UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE …El Objetivo fue comprobar el efecto antibacteriano de...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

Efectividad de la activación ultrasónica pasiva combinada con

láser de baja potencia en la eliminación del Enterococcus Faecalis.

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del título

de: Odontóloga.

Quito, Febrero 2020

AUTORA: Andrea Carolina Ordóñez García

TUTOR: Dr. Roberto Xavier Romero Cazares

ii

DERECHOS DE AUTOR

Yo, Andrea Carolina Ordóñez García en calidad de autor y titular de los derechos morales y

patrimoniales del trabajo de titulación EFECTIVIDAD DE LA ACTIVACIÓN

ULTRASÓNICA PASIVA COMBINADA CON LÁSER DE BAJA POTENCIA EN LA

ELIMINACIÓN DEL ENTEROCOCCUS FAECALIS, modalidad Proyecto de

Investigación, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA

SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo a favor

de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para

el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos.

Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa

citada. Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la

digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de

conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de

expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por

cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad de

toda responsabilidad.

Firma: __________________________________

Andrea Carolina Ordóñez García

C.C. 172422351-4

Dirección electrónica: [email protected]

mailto:[email protected]

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Dr. Roberto Xavier Romero Cazares, en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,

modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por Andrea Carolina Ordóñez García, cuyo

título es: “EFECTIVIDAD DE LA ACTIVACIÓN ULTRASÓNICA PASIVA

COMBINADA CON LÁSER DE BAJA POTENCIA EN LA ELIMINACIÓN DEL

ENTEROCOCCUS FAECALIS”, previo a la obtención de grado de Odontóloga, considero

que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico y

epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador que se

designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo investigativo sea habilitado para

continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 17 días del mes de febrero del año 2020.

Dr. Roberto Xavier Romero Cazares.

Tutor

1714332382.

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El Tribunal constituido por la Dra. Alexie Izquierdo y la Dra. Gabriela Tapia. Luego de receptar

la presentación oral del trabajo de titulación previo a la obtención del título de Odontóloga

presentado por la señorita ORDÓÑEZ GARCÍA ANDREA CAROLINA. Con el título:

“EFECTIVIDAD DE LA ACTIVACIÓN ULTRASÓNICA PASIVA COMBINADA

CON LÁSER DE BAJA POTENCIA EN LA ELIMINACIÓN DEL ENTEROCOCCUS

FAECALIS”.

Emite el siguiente veredicto:

Fecha: 17 de febrero del 2020

Para constancia de lo actuado firman.

Nombre Apellido Calificación Firma

Presidente. Dra. Alexie Izquierdo ______________ _______________

Vocal. Dra. Gabriela Tapia _______________ _______________

v

DEDICATORIA

Este trabajo va dedicado a mis padres, Elza y

Patricio, que con su infinito amor han sabido

guiar mi vida con paciencia y cariño, gracias por

acompañarme en la búsqueda de este sueño; son

y siempre serán mi fuente inagotable de energía

amor y motivación.

A mis tíos Mery y Campos, por siempre estar

presentes en cada etapa de mi vida, gracias por

tener esa justa palabra de aliento y ese anhelado

abrazo fraterno.

Andrea Carolina Ordóñez García

vi

AGRADECIMIENTO

Quiero expresarle mi más sincero agradecimiento

al Dr. Roberto Romero, quien además de ser un

excelente maestro y profesional, como tutor se ha

permitido guiarme con paciencia y empatía

durante este proceso de titulación.

Y a la Dra. Adriana Andrade por su confianza,

gracias por siempre tener esa mano amiga

extendida.

vii

ÍNDICE DE CONTENIDOS DERECHOS DE AUTOR ....................................................................................................................... ii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN .................................................... iii

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ......................................................... iv

DEDICATORIA ...................................................................................................................................... v

AGRADECIMIENTO ............................................................................................................................ vi

RESUMEN ........................................................................................................................................... xiv

ABSTRACT .......................................................................................................................................... xv

INTRODUCCIÓN .................................................................................................................................. 1

CAPÍTULO I ........................................................................................................................................... 3

1. PROBLEMA................................................................................................................................... 3

1.1. Planteamiento del problema ............................................................................................... 3

1.2. Justificación ......................................................................................................................... 5

1.3. Objetivos.............................................................................................................................. 6

1.3.1. Objetivo General ......................................................................................................... 6

1.3.2. Objetivos Específicos ................................................................................................... 6

1.4 Hipótesis .............................................................................................................................. 7

1.4.1. Hipótesis alterna.......................................................................................................... 7

1.4.2. Hipótesis nula .............................................................................................................. 7

CAPÍTULO II ......................................................................................................................................... 8

1. MARCO TEÓRICO ......................................................................................................................... 8

1.1. Microbiología en Endodoncia .............................................................................................. 8

1.1.1. Biofilm ......................................................................................................................... 9

2.1.1.2. Definición ................................................................................................................ 9

2.1.1.3. Características del Biofilm ....................................................................................... 9

2.1.1.2.2. Protección de bacterias biológicas contra amenazas ambientales .................. 9

2.1.1.2.2. Tolerancia a los antimicrobianos ...................................................................... 9

2.1.1.2.3. Quorum sensing ............................................................................................. 10

2.1.1.4. Mecanismo de Formación y Adaptación ............................................................... 10

2.1.1.5. Biofilm de los conductos radiculares .................................................................... 11

2.1.2. Vías de contaminación .............................................................................................. 12

2.1.2.2. Comunicación directa con la cavidad oral ............................................................. 12

2.1.2.3. Túbulos Dentinarios .............................................................................................. 12

2.1.2.4. Enfermedad Periodontal ....................................................................................... 13

2.1.2.5. Contaminación por vía Hematógena ..................................................................... 13

2.1.2.6. Contaminación por Contigüidad o extensión ........................................................ 13

viii

2.1.3. Tipos de infecciones endodónticas ........................................................................... 14

2.1.3.2. Intrarradiculares .................................................................................................... 14

2.1.3.2.3. Infección Primaria .......................................................................................... 14

2.1.3.2.4. Infección Secundaria ...................................................................................... 14

2.1.3.2.5. Infección Persistente ...................................................................................... 15

2.1.3.3. Extrarradiculares ................................................................................................... 15

2.1.4. Enterococcus faecalis ................................................................................................ 16

2.1.4.2. Definición .............................................................................................................. 16

2.1.4.3. Características Generales ...................................................................................... 16

2.1.4.4. Virulencia y Patogenicidad .................................................................................... 17

2.1.4.5. Enterococcus Faecalis en Endodoncia ................................................................... 17

2.2. Preparación químico mecánica ......................................................................................... 18

2.2.1. Definición................................................................................................................... 18

2.2.2. Objetivos.................................................................................................................... 18

2.2.3. Instrumentación del conducto radicular ................................................................... 19

2.2.3.2. Características ....................................................................................................... 19

2.2.4. Irrigación .................................................................................................................... 20

2.2.4.2. Definición .............................................................................................................. 20

2.2.4.3. Objetivos ............................................................................................................... 20

2.2.4.4. Características de una solución irrigadora ideal ................................................... 20

2.2.4.5. Clasificación de los soluciones irrigadoras ............................................................ 21

2.2.4.6. Hipoclorito de sodio .............................................................................................. 23

2.2.4.6.3. Definición ....................................................................................................... 23

2.2.4.6.4. Características ................................................................................................ 23

2.2.4.6.5. Mecanismo de Acción .................................................................................... 24

2.3. Métodos complementarios de desinfección endodóntica ............................................... 24

2.3.1. Activación ultrasónica pasiva (PUI) ........................................................................... 25

2.3.1.2. Historia .................................................................................................................. 25

2.3.1.3. Definición .............................................................................................................. 26

2.3.1.4. Características ....................................................................................................... 26

2.3.1.5. Mecanismo de Acción ........................................................................................... 26

2.3.2. Láser .......................................................................................................................... 26

2.3.2.2. Propiedades del láser ............................................................................................ 27

2.3.2.3. Láser en Endodoncia ............................................................................................. 27

2.3.2.4. Terapia fotodinámica (PDT)................................................................................... 27

2.3.2.4.3. Definición ....................................................................................................... 28

ix

2.3.2.4.4. Mecanismo de Acción .................................................................................... 28

CAPÍTULO III ...................................................................................................................................... 29

3. METODOLOGÍA .......................................................................................................................... 29

3.1. Diseño de la investigación ................................................................................................. 29

3.2. Población de estudio y muestra ........................................................................................ 29

3.3. Criterios de inclusión y exclusión ...................................................................................... 29

3.4. Conceptualización de las variables .................................................................................... 30

3.5. Definición operacional de las variables ............................................................................. 31

3.6. Estandarización ................................................................................................................. 32

3.7. Manejo y métodos de recolección de datos ..................................................................... 32

3.8. Eliminación de desechos ................................................................................................... 48

3.9 Aspectos Bioéticos ................................................................................................................. 48

CAPÍTULO IV ...................................................................................................................................... 50

4. Análisis de los Resultados .......................................................................................................... 50

4.1. Discusión ................................................................................................................................ 57

4.2 Conclusiones ...................................................................................................................... 60

4.3. Recomendaciones ............................................................................................................. 61

Bibliografía ............................................................................................................................................ 62

x

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1: Definición operacional de las variables. .................................................................... 31

Tabla 2: Resultados en UFC de cada etapa de desinfección. ................................................... 50

Tabla 3: Estadística descriptiva de los resultados de cada etapa. ............................................. 51

Tabla 4: Resultados de las pruebas de normalidad. ................................................................. 52

Tabla 5: Resultados de la comparación dos a dos. ................................................................... 54

Tabla 6: Eliminación de cada protocolo de desinfección expresado en porcentajes. .............. 54

Tabla 7: Eliminación total de microorganismos en cada etapa. ............................................... 56

xi

ÍNDICE DE GRÁFICOS

Gráfico 1: Cantidad Media de UFC por etapa. ....................................................................... 52

Gráfico 2: Resultados de la Prueba estadística de Friedman. ................................................. 53

Gráfico 3: Porcentajes de desinfección entre etapas. .............................................................. 55

Gráfico 4: Eliminación total de microorganismos. ................................................................. 56

xii

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Toma de radiografías periapicales. ....................................................................................... 32

Figura 2: Estandarización de piezas dentales ....................................................................................... 33

Figura 3: Apertura cameral e instrumentación hasta la lima Tipo K#20. ............................................ 34

Figura 4: Colocación de los dientes en bloques de yeso. ..................................................................... 34

Figura 5: Activación de la cepa de Enterococcus faecalis. .................................................................. 35

Figura 6: Elaboración del caldo nutritivo............................................................................................. 36

Figura 7: Turbidez de 0.5 en la escala de McFarland .......................................................................... 36

Figura 8: Inoculación de caldo nutritivo en las piezas dentales. .......................................................... 37

Figura 9: Transporte de la suspensión bacteriana. ............................................................................... 37

Figura 10: Colocación de los dientes en una caja metálica para la incubación. ................................... 38

Figura 11: Colocación de solución estéril. ........................................................................................... 39

Figura 12: Siembra de la muestra S1. .................................................................................................. 39

Figura 13: Contenedor donde se incubaron las muestras. .................................................................... 40

Figura 14: Conteo de UFC etapa S1. ................................................................................................... 40

Figura 15: Instrumental y materiales utilizados en la preparación químico mecánica. ........................ 41

Figura 16: Técnica Protaper universal. ................................................................................................ 42

Figura 17: Materiales y sustancias de irrigación. ................................................................................. 43

Figura 18: Desprendimiento del biofilm con una lima tipo k#15. ....................................................... 43

Figura 19: Toma de la muestra con conos de papel. ............................................................................ 44

Figura 20: Siembra ............................................................................................................................... 44

Figura 21: UFC muestra S2. ................................................................................................................ 45

Figura 22: Aplicación de Activación ultrasónica pasiva. ..................................................................... 45


Figura 24: Aplicación de azul de metileno al 0.005%. ........................................................................ 47

Figura 25: Aplicación del láser. ........................................................................................................... 47


xiii

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo A: Certificado de donación de piezas dentales. ......................................................................... 67

Anexo B: Solicitud para el uso de las instalaciones de la Facultad de Odontología UCE. ................... 68

Anexo C: Oficio de autorización del Centro de Biología UCE. ........................................................... 69

Anexo D: Autorización para el uso de equipos de esterilización, laboratorio de Prótesis y área de

Imagenología. ........................................................................................................................................ 70

Anexo E: Cotización de la cepa de Enterococcus faecalis y agares sangre Mueller Hinton. ............... 71

Anexo F: Certificado de autenticidad de la cepa de Enterococcus faecalis ATCC 29212 ................... 72

Anexo G: Certificado de bioseguridad, manejo de desechos y esterilización del Centro de Biología,

UCE. ...................................................................................................................................................... 74

Anexo H: Protocolo de manejo de desechos del Centro de Biología, UCE. ........................................ 75

Anexo I: Autorización para el manejo de desechos infecciosos de la Facultad de Odontología, UCE. 77

Anexo J: Tabla de resultados. ............................................................................................................... 78

Anexo K: Certificado de haber culminado la etapa experimental en el Centro de Biología, UCE. ..... 79

Anexo L: Certificado de confidencialidad de la investigadora y del tutor............................................ 80

Anexo M: Certificado de idoneidad ética y experticia de la investigadora y del tutor. ........................ 82

Anexo N: Certificado de conflicto de intereses de la investigadora y del tutor. ................................... 84

Anexo O: Certificado de autenticidad del tema, otorgado por la biblioteca. ........................................ 86

Anexo P: Certificado de viabilidad ética, otorgado por el Subcomité de ética en seres humanos de la

UCE. ...................................................................................................................................................... 87

Anexo Q: Renuncia de derechos de autor y propiedad intelectual del trabajo estadístico. .................. 89

Anexo R: Certificado Urkund ............................................................................................................... 90

Anexo S: Certificado de traducción del resumen. ................................................................................. 91

Anexo T: Autorización de publicación en el Repositorio Institucional ................................................ 92

xiv

Autora: Andrea Carolina Ordóñez García

Tutor: Dr. Roberto Xavier Romero Cazares

RESUMEN

El Objetivo fue comprobar el efecto antibacteriano de la irrigación ultrasónica pasiva (PUI)

combinada con terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvantes de la preparación químico-

mecánica sobre biofilm maduro de Enterococcus Faecalis ATCC 29212. Metodología se

utilizaron 20 dientes humanos unirradiculares, de un solo conducto, pre-hidratados, pre-

autoclavados, que fueron inoculados con Enterococcus faecalis e incubados por 21 días a 37ºC.

Posteriormente se sometieron a diferentes técnicas de desinfección cuyos resultados fueron

evaluados en cuatro etapas: (S1) antes de la preparación químico mecánica; (S2) después de la

preparación químico mecánica; (S3) después de la activación ultrasónica pasiva (PUI); (S4)

después de la aplicación del láser de baja potencia (PDT). Las muestras de cada etapa fueron

recolectadas con conos de papel estériles #15 y sembradas en Agar sangre Mueller Hinton,

después de 24 horas de incubación se realizó el conteo de unidades formadoras de colonias.

(UFC). Resultados: a los datos obtenidos se les aplicó la prueba de normalidad Kolmogorov-

Smirnov, además se aplicó el test de Friedman para muestras pareadas en donde se obtuvo p<

0.05 lo que indica que existieron diferencias significativas en cada proceso, durante la

preparación químico- mecánica fue eliminado el 93.7% de biofilm de E. Faecalis, con la

aplicación de activación ultrasónica pasiva se eliminó el 99.4% y con la terapia fotodinámica

el 99.9%. Conclusión: la preparación químico mecánica reduce en gran porcentaje la cantidad

de E.faecalis, pero no los elimina por completo, el uso de técnicas complementarias de

desinfección como la activación ultrasónica pasiva y la terapia fotodinámica aumentan de

manera considerable el efecto antibacteriano.

TEMA: Efectividad de la activación ultrasónica pasiva combinada con láser de

baja potencia en la eliminación del Enterococcus faecalis.

PALABRAS CLAVE: ENTEROCOCCUS FAECALIS- PREPARACIÓN QUÍMICO

MECÁNICA- ACTIVACIÓN ULTRASÓNICA PASIVA- TERAPIA FOTODINÁMICA.

xv

TITLE: Effectiveness of passive ultrasonic activation combined with low power laser in

the elimination of Enterococcus faecalis.

Author: Andrea Carolina Ordóñez García

Tutor: Dr. Roberto Xavier Romero Cazares

ABSTRACT

The objective was to verify the antibacterial effect of passive ultrasonic irrigation (PUI)

combined with photodynamic therapy (PDT) as adjuvants of the chemical-mechanical

preparation on mature biofilm of Enterococcus Faecalis. Methodology: 20 unirradicular human

teeth were used, with a single duct, pre-hydrated, pre-autoclaved, which were inoculated with

Enterococcus faecalis and incubated for 21 days at 37 ° C. Subsequently they underwent

different disinfection techniques whose results were evaluated in four stages: (S1): Before

chemical mechanical preparation. (S2): After chemical mechanical preparation. (S3): After

passive ultrasonic activation (PUI). (S4): After the application of the low power laser (PDT).

The samples of each stage were seeded with sterile paper cones # 15 in Agar Mueller Hinton

blood, after 24 hours of incubation the colony forming units were counted. (CFU). Results: The

Kolmogorov-Smirnov normality test was applied to the data obtained, in addition the Friedman

test was applied for paired samples where p <0.05 was obtained indicating that there were

significant differences in each process, during the chemical-mechanical preparation 93.7% of

biofilm of E. Faecalis was eliminated, with the application of passive ultrasonic activation

99.4% was eliminated and with 99.9% photodynamic therapy was eliminated too. According

to the results obtained, it was concluded that the chemical-mechanical preparation greatly

reduces the amount of E.faecalis, but does not completely eliminate them and that the use of

complementary disinfection techniques such as passive ultrasonic activation and Photodynamic

therapy significantly increases the antibacterial effect.

KEYWORDS: ENTEROCOCCUS FAECALIS – CHEMICAL MECHANICAL

PREPARATION - PASSIVE ULTRASONIC ACTIVATION- PHOTODYNAMIC

THERAPY

1

INTRODUCCIÓN

En el tratamiento del sistema de conductos radiculares se tiene como fin fundamental eliminar

la mayor cantidad de microorganismos antes del proceso de obturación, objetivo que no se

cumple en su totalidad y que representa una posibilidad de fracaso en el tratamiento (1)

La supervivencia de los microorganismos en la región apical de los dientes juega un papel

importante debido a que la formación de un biofilm proporciona un ambiente que promueve la

supervivencia y permanencia de las bacterias, las cuales pueden desarrollar características

biológicas desde adaptación a cambios ambientales hasta presentar resistencia a los

antimicrobianos, elevando las probabilidades de reinfección. (1)(2)(3)(4)

La preparación químico mecánica del conducto ha sido y es, la etapa central y clave dentro de

un tratamiento endodóntico, se ha utilizado al hipoclorito de sodio como irrigante de elección

teniendo buenos resultados en la eliminación de microorganismos y desinfección del conducto,

sin embargo su efectividad es susceptible a varios factores como: concentración, temperatura o

tiempo de exposición, añadido a la compleja anatomía radicular.(1)(5)

Dentro de este entorno el Enterococcus faecalis es una bacteria que ha presentado resistencia al

hipoclorito de sodio en varias concentraciones y es considerado como uno de los principales

microorganismos asociados a infecciones persistentes. (6)

Con el avance de la tecnología se han puesto a disposición nuevas técnicas de desinfección

como la activación ultrasónica pasiva, que con su forma de acción permite un mejor

2

esparcimiento de la sustancia irrigadora y el uso de terapia fotodinámica que promueve a la

formación de un oxígeno altamente tóxico que interviene en la eliminación bacteriana. (7)(8)

Dentro de este contexto se realizó el presente estudio con el fin de comprobar la efectividad

antibacteriana de la activación ultrasónica pasiva (PUI), combinada con láser de baja potencia

(PDT), como coadyuvantes de la preparación químico mecánica en la eliminación de biofilm

maduro de Enterococcus faecalis.

3

CAPÍTULO I

1. PROBLEMA

1.1. Planteamiento del problema

El principal objetivo del tratamiento endodóntico es disminuir el número de microorganismos

y desinfectar los conductos radiculares para realizar una correcta obturación final, sin embargo

esto no se logra muchas veces en su totalidad y se coloca en riesgo el éxito del tratamiento. (1)

El Enterococcus Faecalis es un microorganismo que forma parte de la microflora normal del

cuerpo humano, se encuentra en cantidades pequeñas dentro de la cavidad oral, y soporta

condiciones ambientales extremas. (5)

Este microorganismo es considerado como uno de los más resistentes y uno de los principales

causante del fracaso del tratamiento endodóntico. (6)

Puede ser encontrado en lesiones endodónticas primarias y está involucrado en el desarrollo de

lesiones endodónticas secundarias, tiene la capacidad de invadir los túbulos dentinarios y

sobrevivir dentro de los canales radiculares y puede ser muy resistente frente a la

administración de antibióticos o sustancias intracanal, (5)

La preparación químico mecánica juega un papel fundamental en el tratamiento, la

instrumentación de los conductos conjuntamente con el uso de irrigantes como el Hipoclorito

de Sodio que es el más usado comúnmente, pueden ser altamente efectivos en la eliminación

de microorganismos y desinfección de los canales radiculares, sin embargo su eficacia es

susceptible ante ciertos factores como la concentración, temperatura, o tiempo de exposición y

la morfología de los canales radiculares complica la preparación mecánica dejando lugares

inasequibles para los instrumentos endodónticos limitando la penetración de los irrigantes.

(1)(5)

4

Estos factores pueden causar infecciones persistentes e incluso ocasionar resistencia bacteriana,

evidenciándose un fracaso del tratamiento. (1)

Entonces nos formulamos la siguiente interrogante:

¿Será que la activación ultrasónica pasiva (PUI) combinada con terapia fotodinámica (PDT)

aumenta el poder de desinfección al actuar como coadyuvantes del Hipoclorito de Sodio en la

eliminación del Enterococcus Faecalis?

5

1.2. Justificación

En la práctica endodóntica la eliminación completa de tejidos patológicos y microorganismos

patógenos del canal radicular durante el tratamiento de conducto antes de realizar la obturación

final corresponden a un ideal que no se ha podido cumplir aún. (7)

No existe un sistema infalible que erradique en su totalidad a los microorganismos causantes

de infecciones endodónticas durante la preparación y limpieza del conducto radicular. (1)

La presencia de infecciones persistentes y reincidentes se ha convertido en un obstáculo para

el éxito del tratamiento endodóntico. (7)

La compleja anatomía del sistema de conductos como la presencia de conductos laterales,

ramificaciones y curvaturas apicales, e incluso la presencia de barrillo dentinario disminuyen

la eficacia del tratamiento. (1)(2)

La preparación químico mecánica tiene como objetivo limpiar, conformar y desinfectar el

conducto radicular, es conocido que no más del 65% de la superficie de las paredes del sistema

de conductos es alcanzado por los instrumentos de preparación, por lo que es fundamental e

imprescindible que se combine la instrumentación con sustancias irrigadoras para tratar de

alcanzar lo más posible el objetivo de desinfección. (2)(9)

Es por todas estas razones que se ha vuelto indispensable buscar métodos complementarios

como coadyuvantes de la preparación químico mecánica para aumentar el nivel de desinfección

de los conductos radiculares.

El presente estudio in vitro se realizó con el objetivo de probar nuevas técnicas de desinfección

buscando un beneficio compartido para el profesional endodoncista así como para el paciente

sometido a terapia endodóntica.

6

1.3. Objetivos

1.3.1. Objetivo General

Comprobar el efecto antibacteriano de la irrigación ultrasónica pasiva (PUI) combinada con

terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvantes del hipoclorito de sodio sobre biofilm maduro

de Enterococcus Faecalis.

1.3.2. Objetivos Específicos

Establecer el efecto antibacteriano de la preparación químico mecánica con hipoclorito

de sodio al 2.5% sobre biofilm maduro de Enterococcus Faecalis.

Establecer el efecto antibacteriano de la activación ultrasónica pasiva (PUI) como

coadyuvante de la preparación químico mecánica con hipoclorito de sodio al 2.5% sobre

biofilm maduro de Enterococcus Faecalis.

Determinar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvante

de la preparación químico mecánica con hipoclorito de sodio al 2.5% sobre biofilm

maduro de Enterococcus Faecalis.

Comparar el efecto antibacteriano entre: la preparación químico mecánica, activación

ultrasónica pasiva (PUI) y terapia fotodinámica (PDT), a través del conteo de Unidades

formadoras de colonias.

7

1.4 Hipótesis

1.4.1. Hipótesis alterna

H1: El uso de activación ultrasónica pasiva (PUI) combinado con terapia fotodinámica (PDT)

tiene un efecto antibacteriano mayor o igual que el Hipoclorito de sodio al 2.5% sobre un

biofilm maduro de Enterococcus Faecalis.

1.4.2. Hipótesis nula

H0: El uso de activación ultrasónica pasiva (PUI) combinado con terapia fotodinámica (PDT)

tiene un efecto antibacteriano menor que el Hipoclorito de sodio al 2.5% sobre un biofilm

maduro de Enterococcus Faecalis.

8

CAPÍTULO II

1. MARCO TEÓRICO

1.1. Microbiología en Endodoncia

El órgano pulpar es un área estéril que se puede alterar a través de caries dentales, grietas,

fracturas o vasos sanguíneos provenientes del periodonto. Una vez que las bacterias han

contaminado la pulpa no pueden ser alcanzados fácilmente por los mecanismos de defensa del

huésped, incapacitando al sistema inmune, dando origen a una infección endodóntica.

(1)(7)(10)

Las infecciones del conducto radicular por lo general están formadas por una combinación de

microorganismos. Cuando la infección es incipiente existen más cantidad de microorganismos

Gram positivos, anaerobios facultativos, sacarolíticos como por ejemplo: Lactobacillus y

Actinomyces spp, conforme la infección evoluciona el ambiente del conducto radicular se va

modificando al igual que la microbiota, es por eso que en una necrosis pulpar son comúnmente

aislados microorganismos Gram negativos anaerobios estrictos proteolíticos como Prevotella,

Porphyromonas y Fusobacterium, que inicialmente se ubican en el periápice del conducto

radicular pero después se extienden a lo largo del mismo. (7)(11)(12)

Existen bacterias que son capaces de generar resistencia a medicamentos y agentes

desinfectantes, como es el caso del Enterococcus Faecalis, microorganismo encontrado

generalmente en infecciones persistentes. (1)(5)(13)

Durante la infección estas especies forman comunidades de microorganismos adheridos a una

superficie formando una capa viscosa más conocida como biofilm haciendo hasta 1,000 veces

más difícil su eliminación. (13)(3)

9

1.1.1. Biofilm

2.1.1.2. Definición

El biofilm o biopelícula es una estructura altamente organizada, considerada como una

multicélula, que consiste en una agrupación de bacterias o microorganismo firmemente

adheridos a una superficie, sustrato o interfaz, envuelta en una matriz extracelular de

polisacáridos, además de ADN extracelular y proteínas. (3)(4)

También puede considerarse como una condensación de la microbiota, la disposición varía con

los microorganismos y nutrientes existentes en el ambiente donde se desarrollan. El biofilm

proporciona un entorno listo para que se efectúen mutaciones promoviendo aún más su

supervivencia y permanencia, esta habilidad es un factor a favor para la existencia de los

microorganismos ya que se adaptan de mejor manera a las condiciones del medio, haciendo que

sean hasta 1000 veces más difíciles de eliminar. (4)

2.1.1.3. Características del Biofilm

2.1.1.2.2. Protección de bacterias biológicas contra amenazas

ambientales

Las bacterias son capaces de formar estructuras celulares como una cápsula extracelular, o

secretar sustancias como polisacáridos, que ofrecen protección a todos los microorganismos

que forman parte del biofilm de condiciones ambientales nocivas como cambios en el pH,

radiación UV, o desecación. (4)

2.1.1.2.2. Tolerancia a los antimicrobianos

Es conocido que las bacterias tienen la capacidad de generar resistencia frente a los

antimicrobianos, la capa de polisacáridos extracelulares que secretan retrasa la difusión de las

sustancias antimicrobianas hacia las capas más profundas del biofilm, disminuyendo la eficacia

de su acción. (3)(4)

10

Otro factor que ayuda a la tolerancia de los microorganismos es la ubicación estratégica y

selectiva de los anaeróbios en los nichos más profundos del biofilm, convirtiéndose en

microorganismos persistentes. (4)

2.1.1.2.3. Quorum sensing

El quorum sensing es un sistema de señalización química utilizada por los microorganismos

para comunicarse entre sí, permite a ciertas bacterias monitorear el ambiente para otras

bacterias, logrando una alteración en el comportamiento grupal, debido a que los

microorganismos actúan de manera menos eficaz individualmente que en comunidad. La

combinación o asociación de la actividad de las bacterias aumenta la posibilidad de

superviviencia del biofilm. (4)

2.1.1.4. Mecanismo de Formación y Adaptación

Los microorganismos constituyen formas de vida capaces de soportar una amplia gama de

cambios morfológicos y fisiológicos. La formación de un biofilm es un proceso que sigue

cuidadosamente un conjunto de pasos, inicia con una deposición de una película

acondicionadora, y una adherencia primaria de microorganismos a una superficie de

preferencia rugosa como el esmalte dental, las bacterias Gram negativas utilizan la ayuda de

fimbrias o flagelos para lograr esta etapa inicial, en cambio las Gram positivas que carecen de

motilidad utilizan proteínas de superficie. (3)(14)(15)

Una vez cumplida la etapa de adherencia, inicia el proceso de colonización, crecimiento y

coadhesión de microorganismos planctónicos, las células comienzan a dividirse formando

pequeñas colonias en forma de hongos, con canales para el transporte de agua, elemento que

representa hasta el 97% de la estructura. Las bacterias secretan polisacáridos que constituyen

la matriz de la biopelícula, volviéndose una estructura atractiva para la adhesión y desarrollo

de otros microorganismos. (14)

11

El desprendimiento de microorganismos corresponde a la última etapa, una vez que las bacterias

alcanzan la madurez son liberadas para que puedan colonizar y formar otras biopelículas.

(3)(14)(15)

El proceso de adaptación de la biopelícula incluye una percepción y procesamiento de

información química del ambiente, los microorganismos son capaces de regular sus genes para

adaptarse a una condición de un ambiente en particular. En consecuencia conforme va

avanzando la coadhesión de bacterias al biofilm, los microorganismos difieren fenotípicamente

de sus homólogos planctónicos, es decir deben ajustarse a las condiciones para poder sobrevivir.

(3)

2.1.1.5. Biofilm de los conductos radiculares

Dentro de la cavidad oral, las bacterias transportadas por la saliva constituyen el principal

suministro de microorganismos que forman el biofilm dental, en Endodoncia la biopelícula se

divide en intracanal, de cemento o externa y periapical. (3)

Los conductos radiculares corresponden un microambiente que puede albergar a varias

especies microbianas, la flora bacteriana en el canal radicular va cambiando conforme va

avanzando la infección. (4)

Sundqvist y Fidgor (2003) manifestaron que la infección dentro del canal radicular “no es un

evento aleatorio”, y que avanza, se altera, modifica o potencia de acuerdo a los rasgos

fenotípicos de los microorganismos que la originan, estos deben presentar algunas

características comunes y compartidas que aumentan su potencial infeccioso y permanencia

dentro del canal, como capacidad para penetrar, nivel de crecimiento y resistencia a agentes

antimicrobianos, conjuntamente asociado a las modificaciones que presente el entorno, como

12

aumento de la tensión del oxígeno y cambios en el pH. La principal fuente de nutrición dentro

del conducto radicular corresponde a los restos de tejido pulpar. (4)(16)(17)

El infiltrado bacteriano en el canal radicular cuando inicia la infección es dominada por aerobios

y anaerobios facultativos, por lo general las infecciones endodónticas son polimicrobianas, y se

van modificando de acuerdo a las condiciones antes mencionadas. Los microorganismos

predominantes son Bacteroides, Prophyromonas, Prevotella, Fusobacterium, Especies de

Treponema, Peptostreptococcos, Eubacterium y Camphylobacter. (4)

Existen bacterias que resisten condiciones ambientales extremas así como también se adaptan

a la escases de nutrientes, el Enterococcus Faecalis es un microorganismo capaz de desarrollarse

y sobrevivir en este tipo de condiciones, siendo una bacteria comúnmente encontrada en

reinfecciones pos-tratamiento, considerada como una de las principales causantes de fracasos

endodónticos. (13)(3)(16)

2.1.2. Vías de contaminación

2.1.2.2. Comunicación directa con la cavidad oral

Esta comunicación puede deberse a lesiones de la corona como caries, fracturas dentarias

productos de traumatismos dento alveolares, grietas, fisuras de esmalte, atricción patológica

por bruxismo, oclusión traumática, abrasión, reabsorción interna o externa y por maniobras

operatorias que exponen accidentalmente el tejido, rompiendo la barrera física que protege al

órgano pulpar, poniéndola en contacto directo con el microambiente de la cavidad oral, la pulpa

queda expuesta a las bacterias y a sus toxinas. (11)(16)

2.1.2.3. Túbulos Dentinarios

La pulpa se puede contaminar por la comunicación con dentina cariada a través de los túbulos

dentinarios, la permeabilidad dentinaria aumenta cerca de la pulpa debido al mayor diámetro y

densidad de los túbulos. La invasión bacteriana ocurre con mayor rapidez en dientes no vitales

13

que en dientes vitales debido a que en un diente vital la salida del líquido dentinario y del

contenido tubular altera la permeabilidad dentinaria y retrasan este proceso. En cambio en un

diente no vital, los túbulos dentinarios son completamente permeables. (11)(18)

2.1.2.4. Enfermedad Periodontal

Los microorganismos presentes en enfermedad periodontal podrían alcanzar la pulpa por las

mismas vías que los microorganismos intraconductales llegan al periodonto, pero se ha

comprobado que, aunque puedan producirse cambios degenerativos e inflamatorios de diversa

consideración en la pulpa de los dientes con enfermedad periodontal, solo se produce necrosis

si la bolsa periodontal llega hasta el foramen apical, provocando daños irreversibles en los

principales vasos sanguíneos. (18)

2.1.2.5. Contaminación por vía Hematógena

Este tipo de contaminación se da por el transporte de bacterias a través de la sangre o linfa

mediante un proceso llamado Anacoresis, que corresponde a captar a los microorganismos que

se encuentran presentes en la circulación hacia los tejidos inflamados o necróticos, Sin embargo

esta forma de contaminación pulpar es muy rara y poco frecuente, suele darse cuando existe

una sobre instrumentación de los conductos radiculares y que los tejidos periodontales

periapicales hayan sufrido una lesión durante el proceso de bacteremia. (11)(18)(19)

2.1.2.6. Contaminación por Contigüidad o extensión

Este tipo de contaminación se refiere a que la pulpa puede contaminarse por procesos

infecciosos adyacentes pre existentes como necrosis de dientes contigüos, tumores, quistes

periapicales, procesos necróticos óseos como osteítis u osteomielitis. (11)

14

2.1.3. Tipos de infecciones endodónticas

2.1.3.2. Intrarradiculares

Las infecciones endodónticas intrarradiculares se presentan cuando un grupo de bacterias

logran invadir y contaminar el tejido pulpar, mediante el acceso a través de cualquier vía citada

anteriormente, el conducto radicular puede albergar hasta 50 especies bacterianas. Este tipo de

infecciones se clasifican en tres categorías dependiendo del momento en el que los

microorganismos logran colonizar el conducto radicular. (20)

2.1.3.2.3. Infección Primaria

Los microorganismos que invaden y colonizan inicialmente el tejido pulpar provocan una

infección intrarradicular primaria, inicial o virgen. Los participantes invaden la pulpa y

provocan una inflamación o necrosis pulpar. (18)(20)

Las infecciones endodónticas primarias se caracterizan por acumulación de bacterias

anaerobias Gram positivas y Gram negativas contituídas por 10-30 especies bacterianas y de

103-108 células bacterianas por conducto, entre los géneros más comunes están

Peptostreptococcus, Eubacterium, Actinomyces, y estreptococos facultativos o microaerófilos.

(7)(18)

2.1.3.2.4. Infección Secundaria

Esta infección es causada por microorganismos que no estaban presentes en la infección

primaria pero que han accedido a los conductos radiculares en algún momento tras la

intervención del profesional. Las bacterias pueden penetrar durante el tratamiento, entre una

intervención u otra, o incluso tras la obturación del conducto radicular. (18)(20)

Las principales causas de contaminación son restos de placa dental, cálculo o caries de la

corona, existencia de fugaz en el dique de goma, contaminación de los instrumentos

endodónticos. (18)

15

En infecciones secundarias intrarradiculares, se encuentran géneros como Pseudomonas,

especies de Staphylococcus, Escherichia coli, Candida, y Enterococcus faecalis comúnmente.

(7)(20)

2.1.3.2.5. Infección Persistente

Este tipo de infecciones también llamadas recurrentes, son causadas por microorganismos

capaces de resistir los tratamientos antimicrobianos intrarradiculares y soportar períodos de

privación de nutrientes, los implicados son microorganismos sobrevivientes o restos de

infecciones primarias y secundarias. (18) La microbiota asociada tiene un predominio de

bacterias Gram positivas anaerobias facultativas, también pueden aislarse hongos en una

frecuencia bastante superior en relación a los otros tipos de infecciones, el Enterococcus

Faecalis es un microorganismo aislado comúnmente. (7)(20)

2.1.3.3. Extrarradiculares

Las lesiones extrarradiculares por lo general son producto de la diseminación de las bacterias y

toxinas de la necrosis pulpar o de una pulpitis irreversible, causando respuestas inflamatorias

en los tejidos perirradiculares y óseos adyacentes. Sin embargo también existen causas no

microbiológicas que pueden desencadenar este tipo de lesiones como por ejemplo reacciones

adversas a un cuerpo extraño, o materiales de obturación extravasados. (20)(21)

El absceso apical agudo es la forma más habitual en la que se presenta una infección

extrarradicular dependiente de un proceso infeccioso de la pulpa, se presenta como una

inflamación que secreta contenido purulento acompañado de sintomatología como dolor, fiebre,

linfoadenopatías, sensación de extrusión dental y alta reactividad a pruebas de palpación y

percusión. Sin embargo también existen formas de infecciones extrarradiculares que no se

encuentran vinculadas a procesos pulpares como es el caso de la Actinomicosis apical, que

corresponde a la forma más común de infecciones independientes, es una inflamación que por

16

lo general no va acompañada de sintomatología, corresponde a la formación de una biopelícula

en la región apical del cemento, las bacterias comúnmente aisladas en este tipo de infección

incluyen especies de Actinomyces siendo los más habituales A. israelii, A. naeslundii, A.

odontolyticus, A. viscosus, también se han encontrado Propionibacterium propionicum,

Porphyronoma gingivalis, Prevotella intermedia, y Fusobacterium nucleatum. (18)(20)

2.1.4. Enterococcus faecalis


El Enterococcus Faecalis es una bacteria cocácea, Gram positiva, anaerobia facultativa, que

forma parte de la microflora del tracto gastrointestinal y genitourinario del ser humano, también

se lo puede encontrar en cantidades muy bajas formando parte de la flora bucal, es capaz de

adaptarse a condiciones extremas por lo que es causante de infecciones persistentes. (5)(22)

2.1.4.3. Características Generales

El Enterococcus Faecalis en la antigüedad era clasificado dentro de los Streptococccus

pertenecientes al grupo D de Lancefield, a partir del año 1970 fue considerado como un género

independiente. (22)(23)

Constituyen células esféricas u ovoides de un diámetro que va entre 0,6-2,0 x 0,6- 2.5µm, se

suelen presentar en pares o cadenas cortas y no son formadores de endosporas. (22)

Son cocos Gram positivos, anaerobios facultativos, disponen de un metabolismo que es capaz

de fermentar a una gran variedad de carbohidratos en especial el ácido láctico, se desarrollan a

temperaturas que varían entre los 10°C y los 45°C, siendo la temperatura ideal para su

crecimiento 37°C, sobreviven a la exposición de temperaturas de hasta 60°C en un tiempo de

30 minutos. Son productores de ambientes ácidos con un pH que varía entre 4,2 - 4,6 pero

pueden desarrollarse en ambientes con pH de hasta 9,6. (22)

17

Las colonias en los agares se presentan con un aspecto incoloro o gris con un diámetro que va

entre los 2-3 mm. (22)

Forman parte comúnmente de la microflora del ser humano y de otros animales, encontrándose

particularmente a nivel del tracto gastrointestinal, genitourinario y en niveles más bajos a nivel

bucal, además de resistir condiciones ambientales extremas, estos microorganismos presentan

una alta resistencia a los antimicrobianos de uso frecuente como la ampicilina convirtiéndose

en una amenaza terapéutica. (22)(23)(24)

2.1.4.4. Virulencia y Patogenicidad

El Enterococcus Faecalis presenta un bajo potencial patógeno, pero existen ciertas condiciones

que en las que actúa como patógeno oportunista, por ejemplo, en pacientes de la tercera edad,

pacientes inmunocomprometidos, presencia de co-morbilidad (neoplasias, hemopatías

malignas, VIH-Sida), pacientes con trasplantes, pacientes sometidos a procesos invasivos

(quimioterapia, radioterapia, diálisis), o pacientes con dispositivos invasivos (marcapasos).

(22)(23)

También se lo considera un microorganismo de baja virulencia, como posibles factores de

virulencia de esta bacteria se encuentran la presencia de hemolisinas, sustancias de agregación,

proteasas y aglutininas, además la presencia de carbohidratos a nivel de la pared celular facilitan

la unión a los tejidos del huésped. (22)(23)(24)

2.1.4.5. Enterococcus Faecalis en Endodoncia

A nivel bucal existen ciertas bacterias que son capaces de adaptarse a condiciones ambientales

extremas, como niveles de pH muy alcalinos o muy ácidos, a concentraciones elevadas de sales

o metales pesados, a variaciones en el nivel de oxígeno, e incluso a niveles muy bajos de

nutrientes, causando infecciones persistentes. (5)

18

El Enterococcus Faecalis es una bacteria con una alta respuesta adaptativa, se encuentra

comúnmente en las infecciones endodónticas persistentes, forma biopelículas intracanal, invade

los túbulos dentinarios y las fibras de colágeno, tiene la capacidad de sobrevivir dentro del

conducto radicular sin el soporte de otra bacteria, presenta resistencia a ciertos antibióticos,

sustancias de irrigación y también a medicamentos intracanal como el Hidróxido de Calcio, por

lo que su eliminación se ha convertido en un verdadero desafío para el profesional

endodoncista. (1)(7)(5)(2)

2.2. Preparación químico mecánica

2.2.1. Definición

En Endodoncia se define a la preparación químico mecánica como el uso de sustancias

químicas combinadas con técnicas de instrumentación, en el proceso de limpieza y

conformación de los conductos radiculares previos a la obturación final. (9)(25)

2.2.2. Objetivos

Biológico: La preparación químico- mecánica biológicamente tiene como objetivo remover los

residuos de pulpa vital y necrótica así como también eliminar a las bacterias y sus toxinas que

se encuentren dentro del canal radicular, además de conservar la integridad y anatomía de los

conductos radiculares preservando una correcta densidad de dentina. (9)(26)

Funcional: El objetivo funcional de la preparación químico mecánica es la de desinfectar, y

crear un espacio dentro de los conductos radiculares para favorecer a una correcta obturación

final y evitar que se desarrolle un nuevo proceso infeccioso que pueda comprometer a los tejidos

adyacentes, asegurando la continuidad de la vida útil del órgano dental dentro de la cavidad

bucal. (9)(26)

19

2.2.3. Instrumentación del conducto radicular

Dentro del acondicionamiento químico mecánico, es necesaria y fundamental una correcta

conformación del conducto radicular para cumplir en gran parte la finalidad del tratamiento,

definiendo así a la instrumentación o preparación endodóntica como la utilización de

instrumentos ya sean manuales o rotatorios para dar una forma apropiada al conducto radicular,

respetando su longitud, posición y curvatura individual, durante el proceso de preparación de

un órgano dentario para su posterior obturación final en el tratamiento endodóntico. (9)(25)(26)

2.2.3.2. Características

El conducto debe obtener una conicidad progresiva de abajo hacia arriba. (9)

Debe limitarse a la longitud del conducto radicular, ya que las extensiones pueden

provocar inflamación en los tejidos periapicales. Sin embargo se realiza una excepción

cuando hay la existencia de un absceso apical para drenar el contenido purulento. (9)(25)

Debe formarse el espacio suficiente para que ingresen con facilidad las soluciones

irrigadoras, medicamentos intra-conducto y materiales de obturación. (9)

Se tiene que respetar la posición y curvatura del órgano dental, utilizando instrumentos

que se acoplen a la anatomía del diente. (9)

Mantener el foramen apical lo más pequeño posible para evitar el paso de irrigantes a

los tejidos adyacentes y sobre obturaciones. (9)

Para esta etapa se han propuesto varias técnicas de instrumentación, entre las más populares se

encuentran: la técnica Crown Down o corono apical, La técnica Step Back o apico coronal, y

la técnica híbrida que combina a las dos anteriores. Es importante que durante este proceso se

implemente el uso de sustancias irrigadoras para elevar el grado de desinfección, lubricación y

reducir la tensión que se ejerce entre las paredes del canal radicular y el instrumento. (9)(25)

20

2.2.4. Irrigación

El fin del tratamiento endodóntico es lograr eliminar restos de tejido pulpar, bacterias y sus

productos del conducto radicular, y sobre todo evitar la reinfección del mismo. Para que este

proceso se pueda efectuar con éxito es necesario combinar métodos que logren cumplir con

eficacia el objetivo del tratamiento. (27)

La preparación mecánica ya sea manual o rotatoria es eficaz en el momento de eliminar restos

de tejido, en la conformación y preparación del conducto radicular, más no es suficiente en el

proceso de desinfección debido a la compleja anatomía de los conductos radiculares, por lo que

es necesario la incorporación de la preparación química al proceso. (27)(28)


Haapasalo & col (2010) se refieren a la irrigación como el proceso en el que se deposita una o

más sustancias en el espacio del canal radicular a través de jeringas o puntas de metal. (27)

2.2.4.3. Objetivos

Limpieza: Contribuir en la remoción, disolución y eliminación de restos de tejido pulpar

y barrillo dentinario. (29)

Desinfección: Eliminar todo tipo de bacterias existentes en el canal radicular y sus

toxinas. (27)(29)

Lubricación: Facilitar la acción mecánica de conformación y preparación del conducto

radicular a los instrumentos mecánicos. (29)

2.2.4.4. Características de una solución irrigadora ideal

Es de vital importancia que el medio químico presente una gran eficacia en el momento de la

limpieza y desinfección dentro de los conductos radiculares, cabe recalcar que no existe una

solución irrigadora ideal que cumpla al 100% con los requerimientos durante el tratamiento

21

endodóntico, por lo que la mayoría de las veces es necesario combinar dos sustancias

irrigadoras, o utilizar medios complementarios de desinfección. (27)(29)

Una solución irrigadora ideal debe cumplir con las siguientes características:

Bajo costo

Reducción de la fricción.

Control de la temperatura

Capacidad de disolver tejido ya sea vital o necrótico.

Escasa toxicidad a tejidos vitales circundantes.

Tener la capacidad de mantener humectado el conducto.

Tener capacidad antibacteriana.

Mejorar la instrumentación mecánica.

No tener efectos adversos al combinarse con otros componentes.

No debilitar la dentina

2.2.4.5. Clasificación de los soluciones irrigadoras

Compuestos halogenados Dentro de este grupo se encuentran el Hipoclorito de

sodio en sus diferentes concentraciones y la

Clorhexidina, en la actualidad constituyen los irrigantes

de elección en la práctica endodóntica, debido a que

sumado a su capacidad bactericida entre otras

propiedades son los compuestos que tienen menos

posibilidad de causar reacciones de sensibilidad. (30)

Solución de hipoclorito de sodio al 0.5% (solución de Dakin)

Solución de hipoclorito de sodio al 1% + Ácido bórico (solución de Milton)

Solución de hipoclorito de sodio al 2.5 %(licor de Labarraque)

Solución de hipoclorito de sodio al 4-6,5%(soda clorada doblemente

concentrada)

22

Solución de hipoclorito de sodio al 5.25% (preparación oficial, USP)

Solución de Gluconato de Clorhexidina al 2%

Detergentes sintéticos Son sustancias semejantes al jabón que cumplen de

manera eficiente la función de limpieza ya que se

adaptan a las irregularidades del conducto, debido a que

aumentan el poder humectante del agua, y también

mantienen los residuos en la superficie disminuyendo su

dispersión gracias a que poseen una baja tensión

superficial. (30)

Duponol C al 1 (alquil – sulfato de sodio )

Zefirol cloruro de alquildimetil bencilamonio.

Polisorbato 80

Quelantes Son soluciones que tienen la capacidad de formar una

combinación con iones metálicos para irlos eliminando a

través de un proceso denominado quelación, están

indicados en Endodoncia para facilitar la preparación

biomecánica de conductos atrésicos o calcificados. (30)

Soluciones de ácido etilenodiaminotetracetico EDTA

Largal ultra (agente quelante comercial)

Redta (agente quelante comercial)

Otras sustancias irrigadoras: (30)

Agua destilada esterilizada

Agua de hidróxido de calcio

Peróxido de hidrogeno

Suero fisiológico

Solución de ácido cítrico

23

2.2.4.6. Hipoclorito de sodio

El hipoclorito de sodio es la solución más utilizada como irrigante en la práctica endodóntica,

las concentraciones que por lo general se utilizan varían entre 0.5 y 2.5%, posee un efecto

antibacteriano muy elevado, mata casi de manera inmediata a la mayoría de microorganismos

con tan solo el primer contacto, debido a bloquea algunas actividades celulares. Químicamente

se encuentra formado por la unión de ácido hipocloroso, quien es el responsable de la actividad

antibacteriana y por hidróxido de sodio. (27)(29)

2.2.4.6.3. Definición

Esta solución ha sido definida por la Asociación Americana de Endodoncia, como un líquido

altamente alcalino, claro de color verde amarillento que posee un fuerte olor característico a

cloro, poseedor de un gran efecto antibacteriano y que además tiene la capacidad de disolver

tejido necrótico y restos orgánicos. (31)

2.2.4.6.4. Características

Posee una potente acción antimicrobiana.

Es altamente efectivo en la disolución de tejido orgánico, como restos de tejido pulpar

y fibras colágenas.

No remueve por si solo el barrillo dentinario pero si tiene efecto sobre los componentes

orgánicos de la dentina.

Es una solución muy agresiva con los tejidos.

Es altamente alcalino con un pH de 11,6.

Posee una baja tensión superficial.

Contribuye en la lubricación del conducto radicular durante la preparación biomecánica.

24

2.2.4.6.5. Mecanismo de Acción

El Hipoclorito de sodio opera basado en tres mecanismos:

Saponificación: mecanismo en donde actúa como un solvente orgánico y reduce la

tensión superficial de la solución remanente. (32)

Neutralización: en este mecanismo el hipoclorito de sodio neutraliza aminoácidos

formando sal y agua. (32)

Cloraminación: existe una reacción entre el cloro y el grupo amino dando origen a las

cloraminas, que interrumpen el ciclo celular. (32)

Existen tres factores que pueden alterar la eficacia del hipoclorito de sodio, estos son la

concentración, temperatura y pH, varios autores afirman que las concentraciones más bajas son

menos eficaces que las más elevadas, sin embargo aquí también juega un papel muy importante

la frecuencia y la cantidad con la que se utilice la solución. En cuanto a la temperatura, el

calentamiento del hipoclorito de sodio aumenta su capacidad bactericida y de disolución de

tejidos, además es necesario recordar que es una sustancia altamente alcalina, y que para

mantener en estado óptimo sus propiedades es necesario conservarla y preservar su equilibrio

para evitar que su eficacia y velocidad de acción disminuyan. (27)(29)(32)

2.3. Métodos complementarios de desinfección endodóntica

Es conocido que el objetivo de la terapia endodóntica es reestablecer el estado de asepsia que

originalmente es característico del conducto radicular pero que ha sido alterado por la

intervención de microorganismos durante una infección. (33)

Debido a la variante y compleja anatomía de los conductos radiculares este proceso se ha

convertido día a día en un desafío para el profesional endodoncista, a lo largo del tiempo se ha

utilizado la preparación químico mecánica durante este proceso de desinfección y preparación

del conducto obteniendo resultados favorables, sin embargo la acumulación de barrillo

25

dentinario, la presencia de conductos accesorios, deltas apicales y la resistencia que han

desarrollado ciertas bacterias a los antimicrobianos han hecho que la limpieza completa del

conducto no se realice en su totalidad. (1)(34)

Por todos los motivos antes mencionados y con ayuda de la tecnología se ha vuelto imperativo

desarrollar nuevos métodos de desinfección que complementen el procedimiento tradicional de

limpieza y preparación de los conductos radiculares, aumentando la eficacia del tratamiento,

tratando de evitar un posible riesgo de re-infección. (33)

Dentro de los nuevos métodos complementarios de desinfección en la práctica endodóntica y

de especial interés para este estudio se encuentran, la activación ultrasónica pasiva (PUI), el

uso de láser y la terapia fotodinámica. (PDT).

2.3.1. Activación ultrasónica pasiva (PUI)

2.3.1.2. Historia

La activación ultrasónica pasiva corresponde a un método complementario utilizado en la

desinfección de conductos en la práctica endodóntica. Weller & col (1980) describió este

procedimiento por primera vez, relacionándolo con el adjetivo “pasivo” debido a que no ejerce

ninguna acción de corte, a pesar de eso corresponde a un proceso activo en el que existe una

transmisión de energía, sin embargo la primera aplicación de este método se le confiere a

Richman quien empleó un cavitron y lo acopló al tratamiento endodóntico con muy buenos

resultados y un posoperatorio altamente favorable. (35)(36)

Desde entonces el uso de la activación ultrasónica ha sido considerado como un complemento

de elección en la desinfección del canal radicular. (36)

26


Es un método complementario de desinfección endodóntica que utiliza un inserto activado

ultrasónicamente que energiza al irrigante dentro del canal y produce una mejor dispersión del

mismo, y ayuda a que penetre a lo largo de las paredes de la raíz. (7)(37)

2.3.1.4. Características

Activa de manera eficaz a la sustancias irrigadora.

Contribuye con el proceso de limpieza del canal radicular.

Ayuda con el desbridamiento del barrillo dentinario.

Ayuda a la dispersión del irrigante por las irregularidades del conducto.

Contribuye en la eliminación de microorganismos.

2.3.1.5. Mecanismo de Acción

Este tipo de dispositivos transforman la energía eléctrica en ondas ultrasónicas, cuya frecuencia

en la práctica odontológica es de 30 kHz, presenta un inserto o punta que se activa con esta

energía dentro del canal radicular, formando una burbuja que crece hasta cierto punto y explota

creando una temperatura mayor a los 5.000° C y una presión mayor a las 500 atmósferas, que

agita a la solución irrigadora, ayuda a su activación y facilita su penetración en las

irregularidades del conducto, además ayuda a la eliminación del barrillo dentinario, de bacterias

y de sus productos, potenciando el efecto del irrigante y de la preparación manual. (35)(36)

Cabe recalcar que la activación ultrasónica pasiva, se aplica de manera independiente a la

instrumentación, no de manera simultánea a la misma, después de que la sustancia irrigadora

se encuentre dentro del canal radicular con el propósito de aumentar o potenciar su efecto. (38)

2.3.2. Láser

La palabra láser viene de las siglas que significan amplificación de luz por emisión estimulada

de radiación, esta palabra fue utilizada en sus inicios en 1957 por Gordon Gould, sin certificarla,

27

por lo que Theodore Maiman la patentó fabricando el primer láser de rubí, este láser fue

utilizado por primera vez en 1965 por el físico León Goldman en tejidos dentales, sin éxito

debido a un desmedido daño térmico. (39)

2.3.2.2. Propiedades del láser

Monocromaticidad: esta propiedad se refiere a que la luz emitida por el láser tiene corresponde

a una longitud de onda determinada dentro del espectro electromagnético. (39)

Direccionalidad: la luz láser tiene la capacidad de canalizarse a un punto específico y no

difundirse en el espacio. (39)

Coherencia: esta propiedad corresponde a que los fotones de la luz láser poseen una misma

cantidad de energía y una misma forma de impulsión lo que hace que se comporten y se

movilicen de la misma manera. (39)

2.3.2.3. Láser en Endodoncia

El uso de láser en Endodoncia es una práctica nueva, está dentro de los de las técnicas

complementarias de desinfección, con la finalidad de mejorar los resultados de la práctica

endodóntica tradicional. (36)(39) Se lo utiliza para:

Procedimientos de protección pulpar en dientes deciduos.

Mejorar los procesos de limpieza y desinfección.

Mejora procesos los procedimientos de sellado apical.

Ayuda en la descontaminación del sistema de conductos.

2.3.2.4. Terapia fotodinámica (PDT)

En este tipo de terapia endodóntica también llamada desinfección fotoactivada, o quimioterapia

fotoactivada apareció alrededor del año 1900, consiste en la aplicación de luz láser combinada

con el uso de foto-sensibilizadores antimicrobianos introducidos con anterioridad en el canal

28

radicular, se encuentra formando parte de los métodos complementarios de desinfección en

Endodoncia. (8)(10)

2.3.2.4.3. Definición

Se define a la terapia fotodinámica como la inactivación de células inducidas por luz, en

presencia de sustancias foto- sensibilizadoras. (40)

2.3.2.4.4. Mecanismo de Acción

El mecanismo de acción de la terapia fotodinámica se realiza en dos etapas; la primera

básicamente consiste en la aplicación de una sustancia química no tóxica en los tejidos, que

corresponde a un fotosensibilizador, entre los más utilizados tenemos, el azul de metileno y el

azul de toluidina, la segunda etapa de desarrolla cuando esta sustancia es expuesta a la luz en

presencia de oxígeno, durante su activación se emiten una serie de reacciones que dan como

resultado la producción de radicales libres y una especie de oxígeno altamente reactivo

denominado singlete, que provocan la oxidación de los órganos celulares de las bacterias como

la membrana celular, ADN, o pueden causar daños irreversibles en el sistema de transporte de

la membrana, detonando en la muerte celular. (8)(39)(10)(40)

29

CAPÍTULO III

3. METODOLOGÍA

3.1. Diseño de la investigación

Experimental in vitro: en la presente investigación se utilizaron piezas dentales fuera de un

organismo vivo, en las cuales se realizó la manipulación y control de las variables tomando en

cuenta criterios de inclusión y exclusión, con el fin de comprobar la efectividad antibacteriana

de la activación ultrasónica pasiva combinada con láser de baja potencia sobre biofilm maduro

de Enterococcus faecalis, como coadyuvantes a la preparación químico mecánica del conducto

radicular, se tomaron cuatro muestras por cada pieza dental después de cada proceso y se

evaluaron los resultados a través del conteo de Unidades formadoras de colonias (UFC). El

procedimiento se llevó a cabo en el Laboratorio de Microbiología del Centro de Biología de la

Universidad Central del Ecuador, bajo un ambiente estrictamente controlado.

Este estudio también es de tipo comparativo, se realizó una comparación intra-etapas de las

muestras.

3.2. Población de estudio y muestra

El muestreo utilizado en este estudio fue no probabilístico por conveniencia: El tamaño de

muestra fue elegido por necesidad propia de la autora (41), basada en la metodología aplicada

por Souza & col. 2010. (8)

Se utilizaron 20 dientes unirradiculares que cumplieron con todos los criterios de inclusión y

fueron sometidos a las cuatro etapas bajo las mismas condiciones. Las piezas dentales fueron

recolectadas, extraídas por motivos ortodónticos o protésicos y donadas por la Clínica Dental

“Rayos X”, cuya propietaria conoce el destino y el uso que recibieron en la Investigación.

(Anexo A)

3.3.Criterios de inclusión y exclusión

3.3.1. Inclusión

Dientes Unirradiculares

Dientes con angulación de Schneider menor a 20°.

Dientes que presenten un solo conducto radicular.

Dientes con ápex totalmente formado.

30

Sin fractura radicular

Sin presencia de caries radicular

3.3.2. Exclusión

Dientes con conductos calcificados

Dientes que sufran fracturas durante la preparación

Dientes con tratamiento endodóntico previo

Dientes con enanismo radicular

3.4. Conceptualización de las variables

3.4.1. Variable Dependiente

Efecto antibacteriano: Término que se confiere a una sustancia que es capaz de inhibir o

eliminar microorganismos. (42)

3.4.2. Variables Independientes

Preparación químico mecánica: Es la combinación de métodos de instrumentación ya sean

manuales o rotatorios con una o más sustancias irrigadoras en el proceso de desinfección y

conformación del conducto radicular durante el tratamiento endodóntico. (1)

Activación ultrasónica pasiva (PUI): Es un método complementario de desinfección

endodóntica que utiliza un inserto activado ultrasónicamente que energiza al irrigante dentro

del canal y produce una mejor dispersión del mismo y ayuda a que penetre a lo largo de las

paredes de la raíz. (7)(37)

Terapia fotodinámica (PDT): La terapia fotodinámica o también conocida como desinfección

fotoactivada utiliza luz a una longitud de onda específica para activar a un tinte fotoactivo

(fotosensibilizador) en presencia de oxígeno, dando lugar a moléculas altamente reactivas

capaces de matar microorganismos o dañar sus células esenciales. (8)(40)

31

3.5.Definición operacional de las variables

Tabla 1: Definición operacional de las variables.

VARIABLE DEFINICIÓN OPERACIONAL TIPO CLASIFICACIÓN INDICADOR

CATEGÓRICO

ESCALAS DE

MEDICIÓN

Efecto

antibacteriano

Capacidad que tiene la preparación químico

mecánica, la activación ultrasónica pasiva y la

terapia fotodinámica de inhibir o eliminar al

Enterococcus faecalis.

Dependiente Cualitativa -Inhibe

-No inhibe

Unidades

formadoras de

colonias.

Preparación

químico-

macánica

S2: Preparación químico- mecánica: técnica

Protaper manual hasta la lima F3, con irrigación

de hipoclorito de sodio al 2.5%

Independiente Cualitativa -Antes de la

preparación.

-Después de la

preparación.

Unidades

formadoras de

colonias

Activación

ultrasónica

pasiva

S3: Aplicación de activación ultrasónica pasiva

como coadyuvante a la preparación químico

mecánica.


aplicación

-Después de la

aplicación

Unidades

formadoras de

colonias.

Terapia

fotodinámica

S4: Aplicación de terapia fotodinámica (PDT),

como método complementario de desinfección.


aplicación.

-Después de la

aplicación

Unidades

formadoras de

colonias

32

3.6.Estandarización

La estandarización del estudio fue realizada por el Dr. Roberto Romero, docente de la Facultad

de Odontología de la Universidad Central, quien acondicionó y preparó previamente a la

investigadora para la manipulación de muestras y protocolos a seguir en las etapas del proceso

experimental y por la Química Isabel Carrillo encargada del laboratorio de Microbiología del

Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador, lugar en donde se realizó el proceso

microbiológico y la recolección de resultados.

3.7.Manejo y métodos de recolección de datos

Esta investigación se realizó en la Facultad de Odontología y en el Laboratorio de

Microbiología del Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador, para lo cual se

solicitaron los permisos correspondientes. (Anexo B) (Anexo C)

Toma de radiografías

Se eligieron 20 dientes unirradiculares, donados (Anexo A), de un conducto único, que se

verificó mediante la toma de dos radiografías periapicales en angulaciones buco lingual y mesio

distal, procedimiento llevado a cabo en la Clínica de Radiología de la Facultad de Odontología

de la Universidad Central. (Anexo D)

Figura 1. Toma de radiografías periapicales.

Elaborado por: Andrea Ordóñez

33

Preparación de las muestras

La preparación de las muestras se llevó a cabo en el laboratorio de prótesis de la Facultad de

Odontología de la Universidad Central del Ecuador. (Anexo D)

Los dientes seleccionados fueron estandarizados a una única longitud de 15mm, la medición se

realizó con un pie de rey y el corte con un disco de diamante.

Figura 2: Estandarización de piezas dentales


El acceso cameral se realizó con el uso de fresas de diamante redondas #1014 y Endo- Z.

Después se realizó la instrumentación manual de cada diente a 1mm del foramen apical, en

inicio con limas pre- serie #8 y 10, hasta la lima Tipo K #20, bajo irrigación de suero fisiológico,

luego se sellaron los forámenes apicales con resina epóxica y las superficies externas de las

raíces fueron cubiertas con dos capaz de barniz incoloro.

34

Figura 3: Apertura cameral e instrumentación hasta la lima Tipo K#20.


Cada diente se colocó en un bloque de yeso de manera vertical y por último se autoclavaron a

121ºC, durante 1 hora.

Figura 4: Colocación de los dientes en bloques de yeso.


35

Activación, preparación de la suspensión bacteriana e incubación del Enterococcus

faecalis

La etapa microbiológica se realizó en el laboratorio de Microbiología del Centro de Biología

de la UCE, todo dentro de una cámara de flujo laminar. (Anexo C)

La cepa bacteriana de Enterococcus faecalis ATCC 29212 fue adquirida en el laboratorio

MEDIBAC (Anexo E) (Anexo F), la activación se realizó siguiendo las especificaciones del

fabricante, y fue cultivada en Agar Mueller Hinton sangre durante 24 horas a 37ºC.

Figura 5: Activación de la cepa de Enterococcus faecalis.


36

Luego de la incubación, se realizó la suspensión bacteriana colocando el cultivo bacteriano en

caldo nutritivo Nutrient Broth Nº 2 LAB 014, logrando un grado de turbidez de 0.5 en la escala

de McFarland utilizando un testigo visual.

Figura 6: Elaboración del caldo nutritivo.


Figura 7: Turbidez de 0.5 en la escala de McFarland


37

Inoculación de dientes con suspensión de Enterococcus faecalis.

Se colocó suspensión bacteriana dentro de los conductos radiculares con una jeringa de insulina

de 1ml.

Figura 8: Inoculación de caldo nutritivo en las piezas dentales.


Con el uso de limas tipo K#15 estériles se transportó la suspensión bacteriana a toda la longitud

de trabajo del conducto.

Figura 9: Transporte de la suspensión bacteriana.


Se colocaron los dientes en sus bloques de yeso en una caja metálica y fueron incubados a

121ºC por 21 días, después de la inoculación inicial cada tres días se añadió cultivo fresco al

canal.

38

Figura 10: Colocación de los dientes en una caja metálica para la incubación.


Toma de muestras

Al término de los 21 días de incubación los 20 dientes fueron sometidos a tres procesos de

desinfección bajo las mismas condiciones que consistían en: preparación químico mecánica,

activación ultrasónica pasiva y terapia fotodinámica, las muestras fueron tomadas en cuatro

etapas:

S1: Antes de la preparación químico mecánica (CONTROL)

S2: Después de la preparación químico mecánica.

S3: Después de la activación ultrasónica pasiva.

S4: Después de la aplicación de terapia fotodinámica.

Toma de la muestra S1: antes de la preparación químico mecánica

Para la toma de esta muestra se procedió a llenar el conducto con 1ml de solución salina estéril

mediante el uso de una jeringa descartable con punta Navitip sin tocar el diente, con el uso de

una lima Tipo K#15 estandarizada a la longitud de trabajo se facilitó la entrada de la solución

39

salina al conducto, posteriormente con una lima Hedstroëm #15, se instrumentaron ligeramente

las paredes para desprender el biofilm.

Figura 11: Colocación de solución estéril.


Se tomaron cuatro muestras secuenciales con conos de papel estériles #15, las cuales se

sembraron en cada cuadrante del agar Mueller Hinton Sangre.

Figura 12: Siembra de la muestra S1.


40

Las placas de agar se incubaron durante 24 horas a 37ºC, en un contenedor metálico en el cual

se creó una atmósfera anaerobia, similar a una Jarra Gaspak.

Figura 13: Contenedor donde se incubaron las muestras.


Finalmente se contabilizaron las unidades formadoras de colonias (UFC) transcurridas las 24

horas.

Figura 14: Conteo de UFC etapa S1.


41

Preparación químico mecánica

Los instrumentos y materiales utilizados fueron desinfectados y esterilizados previo a su uso.

(Anexo G)

Figura 15: Instrumental y materiales utilizados en la preparación químico mecánica.


La preparación químico mecánica en todos los dientes se realizó con limas Protaper Universal,

los segmentos coronal y medio se trabajaron con la lima Sx y a longitud de trabajo se utilizaron

secuencialmente las demás limas hasta llegar a la Protaper F3, la instrumentación se realizó de

manera alternada con irrigación de 1ml de hipoclorito de sodio al 2.5% entre cada lima, con el

uso de jeringas descartables y puntas Navitip 30G a 3mm de la longitud de trabajo, después de

la lima F3, se colocaron 5ml de EDTA al 17% durante 3 minutos con el fin de eliminar la capa

de barrillo dentinario; posteriormente el protocolo de irrigación final consistió en la aplicación

de 5ml de hipoclorito de sodio al 2.5%, seguido de 1ml de tiosulfato de sodio al 5% para

neutralizar el efecto del hipoclorito de sodio y 1ml de solución salina estéril.

42

Figura 16: Técnica Protaper universal.


43

Figura 17: Materiales y sustancias de irrigación.


Toma de la muestra S2

Se procedió a llenar el conducto con 1ml de solución salina, con una lima Hedstroëm #15 se

realizó una ligera tracción de las paredes y se tomaron cuatro muestras secuenciales con conos

estériles #15 medidos a longitud de trabajo, cada punta se sembró en un cuadrante del agar

Mueller Hinton Sangre.

Figura 18: Desprendimiento del biofilm con una lima tipo k#15.


44

Figura 19: Toma de la muestra con conos de papel.


Figura 20: Siembra


Posteriormente se incubaron las placas de agar a 37ºC, transcurridas 24 horas se realizó el

conteo de unidades formadoras de colonias, en donde se obtuvieron resultados bastante

heterogéneo.

45

Figura 21: UFC muestra S2.


Aplicación de la activación ultrasónica pasiva (PUI)

La aplicación de la activación ultrasónica pasiva (PUI) se basó en el protocolo utilizado por

Neuhaus & col. 2016. (43). Se usó un equipo NSK en modo 2 indicada para uso endodóntico.

Se colocaron 2ml de hipoclorito de sodio al 2.5% con el uso de una jeringa descartable y una

punta Navitip 30G a 3mm del ápice, y se realizó su activación por acción de la punta ultrasónica

colocada tres veces en el conducto en ciclos de 20 segundos, cada ciclo se intercaló con el

cambio de la sustancia irrigadora y posteriormente se realizó el mismo proceso de irrigación

final aplicado a la etapa anterior.

Figura 22: Aplicación de Activación ultrasónica pasiva.

46


Se colocó 1ml de solución salina en el conducto y con una lima Hedstroëm #15 se realizó un

ligero raspado de las paredes para desprender el biofilm, se tomaron cuatro muestras

secuenciales utilizando conos estériles #15 y se sembraron en cada cuadrante de la placa

Mueller Hinton Sangre, se incubaron a 37ºC para finalmente realizar en conteo de UFC al

transcurrir 24 horas.



Aplicación de la terapia fotodinámica (PDT)

Los canales radiculares se llenaron con Azul de metileno al 0.005% con una jeringa descartable,

la sustancia se agitó con una lima Tipo K #15 y se dejó reposar antes de la aplicación de la

irradiación. Se utilizó un láser de baja potencia (40mW), de luz roja a una longitud de onda de

660nm, la fibra se colocó a longitud de trabajo y se realizon movimientos circulares desde al

ápice hasta la corona y viceversa, la irradiación duró 1 minuto 30 segundos. Finalmente se

realizó un enjuague de los conductos con solución salina estéril.

47

Figura 24: Aplicación de azul de metileno al 0.005%.


Figura 25: Aplicación del láser.



Se colocó 1ml de solución salina en el conducto y con una lima Hedstroëm #15 se realizó un

ligero raspado de las paredes para desprender el biofilm, se tomaron cuatro muestras

secuenciales utilizando conos estériles #15 y se sembraron en cada cuadrante de la placa

Mueller Hinton Sangre, se incubaron a 37ºC para finalmente realizar en conteo de UFC al

transcurrir 24 horas.

48



3.8.Eliminación de desechos

Los desechos infecciosos fueron eliminados según el protocolo de eliminación de desechos del

Laboratorio de Microbiología del Centro de Biología de la UCE (Anexo G) (Anexo H).

Los desechos anatomopatológicos fueron eliminados siguiendo el protocolo correspondiente a

la Clínica Integral de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador. (Anexo

I).

3.9 Aspectos Bioéticos

A. Respetar la autonomía de la persona que participa en la investigación: No aplica

El presente estudio no se realizará en personas, todos los procedimientos serán in vitro en piezas

dentales que serán donadas por una clínica odontológica cuya propietaria conoce el fin de la

investigación, cada órgano dental será manejado de acuerdo a los protocolos metodológicos

correspondientes, y su desecho se regirá a los protocolos de las Instituciones en donde se llevará

a cabo la investigación, todo será manejado con códigos a los cuales solo tendrá acceso la

investigadora. (Anexo A)(Anexo H)(Anexo I)

49

B. Beneficencia: La presente investigación tiene como fin demostrar la efectividad

antibacteriana que presenta la activación ultrasónica pasiva y la terapia fotodinámica

que están considerados como nuevos métodos complementarios de desinfección, validar

que su uso como coadyuvantes de la terapia química- mecánica tradicional, generando

un beneficio para el paciente y para el profesional Endodoncista, además de ayudar a la

expansión de conocimientos de la investigadora.

C. Autonomía: No aplica

D. Confidencialidad: No aplica

E. Riesgos potenciales del estudio: En esta investigación no existen riesgos debido a que

corresponde un estudio in vitro, la investigadora al momento de estar en contacto con

las piezas dentales utilizará todas las Normas de Bioseguridad y también seguirá el

protocolo de manejo de desechos correspondiente.

F. Beneficios potenciales del estudio

Beneficio directo: Para los profesionales odontólogos y los estudiantes de Odontología

al incrementar el conocimiento en las técnicas de desinfección complementarias de los

conductos radiculares con fines endodónticos, minimizando el riesgo de fracasos o

fallas durante o después de los procedimientos clínicos.

Beneficio indirecto: Dirigido a los pacientes que son atendidos durante la práctica

clínica, debido que incrementará el nivel de éxito de los tratamientos aplicados por parte

del profesional odontólogo, optimizando de esta manera la atención recibida.

G. Selección equitativa de la muestra y protección de población vulnerable. (NO

APLICA)

H. Conflicto de intereses: Anexo N

50

CAPÍTULO IV

4. Análisis de los Resultados

Los resultados obtenidos de la contaminación de los canales radiculares después de cada etapa

fueron reportados en Unidades Formadoras de Colonias (UFC), suministrados por el

Laboratorio de Microbiología del Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador

según consta en el informe, (Anexo J) y puede observarse en la tabla 2.

Tabla 2: Resultados en UFC de cada etapa de desinfección.

Etapa/muestra S1 (Control) Previo a la

preparación químico- mecánica

S2 Después de la preparación

químico- mecánica

S3 Después de la

aplicación de la activación ultrasónica

pasiva.

S4 Después de la

aplicación de la terapia

fotodinámica.

1 >300 50 3 0

2 >300 71 6 0

3 >300 62 3 0

4 >300 90 14 4

5 >300 70 5 0

6 >300 75 4 1

7 >300 40 1 0

8 >300 63 1 0

9 >300 85 12 4

10 >300 88 3 0

11 >300 91 7 2

12 >300 46 5 2

13 >300 51 3 0

14 >300 95 17 6

15 >300 65 9 3

16 >300 40 12 4

17 >300 76 3 1

18 >300 39 2 0

19 >300 20 1 0

20 >300 40 5 1

Fuente: Investigación de campo

Elaboración: Ing. Jaime Molina

En la Etapa S1 (antes de la preparación químico mecánica), el registro de unidades formadoras

de colonias (UFC) sobrepaso el número contable por lo que se estableció un valor de

51

contaminación de >300 a todas las muestras, se procedió a realizar la preparación químico

mecánica obteniendo una notable disminución bacteriana que se evidenció en el número de las

UFC, posteriormente se aplicó activación ultrasónica pasiva (PUI) logrando también una

disminución bacteriana un poco más homogénea que alcanzaba casi la eliminación total, y por

último se aplicó terapia fotodinámica (PDT), alcanzando niveles de desinfección altamente

significativos, evidenciándose en el 60% de las muestras la eliminación total bacteriana.

Con los resultados obtenidos se configuró una base de datos en el programa SPSS 25 IBM®,

para realizar el análisis estadístico respectivo, en la Tabla 3 se observan los resultados

estadísticos descriptivos de cada etapa, entendiendo que se tratan de muestras relacionadas.

Tabla 3: Estadística descriptiva de los resultados de cada etapa.

Descriptivos MEDIDAS

N Media Desv. Desviación

95% del intervalo de confianza para la media

Mínimo Máximo

Límite inferior

Límite superior

S1 Antes de la Preparación químico- mecánica

20 1000,00 0,00 1000,00 1000,00 1000,00 1000,00

S2 Después de la preparación químico- mecánica

20 62,85 21,39 52,84 72,86 20,00 95,00

S3 Después de la activación ultrasónica pasiva

20 5,80 4,64 3,63 7,97 1,00 17,00

S4 Después de la terapia fotodinámica

20 1,50 1,79 0,66 2,34 0,00 6,00

Total 80 267,54 426,39 172,65 362,43 0,00 1000,00



El valor inicial S1 (Antes de la preparación químico mecánica) se estableció como una

constante el valor de 1000 UFC, después en S2 (Después de la aplicación de la preparación

52

químico mecánica) el valor medio fue de 62, 85 UFC, luego de S3 (activación ultrasónica

pasiva) se obtuvo un promedio de 5.8 UFC, y finalmente después de S4 (Terapia Fotodinámica)

el valor medio fue de 1.5 UFC.

Gráfico 1: Cantidad Media de UFC por etapa.



Debido a los resultados altamente dispersos se realizó un test de Normalidad Kolmogorov-

Smirnov y Shapiro Wilk, para determinar la distribución de la población.

Tabla 4: Resultados de las pruebas de normalidad.



Según los resultados de las pruebas de normalidad, los datos obtenidos en las etapas S3 (después

de la activación Ultrasónica pasiva) y S4 (después de la terapia Fotodinámica) no tienen una

distribución normal, es decir los valores son inferiores al nivel de significancia p<0.05, entonces

10

00

,00

62

,85

5,8

0

1,5

0

0,00

200,00

400,00

600,00

800,00

1000,00

1200,00

S1 S2 S3 S4

ETAPAS

Pruebas de normalidad

Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk

Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.

S1 (Control) Previo a la Desinfección . 20 . . 20 .

S2 Después de la preparación químico- mecánica

0,110 20 0,200 0,952 20 0,392

S3 Después de la aplicación de la activación ultrasónica pasiva

0,218 20 0,013 0,859 20 0,007

S4 Después de la terapia fotodinámica 0,260 20 0,001 0,810 20 0,001

53

para la comparación intra etapas se optó por la prueba no paramétrica de Friedman que permite

comparar más de dos variables relacionas, para determinar si existen diferencias significativas

entre las medidas (medias, medianas) de las diferentes etapas.

Gráfico 2: Resultados de la Prueba estadística de Friedman.



De la Prueba de Friedman, el valor del nivel de significación (Sig. asintótica (prueba bilateral))

= 0,000) es inferior a 0,05 (95% de confiabilidad), luego se determina que existen diferencias

respecto a la tendencia central de las poblaciones.

54

Para determinar cuáles son similares o diferentes se hace la prueba dos a dos:

Tabla 5: Resultados de la comparación dos a dos.

En todos los pares correspondientes la significancia fue p< 0.05, lo que indica que existieron

diferencias significativas en el nivel de contaminación de las 20 muestras a lo largo de cada

etapa.

Después de la aplicación de la estadística inferencial, se determinó el total de la capacidad de

desinfección, lo cual se expresó en porcentajes.

Tabla 6: Eliminación de cada protocolo de desinfección expresado en porcentajes.



El uso del hipoclorito de sodio al 2.5% en la preparación químico mecánica eliminó el 93,7%

de unidades formadoras de colonias de Enterococcus faecalis, al aplicar activación ultrasónica

S1-S2 S1-S3 S1-S4 S2-S3 S2-S4 S3-S4

Promedio 93,7% 99,4% 99,9% 90,9% 97,8% 82,6%

Desviacion 2,1% 0,5% 0,2% 6,8% 2,7% 15,5%

55

pasiva se eliminó un acumulado del 99,4% de unidades formadoras de colonias, y con la

aplicación de la terapia fotodinámica se eliminó un acumulado correspondiente al 99,9%.

Al considerar las eficacias subsecuentes, tomando como referencia el nivel de contaminación

luego de la aplicación de la preparación químico mecánica, se determina que la activación

ultrasónica pasiva eliminó un 90.9% de las colonias restantes y posteriormente al combinarlo

con terapia fotodinámica, se logró un 97,8% de eliminación acumulada.

La capacidad que logró la terapia fotodinámica fue un valor de 82,6%, tomando como referencia

el nivel de contaminación después de la aplicación de la preparación químico- mecánica y la

activación ultrasónica pasiva.

Gráfico 3: Porcentajes de desinfección entre etapas.



93,7%99,4% 99,9%

90,9%97,8%

82,6%

S1-S2 S1-S3 S1-S4 S2-S3 S2-S4 S3-S4

Porcentaje entre etapas

56

Se procedió a cuantificar la eliminación total de microorganismos en cada etapa y se obtuvieron

los siguientes resultados:

Tabla 7: Eliminación total de microorganismos en cada etapa.

Gráfico 4: Eliminación total de microorganismos.



Durante la aplicación de las etapas S2 (preparación químico mecánica) y S3 (activación

ultrasónica pasiva), no hubo eliminación total de microorganismos, sin embargo en la etapa S4

(Terapia fotodinámica) se logró en el 60% de las muestras la eliminación total.

100,0% 100,0% 100,0%

40,0%

0% 0,0% 0,0%

60,0%

S1 S2 S3 S4

ELIMINACION TOTAL

PREG S1 S2 S3 S4

NO 100,0% 100,0% 100,0% 40,0%

SI 0% 0,0% 0,0% 60,0%



57

4.1. Discusión

El Enterococcus Faecalis corresponde a uno de los microorganismos más resistentes en las

infecciones endodónticas, su presencia eleva en gran medida la posibilidad de una infección

persistente o un fracaso del tratamiento, considerando que tiene una gran habilidad de

penetración, que sobrevive a condiciones ambientales extremas y además presenta resistencia

a algunos medicamentos intraconducto.(1)(5)

El objetivo principal del tratamiento endodóntico es reducir en el mayor porcentaje posible el

número de microorganismos y lograr una correcta obturación final. (1) Desde este propósito la

preparación químico mecánica corresponde al proceso más importante, ya que su función es

limpiar, preparar y desinfectar el sistema de conductos. Aunque su nivel de acción es muy alto

existen varios factores como la compleja anatomía radicular, presencia de ramificaciones

apicales o barrillo dentinario que disminuyen su eficacia. (1)(7)(37)

Por esta razón y con el avance de la tecnología en la actualidad existen nuevas alternativas de

desinfección complementaria como la activación ultrasónica pasiva (PUI), que provoca un

patrón de ondas característico y ayuda a un mejor esparcimiento y cavitación del irrigante,

causando una desorganización de la biopelícula y también un debilitamiento temporal de la

membrana, haciendo que las bacterias se vuelvan más permeables y susceptibles a la acción

bactericida de la sustancia irrigadora. (7)

Así también ahora el uso de láseres se ha convertido en una práctica muy popular, dentro de

este contexto tenemos el uso de la terapia fotodinámica (PDT), que a través de la aplicación de

un láser diodo de baja potencia con un fotosensibilizador promueven la formación de oxígeno

singlete que es el responsable de la muerte bacteriana. (8)

En el presente estudio se evaluó la efectividad antibacteriana de la activación ultrasónica pasiva

(PUI) combinada con terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvantes de la preparación

58

químico mecánica con hipoclorito de sodio al 2.5% sobre biofilm maduro de Enterococcus

faecalis, hasta la fecha no encontramos estudios análogos realizados en biopelículas maduras

(21 días de incubación), o que hayan combinado los tres procesos de desinfección, sin embargo

existen estudios similares en los que unieron dos procesos indistintamente.

Los resultados obtenidos presentaron datos estadísticamente significativos (p< 0.05) pero

bastante heterogéneos, demostrando que la preparación químico mecánica con Hipoclorito de

sodio al 2.5% logró el mayor porcentaje de descontaminación; concordando con el estudio

realizado por Souza & col en el 2010, en donde también se presentaron diferencias

significativas con respecto al conteo de UFC de Enterococcus Faecalis. (8), pero presentó un

mejor comportamiento antibacteriano comparado con los resultados obtenidos por Pineda 2008,

tomando en cuenta que utilizó gattes glidden con limas tipo K, mientras que en el presente

estudio se prepararon las muestras limas Protaper Universal. (44)

En la etapa S3, se aplicó activación ultrasónica pasiva, como coadyuvante después de la

preparación químico- mecánica, obteniendo el 99.4% de eliminación acumulada, sin embargo

no se logró en ninguna de las muestras una eliminación total.

Harrison & col. 2010, mediante un estudio llegaron a la conclusión de que la irrigación

ultrasónica pasiva en el campo de eliminación bacteriana era tan efectiva como el equivalente

de una semana de medicación intracanal con Hidróxido de calcio y que potenciaba la acción

bactericida del Hipoclorito de Sodio. (45) Resultados similares son citados por Van der Sluis

& col (2007) y Delgado & col (2014), quienes mediante una revisión a la literatura concluyen

que la aplicación de PUI es una manera efectiva de complementar la desinfección endodóntica.

(35)(38)

La etapa S4 consistió en la aplicación de terapia fotodinámica utilizando azul de metileno al

0.05% como foto sensibilizador, en donde se logró una eliminación total en el 60% de los casos,

59

resultados que concuerdan con los del estudio realizado por Tennert & col. 2015 en donde el

PDT actuando solo, tuvo un menor comportamiento; mientras que combinado con Hipoclorito

de Sodio elevó el efecto antibacteriano sobre las colonias de Enterococcus faecalis. (10)

Chiniforush & col. 2016, a través de una revisión de la literatura manifiestan que la mayoría de

estudios concluyen que el uso de PDT en conjunto con Hipoclorito de Sodio aumentan el efecto

antibacteriano y actúan de manera eficaz en la reducción del número de bacterias en una sola

cita (46), concordando con lo expuesto por Santamaría & Col. 2017 y Singh & col. 2014 quienes

mediante la búsqueda de información llegan a la conclusión que la aplicación de PDT es eficaz

sobre las bacterias (una cita), más no lo es en gran medida sobre sus toxinas ( dos citas) y que

funciona muy bien como coadyuvante de la preparación tradicional pero que quedan aún

detalles por discutir y mejorar con respecto al protocolo de aplicación. (47)(48)

60

4.2 Conclusiones

Con la realización del presente estudio se concluyó que:

La preparación químico mecánica con irrigación de hipoclorito de sodio al 2.5%, mostró

una gran eficacia en la eliminación de biofilm maduro de Enterococcus faecalis

logrando el mayor porcentaje de desinfección, sin embargo no elimina el 100% de

microorganismos.

El uso de activación ultrasónica pasiva como coadyuvante de la terapia convencional

aumentó el efecto antibacteriano del hipoclorito de sodio logrando un porcentaje

acumulado mayor de eliminación bacteriana pero sin lograr la eliminación total.

La aplicación de terapia fotodinámica como método complementario de desinfección a

los protocolos anteriores elevó el efecto antibacteriano, logrando la eliminación total en

el 60% de los casos.

61

4.3. Recomendaciones

Realizar estudios réplica en biofilms multiespecies para determinar el efecto

antibacteriano de la terapia fotodinámica y activación ultrasónica como terapias

complementarias de desinfección.

Realizar estudios in vivo para determinar las ventajas en el uso clínico de estas técnicas

de desinfección complementaria, conocer el efecto en tratamientos que involucren más

de una cita, y estandarizar un protocolo de aplicación.

Reproducir el estudio incorporando técnicas de Biología molecular, para conocer el tipo

de bacterias que sobreviven a las diferentes etapas de desinfección.

62

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67

Anexos

Anexo A: Certificado de donación de piezas dentales.

García

68

Anexo B: Solicitud para el uso de las instalaciones de la Facultad de Odontología UCE.

69

Anexo C: Oficio de autorización del Centro de Biología UCE.

70

Anexo D: Autorización para el uso de equipos de esterilización, laboratorio de Prótesis y área

de Imagenología.

71

Anexo E: Cotización de la cepa de Enterococcus faecalis y agares sangre Mueller Hinton.

72

Anexo F: Certificado de autenticidad de la cepa de Enterococcus faecalis ATCC 29212

74

Anexo G: Certificado de bioseguridad, manejo de desechos y esterilización del Centro de

Biología, UCE.

75

Anexo H: Protocolo de manejo de desechos del Centro de Biología, UCE.

77

Anexo I: Autorización para el manejo de desechos infecciosos de la Facultad de Odontología,

UCE.

78

Anexo J: Tabla de resultados.

79

Anexo K: Certificado de haber culminado la etapa experimental en el Centro de Biología,

UCE.

80

Anexo L: Certificado de confidencialidad de la investigadora y del tutor.

82

Anexo M: Certificado de idoneidad ética y experticia de la investigadora y del tutor.

84

Anexo N: Certificado de conflicto de intereses de la investigadora y del tutor.

86

Anexo O: Certificado de autenticidad del tema, otorgado por la biblioteca.

87

Anexo P: Certificado de viabilidad ética, otorgado por el Subcomité de ética en seres

humanos de la UCE.

89

Anexo Q: Renuncia de derechos de autor y propiedad intelectual del trabajo estadístico.

90

Anexo R: Certificado Urkund

91

Anexo S: Certificado de traducción del resumen.

.

92

Anexo T: Autorización de publicación en el Repositorio Institucional

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