados en agua y suelo.
Solo en la NOM-127-SSA1-1994 Salud ambiental. Agua para uso y consumo
humano. Límites permisibles de calidad y tratamientos a que debe someterse el
agua para su potabilización, se cuenta con límites máximos permisibles para
algunos plaguicidas organoclorados y herbicidas tales como se muestra en la tabla
11.
Tabla 11. Límites Máximos Permisibles de plaguicidas en agua potable.
Plaguicidas LMP
(ppm)
Aldrin y dieldrin (separados o
combinados)
0.03
Clordano (total de isómeros) 0.20
DDT (total de isómeros) 1.00
Gamma-HCH (lindano) 2.00
Hexaclorobenceno 1.00
Heptacloro y epóxido de heptacloro 0.03
Metoxicloro 20.00
2,4-D 30.00
35
2.3 Cromatografía de gases como herramienta de análisis para la detección
de plaguicidas organofosforados.
Los métodos analíticos descritos en la literatura que son utilizados para la
detección de residuos de plaguicidas en frutas y hortalizas incluyen generalmente
cromatografía de gases (GC) o cromatografía líquida de alta resolución (HPLC),
acopladas a un detector selectivo o universal. Los detectores empleados son: de
conductividad térmica, de ionización de flama, de captura de electrones, de
fotometría de llama y de nitrógeno–fósforo, detector Hall, detector infrarrojo de
transformada de Fourier y espectrómetro de masa (Lambropoulou, D. A.; Albanis,
T. A., 2007; Rubinson, K. A.; Rubinson, J. F., 2001).
La metodología multiresiduos (PAM 302 Vol. 1) y los métodos EPA para análisis
de compuestos orgánicos volátiles por definición requiere de etapas que sean
capaces de separar analitos unos de otros de tal manera que puedan ser
detectados y medidos individualmente. La cromatografía proporciona estas
capacidades.
2.3.1Cromatografía de gases
2.3.1.1. Generalidades
La cromatografía es una técnica analítica basada en la separación parcial o total
de los componentes de una mezcla como consecuencia de su migración
diferencial en un sistema dinámico formado por una fase estacionaria y una fase
móvil, como lo muestra la figura 4. (VARIAN, 2009):
36
Figura 4. Diagrama que ilustra la separación de analitos por cromatografía de
gases
2.3.1.2 Componentes Sistema de cromatografía de gases
En la figura 5 se muestra el sistema que compone un cromatógrafo de gases, los
cuales se describen a continuación.
Figura 5. Diagrama general del cromatógrafo de gases.
37
Gas de arrastre (fase móvil)
Tiene como función el transporte de la mezcla a través de la fase estacionaria
(columna).
Debe tener las siguientes características:
Ser inerte, es decir no debe reaccionar con los componentes de la mezcla
(generalmente se usa helio o nitrógeno)
Tener alta pureza (99.999%)
Alta eficiencia en el análisis
Disponibilidad
Control neumático de gases
Tiene como función mantener el control del flujo de gas de arrastre a la entrada de
la columna.
Columna (Fase estacionaria)
Su función es la separación diferencial de los componentes de la mezcla como
consecuencia de equilibrios dinámicos entre las moléculas de los componentes de
la mezcla y la fase estacionaria.
Se cuenta con dos tipos de columnas:
Columnas empacadas: Como lo muestra la figura 6 son tuberías con diámetros
externos mayores a 1/16 de pulgada y empacadas con la fase estacionaria.
Figura 6. Columna cromatográfica empacada
Columnas capilares: Como lo muestra la figura 7 son tuberías capilares con
diámetros externos menores a 1/16 de pulgada y en cuyo interior se encuentra
una película de fase estacionaria.
38
Figura 7. Columna cromatográfica capilar
Detector
Su función es sensar a través de una propiedad física o química a los diferentes
componentes que han sido separados en la columna y cuya señal es convertida
en una respuesta electrónica. En la figura 8 se muestra la fotografía de este
detector, donde se pueden observar sus principales componentes.
Figura 8. Detector Fotométrico de Flama Pulsada (PFPD)
Procesador de datos
Tiene como función convertir el registro de señal eléctrica en señal gráfica que
permita un manejo confiable de la información. Como se observa en la figura 9
está compuesto por una computadora personal la cual tiene integrado el software
necesario para la interpretación de la señal de los detectores.
39
Figura 9. Ilustración del software para el análisis de cromatogramas
2.3.1.3 Detector de flama fotométrica pulsada (PFPD)
El detector de flama fotométrica pulsada (PFPD) es el más reciente miembro de la
familia de los detectores de cromatografía de gases con base en flama. El PFPD
opera en una flama pulsada en lugar de la modalidad de flama continua y ofrece
un número significativo de mejoras sobre los detectores fotométricos de flama
convencionales tales como:
Incremento en la detección
Incremento en la selectividad (relativa a hidrocarburos)
Decremento en el consumo de aire e hidrógeno
Al limitar las velocidades de flujo de aire y el hidrógeno a aproximadamente una
décima parte los que se suelen utilizar en una FPD, el PFPD alcanza mejoras
substanciales en la detección y selectividad. En estas velocidades de flujo, una
flama continua no puede existir.
40
En su lugar, las cámaras de combustión y de ignición se llenan con una mezcla
combustible de aire e hidrógeno. Cuando la mezcla entra al encendedor, las
mezcla se prende y un frente de flama de propaga a través de la cámara de
combustión, terminando cuando la flama alcanza el soporte de la cámara de
combustión.
El detector se vuelve a llenar con mezcla de combustible y el proceso de repite.
La flama en el PFPD se pulsa porque la velocidad de flujo del hidrógeno y del aire
no sostiene la combustión continua. La pulsación de flama involucra 4 etapas:
Llenado (Fill): La mezcla de aire e hidrógeno entra a la cámara de
combustión en dos puntos. Parte de la corriente del gas combustible se
mezcla con el efluente de la columna y se mueve hacia arriba a través del
interior del tubo de la cámara de combustión de cuarzo. Una segunda parte
de la corriente del gas se barre a lo largo de parte externa del tubo de la
cámara de combustión del cuarto y dentro de la cámara de ignición.
Ignición (Ignite): La cámara de ignición contiene una bobina del encendedor
continuamente calentada. Cuando la mezcla del gas de combustión alcanza
el bobina caliente, la mezcla se enciende.
Propagación (Propagate): El frente de la flama se propaga hacia abajo
dentro de la cámara de combustión. En el fondo de la cámara, la flama se
extingue. Durante esta fase de propagación, las moléculas de la muestra en
la flama se rompen en moléculas más simples o átomos.
Emisión (Emit): Durante y después de la propagación de la flama, los
átomos de la muestras de interés se someten a una reacción más para
formar especies electrónicamente excitadas, desde la cual la luz es emitida.
La emisión de fondo de la flama esta completa dentro menos de 3-4
milisegundos después de la propagación, mientras las especies
moleculares de fósforo y azufre emiten mucho tiempo después. Esta
41
diferencia en los tiempos de emisión se obtiene la mayor detección y
selectividad del PFPD. (VARIAN, 2009)
En la figura 10 se observa gráficamente como se llevan a cabo estas etapas.
Figura 10. Etapas de la pulsación de flama
42
CAPÍTULO 3
ANTECEDENTES
En países industrializados (Canadá, Estados Unidos de América, España, Japón,
entre otros) el monitoreo de residuos de plaguicidas en alimentos se realiza
continuamente. Aunque el control de los plaguicidas es más eficaz en estos
países, se han reportado alimentos con niveles residuales de plaguicidas por
encima de los LMRs (Columé, A. et al., 2001; Poulsen, M. E.; Andersen, J. H.,
2003). En México, se tenía el conocimiento que sobre los usos no autorizados de
plaguicidas provenía de la información proporcionada por los países importadores
de productos agrícolas, los cuales rechazan embarques que contienen residuos de
plaguicidas que no cuentan con un Límite Máximo de Residuos o estos rebasaban
dicho límite (SENASICA, 2010).
Debido a esta problemática, el gobierno implementó un programa de monitoreo
anual para residuos de plaguicidas en productos agrícolas. El Centro Nacional de
Referencia de Plaguicidas y Contaminantes (CNRPyC) participa activamente en el
análisis de las muestras de productores agrícolas provenientes de los programas
de monitoreo (SENASICA, 2010). Sin embargo, los programas y campañas que el
SENASICA realiza a través de los comités estatales de sanidad vegetal de cada
estado, están enfocado a las unidades de producción (productores) en el mayor de
los casos y actualmente no existen monitoreos sobre la cantidad de contaminantes
microbiológicos y/o químicos a empresas que no estén reconocidas por dicha
secretaría.
De acuerdo a la FAO, México es el segundo productor mundial de cítricos con
2,224,382 ton en el año 2008 y es el primer país exportador de estos frutos con un
total de 462,868 ton en el año 2007. El estado de Veracruz es el segundo
productor a nivel nacional, después del Estado de Colima con 545,395.28
toneladas producidas en 2008 (COVECA, 2010).
43
De acuerdo a encuestas realizadas en la localidad de Martínez de la Torre, el
insecticida más usado para la producción de limón es el CYREN® (concentrado
emulsionable). Este producto es sus diferentes presentaciones contiene clorpirifos
etil, de acuerdo con la empresa CHEMINOVA (fabricante de este insecticida), el
clorpirifos etil es el segundo insecticida más vendido en el mundo.
Por lo tanto y tomando en cuenta que la agricultura citrícola en la región de
Martínez de la Torre, Veracruz, involucra el uso de diversos plaguicidas para el
control de plagas, enfermedades y todo tipo de amenaza en dichos cultivos, es
necesario realizar un monitoreo sobre los límites máximos residuales (LMRs) de
los plaguicidas utilizados para determinar la calidad y seguridad de los alimentos,
así como el impacto al medio ambiente que tiene el uso de dichos agroquímicos.
44
CAPÍTULO 4
JUSTIFICACIÓN
Una de las actividades primordiales de las empresas empacadoras de productos
agrícolas es el proceso de lavado cuya finalidad es la de eliminar tierra, polvos y
contaminantes microbiológicos y/o químicos que estén adheridos a la superficie de
dichos productos. Ejemplo de ello son los plaguicidas de contacto, los cuales
pueden ser retirados del producto por este proceso de limpieza mismos que
puedan ser solubles en agua, o que se encuentren adheridos a partículas de polvo
y que subsecuentemente se mezclarán en las aguas de desecho de dicho proceso
y finalmente estarán contaminando esta descarga. Ahora bien, debido a que los
plaguicidas sistémicos no se eliminan con el lavado, los limones empacados
pueden contener estas sustancias, sin que exista un control para la eliminación de
esta contaminación.
Con la implementación de un programa de monitoreo de plaguicidas en la
empacadora, se podrán diagnosticar las probables fuentes de contaminación por
residuos de plaguicidas organofosforados como el clorpirifos etil, el cual por ser
moderadamente tóxico y persistente en el ambiente, y también por ser este el más
utilizado en el municipio de Martínez de la Torre, es necesario detectar su
presencia y concentración con el fin de evitar pérdidas económicas para la
empresa por el cierre de fronteras, así como problemas de salud en la región y el
daño al ecosistema local debido a que las descargas de las aguas de desecho de
las empacadoras derivan directamente al Rio Bobos.
45
CAPÍTULO 5
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Los plaguicidas organofosforados como el clorpirifos etil son necesarios para la
protección contra insectos y un crecimiento óptimo del cultivo. Sin embargo los
residuos de éstos en el limón persa y en las aguas de desecho de lavado en el
proceso de empacado pueden provocan efectos negativos en el medio ambiente
por ser estos causantes de trastornos neurológicos en los organismos expuestos,
por lo que es necesario que su monitoreo y control dentro de la empacadora se
convierta en una actividad prioritaria.
46
CAPÍTULO 6
OBJETIVOS
6.1 Objetivo general
Diseñar un programa de monitoreo para la detección y control de los residuos de
plaguicidas organofosforados en limón persa de exportación dentro de una
empacadora del municipio de Martínez de la Torre, Veracruz.
6.2 Objetivos particulares
Implementar el método 302 del PAM Vol. I FDA para la determinación de
plaguicidas en alimentos.
Implementar el método EPA 8141B para la determinación plaguicidas
fosforados en las aguas de desecho de lavado.
Estimar algunos parámetros de validación en la medición del método
empleado.
Comparar las concentraciones de los plaguicidas detectados en limón persa
y aguas de desecho de lavado, con los límites máximos residuales (LMRs)
establecidos por la UE
Establecer las condiciones para el diseño del programa de monitoreo que
permita controlar los residuos de plaguicidas en limón persa dentro de la
empacadora.
47
CAPÍTULO 7
MATERIALES Y MÉTODOS
Para realizar el análisis de residuos de plaguicidas organofosforados en limón
persa, se realizó un monitoreo de dichos agroquímicos en una empacadora de
limón de Martínez de la Torre, Ver., tomando muestras tanto del limón identificado
como materia prima, como del limón identificado como producto terminado
(exportación), así como del agua de desecho de dicha empacadora, y finalmente
también se analizaron muestras de limón procedentes de un mercado de consumo
local.
7.1 Toma de muestras
Una vez establecido el convenio de colaboración entre la empresa empacadora de
limón y el laboratorio LATEX, S.C., se procedió a realizar la toma de muestras de
acuerdo a las regiones productoras.
El nombre de cada una de las regiones, la clave que se maneja para estas en la
empresa empacadora, así como el municipio al que pertenecen, se mencionan en
la tabla 13.
Tabla 12. Regiones productoras de limón con la clave que le asigna la
empacadora.
Región productora Clave Municipio
San Manuel-Gustavo 03-G Martínez de la Torre, Veracruz
San Manuel-José 03-J Martínez de la Torre, Veracruz
Potrero Nuevo 04 San Rafael, Veracruz
Cadillo 05 Martínez de la Torre, Veracruz
Manantiales 06 Martínez de la Torre, Veracruz
Plan de Limón 07 Misantla, Veracruz
María de la Torre 08 Martínez de la Torre, Veracruz
48
Insurgentes 09 Papantla, Veracruz
El Faisán 10 Martínez de la Torre, Veracruz
Almanza 11 Atzalan, Veracruz
Nuvara 14 Atzalan, Veracruz
Oaxaca 15 Santiago Yaveo, Oaxaca
La ubicación geográfica de las regiones se observan en la figura 11.
49
Figura 11. Distribución geográfica de las regiones productoras de limón
persa que llegan a la empacadora.
Una vez dentro de la empacadora, se mezcla el limón de todas las regiones
productoras, posteriormente se lava, encera y se empaca como producto
terminado listo para exportación. Cabe mencionar que se tomaron muestras de
limón por cada una de las regiones productoras, asi como una muestra compuesta
del producto terminado y del agua de desecho de lavado.
En la figura 12, se muestra un diagrama de flujo de operación de una empacadora
de limón, el limón que llega de las regiones productoras se vacía en las bandas
para una selección de acuerdo a su calidad.
50
Figura 12. Diagrama de flujo del proceso general de una empacadora de
productos agrícolas.
Posteriormente los limones seleccionados pasan al área de lavado, que consiste
en una serie de rodillos que transportan y al mismo tiempo rocian con agua que
contiene dos fungicidas (Imazalil y Tiabendazol), así como hipoclorito de sodio en
una concentración de 50 ppm, para eliminar bacterias y hongos que contiene el
limón.
Una vez lavados, pasan a un túnel de secado para posteriormente llegar al área
de encerado para su mejor conservación. Después del encerado, el limón pasa
por un sizer, que es el que clasifica el limón de acuerdo a su tamaño. Ya
clasificado el limón se empaca en cajas de cartón, las cuales son envueltas en
plástico y refrigeradas para su transporte.
El muestreo de limón se llevó a cabo conforme al método Food and Agriculture
Organization FAO (1999) CODEX CAC/GL 33 Métodos de muestreo
recomendados para la determinación de residuos de plaguicidas a efectos del
cumplimientos de los LMR. Roma. Paginas 2,4,10 y 11.
En el caso del agua de desecho se tomaron muestras directamente del drenaje de
la tina de lavado, tomando la muestra en bolsas esteriles y conservando la
muestra a una temperatura de 4°C. hasta su análisis.
Limón materia prima Área de lavado Túnel de secado
Sizer
Agua para lavado
Encerado
Limón Empacado
Agua de desecho de lavado
51
7.2 Disolventes, reactivos y curva de calibración.
Los disolventes utilizados en el análisis de residuos de plaguicidas fueron de
grado analítico y grado cromatográfico, ver tabla 13.
Tabla 13. Características de disolventes y reactivos utilizados en el análisis
de plaguicidas.
Disolvente/Reactivos Pureza (%) Marca
Acetona 99.90 Alyt
Diclorometano 99.98 Alyt
Éter etílico 99.00 Alyt
Éter de petróleo 99.00 Alyt
Hexano 99.5 High
Purity
Metanol 99.98 Fermont
Sulfato de sodio
anhidro 100.00 Alyt
Para cuantificar los residuos de plaguicidas organofosforados en las muestras
anteriormente citadas, se realizaron curvas de calibración para cada uno de ellos,
preparando soluciones patrón a concentraciones de 10 ppm para la mezcla A y 45
ppm para los demás plaguicidas enlistados a continuación, ver tabla 14.
Tabla 14. Pureza de los estándares de plaguicidas organofosforados.
Plaguicidas Marca Pureza
(%)
Organophosporus Mix A (8)
Diclorvos
Etoprofos
Disulfotón
Paratión Metílico
Fenclorfos
Clorpirifos Etil
Protiofos
Azinfos Metil (Gutión)
SUPELCO No se
indica
Diazinon Fluka Analytical 98.3
Dibrom Fluka Analytical 96.6
52
Dimetoato Fluka Analytical 99.4
Etion Fluka Analytical 97.8
Fenamifos Chem Service 99.5
Malatión Fluka Analytical 96.1
Metidatión Fluka Analytical 95.8
Triclorfón (Dylox) Chem Service 98.1
Una vez obtenidas estas soluciones se mezclaron hasta obtener una solución de
trabajo de 5 ppm de estos 16 plaguicidas organofosforados antes mencionados.
Esta mezcla se denominó Mix Ofos 5. A partir de la solución de trabajo se preparó
la curva de calibración tomando diluciones 1:2 obteniendo concentraciones que
se muestra en la tabla 15.
Tabla 15. Concentraciones de la curva de calibración de plaguicidas
organofosforados.
Numero de dilución
Concentración (ppm)
1 5.0
2 2.5
3 1.25
4 0.625
5 0.3125
6 0.15625
7 0.078125
8 0.0390625
Una vez obtenidas estas diluciones se inyectaron en el CG-PFPD, con el método
establecido para análisis de fosforados. Todas las soluciones de plaguicidas
preparadas fueron almacenadas a 4 °C.
53
7.3 Métodos empleados para la detección de residuos de plaguicidas
organofosforados.
7.3.1 Método EPA 8141B Determinación de compuestos organofosforados
por cromatografía de gases en agua subterránea, agua residual y residuos
sólidos.
Este método provee de condiciones para el cromatógrafo de gases para la
determinación de concentraciones en partes por billón de compuestos
organofosforados. Antes de usar este método, un volumen o peso medido de las
muestras líquidas o sólidas son extraídas usando la técnica de extracción de
muestra apropiada dependiendo de la matriz:
7.3.1.1 PROCEDIMIENTO
7.3.1.2 Materiales y equipo
Embudo de separación de 2 litros con llave de paso de
politetraflouroetileno (PTFE).
Columna cromatográfica de secado de 20 mm de diámetro Pyrex®
con fibra de vidrio Pyrex® y llave de paso de PTFE
Aparato Kuderna-Danish (K-D)
Tubo concentrador de 10 mL graduado, matraz de evaporación de
500 mL, columna Synder.
Sistema de recuperación de vapores de solvente
Perlas de ebullición
Baño de agua
Viales de 2 mL, de vidrio con tapa roscada de PTFE
Papel indicador de pH
Matraz Erlenmeyer de 250 mL
Jeringa de 5 mL
54
Probeta Graduada de 1 L
7.3.1.3 Reactivos
Hidróxido de sodio NaOH (10 N).
Sulfato de sodio Na2SO4 (granular y anhidro).
Solución de ácido sulfúrico H2SO4 (1:1 v/v).
Cloruro de metileno.
7.3.1.4 Procedimiento
Usando una probeta graduada de 1 litro, medir 1 litro (nominal) de la
muestra. Alternativamente. Si se sabe que hay altas concentraciones del
analito, se puede tomar un volumen más pequeño de muestra y diluir a 1
litro con agua libre de compuestos orgánicos.
Pipetee 1.0 mL de la solución sustituto (fortificación) a aquellas muestras en
la que se desea determinar la recuperación sobre la probeta graduada y
mezcle bien.
Verifique el pH de la muestra con papel de amplio rango de determinación
de pH y ajuste el pH, si es necesario al pH indicado en la tabla 1, usando el
ácido sulfúrico o el hidróxido de sodio sin alterar el volumen de la muestra.
Transferir la muestra de la probeta del cilindro graduado al embudo de
separación. Use 60 mL de cloruro de metileno para enjuagar la probeta y
transfiera este enjuague al embudo de separación.
Selle y agite el embudo de separación vigorosamente por 1 a 2 minutos con
periodos de venteo para liberar el exceso de presión. Alternativamente,
coloque el solvente de intercambio (hexano) dentro de la parte superior de
la columna Snyder mientras el concentrador permanece en el baño de
agua.
NOTA: El cloruro de metileno crea presión excesiva muy rápido; por lo
tanto, la ventilación inicial debería ser hecha inmediatamente después de
que el embudo de separación haya sido sellado y agitado una vez. El
55
embudo de separación deberá ser ventilado dentro de una campana de
extracción para evitar la exposición del analista a los vapores del solvente.
Permite que se separe la fase orgánica de la fase acuosa por al menos 10
minutos. Si la emulsión en la interface es mayor a un tercio del tamaño de
la fase orgánica, el analista debe emplear técnicas mecánicas para
completar la separación de fases. La técnica más óptima dependerá de la
muestra y puede incluir la agitación, filtración, emulsión a través de fibra de
vidrio, centrifugación u otros métodos físicos. Colecte el extracto de la
muestra en un matraz Erlenmeyer. Si la emulsión no puede ser rota,
transfiera la muestra, el solvente y la emulsión a la cámara de extracción de
un extractor continuo y proceda en lo descrito en el método 3520.
Repita la extracción dos veces más usando porciones nuevas de solvente.
Combine los tres extractos.
Ajuste el pH si es necesario
Si se usa el análisis GC-MS (Método 8270), los extractos ácidos/neutros o
básicos pueden combinarse antes de concentrarse. Sin embargo en
algunas situaciones, el análisis de extractos ácido/neutros y básicos en
concentraciones separadas puede ser preferible.
Realice la concentración (si es necesario) usando el Kuderna- Danish (K-
D).
7.3.1.5 Técnica Kuderna-Danish
1. Ensamble el concentrador K-D uniendo el tubo concentrador de 10
mL al matraz de evaporación de 500 mL.
2. Una el equipo de recuperación de vapores de solvente (condensador
y dispositivos de colección) a la columna Synder del aparato K-D
siguientes las instrucciones del fabricante
3. Seque el extracto pasándolo a través de una columna de secado
conteniendo 10 cm de sulfato de sodio anhidro. Colecte el extracto
seco en el concentrador K-D. Enjuague el matraz Erlenmeyer, que
56
contiene el extracto, con 20-30 ml de cloruro de metileno y añádalo a
la columna de secado.
4. Añada un o dos perlas de ebullición al matraz y una la columna
Synder de tres bolas. Prelave la columna Synder añadiendo 1 mL de
cloruro de metileno en la parte superior de la columna. Coloque el
aparato K-D en un baño de agua caliente (15-20 °C arriba del punto
de ebullición del solvente) para que el tubo del concentrador que está
parcialmente inmerso en el agua caliente y la superficie del matraz
sean bañados con vapor caliente. Ajuste la posición vertical del
aparato y la temperatura del agua que se requiere para completar la
concentración de 10 a 20 minutos. Cuando el volumen aparente del
liquido alcance 1 mL, quite el aparato K-D del baño de agua y
permita que se drene y enfríe por al menos 10 minutos.
5. Si el solvente de intercambio es requerido (como indica la Tabla 1),
momentáneamente quite la columna Synder y añada 50 mL del
solvente de intercambio, una nueva perla de ebullición y reúna la
columna Synder. Concentre el extracto, como se describe en el paso
anterior, aumentando la temperatura del baño de agua, si es
necesario para mantener la destilación apropiada.
6. Quite la columna Synder y enjuágue el matraz y las juntas más bajas
dentro del tubo concentrador con 1 o 2 mL de cloruro de metileno o
de solvente de intercambio. El extracto podrá ser más concentrado
usando otra técnica o ajustando el volumen final a 10 mL con el
último solvente usado.
7.3.1.6 Determinación
Una vez aforado y purificado el extracto, pasa al área de
cromatografía para iniciar el análisis instrumental, mediante la
inyección en el cromatógrafo de gases y proceder a la determinación.
Se revisa la respuesta en el cromatograma y se coteja en tablas de
referencia.
57
De acuerdo a los compuestos posibles observados se seleccionan
los estándares.
Se inyecta el estándar, se compara la respuesta y se realizan los
cálculos.
7.3.2 Metodología 302 del Pesticide Analytical Manual
7.3.2.1 Materiales
Licuadora de alta velocidad, a prueba de explosión
Embudo de separación de 1 L
Embudo Buchner de porcelana de 12 cm de diámetro
Papel filtro tipo Shark Skin®
Embudo de filtración de 4” de diámetro
Fibra de vidrio
Columna Snyder con matraz Kuderna-Danish (K-D) de 500 mL
Probetas de 100 mL
Pinzas de tres dedos
Anillos de soporte
Columna cromatográfica de 22 mm de diámetro x 300 mm de largo,
con llave de teflón
7.3.2.2 Equipo
Balanza analítica de precisión
Compresor de vacío
Cromatógrafo de gases VARIAN 450-GC acoplado a cuatro
detectores:
Detector de captura de electrones (ELCD) para compuestos
halogenados
Detector de flama fotométrica pulsada (PFPD) para compuestos
fosforados
58
Detector termoiónico específico (TSD) para compuestos
nitrogenados.
Espectrómetro de Masas VARIAN 225-MS como detector universal.
7.3.2.3 Reactivos
Acetona
Éter de petróleo
Cloruro de metileno
Sulfato de sodio anhidro
Éter etílico grado HPLC
Florisil grado PR
Cloruro de sodio, grado reactivo
Carborumdo (carburo de silicio)
7.3.2.4 Metodología
7.3.2.4.1 Preparación de la muestra
Se fragmenta el producto para una mejor molienda y
homogenización de la muestra.
Se toma una muestra custodia, que será utilizada para el
análisis.
Pesar y etiquetar 100 g de la muestra custodia
Mezclar la muestra en la licuadora a prueba de explosión con
200 mL de acetona por 2 minutos o hasta que la muestra se
vea homogénea.
Montar el equipo para filtración con vacío, con un embudo
Buchner de 12 cm de diámetro. Prelavar el papel filtro con
acetona para eliminar contaminantes.
Filtrar el extracto con vacío, cuidando que no se pasen sólidos
grandes al filtrado.
Tomar del extracto 80 ml para la partición.
7.3.2.4.2 Extracción
59
Mezclar en un embudo de separación de 1 L, los 80 mL del
extracto, 100 mL de éter de petróleo y 100 mL de cloruro de
metileno.
Agitar durante 1 minuto y esperar la separación de fases.
Mientras se separan las fases, preparar un embudo de
filtración de 4”, colocando un poco de fibra de vidrio
previamente lavada y aproximadamente 4 cm de altura de
sulfato de sodio anhidro.
Recuperar la fase acuosa en un segundo embudo de 1 L y
filtrar la fase orgánica a través del sulfato de sodio en un
matraz Kuderna-Danish de 500 mL.
Agregar 7 g de cloruro de sodio al segundo embudo de
separación, agitar hasta que la sal se haya disuelto (30
segundos) y posteriormente mezclar con 100 mL de cloruro de
metileno, volver agitar por un minuto y esperar la separación
de fases.
Filtrar la fase orgánica con el sulfato de sodio, depositándola
en el matraz K-D.
A la fase acuosa, agregar 100 mL de cloruro de metileno y
nuevamente agitar por un minuto.
Se espera la separación, después filtrar la fase orgánica en
sulfato de sodio y enjuagarlo con 50 mL de cloruro de
metileno, posteriormente agregar al matraz K-D carborumdo
para la evaporación.
La fase acuosa residual se debe introducir en un frasco
etiquetado y llevado al almacén de residuos peligrosos.
Al matraz Kuderna Danish se ensambla una columna Snyder.
Se inicia la evaporación y cuando el nivel del líquido en el tubo
concentrador este en 2 mL, añadir 100 mL de éter de petróleo
y se vuelve a evaporar.
60
Reconcentrar nuevamente hasta 2 mL y añadir 50 mL de éter
de petróleo y añadir 20 mL de acetona y reconcentrar hasta
aproximadamente 2 mL.
Se obtiene el extracto concentrado y se desensambla la
columna Snyder y Kuderna Danish y se afora a 7 mL con
acetona.
7.3.2.4.3 Determinación
Una vez aforado y purificado el extracto, pasa al área de
cromatografía para iniciar el análisis instrumental, mediante la
inyección en el cromatógrafo de gases y proceder a la
determinación.
Se revisa la respuesta en el cromatograma y se coteja en
tablas de referencia.
De acuerdo a los compuestos posibles observados se
seleccionan los estándares.
Se inyecta el estándar, se compara la respuesta y se realizan
los cálculos.
7.4 Condiciones del PFPD para el análisis de organofosforados
Flujo de Helio: 5 mL/min
Temperatura del inyector: 250 °C
Temperatura del horno:
Temperatura (°C)
Rate (°C/min) Hold (min) Total (min)
100 - 2 2
200 10 0 12
230 5 10 28
Photomultiplier Voltage: 510 V
61
Gate Delay: 4 msec
Gate Width: 10 msec
Trigger Level: 200 mV
Air 1 Flow: 17 mL/min
H2 Flow: 14 mL/min
Air2 Flow: 10 mL/min
7.5 Cálculos
Resultado (ppm, mg/kg o µg/g)= (R) (Aforo) (1000) / PM
Donde:
R= Concentración de cada plaguicida de la muestra obtenida por
interpolación del área bajo la curva con la correspondiente curva de
calibración expresada en ppm
Aforo= Es el volumen final al que se lleva la muestra (4 mL)
PM= Peso de la muestra expresada en gramos.
62
CAPÍTULO 8
RESULTADOS
8.1 Implementación del programa de monitoreo de residuos plaguicidas en
limón.
Como parte del convenio de colaboración celebrado en marzo del 2011 entre el
LATEX-Universidad Veracruzana y una empresa empacadora de limón ubicada en
el municipio de Martínez de la Torre, Veracruz-México se acordó que esta ultima
suministraría las muestras de limón y agua y para su análisis con el objetivo de
implementar un programa de monitoreo de residuos de plaguicidas
organofosforados en limón persa, en el que se contemplarán muestras
identificadas como materia prima, producto terminado y agua de desecho de
lavado.
De acuerdo al Convenio LATEX-Empacadora, el plan de actividades de muestreo
de limón persa como materia prima y producto terminado, así como el agua de
desecho del lavado, quedó establecido de acuerdo a las fechas que se muestran
en la tabla 16.
Tabla 16. Cronograma de muestreos para limón persa de cada una de las 12
regiones identificadas como materia prima, muestra de limón persa como
producto terminado y el agua de desecho de lavado.
2011
Mes Mayo Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre
Semana 1 2 3 4 1 2 3 4 5 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 5 1 2 3 4 1 2 3 4 5
Muestras de materia prima
Muestras de Producto terminado
Muestras de Agua de
desecho de lavado
63
La distribución de fechas para los muestreos se estableció a partir de abril ya que
es cuando empieza la temporada de la máxima producción de limón en dicho
municipio y por lo tanto las empacadoras reciben una gran cantidad de este
producto derivado de diferentes regiones ya antes mencionadas. Se efectuaron los
tres muestreos en las fecha establecidas, el primer muestreo fue el 26 de mayo, el
segundo fue el día 26 de agosto y el último fue el día 30 de noviembre de 2012.
Los muestreos, transporte y almacenamiento de muestras se realizaron según los
criterios de aceptación de las muestras para análisis de residuos de plaguicidas en
vegetales, del (CNRPyC) Centro Nacional de Referencia de Plaguicidas y
Contaminantes-SAGARPA.
8.2 Implementación de procedimientos técnicos y de equipo para el análisis de
residuos de plaguicidas.
Para la implementación de los procedimientos técnicos para detectar residuos de
plaguicidas y como parte de las actividades desarrolladas en el área de
cromatografía, se elaboraron procedimientos internos respecto a la metodología
utilizada (Método 302 PAM, Vol.1 FDA, Método EPA 8141B), así como el uso de
los equipos, a continuación se enlistan dichos procedimientos:
• Procedimiento para la construcción de curvas de calibración en el GC-MS
• Procedimiento para el detector de flama fotométrica pulsada (PFPD)
• Procedimiento para el ajuste inicial del espectrómetro de masas MS-225
• Proceso analítico para la determinación de residuos de plaguicidas en
productos agrícolas con alto contenido de humedad
• Proceso analítico para la determinación de residuos de plaguicidas en agua
• Requisitos de muestreo para la determinación de plaguicidas en alimentos
Una vez realizados dichos procedimientos se incorporaron al sistema de gestión
de calidad ya establecido en el LATEX, S.C. para con ello armonizar esta área con
los requerimientos técnicos y de gestión que posteriormente serán evaluados en
una auditoria con el objetivo de formar parte del Reconocimiento otorgado por la
64
Dirección de Inocuidad Agroalimentaria-SENASICA para Laboratorios de
diagnóstico de plaguicidas.
8.3 Análisis de soluciones de Materiales de Referencia Certificados de plaguicidas
organofosforados y elaboración de curvas de calibración.
Para cuantificar los residuos de plaguicidas organofosforados en las muestras en
estudio, se realizaron curvas de calibración para cada uno de ellos, preparando
soluciones patrón a concentraciones de 10 ppm para la mezcla A y 45 ppm para 8
de los demás plaguicidas enlistados en la tabla 14. Finalmente se obtuvo una
solución de trabajo de 5 ppm de los 16 plaguicidas organofosforados antes
mencionados. Esta mezcla se denominó Mix Ofos 5. A partir de la solución de
trabajo se preparó la curva de calibración tomando 7 diluciones 1:2 sucesivamente
hasta obtener una concentración de 78 ng/mL. Una vez obtenidas estas diluciones
se inyectaron en el cromatográfo de gases con detección fotométrica de flama
pulsada (CG-PFPD), utilizando el método establecido para análisis de fosforados.
En la figura 13, se observan en conjunto todos los cromatogramas de los
diferentes niveles de concentración analizados en el CG-PFPD. Los picos se ven
perfectamente bien definidos y resueltos entre sí. De igual manera, se observan
sus respectivos tiempos de retención los cuales se graban e identifican por el
software del equipo en inyecciones posteriores.
65
Figura 13. Cromatogramas de los 16 plaguicidas organofosforados a diferentes
niveles de concentración.
De igual manera se observan las diferentes respuestas (Volts) que tiene cada uno
de los analitos frente al sistema CG-PFPD, dichas diferencias dependen de la
selectividad que tiene cada analito con el sistema de detección que se utiliza,
siendo el Etoprofos el que mas selectividad presenta comparado con el Triclorfon
el cuál su respuesta es mucho menor.
En la figura 14 se presenta una ampliación de los cromatogramas de los
plaguicidas organofosforados, en donde se observa que la concentración es
proporcional a la altura o área bajo la curva de cada uno de los picos y que estén
dentro del intervalo de tiempo de retención (TR) que le corresponde a cada
plaguicida. De esta manera se obtuvieron los datos de área bajo la cura para
construir las 16 curvas de calibración correspondientes a las soluciones de
plaguicidas organofosforados en estudio.
66
Figura 14. Ampliación del cromatograma de plaguicidas organofosforados a diferentes niveles de concentración.
En las figuras 15 y 16 se muestran dos ejemplos de las curvas de calibración
obtenidas para el Clorpirifos Etil y el Paratión Metílico, elaborados en el mismo
Software System Control instalado en el 450-CG. Se debe notar que en ambos
casos el coeficiente de correlación (R2) es superior al 0.99, lo que garantiza la
linealidad de los datos con la ecuación de ajuste.
Figura 15. Cromatograma y curva de calibración para el Clorpirifos Etil.
Una vez obtenidas estas curvas de calibración el software utiliza las ecuaciones
de la recta para el cálculo de la concentración en una muestra problema,
despejando la incógnita x de dicha ecuación, siempre y cuando las respuestas de
67
las muestras problemas aparezcan en los intervalos de TR, anteriormente
asignados para cada plaguicida.
Figura 16. Cromatograma y curva de calibración para el Paratión Metílico
En la tabla 17 se muestran los datos obtenidos a partir del estudio de las
soluciones de Materiales de Referencia Certificados (MRC) de plaguicidas
organofosforados para la construcción de curvas de calibración. En dicha tabla, se
muestra la ecuación de la recta, que permite conocer la relación entre los datos
obtenidos y el grado de ajuste que se realiza mediante el coeficiente de
correlación lineal, también presentada.
De igual manera se muestra el intervalo de TR en minutos en el que se detecta
cada uno de los plaguicidas, así mismo el Límite de Cuantificación del Método
(LCM) que es la mínima concentración en la que el método puede cuantificar el
área de un pico, y finalmente el Límite de Detección del Método (LDM) que es la
mínima concentración en la que se detecta la respuesta del pico de un compuesto
en el cromatograma.
68
Tabla 17. Resultados del análisis de las soluciones de MRC de plaguicidas
organofosforados.
Plaguicida organofosforado
Intervalo de TR (min)
LCM (ppm)
LDM (ppm)
Ecuación de la recta
Coeficiente de
correlación (R
2)
Diclorvos 8.1-8.25 0.078125 0.0390625 y=5*106x+560334 0.988
Triclorfón 10.98-11.25 0.15625 0.078125 y=1*106x+166344 0.9953
Etoprofos 13.05-13.365
0.078125 0.0390625 y=4*106x+386356 0.9971
Dibrom 13.58-13.62 0.078125 0.0390625 y=3*106x+461801 0.9968
Dimetoato 14.31-14.48 0.078125 0.0390625 y=6*106x+641228 0.9907
Diazinon 15.32-15.39 0.078125 0.0390625 y=3*106x+429734 0.9976
Disulfotón 15.65-15.68 0.078125 0.0390625 y=3*106x+236746 0.9994
Paratión metílico 16.75-16.94 0.078125 0.0390625 y=4*106x+566695 0.9964
Fenclorfos 17.48-17.52 0.078125 0.0390625 y=3*106x+401421 0.9984
Malatión 17.78-17.85 0.078125 0.0390625 y=3*106x+263852 0.9993
Clorpirifos Etil 18.35-18.42 0.078125 0.0390625 y=3*106x+326120 0.9989
Meditatión 20.48-20.53 0.078125 0.0390625 y=4*106x+328948 0.9995
Fenamifos 21.23-21.26 0.078125 0.0390625 y=5*106x+766410 0.9934
Protiofos 21.79-21.83 0.078125 0.0390625 y=3*106x+343281 0.9986
Etión 22.84-22.87 0.078125 0.0390625 y=6*106x+502440 0.9934
Gutión 24.84-24.87 0.078125 0.0390625 y=3*106x+270268 0.9961
En el anexo 3, se muestran todas las curvas de calibración realizadas a partir de
los datos obtenidos del software System Control del 450-GC de VARIAN para las
16 soluciones de plaguicidas organofosforados a diferentes niveles de
concentración en estudio.
8.4 Desarrollo de los métodos del Método 302 PAM-FDA y 8141-B EPA para la
detección de residuos plaguicidas en limón y agua.
En esta etapa del estudio se realizó la confirmación de los métodos según lo
establecido en por la Food and Drug Administration y la Environmental Protection
Agency de los Estados Unidos, para lo cual se sigue todas las indicaciones y
condiciones de los procedimiento descritos en la parte de metodología antes
mencionada. De esta manera se analizaron todas las muestras contempladas en
el programa de monitoreo de residuos de plaguicidas en la empacadora del
Municipio de Martínez de la Torre, Veracruz-México.
69
En el anexo 3, se presentan los resultados (cromatogramas) de cada una de las
muestras analizadas, así como sus observaciones. Una vez obtenidos los
cromatogramas, el software arroja mediante su reporte de resultados la
concentración de los picos que hayan sido identificados por el TR para cada
plaguicida detectado, de esta manera el software lo calcula a través de la ecuación
de la recta de las curvas de calibración antes mencionadas.
En la figura 17 se muestra un ejemplo del reporte de resultados obtenidos en el
software System Control de VARIAN, además de otros parámetros.
Figura 17. Presentación de los resultados por parte del software System
Control de VARIAN.
70
De esta manera se obtuvieron los reportes de resultados para las diferentes
muestras analizadas, posteriormente se procedió a calcular la concentración final
de cada plaguicida presente en las muestras, utilizando el siguiente cálculo:
(
)
Donde:
Conc. cromatógrafo (μg/mL) = Concentración obtenida del cromatógrafo
(μg/mL)
Aforo final (mL) = Aforo después de terminar el proceso de extracción y/o
limpieza
Peso de la muestra (g) = Peso inicial de la muestra antes del proceso de
extracción
La concentración final se reporta en unidades de µg/g, mg/kg ó ppm, en el anexo 3
se muestran las bases de datos utilizadas para el cálculo antes mencionado de
todas las muestras analizadas. En la tabla 18, se muestran los resultados
obtenidos de las muestras de limón como materia prima, producto terminado y
agua de desecho de acuerdo al programa de monitoreo de plaguicidas, en los
cuáles se observa la presencia de Clorpirifos etíl y Paratión metílico en todas las
muestras analizadas.
Tabla 18. Concentración final en ppm y desviación estándar por cada
muestra analizada.
Región* Clave
interna Clorpirifos etíl
(ppm) Desviación Estándar
Paratión metílico
(ppm)
Desviación Estándar
03-G MP AQ-296 0.0109 + 0.00340076 0.0376 + 0.00079065
03-J MP AQ-297 0.0020 + 0.00069575 0.0088 + 0.00080751
04 MP AQ-298 0.0057 + 0.00131613 0.0204 + 0.00082795
05 MP AQ-299 0.0040 + 0.00154862 0.0151 + 0.00063824
06 MP AQ-300 0.0054 + 0.00032097 0.0165 + 0.00218364
07 MP AQ-301 0.0025 + 0.00031617 0.0101 + 0.00168814
71
08 MP AQ-302 0.0038 + 0.00137805 0.0148 + 0.00279477
09 MP AQ-303 0.0137 + 0.00012675 0.0409 + 0.00242187
11 MP AQ-304 0.0051 + 0.00207043 0.0213 + 0.00277322
13 MP AQ-305 0.0079 + 0.00087292 0.0281 + 0.005987
14 MP AQ-306 0.0065 + 0.00132837 0.0219 + 0.00102749
15 MP AQ-307 0.0081 + 8.0677E-05 0.0274 + 0.00203115
03-G PT AQ-308 0.0031 + 2.3377E-05 0.013 + 0.00600782
03-J PT AQ-309 NSA NSA NSA NSA
04 PT AQ-310 0.0021 + 0.00169548 0.134 + 0.00610828
05 PT AQ-311 0.0006 - 0.0073 -
06 PT AQ-312 NSA NSA NSA NSA
07 PT AQ-313 NSA NSA NSA NSA
08 PT AQ-314 NSA NSA NSA NSA
09 PT AQ-315 0.0022 - 0.0103 + 0.00858601
11 PT AQ-316 NSA NSA NSA NSA
13 PT AQ-317 NSA NSA NSA NSA
14 PT AQ-318 NSA NSA NSA NSA
15 PT AQ-319 0.0013 - 0.0080 -
Agua de lavado AQ-320 0.00021 - 0.0011 -
*El número corresponde al que la empacadora le asigna a la región. MP significa que el limón es considerado como materia prima, PT muestras consideradas como producto terminado y NSA. No se analizó.
A continuación se muestran los gráficos (figuras 18 y 19) correspondientes a las
concentraciones obtenidas tanto de clorpirifos etíl como de paratión metílico
presentes en las 12 regiones productoras de limón persa y analizadas como
materia prima, dentro del programa de monitoreo anteriormente citado.
Destacando entre ellas la región 03-G y la 09, no obstante los valores obtenidos
no superan los LMR permitidos para cada plaguicida.
72
Figura 18. Concentración de Clorpirifos etíl de las 12 regiones productoras de limón persa y analizada como materia prima.
Figura 19. Concentración de Paratión metílico de las 12 regiones productoras de limón persa y analizado como materia prima. Una vez obtenidos los resultados finales se realizó la comparación de las
concentraciones de los dos plaguicidas detectados entre algunas de las muestras
de materia prima (MP) y sus correspondientes muestras de producto terminado
0.000
0.002
0.004
0.006
0.008
0.010
0.012
0.014
0.016
03-G 03-J 04- 05- 06- 07- 08- 09- 11 13 14 15
Con
cen
traci
ón
(p
pm
)
Clave de regiones productoras
Clorpirifos etíl
0.000
0.005
0.010
0.015
0.020
0.025
0.030
0.035
0.040
0.045
0.050
03-G 03-J 04- 05- 06- 07- 08- 09- 11 13 14 15
Con
cen
traci
on
es (
pp
m)
Clave de regiones productoras
Paratión metílico
73
(PT) con la finalidad de obtener el porcentaje de reducción de estos plaguicidas
por efecto del lavado (proceso de la empacadora) como lo muestra la tabla 19.
Tabla 19. Comparación de resultados para el cálculo de porcentaje de
reducción de plaguicidas por efecto de lavado.
Región Clave
interna Clorpirifos etíl (ppm)
Paratión
metílico (ppm)
Región Clave
interna
Clorpirifos etíl (ppm)
Paratión
metílico (ppm)
% Reduccion Clorpirifos
etíl
% Reduccion
Paratión metílico
03-G MP AQ-296 0.0103 0.0348 03-G PT AQ-308 0.0031 0.013 69.903 62.644
04 MP AQ-298 0.0074 0.0256 04 PT AQ-310 0.0021 0.0134 71.622 47.656
05 MP AQ-299 0.0037 0.0134 05 PT AQ-311 0.0006 0.0073 83.784 45.522
09 MP AQ-303 0.0162 0.0480 09 PT AQ-315 0.0022 0.0103 86.420 78.542
15 MP AQ-307 0.0081 0.0274 15 PT AQ-319 0.0013 0.0080 83.951 70.803
Agua de lavado AQ-320 0.00021 0.0011
Como se puede observar el Clorpirifos etíl es el plaguicida que redujo mas su
concentración, debido a que tiene una mayor solubilidad en agua, comparada con
el Paratión metílico. En las figuras 20 y 21 se puede observar la diferencia en
concentraciones de Clorpirifos etíl y Paratión metílico en aquellas regiones donde
se analizó dicha comparación.
Figura 20. Comparación de concentraciones de Clorpirifos etíl entre materia prima y producto terminado.
0
0.002
0.004
0.006
0.008
0.01
0.012
0.014
0.016
0.018
03-G 4 5 9 15
Co
nce
ntr
ació
n (
pp
m)
Clave de la región productora
clorpirifos etil MP
clorpirifos etil PT
74
Figura 21. Comparación de concentraciones de Paratión metílico entre materia prima y producto terminado.
8.5 Discusión de resultados
De acuerdo a los análisis realizados a las muestras de limón, se detectó y
cuantifico la presencia de Clorpirifos etíl y Paratión metílico en todas las muestras
analizadas, de igual forma se detectó la presencia de Fenclorfos y Protiofos en
algunas muestras, sin embargo estos últimos no pudieron cuantificarse debido a
que están por abajo del límite de cuantificación del método.
Se observa que en todas las regiones cercanas a Martínez de la Torre, incluido el
municipio de Santiago Yaveo en el Estado de Oaxaca utilizan un manejo similar en
cuanto al uso de plaguicidas organofosforados ya que aún con las variaciones
existentes entre los analitos detectados la tendencia fue la misma: el Paratión
metílico es el que en todas las muestras analizadas se encuentra en mayor
proporción, comparado con el Clorpirifos etíl e incluso con el Fenclorfos y
Protiofos.
0.0000
0.0100
0.0200
0.0300
0.0400
0.0500
0.0600
03-G 4 5 9 15
Co
nce
ntr
ació
n (
pp
m)
Clave de la región productora
paration metílico MP
paration metílico PT
75
De acuerdo a la revisión bibliográfica, el Paratión metílico es extremadamente
tóxico, aunque es poco persistente puede afectar a los insectos, peces y aves que
viven cerca de las regiones de siembra de limón. Su presencia en el fruto en la
empacadora indica que se aplica en una gran proporción, ya que a pesar del
tiempo de cosecha y transporte aun hay presencia de este compuesto en la
materia prima.
Cabe destacar que en el catálogo de plaguicidas del CICOPLAFEST, no existe un
límite máximo residual para este plaguicida en cítricos, debido a que este aun está
en revisión. En países como Japón es de 0.2 partes por millón, cifra que no se
rebasó en ninguna de las regiones, por lo que este producto no tendrá problema
de contaminación en inocuidad alimentaria, para su importación.
En el caso de la presencia de este compuesto en el agua, esto es preocupante a
nivel ambiental ya que esta aguas no reciben ningún tratamiento actualmente, y si
suponemos que todas las empacadoras de limón de este municipio lo tienen, la
descarga del drenaje municipal contendrá una cantidad considerable de este
plaguicida, el cual puede afectar el equilibrio ecológico de la cuenca del Rio Bobos
y Nautla. Debido a que no existen estudios de toxicidad ambiental en esta región,
no se puede saber que tan alterado esta.
En el caso del Clorpirifos etíl, este se encuentra en menor proporción. Este
compuesto es moderadamente tóxico, sin embargo por la presencia de átomos de
cloro en su estructura, lo hace un compuesto persistente en el ambiente, que de
acuerdo a la literatura es de 1 año o mas dependiendo de las condiciones
ambientales. Se deduce que debido a la baja concentración de este compuesto en
el limón analizado, este plaguicida se usa en menor proporción a comparación del
paratión, sin embargo por ser este más persistente en el ambiente, puede alterar
tanto los ecosistemas de las regiones productoras, así como la biota del Rio
Bobos, que es donde se descargan las aguas del municipio. El límite máximo
residual del clorpirifos en México es de 1 ppm, así también en países como
76
Estados Unidos y Canadá, por lo que es este fruto cumple en materia de inocuidad
alimentaria.
En la tabla 20 se presentan las propiedades fisicoquímicas de estos plaguicidas,
su comportamiento en el ambiente se puede observar lo siguiente
Tabla 20. Propiedades fisicoquímicas del Clorpirifos etíl y Paratión metílico para el análisis de su comportamiento ambiental.
Plaguicida organofosforado
Presión de vapor Constante de Henry
Solubilidad en agua
Kow
Clorpirifos etíl Alta, tiene potencial
para volatilizarse Alta
volatilidad Baja
Alto, puede fijarse a materia orgánica y
bioacumularse
Paratión metílico Baja, se solubiliza
en agua o se retiene en suelo
Volatilidad moderada
Alta Alto, puede fijarse a materia orgánica y
bioacumularse
De estas características se puede concluir:
El Clorpirifos etíl está en menor concentración en las muestras de limón debido a
que es volátil, es decir habrá una mayor presencia en el aire de esta compuesto,
además de que se puede dispersar con mayor facilidad. Su solubilidad en agua es
baja, por lo que en caso de llegar a cuerpos de agua, este plaguicida se
acumulara en sedimentos o en suelo, por un periodo de tiempo largo debido a sus
características de persistencia. Se puede bioacumular en organismos de todas las
cadenas tróficas de los ecosistemas circundantes a las regiones productoras así
como la cuenca del Rio Bobos.
El Paratión metílico no es tan volátil, debido a esto, se encontró mayor presencia
de este en las muestras de limón. También es soluble en agua, debido a esto se
obtuvo un mayor porcentaje después del proceso de lavado entre las muestras de
limón como materia prima comparada con las muestras consideradas como
producto terminado. Por las características de alta solubilidad y moderada
volatilidad, este compuesto además de contaminar el agua y suelo de las regiones
productoras, también puede contaminar las aguas subterráneas. También se
77
puede bioacumular, sin embargo este compuesto se metaboliza rápidamente a
paraoxón, el cual es más tóxico. De acuerdo al INE, este compuesto es muy tóxico
para peces y abejas, así como aves.
78
CAPÍTULO 9
CONCLUSIONES
Con el programa de monitoreo implementado en la empacadora y el análisis de
todas las muestras, así como la detección y cuantificación de Clorpirifos etíl y
Paratión metílico se logró concientizar del daño tanto para la salud humana,
animal y afectaciones al medio ambiente de la región que pueden ocasionar estos
plaguicidas. Por lo tanto, las acciones inmediatas que esta tomando la
empacadora es el compromiso al cuidado del medio ambiente, y para ello está
efectuando el diseño de una pequeña planta de tratamiento para sus aguas de
desecho, que permita eliminar estos compuestos, a manera que se evite la
contaminación en los cuerpos de agua. La empacadora deberá regularizar su
permiso de descarga de aguas residuales ante el municipio y deberá contar con la
Licencia de Funcionamiento Ambiental que otorga la Secretaría de Medio
Ambiente del Estado de Veracruz (SEDEMA) para que esta tenga el conocimiento
de todas estas acciones.
También se tendrá que hacer cursos de capacitación a los trabajadores de las
regiones productoras, a manera que utilicen estos plaguicidas eficientemente, para
que una vez que cumplan con el objetivo de acabar con la plaga, no existe
ninguno residuo de estos sobre los limones. Es importante mencionar también el
cuidado que se le debe hacer a los contenedores de estos plaguicidas, ya que por
su contenido con compuestos tóxicos, estos son considerados Residuos
Peligrosos, los cuales están regulados por la Ley General para la Prevención y
Gestión Integral de los Residuos y su Reglamento.
Los resultados mostrados corresponden al primer muestreo en el cuál se intuye
que existe la mayor cantidad de plaguicidas en las muestras de limón analizadas.
Será necesario conocer como progresan los niveles de dichos plaguicidas a lo
largo del año. Por tanto, la empacadora deberá hacer por lo menos un análisis de
79
los limones y en el agua que salga de la planta de tratamiento, para verificar que
esta vaya libre de estos compuestos.
De acuerdo a la literatura, los compuestos organofosforados son inestables a pH
mayores a 9, por lo que el tratamiento podría consistir en la inclusión de hidróxido
de calcio o carbonato de sodio a las aguas, a manera que no rebase el pH 10 para
que cumpla con los LMP de la NOM-002-SEMARNAT-1996.
Otra opción, es el carbón activado que puede adsorber estos plaguicidas, así
como los fungicidas que son agregados para el control microbiológico durante el
lavado. Dependerá de la producción así como de la concentración de
contaminantes que tan grande o sofisticado sea este tratamiento.
80
10. BIBLIOGRAFIA
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82
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http://www2.ine.gob.mx/sistemas/plaguicidas/busquedas.html
http://portal.veracruz.gob.mx/pls/portal/docs/PAGE/COVECAINICIO/IMAGENES/A
RCHIVOSPDF/ARCHIVOSDIFUSION/TAB4003236/MONOGRAFIA%20LIMON20
10.PDF
http://www.senasica.gob.mx/?id=485
http://www.cofepris.gob.mx/wb/cfp/catalogo_de_plaguicidas
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http://www.biochem.northwestern.edu/holmgren/Glossary/Definitions/DefP/parts_er
_million.html
83
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anualPAM/ucm111455.htm
http://www.epa.gov/osw/hazard/testmethods/sw846/pdfs/8141b.pdf
84
ANEXO 1.
PROPIEDADES FISICOQUIMICAS DE LOS PLAGUICIDAS ORGANOFOSFORADOS DE TRABAJO
Característica FQ
Plaguicida Uso Plaga que controla
Solubilidad en agua a
20°C (mg/L)
Presión de vapor a 25°C
(Pa)
Constante de
Henry (Pa m^3/mol)
log Kow (a)
Punto de fusión o
ebullición (°C)
t1/2 (dias
) Otros
Clorpirifos etil
Insecticida de contacto
Coleoptera, Diptera, Homeoptera, Lepidoptera 2 2.70E-03 1.75 4.7 p.f. 43.5 94
Se descompone al calentarse a 160 °C, produciendo gases tóxicos, reacciona con ácidos y bases fuertes. Es corrosivo al cobre y al latón
Diazinon Insecticida no sistémico Diptera 40 9.70E-05 p.e. 83 185
Reacciona con ácido y bases fuertes formando tetraetil tiopirofosfatos, los cuales son tóxicos. Reacciona con oxidantes fuertes. Se descompone arriba de los 120°C. A un pH de 3.1 la vida media es de 11.77 horas
Dibrom Acaricida/Insecticida no sistémico Diptera insoluble 2.66E-03 p.e. 110
Estable bajo condiciones anhidras. Es degradado por la luz del sol, rapidamente hidrolizado en agua y los álcalis perdiendo rápidamente los bromos y formandose el diclorvos en presencia de metales o agentes reductores. Es corrosivo a los metales. Ataca el plástico, hule y recubrimientos.
Dichlorvos Insecticida no sistémico
Diptera, Culicidae, Coleoptera, Homoptera, Lepidoptera 10000 2.90E-01 p.b. 74
Se hidroliza lentamente en agua y medios ácidos, pero rápidamente en medio básico, en dimetil fosfato de hidrógeno y en dicloroacetaldehído a una velocidad de 3%/dia. Es corrosivo al hierro y al acero. Ataca a los metales, plástico y
85
Característica FQ
Plaguicida Uso Plaga que controla
Solubilidad en agua a
20°C (mg/L)
Presión de vapor a 25°C
(Pa)
Constante de
Henry (Pa m^3/mol)
log Kow (a)
Punto de fusión o
ebullición (°C)
t1/2 (dias
) Otros
hule.
Dimetoato Acaricida/Insecticida sistémico
Acari, Aphididae, Coccidea, Coleoptera, Collembola, Diptera, Lepidoptera, Pseudococcidae, Thysanoptera 25000 2.90E-04 0.698 p.f. 49 12
Es ligeramente corrosivo al hierro. Al calentarse se descompone en oxidos de azufre, nitrógeno y fósforo.
Disulfoton Acaricida/Insecticida sistémico
Acarina, Diptera, Heteroptera, Homoptera 12 2.40E-03 p.e. 128 1.2
Se descompone al quemarse en oxidos de azufre y fósforo.
Ethoprophos
Nematicida no sistemico - 750 4.60E-02 - 3.6 p.e. 91 31
No es corrosivo. Es rápidamente hidrolizado a 25°C y pH=9
Etion Acaricida/Insecticida no sistémico Boophilus 2 2.00E-04 3.20E-02 ND p.f. -12°C 150
Se descompone al calentarse en oxidos de azufre y fósforo. Es lentamente hidrolizados por ácidos y bases
Fenamifos Nematicida sistémico
Nematoda, Homoptera 400 1.20E-04 - 3.3 p.f. 49 16
En combustión forma gases tóxicos y corrosivos
Guthion (Azinphos methyl)
Acaricida/Insecticida no sistémico
Coleoptera, Homoptera, Lepidoptera 28 1.80E-04 p.f. 72.4
Se descompone a mas de 200 °C, rapidamente hidrolizados por ácidos o bases
Malation Insecticida
Coleoptera, Diptera, Hemiptera, Hymenoptera, Lepidoptera 145 5.30E-03 2.30E-03 2.75 p.e. 157 1
Se descompone al calentarse produciendo óxidos de fósforo y azufre. Reacciona violentamente con oxidantes fuertes. Ataca el acero y algunos otros metales, algunos plásticos y al caucho.
Metidation Insecticida no sistémico
Coccidae, Diaspididae, Margoarodidae 250 1.86E-04 p.f. 40
Es inestable a pH mayores a 12
86
Característica FQ
Plaguicida Uso Plaga que controla
Solubilidad en agua a
20°C (mg/L)
Presión de vapor a 25°C
(Pa)
Constante de
Henry (Pa m^3/mol)
log Kow (a)
Punto de fusión o
ebullición (°C)
t1/2 (dias
) Otros
Paration Metílico
Insecticida no sistémico
Coleoptera, Homoptera, Lepidoptera 55 2.00E-04 2.10E-02 3 p.f. 36 18.5
Se hidroliza en medios alcalinos y ácidos.
Prothiofos Insecticida
Larva del leptidoptero, homoptera 0.055 1.00E-04 p.e. 128
Triclorfon (Dylox)
Insecticida de contacto
Diptera, Lepidoptera 120000 2.10E-04 1.70E-06 0.43 p.f. 79 29
Estable a temperatura ambiente pero se descompone en agua caliente y a un pH menor a 5.5 formando diclorvos.
(a) Viene del Pesticide Manual
TL Lixiviado transitorio
87
ANEXO 2. CROMATOGRAMAS
A.2.1 MATERIA PRIMA
Figura 22. Cromatograma de la muestra AQ-296
En este cromatograma (figura 22) se observa cuatro picos principales, de los cuales el
primero es el pico mas alto el cual no se pudo identificar debido a que el tiempo de
retención no coincidió ninguna de los plaguicidas fosforados inyectados en la curva de
calibración, se observa también el pico del paratión metílico y del clorpirifos. En el caso
del Fenclorfos, el cromatógrafo lo identifico sin embargo no es cuantificable.
88
Figura 23. Cromatograma de la muestra AQ-297
En esta figura 23 muestra se observa el mismo comportamiento de la anterior, se tiene el
primer pico que no se identificó, y por tanto tampoco se pudo cuantificar, los picos
correspondientes al paratión metílico y al clorpirifios, y el pico del fenclorfos, que el
cromatógrafo marca como no cuantificable.
Figura 24. Cromatograma de la muestra AQ-298
89
En este cromatograma (figura 24) se observa el mismo comportamiento de los anteriores,
sin embargo se observa un pico a los 7.911 minutos el cual el cromatógrafo no pudo
identificar, pudiendo ser cualquier otro plaguicida organofosforado no contemplado en
este estudio o algún componente de la matríz.
Figura 25. Cromatograma de la muestra AQ-299
En este cromatograma (figura 25) se observan diversos picos, destacando los que ya
habían salido en muestras anteriores, sin embargo sale un pico a los 7.895 minutos que el
programa no identifica, así como el pico a los 21.703 min que el programa identifica como
protiofos, sin embargo se marca que no es cuantificable.
90
Figura 26. Cromatograma de la muestra AQ-300
En este cromatograma (figura 26) se observa el mismo comportamiento de los anteriores,
ya no aparece el pico del protiofos, sin embargo siguen apareciendo los dos picos que no
se han podido identificar.
Figura 27. Cromatograma de la muestra AQ-301
91
En este cromatograma (figura 27) se observa el mismo comportamiento que los
anteriores, se observa los dos picos sin identificar mas los picos de paratión metílico y
clorpirifos.
Figura 28. Cromatograma de la muestra AQ-302
En este cromatograma (figura 28) se observa el mismo comportamiento de los anteriores.
Figura 29. Cromatograma de la muestra AQ-303
92
En este cromatograma (figura 29) se observan los tres picos principales, dos
correspondientes al paratión y otro al clorpirifos, así como el pico del compuesto sin
identificar a los 16.092 minutos. Se observa solo un pico a los 21.470 minutos que el
programa tampoco identifica.
Figura 30. Cromatograma de la muestra AQ-304
En este cromatograma (figura 30) se observa los mismos picos de las muestras
anteriores. Vuelve a aparecer el pico a los 7.894 minutos que el cromatógrafo no logra
identificar.
93
Figura 31. Cromatograma de la muestra AQ-305
Este cromatograma (figura 31) tiene el mismo comportamiento que los anteriores.
Figura 32. Cromatograma de la muestra AQ-306
En este cromatograma (figura 32) se observa el mismo comportamiento de los
anteriores.
94
Figura 33. Cromatograma de la muestra AQ-307
En este cromatograma (figura 33) se observan el mismo comportamiento que en los
anteriores. Como se pudo observar en todas las muestras que son consideradas como
materia prima, tienen en común tres compuestos, el paration metílico, el clorpirifos y el
pico a los 16 minutos que el programa no ha identificado. Es importante destacar que este
pico es el mas alto en toda la gráfica, de ahí la necesidad de poder identificar este
compuesto.
95
A. 2.2 PRODUCTO TERMINADO
Figura 34. Cromatograma de la muestra AQ-308
En este cromatograma (figura 34) se observan los mismos picos que en los
cromatogramas de la materia prima, sin embargo se observan con menor altura, lo que
indica que existe una reducción de la concentración por el lavado.
Figura 35. Cromatograma de la muestra AQ-310
En este cromatograma (figura 35) se observa el mismo comportamiento que el anterior.
Se obvservan los mismos picos aunque con menor intensidad.
96
Figura 36. Cromatograma del la muestra AQ-311
Este cromatograma (figura 36) es muy peculiar, ya que se observan los mismos picos que
en los anteriores sin embargo se observa un pico de gran intensidad a los 19.989 minutos
el cual no apareció en el análisis del limón como materia prima para esa región (AQ-299).
El programa tampoco pudo identificar este pico, se especula que pueda ser
contaminación en la columna o que si pueda existir algún otro compuesto que este
contaminando este fruto.
Figura 37. Cromatograma del la muestra AQ-315
97
En este cromatograma (figura 37) se observa el mismo comportamiento que los
anteriores.
Figura 38. Cromatograma de la muestra AQ-319
Este cromatograma (figura 38) es muy parecido a los anteriores sin embargo también se
observa un pico, aunque mucho mas pequeño a los 19.993 minutos que no pudo ser
identificado.
98
A.2.3 AGUA DE LAVADO
Figura 39. Cromatograma del la muestra AQ-320
Como se pudo observar en los cromatogramas anteriores existe la presencia de tres
compuestos principales en el limón, los cuales se observa que disminuye su
concentración con el lavado. Como se observa en este cromatograma (figura 39), existe
presencia de plaguicidas organofosforados en el agua de lavado. Se observan el pico a
los 7.923 minutos que tampoco pudo identificar el cromatógrafo.
99
ANEXO 3. CURVAS DE CALIBRACION Figura 40. Curva de calibración para el diclorvos
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 541110
0.15625 1050558
0.3125 2083957
0.625 4003053
1.25 7574180
2.5 12459375
Figura 41. Curva de calibración para el triclorfón
conc (ug/mL) Area del pico
0.078125 127355
0.15625 272560
0.3125 560662
0.625 1026262
1.25 2115606
2.5 3295764
5 6606655
y = 5E+06x + 560334 R² = 0.988
0
5000000
10000000
15000000
0 1 2 3
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Diclorvos
y = 1E+06x + 166344 R² = 0.9953
0
2000000
4000000
6000000
8000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Triclorfón
100
Figura 42. Curva de calibración para el etoprofos
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 509085
0.15625 958690
0.3125 1834447
0.625 3384398
1.25 6333751
2.5 11423488
Figura 43. Curva de calibración para el dibrom (Naled)
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 377465
0.15625 721665
0.3125 1365013
0.625 2526889
1.25 4809336
2.5 8657719
5 15802476
y = 4E+06x + 386356 R² = 0.9971
0
5000000
10000000
15000000
0 1 2 3
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Etoprofos
y = 3E+06x + 461801 R² = 0.9968
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 2 4 6Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Dibrom
101
Figura 44. Curva de calibración para el dimetoato
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 664854
0.15625 1330898
0.3125 2657510
0.625 4852652
1.25 9482927
2.5 15866889
Figura 45. Curva de calibración para el diazinon
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 350631
0.15625 678974
0.3125 1307233
0.625 2356628
1.25 4433653
2.5 7734170
5 14573299
y = 6E+06x + 641228 R² = 0.9907
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 1 2 3
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Dimetoato
y = 3E+06x + 429734 R² = 0.9976
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 2 4 6Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Diazinon
102
Figura 46. Curva de calibración para el disulfoton
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 322327
0.15625 632414
0.3125 1237139
0.625 2267578
1.25 4441387
2.5 8119234
5 15957882
Figura 47. Curva de calibración para el paratión metílico
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 450257
0.15625 822594
0.3125 1603943
0.625 3008425
1.25 5639260
2.5 10047014
5 18317052
y = 3E+06x + 236746 R² = 0.9994 0
10000000
20000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Disulfotón
y = 4E+06x + 566695 R² = 0.9964
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 2 4 6Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Paratión metílico
103
Figura 48. Curva de calibración para el fenclorfos
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 382226
0.15625 720951
0.3125 1359251
0.625 2524496
1.25 4780025
2.5 8476819
5 16163769
Figura 49. Curva de calibración para el malatión
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 336910
0.15625 633549
0.3125 1201925
0.625 2237368
1.25 4275954
2.5 7714754
5 15224360
y = 3E+06x + 401421 R² = 0.9984
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Fenclorfos
y = 3E+06x + 263852 R² = 0.9993
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Malatión
104
Figura 50. Curva de calibración para el clorpirifos etil
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 373323
0.15625 673083
0.3125 1247974
0.625 2321539
1.25 4446936
2.5 7824515
5 15361564
Figura 51. Curva de calibración para el metidatión
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 475867
0.15625 939018
0.3125 1733801
0.625 3239599
1.25 6314237
2.5 11435269
5 22786938
y = 3E+06x + 326120 R² = 0.9989
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Clorpirifos etil
y = 4E+06x + 328948 R² = 0.9995
0
10000000
20000000
30000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Metidiatión
105
Figura 52. Curva de calibración para el fenamifos
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 491219
0.15625 996035
0.3125 1930172
0.625 4045693
1.25 7663005
2.5 13305540
5 23726250
Figura 53. Curva de calibración para el protiofos
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 360244
0.15625 689931
0.3125 1300654
0.625 2360862
1.25 4676963
2.5 8223632
5 15894292
y = 5E+06x + 766410 R² = 0.9934
0
5000000
10000000
15000000
20000000
25000000
30000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Fenamifos
y = 3E+06x + 343281 R² = 0.9986
0
10000000
20000000
0 2 4 6
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Protiofos
106
Figura 54. Curva de calibración para el etión
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 642146
0.15625 1203253
0.3125 2328608
0.625 4481436
1.25 8768267
2.5 15033232
Figura 55. Curva de calibración para el gutión (azinfos metil)
conc (ug/mL) Área del pico
0.078125 277784
0.15625 492993
0.3125 986926
0.625 1986197
1.25 4161249
2.5 7576612
5 13740781
y = 6E+06x + 502440 R² = 0.9934
0
5000000
10000000
15000000
20000000
0 1 2 3
Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Etión
y = 3E+06x + 270268 R² = 0.9961
0
5000000
10000000
15000000
0 1 2 3 4 5 6Are
a d
el p
ico
(V
*min
)
Concentración (ppm)
Gutión