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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO
“FRECUENCIA BACTERIANA Y RESISTENCIA ANTIMICROBIANA EN
CULTIVOS DE SECRECIONES RESPIRATORIAS DE LOS PACIENTES
SOMETIDOS A VENTILACIÓN MECÁNICA ATENDIDOS EN LA UNIDAD DE
CUIDADOS INTENSIVOS DEL HOSPITAL GENERAL DR. ENRIQUE GARCÉS EN
EL PERIODO ENERO 2013 – DICIEMBRE 2013”
Trabajo de fin de Carrera previo a la obtención del Título de Licenciada en
Laboratorio Clínico e Histotecnológico
Sisalema Aguirre Pilar Aracely
TUTOR: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz
Quito, Marzo 2015
ii
DEDICATORIA
Esta investigación dedico con inmenso amor a mis sobrinas y
sobrinos, quienes han llegado a mi vida para llenarla de
luz, esperanza y alegría.
Pilar Sisalema Aguirre
iii
AGRADECIMIENTO
A Dios que me guía y fortalece cada día, y me ha permitido
concluir mi carrera.
A mi querida madre, fuente de las mejores cosas, quien me ha
enseñado a luchar y ha cuidado de mi brindándome su apoyo
incondicional.
A mis hermanas que han sido ejemplo de dedicación y trabajo.
A mis profesores, por haber compartido sus conocimientos
originando en mí inmensa admiración.
Al tutor de esta investigación, el Dr. Freddy Trujillo por su
paciencia y apertura en la resolución de incógnitas, quien con sus
conocimientos ha contribuido grandemente en la realización de este
trabajo.
Pilar Sisalema Aguirre
iv
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, Pilar Aracely Sisalema Aguirre, en calidad de autora del Trabajo de Investigación realizado
sobre “FRECUENCIA BACTERIANA Y RESISTENCIA
ANTIMICROBIANA EN CULTIVOS DE SECRECIONES
RESPIRATORIAS DE LOS PACIENTES SOMETIDOS A
VENTILACIÓN MECÁNICA ATENDIDOS EN LA UNIDAD DE
CUIDADOS INTENSIVOS DEL HOSPITAL GENERAL DR. ENRIQUE
GARCÉS EN EL PERIODO ENERO 2013 – DICIEMBRE 2013”, por la
presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, hacer uso de
todos los contenidos que me pertenecen o de parte de los que contiene esta obra, con
fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor de conformidad con lo establecido en los
artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
Quito, a 4 de marzo de 2015.
Pilar Aracely Sisalema Aguirre
C.I. 1724449275
Teléf. 0996562226
E-mail: [email protected]
v
AUTORIZACIÓN DEL TUTOR
En mi carácter de Tutor del Trabajo de Grado, presentado por la señorita Sisalema Aguirre Pilar
Aracely, para optar por el Titulo o Grado de Licenciada en Laboratorio Clínico e
Histotecnológico cuyo título es “FRECUENCIA BACTERIANA Y
RESISTENCIA ANTIMICROBIANA EN CULTIVOS DE SECRECIONES
RESPIRATORIAS DE LOS PACIENTES SOMETIDOS A
VENTILACIÓN MECÁNICA ATENDIDOS EN LA UNIDAD DE
CUIDADOS INTENSIVOS DEL HOSPITAL GENERAL DR. ENRIQUE
GARCÉS EN EL PERIODO ENERO 2013 – DICIEMBRE 2013”. Considero
que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la presentación
pública y evaluación por parte del jurado examinador que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 4 días del mes de marzo de 2015.
Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz
C.I. 1704758273
vi
ÍNDICE DE CONTENIDO
DEDICATORIA ii
AGRADECIMIENTO iii
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL .................................................................. iv
AUTORIZACIÓN DEL TUTOR........................................................................................................ v
ÍNDICE DE CONTENIDO ................................................................................................................ vi
LISTA DE ANEXOS ix
LISTA DE TABLAS x
LISTA DE GRÁFICOS xi
RESUMEN xiii
ABSTRACT xiv
CAPÍTULO I 1
INTRODUCCIÓN 1
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ...................................................................... 2
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA .......................................................................... 3
1.3 OBJETIVOS ................................................................................................................. 3
1.3.1 Objetivo general .................................................................................................... 3
1.3.2 Objetivos específicos ............................................................................................. 3
1.4 JUSTIFICACIÓN.......................................................................................................... 4
CAPITULO II 6
ANTECEDENTES 6
MARCO TEÓRICO 8
2.1 EPIDEMIOLOGÍA ....................................................................................................... 8
2.2 FLORA BACTERIANA EN LAS VÍAS RESPIRATORIAS ...................................... 8
2.2.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias .................................................. 9
2.2.1.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias superiores ................................... 9
vii
2.2.1.2 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias inferiores .................................. 10
2.2.2 Flora bacteriana patógena de las vías respiratorias ............................................. 11
2.3 GENERALIDADES DE LA VENTILACIÓN MECÁNICA ..................................... 11
2.3.1 Ventilación mecánica no invasiva ....................................................................... 12
2.3.2 Ventilación mecánica invasiva ............................................................................ 12
2.4 INFECCIONES EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ASOCIADAS A
VENTILACIÓN MECÁNICA ............................................................................................... 13
2.5 PRINCIPALES BACTERIAS EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ... 14
2.5.1 Klebsiella pneumoniae ........................................................................................ 14
2.5.2 Pseudomonas aeruginosa .................................................................................... 15
2.5.3 Acinetobacter baumannii .................................................................................... 16
2.5.4 Escherichia coli ................................................................................................... 16
2.5.5 Staphylococcus aureus ........................................................................................ 17
2.6 DIAGNOSTICO MICROBIOLÓGICO...................................................................... 17
2.6.1 Toma de muestra ................................................................................................. 18
2.6.2 Técnica de Procesamiento y Cultivo de la muestra ............................................. 20
2.6.3 Identificación bacteriana en el Cultivo ................................................................ 21
2.6.4 Antibiograma ....................................................................................................... 22
2.6.4.1 Ejecución del Antibiograma por el Método de difusión de Disco en Agar
(Baüer y Kirby) ..................................................................................................................... 23
2.6.4.2 Método Automatizado de Identificación Bacteriana y Lectura del
Antibiograma ......................................................................................................................... 25
2.6.4.3 Antibacterianos y puntos de corte según CLSI para interpretación del
Antibiograma ......................................................................................................................... 26
viii
2.7 RESISTENCIA BACTERIANA ................................................................................. 28
2.7.1 Factores de la Resistencia Bacteriana ................................................................. 28
2.7.2 Tipos de resistencia antimicrobiana .................................................................... 29
2.7.3 Mecanismos de resistencia antimicrobiana ......................................................... 29
2.8 VARIABLES .............................................................................................................. 31
2.9 OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES ................................................. 32
CAPITULO III 34
METODOLOGÍA 34
3.1 TIPO DE ESTUDIO.................................................................................................... 34
3.2 TÉCNICAS E INSTRUMENTOS DE INVESTIGACIÓN ........................................ 34
3.3 UNIVERSO Y MUESTRA ......................................................................................... 34
3.3.1 Universo .............................................................................................................. 34
3.3.2 Muestra ................................................................................................................ 35
3.3.2.1 Criterios de inclusión ............................................................................................ 35
3.3.2.2 Criterios de exclusión ............................................................................................ 35
3.3.3 Ética ..................................................................................................................... 35
CAPÍTULO IV 36
RESULTADOS Y ANÁLISIS .......................................................................................................... 36
DISCUSIÓN 54
CONCLUSIONES 58
RECOMENDACIONES 59
CAPITULO V 60
PROPUESTA 60
BIBLIOGRAFÍA 70
ix
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1. Cronograma de actividades ......................................................................................... 63
Anexo 2. Matriz de recolección de datos .................................................................................... 64
Anexo 3. Porcentaje de resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia
en pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Dr.
Enrique Garcés. Año 2013. ......................................................................................................... 68
Anexo 4. Resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia en pacientes
con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Dr. Enrique Garcés.
Año 2013. .................................................................................................................................... 69
x
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en muestras
de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ........ 36
Tabla 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 37
Tabla 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 38
Tabla 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 39
Tabla 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes atendidos
en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ..... 40
Tabla 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana en pacientes
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 41
Tabla 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones respiratorias
de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013. ......................................................................................................... 42
Tabla 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 44
Tabla 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica de la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 46
Tabla 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 48
Tabla 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica
en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ..... 50
Tabla 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 52
xi
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en
muestras de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 36
Gráfico 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 37
Gráfico 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 38
Gráfico 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios
positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés. Año 2013. ....................................................................................................................... 39
Gráfico 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 40
Gráfico 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana en
pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés. Año 2013. ....................................................................................................................... 41
Gráfico 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones
respiratorias de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital
General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ..................................................................................... 43
Gráfico 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 45
Gráfico 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica de la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 47
Gráfico 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 49
Gráfico 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 51
xii
Gráfico 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación
mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año
2013. ............................................................................................................................................ 53
xiii
TEMA: “Frecuencia bacteriana y resistencia antimicrobiana en cultivos de
secreciones respiratorias de los pacientes sometidos a ventilación mecánica
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés en el periodo enero 2013 – diciembre 2013”
Autora: Pilar Aracely Sisalema Aguirre.
Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz.
RESUMEN
El objetivo de este estudio fue identificar la frecuencia de las bacterias aisladas en
los cultivos de secreciones respiratorias de pacientes sometidos a ventilación mecánica
de la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés (HEG) en
el año 2013. Este trabajo es descriptivo y utilizó los datos registrados en el sistema del
equipo Vitek, reportes manuales de los cultivos y antibiogramas del Laboratorio de
Microbiología, y revisión de historias clínicas. Participaron 296 pacientes, de los cuales
cumplieron con los criterios de inclusión 43 (14,53%) en los que se identificaron 72
(23,30%) cultivos respiratorios positivos de los 309 cultivos que se realizaron en total.
La bacteria más frecuente fue Klebsiella pneumoniae con 20 aislamientos (29%), Las
bacterias aisladas con mayor frecuencia demostraron alta resistencia sobre todo a:
Trimetoprima/ Sulfametoxazol, Tobramicina, Gentamicina, Cefazolina y Ampicilina
/Sulbactam.
PALABRAS CLAVES: BACTERIAS/ SECRECIÓN RESPIRATORIA/ CULTIVO/
ANTIMICROBIANOS.
xiv
TITLE: “Bacterial resistance and anti-microbe frequency in respiratory secretion
culture of patients subjected to mechanical ventilation seen in Intensive Care of
Hospital General Dr. Enrique Garcés in Quito in the period between January
2013 - December 2013”.
Author: Pilar Aracely Sisalema Aguirre.
Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz.
ABSTRACT
The purpose of this study was identify the frequency of bacteria isolated in
respiratory secretions cultures of patients subjected mechanical ventilation seen at
Intensive Care Unit of Hospital General Dr. Enrique Garcés (HEG), in 2013. The
research was descriptive and I used the data collected from Vitek registration system,
the manual culture and antibiogram reports performed at the Microbiology Laboratory
reports, and the medical records. 296 ventilated patients from IC participated in this
study of which 43 (14.53%) fulfilled the inclusion criteria; 72 (23.30%) of the total
respiratory culture studies, 309, were positive. The most frequent bacteria were
Klebsiella pneumoniae with 20 (29%) isolations. The bacteria most frequently
isolated showed high resistance, particularly to Trimethoprim/Sulfamethoxazole,
Tobramycin, Gentamicin, Cephazoline and Ampicillin / Sulbactam.
KEY WORDS: BACTERIA/ RESPIRATORY SECRETION/ CULTURE/
ANTIMICROBIAL.
I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the
original document in Spanish.
Maricruz González
Perito Traductora
C.I. 1704608130
1
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
Los pacientes atendidos en las Unidades de Cuidado Intensivo (UCI) presentan
generalmente un estado grave de salud; acompañado de condiciones propias como: edad,
estado inmunitario, enfermedades, sumada a la mala aplicación de medidas de bioseguridad
por parte de las personas con las que tienen contacto (otros pacientes, personal de salud y
familiares) y sobre todo el requerimiento de procesos invasivos como la ventilación
mecánica, son factores que favorecen a la aparición de infecciones.
La aparición de las infecciones nosocomiales provoca un aumento en el gasto de recursos
económicos, mayor tiempo de estancia hospitalaria lo que a su vez puede generar
complicaciones en el estado de salud del paciente y sobre todo el desarrollo de nuevas
infecciones.
La infección respiratoria que más comúnmente está relacionada a la ventilación mecánica
es la neumonía, a nivel mundial se conoce que afecta hasta un 30% de los pacientes que son
atendidos en las UCI (Khanh Nhu, y otros, 2014)
La mayoría de pacientes que son tratados en la Unidad de Cuidados Intensivos del hospital
Dr. Enrique Garcés (HEG) requieren ser sometidos a ventilación mecánica (VM) y sobre todo
a la de tipo invasiva lo que conlleva un mayor peligro de infección.
El presente trabajo fue realizado para conocer cuáles son las bacterias halladas con mayor
frecuencia en las infecciones respiratorias de pacientes atendidos en la UCI y también para
determinar los patrones de resistencia de dichos microorganismos, con la finalidad de ofrecer
una herramienta práctica y factible, que pueda ser empleada por el personal de salud como un
2
antecedente para elegir el tratamiento más oportuno y disminuir el número de infecciones
nosocomiales tomando medidas adecuadas.
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Una de las más importantes complicaciones que presenta el paciente crítico son las
infecciones. Se conoce que aproximadamente el 20% de los sujetos que ingresan a la UCI
presentan procesos infecciosos, y que el 30% desarrolla infección durante su estancia en
dicho servicio hospitalario. (Álvarez-Lerma, Álvarez, & Luque, 2006)
La infección más común en la Unidad de Cuidados Intensivos, es la de tipo respiratorio,
se ha observado que el 41,7% de los pacientes que son ingresados en este servicio pueden
desarrollar este tipo de infección. (Álvarez-Lerma, Álvarez, & Luque, 2006)
En las infecciones respiratorias y sobre todo en la neumonía asociada a ventilación
mecánica (NAVM) el agente causal y la sensibilidad a los antibióticos es muy variada,
difieren entre países, provincias e incluso en los diferentes servicios de un mismo hospital.
(Khanh Nhu, y otros, 2014)
Las infecciones que aparecen en las UCI son causadas por microorganismos
multirresistentes, que aquejan a más del 20% de los pacientes. (Molina, y otros, 2011)
Razón por la cual es importante determinar el microorganismo, pero sobre todo conocer su
patrón de sensibilidad y resistencia, ya que se puede ofrecer una pauta con la finalidad de que
sean utilizados los antimicrobianos más adecuados contribuyendo de cierta manera a la
decisión de los tratantes de la UCI y beneficiando al paciente disminuyendo su exposición a
antibióticos y la reducción de gastos en la adquisición de los mismos.
3
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
¿Cuáles son las bacterias que se encuentran en los cultivos de secreciones respiratorias y
su patrón de resistencia antimicrobiana en pacientes sometidos a ventilación mecánica
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés?
1.3 OBJETIVOS
1.3.1 Objetivo general
- Identificar la frecuencia de las bacterias aisladas y su patrón de resistencia
antimicrobiana en los cultivos de secreciones respiratorias de pacientes sometidos a
ventilación mecánica atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital
General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
1.3.2 Objetivos específicos
Definir la frecuencia de los pacientes con cultivos positivos de secreciones
respiratorias, sometidos a ventilación mecánica que fueron atendidos en la Unidad de
Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Distribuir según edad, sexo y procedencia a los pacientes con cultivos respiratorios
positivos que fueron atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital
General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Determinar la frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los
pacientes sometidos a ventilación mecánica que fueron atendidos en la Unidad de
Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Establecer el tipo de muestras respiratorias en las que se identificó la presencia
bacteriana en los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital
General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
4
Detallar las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones respiratorias
de los pacientes sometidos a ventilación mecánica que fueron atendidos en la Unidad
de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013acorde a su
frecuencia.
Identificar el patrón de resistencia a los distintos antibióticos de las bacterias con
mayor frecuencia identificadas en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad
de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
1.4 JUSTIFICACIÓN
Los pacientes que son tratados en las UCI, son especialmente vulnerables a adquirir una
infección o a ser colonizados por microorganismos que presentan multirresistencia. (Panizo,
Reviakina, Dolande, & Selgrad, 2009)
La aparición de la resistencia bacteriana está relacionada en gran parte, al
desconocimiento sobre el patrón de susceptibilidad de los diferentes microorganismos o a la
utilización generalizada de antibióticos en pacientes tratados en la UCI. (Pemán, Aspectos
epidemiológicos de las micosis en el paciente crítico, 2008)
La infección por microorganismos multirresistentes a su vez provoca, un retardo en la
utilización de tratamiento antibiótico adecuado y como consecuencia se produce un aumento
del tiempo de estancia hospitalaria, lo que contribuye al incremento de la mortalidad del
paciente y por ende aumentar los costos. El acrecentamiento en la tasa de mortalidad es
proporcional con el incremento en la multirresistencia; esta última está relacionada con la
utilización de terapia antibiótica empírica errónea. (Perlroth, Choi, & Spellberg, 2007)
La identificación de los gérmenes más frecuentes causales de las infecciones respiratorias,
su patrón de sensibilidad y resistencia y la cesación de la terapia empírica; son componentes
decisivos para el éxito del tratamiento, asociado además, al entendimiento de los factores de
5
riesgo que puede facilitar el desarrollo de la infecciones, puede servir como una de las
estrategias más adecuadas para disminuir la morbilidad y mortalidad por infección
nosocomial.
En el Hospital General Dr. Enrique Garcés no se ha encontrado publicaciones sobre la
frecuencia de bacterias halladas en pacientes con infecciones asociadas a ventilación
mecánica, por lo cual la presente investigación se realizó con el propósito de contribuir con
datos fidedignos de microorganismos presentes en las infecciones de pacientes atendidos en
la UCI sometidos a ventilación mecánica con la finalidad de que se pueda mejorar el
tratamiento y administración de antibióticos.
6
CAPITULO II
ANTECEDENTES
La Universidad Central realiza la primera investigación en Ecuador, en los servicios de
cuidados intensivos de 3 hospitales ubicados en la ciudad de Quito, con la finalidad de
identificar la frecuencia de infecciones nosocomiales (I.N.). (Ruano, Maldonado, & Salazar,
2004)
En el proyecto "Infecciones nosocomiales”, se toman en cuenta los datos hallados de
pacientes que fueron atendidos en las unidades de cuidado intensivo de los hospitales: Dr.
Enrique Garcés, Carlos Andrade Marín y Quito Número 1 de la Policía Nacional. (Ruano,
Maldonado, & Salazar, 2004)
El aumento de la morbimortalidad hospitalaria se encuentra íntimamente relacionado con
las I.N. lo que a su vez genera un acrecentamiento en los costos económicos. (Wenzel, 2007)
Debido a que, en las unidades de cuidado intensivo la gravedad en la condición clínica del
paciente, los procedimientos invasivos y cirugías previas, son muy frecuentes, es más alto el
riesgo de desarrollar una infección nosocomial, ya que estos factores favorecen en su
aparición. (Craven, Chroneou, Zias, & Hjalmarson, 2011)
En pacientes sometidos a ventilación mecánica invasiva, específicamente aquellos en los
que se hace uso del tubo orotraqueal, existe mayor colonización en la orfaringe lo cual
provoca per se un aumento en el peligro de infección. (Craven, Chroneou, Zias, &
Hjalmarson, 2011)
En la realización de esta investigación se ha observado que en la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés es más frecuente la utilización de
ventilación mecánica invasiva (VMI) frente a la no invasiva (VMNI), acompañado de la
utilización de material que ha sido reesterilizado a través de gas que es exclusivo para los
materiales que son utilizados en VMI, situación que se produce debido a la falta de recursos
7
económicos, y aunque no se ha encontrado evidencia de que dicho factor por sí mismo
aumente el peligro de adquirir una IN supone mayor riesgo de contaminación.
8
MARCO TEÓRICO
2.1 EPIDEMIOLOGÍA
En estudios realizados en Ecuador se han reportado los gérmenes más frecuentes
relacionados con infección respiratoria en pacientes sometidos a ventilación mecánica
atendidos en la UCI.
En una investigación realizada en la UCI del Hospital Teodoro Maldonado Carbo de la
ciudad de Guayaquil en el año 2011, se identificaron como bacterias con mayor frecuencia
como causales de infección a Klebsiella pneumoniae con 31%, seguida por Acinetobacter
baumannii/haemolyticus con 16%, Escherichia coli con 11%. (Guillén, Huacón, Sánchez,
Tettamanti, & Rodríguez, 2011)
En el año 2012 en un estudio similar realizado en la UCI del Hospital José Carrasco
Arteaga del IESS de la ciudad de Cuenca, identificaron como agente más frecuente de
infección respiratoria asociada a ventilación mecánica a S. aureus con 57,9%, P. aeruginosa
15,8%, especies de Enterobacter 5,3% (Morocho & Ortiz, 2012).
2.2 FLORA BACTERIANA EN LAS VÍAS RESPIRATORIAS
El ser humano está colonizado por numerosos y diversos microorganismos. (Murray,
Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
Factores varios como la edad, dieta, estado de salud y hormonal además de la higiene
personal influyen en la presencia de flora bacteriana en la superficie y en el interior del
organismo. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
La armonía existente entre el sujeto y los microorganismos que residen en el interior de su
organismo, se ve afectada por los cambios en el estado de salud, así como también la
hospitalización de la persona produce que bacilos gramnegativos como Klebsiella,
9
Pseudomonas, reemplacen la flora residente de la bucofarínge originando la aparición de
neumonía. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
2.2.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias
Se refiere a las bacterias que se encuentran en personas sanas habitando sus mucosas y
piel. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)
Estos microorganismos han sido clasificados en dos grupos:
- Flora residente, son microorganismos que permanecen de manera relativamente fija
en alguna región que, al alterarse espontáneamente se restablecen per se. (Brooks, Carroll,
Butel, & Morse, 2008)
En ciertas regiones, la flora residente desempeña un papel fundamental en la
conservación de la salud y funcionamiento normal del organismo. (Brooks, Carroll, Butel,
& Morse, 2008)
- Flora transitoria, conformada por microorganismos considerados potencialmente
patógenos o no patógenos, que están presentes en mucosas y piel. (Brooks, Carroll, Butel,
& Morse, 2008)
Las funciones normales del organismo no se ven afectadas por los microorganismos que
colonizan al sujeto durante un corto periodo de tiempo, horas o días. El desarrollo de la
enfermedad se produce cuando el equilibrio entre el microorganismo y el ser humano se
altera causando patologías. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
2.2.1.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias superiores
Numerosos microorganismos se encuentra colonizando las vías respiratorias altas (nariz,
garganta, orofaringe y nasofaringe), se conoce que por cada bacteria aerobia hay de 10 a 100
bacterias anaerobias. Peptostreptococcus, Veillonella, Actinomyces y Fusobacterium, son las
bacterias anaerobias que se encuentran con mayor frecuencia.
10
Los géneros Streptococcus, Haemophilus y Neisseria constan entre las bacterias aerobias más
halladas.
(Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
Flora normal de las vías respiratorias altas
Nariz Staphylococcus epidermidis,
Staphylococcus aureus
Streptococcus pneumoniae,
Streptococcus pyogenes
Boca Especies de Candida
especialmente albicans.
Tejido amigdalino Actinomyces
Faringe
Streptococcus no hemolíticos
y α hemolíticos
Neisseria meningitidis
Fuentes: (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)
(Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
En las vías respiratorias altas aparecen también microorganismos que son potencialmente
patógenos, como: Haemophilus influenzae, Enterobacterias y Moraxella catarrhalis.
(Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
2.2.1.2 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias inferiores
La laringe, tráquea, bronquíolos y vías respiratorias bajas generalmente son estériles, pero
a través de secreciones provenientes de las vías respiratorias altas pueden ser colonizadas
transitoriamente, las enfermedades agudas que aparecen en esta región por “regla general” se
deben a bacterias, Streptococcus pneumoniae, Staphylococcus aureus, Klebsiella,
consideradas como bacterias orales con mayor virulencia. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer,
2009)
Peptostreptococcus, cocos anaerobios relacionados y bacilos anaerobios gramnegativos
pueden originar una enfermedad polimicrobiana cuando hay aspiración crónica. (Murray,
Rosenthal, & Pfaüer, 2009)
11
2.2.2 Flora bacteriana patógena de las vías respiratorias
Identificar el agente causal de las infecciones de las vías respiratorias superiores conlleva
dificultad ya que las personas sanas, en su flora bacteriana presentan la mayoría de
patógenos, por ejemplo el Streptococcus pyogenes se encuentra en la garganta, aunque en
pequeñas cantidades de individuos asintomáticos. (Koneman, y otros, 2006)
Microorganismos patógenos en las Vías Respiratorias
Ubicación Bacterias
Vías
respiratorias
superiores
Senos
paranasales
Bacteroides y otros anaerobios
Especies de Klebsiella y otras
Enterobacterias
Staphylococcus aureus
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus β hemolítico del grupo A
Haemophilus influenzae
Garganta y
faringe
Bordetella pertussis
Corynebacterium diphtheriae
Streptococcus β hemolítico del grupo A
Neisseria gonorrhoeae
Vías
respiratorias
inferiores
Pulmones y
bronquios
Estreptococo pneumoniae
Haemophilus influenzae
Staphylococcus aureus
Klebsiella pneumoniae y otras
Enterobacterias
Moraxella catarrhalis
Especies de Legionella
Especies de Mycobacterium,
Fusobacteriumnucleatum,
Prevotellamelaninogenica y otros
anaerobios
Especies de Bordetella
Fuente (Koneman, y otros, 2006)
2.3 GENERALIDADES DE LA VENTILACIÓN MECÁNICA
Ventilación mecánica (VM), es todo procedimiento en el cual un aparato mecánico,
respirador, produce respiración artificial y sustituye la función respiratoria. (Villalba, Alonso,
& Alegre, 2014)
12
El respirador es empleado para sustituir la función de los músculos del diafragma y pared
torácica produciendo presión positiva, supliendo la fase activa del ciclo respiratorio durante
la inspiración; mientras que la fase pasiva, la espiración se produce por la retracción de la
pared torácica. (Obando, 2012)
La VM es utilizada para dar soporte vital, cuando la función respiratoria se ha visto
deteriorada por causas intra o extra pulmonares. De manera ocasional es requerida su
aplicación en el área de urgencias, pero es más recomendable que sea colocado en la UCI
(Urrutia & Cristancho, 2006)
En la VM se utilizan ventiladores que son capaces de proveer las necesidades en el
proceso respiratorio que varía mucho en los sujetos críticos. (Celis & Guerrero, 2009)
2.3.1 Ventilación mecánica no invasiva
La ventilación mecánica no invasiva (VMNI) mediante una mascarilla insufla el oxígeno.
Actúa mejorando la fatiga muscular respiratoria y disnea, disminuye la morbimortalidad,
estancia hospitalaria del sujeto, los costos económicos y otras dificultades que pueden
acompañar a la VM (Martinez, Alonso, & Calpe, 2014)
Las fugas de oxigeno podrían suponer un fracaso que puede presentarse en la VMNI, estas
en su mayoría se presentan a nivel de la premascarilla (Martinez, Alonso, & Calpe, 2014)
2.3.2 Ventilación mecánica invasiva
Es una técnica que sirve como una medida de soporte que emplea un respirador el cual
sustituirá de manera parcial o total la función respiratoria de un sujeto. (Jimenez, 2004)
Factores como la capacidad vital disminuida, trabajo respiratorio aumentado, alteraciones
en el estado mental, fatiga general del sujeto, agotamiento de la musculatura inspiratoria,
entre otros, son decisivos al momento de intubar al paciente. (Villalba, Alonso, & Alegre,
2014)
13
Tubo endotraqueal
En el ambiente pre hospitalario y hospitalario para asegurar el funcionamiento adecuado
de la vía aérea del paciente critico se recurre a la utilización de intubación endotraqueal.
(Sati, 2009)
La utilización del tubo endotraqueal en la VMI aumenta el riesgo de aspiración de los
patógenos intrahospitalarios (provenientes de alrededor del manguito y orofaringe) además
provoca inflamación, traumatismos locales y reduce las defensas naturales del paciente, se ha
evidenciado también la colonización bacteriana en un gran número de tubos endotraqueales o
que estos actúen como reservorio de patógenos causales de NAV (Liberati, D'Amico, Pifferi,
Torri, & Brazzi, 2005)
2.4 INFECCIONES EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ASOCIADAS A
VENTILACIÓN MECÁNICA
El cuadro infeccioso que se desarrolla con mayor frecuencia en el paciente crítico son las
infecciones respiratorias. El 41,7 % de los pacientes que ingresan en la UCI pueden presentar
este tipo de infección desde el momento de ingreso en este servicio. (Munive, Arango, Tovar,
Cabrera, & Cortés, 2013)
Sistemas de monitorización, nebulizadores y ventiladores mecánicos son dispositivos que
están relacionados a la mayor parte de las infecciones que se manifiestan en las unidades de
cuidado intensivo debido a que pueden actuar como reservorios de agentes patógenos,
favorecen a la transmisión cruzada de infecciones y además alteran las barreras de defensa
natural del organismo en los sujetos. Dichas infecciones también son relacionadas a la
incorrecta aplicación de las técnicas de higiene básicas en la manipulación de los pacientes. (
Álvarez-Lerma, Palomar, Olaechea, Otal, Insausti, & Cerdá, 2002)
14
Una de las causas más frecuentes de infección nosocomial, es la que está relacionada a la
ventilación mecánica en la UCI, sobre todo la neumonía. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera,
& Cortés, 2013)
En los pacientes ventilados la placa dental cambia y es sustituida por microorganismos
que son potencialmente patógenos para las vías respiratorias como: Staphylococcus aureus,
especies de Enterococcus, Pseudomonas aeruginosa y Klebsiella pneumoniae, entre otros. A
demás de la colonización propia del hospedero en la orofaringe, lo cual puede desencadenar
infección, sobre todo de neumonías. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
2.5 PRINCIPALES BACTERIAS EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS
En la Unidad de Cuidados Intensivos, que representa aproximadamente el 10% de las
camas en los hospitales, ocurren alrededor de la cuarta parte de una de las complicaciones
más comunes, que son las infecciones nosocomiales (IN), que se suscitan como consecuencia
del cuidado de los pacientes. (Lisboa & Rello, 2008)
Pseudomonas aeruginosa y Staphylococcus aureus son considerados como los agentes
causales de infección en el paciente crítico, aunque la prevalecía de estos varía de acuerdo al
sitio de infección. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
Se ha observado en la UCI otros agentes, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli,
Acinetobacter baumannii, Enterobacter cloacae, Serratia marcescens, como aislados en
muestras respiratorias como: secreciones traqueobronquiales, lavados broncoalveolares y
esputos. (Brochero, 2010)
2.5.1 Klebsiella pneumoniae
Una de las características de las bacterias pertenecientes al género Klebsiella, es la
presencia de una capsula de polisacáridos y ausencia de motilidad, razón por la cual en los
15
cultivos sus colonias se observan de aspecto mucoide y brillante. (Ahmad, James, & Drew,
2011)
En la superficie de Klebsiella, están presentes diversos tipos de pilosidades lo cual
probablemente favorezca la adherencia de la bacteria al epitelio urinario y respiratorio.
(Ahmad, James, & Drew, 2011)
Klebsiella, comparada con otras enterobacterias, es una de las que presenta mayor
resistencia a los antibióticos. Es resistente naturalmente a Ampicilina. (Ahmad, James, &
Drew, 2011)
La resistencia de K. pneumoniae a los antibióticos está dada principalmente a través de la
producción de enzimas betalactamasas de espectro extendido (ESBL). (De la Parte, Brito,
Guzmán, & Carmona, 2001)
Klebsiella pneumoniae (K. pneumoniae) es el agente causal más común de neumonía
lobular clásica, que puede ser originada también por otras bacterias encapsuladas. (Ahmad,
James, & Drew, 2011)
2.5.2 Pseudomonas aeruginosa
Dotados de motilidad y aerobios, algunos originan pigmentos, son bacilos gramnegativos
que se encuentran ampliamente distribuidos en animales, plantas, agua y suelo. (Brooks,
Carroll, Butel, & Morse, 2008)
Ampliamente distribuida en la naturaleza, Pseudomonas aeruginosa (P. aeruginosa), se
encuentra también en los hospitales, especialmente en lugares dentro de estos donde haya
gran humedad. En sujetos normales se la podría hallar como saprófito, pero es causante de
enfermedad cuando el individuo tiene alteradas sus defensas naturales. (Brooks, Carroll,
Butel, & Morse, 2008).Se ha evidenciado también que esta bacteria presenta una alta
16
resistencia a los antibióticos: como la cefalotina, penicilina, ampicilina, cloranfenicol,
sulfonamidas, tetraciclina, kanamicina y estreptomicina. (Ahmad, James, & Drew, 2011)
2.5.3 Acinetobacter baumannii
Formando parte del género Acinetobacter, se encuentran bacterias cocobacilares
gramnegativas que pueden ser confundidas con Neisserias al ser observadas con la tinción de
Gram y que además presentan características de crecimiento y morfología bastante parecidas
a las enterobacterias. Acinetobacter presenta como característica más representativa su
incapacidad de fermentar carbohidratos y reducir nitratos. (Ahmad, James, & Drew, 2011)
Su presencia en las muestras clínicas no determina infección ya que se encuentra
colonizando la piel y aparato respiratorio; además de contaminar: jabones, soluciones
desinfectantes y en general casi cualquier superficie húmeda. (Ahmad, James, & Drew, 2011)
La gran parte de cepas de A. baumannii son generalmente resistentes a los antibióticos,
sobre todo a Penicilinas y cefalosporinas de primera generación además de carbapenémicos
sobre todo las cepas que presentan multirresistencia. (Crespo, 2002)
Por lo cual es complicado controlar las infecciones, sin embargo se ha observado que
responden adecuadamente a amikacina, tobramicina, gentamicina, cefalosporinas más
recientes y penicilinas. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)
2.5.4 Escherichia coli
Pertenece a la familia Enterobacteriaceae, este amplio grupo de bacterias se encuentran
colonizando y formando parte de la flora normal intestinal. Son bacilos gramnegativos,
aeróbicos, fermentadores de carbohidratos, que producen factores de virulencia y presentan
una compleja constitución antigénica. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)
17
E. coli es el microorganismo identificado con mayor frecuencia en los laboratorios
clínicos, y es reconocido como el agente causal de una variedad de infecciones que afectan
casi a la totalidad de tejidos y órganos de los humanos. Este gramnegativo, es el más
relacionado con shock inducido por endotoxinas y sepsis. (Koneman, y otros, 2006)
También es el agente causal de infecciones urinarias, heridas, neumonías nosocomiales en
pacientes inmunodeprimidos y meningitis en recién nacidos. (Koneman, y otros, 2006)
2.5.5 Staphylococcus aureus
El género Staphylococcus está conformado por cocos grampositivos que suelen situarse en
forma de racimos de uvas. El Staphylococcus aureus (S. aureus) mundialmente ha sido
relacionado como agente causal de infecciones purulentas agudas. (Ahmad, James, & Drew,
2011)
Entre el 10 y 30% de la población esta colonizado en la nariz por Staphylococcus aureus,
aunque en el personal de la salud estos porcentajes suelen ser superiores. La diseminación de
esta bacteria se produce cuando son dispersadas hacia la piel y ropa desde la nariz. Puede
ocupar los tejidos más profundamente a través de lesiones cutáneas o traumatismos. (Ahmad,
James, & Drew, 2011)
Pueden presentar resistencia a diversos antibióticos entre los cuales pueden mencionarse:
betalactámicos, nafcilina (oxacilina y meticilina), tetraciclinas, eritromicina y
aminoglucósidos, entre otros. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)
2.6 DIAGNOSTICO MICROBIOLÓGICO
Las muestras que generalmente son recolectadas y analizadas del tracto respiratorio en los
pacientes críticos para realizar el diagnóstico microbiológico son: secreción nasal, esputo,
secreción traqueal y lavado broncoalveolar.
18
2.6.1 Toma de muestra
Secreción nasal
Sirve para la búsqueda de portadores de Staphylococcus aureus como medida preventiva
en el desarrollo de infección (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
- Materiales
Se requiere un hisopo estéril delgado y flexible y medio de transporte adecuadamente
rotulado. (Zurita, 2004)
- Procedimiento
a. Retirar de las fosas anteriores exudados y secreciones nasales para evitar
contaminaciones con la flora nasal normal.
b. Introducir el hisopo en el orificio nasal hasta alcanzar la nasofaringe.
c. Dejar en este sitio el hisopo de 30 a 60 segundos para que los microorganismos sean
absorbidos.
d. Retirar el hisopo suavemente y colocarlo en un medio de transporte hasta que sea
procesado. (Zurita, 2004)
Esputo
Esta muestra es cultivada principalmente para identificar al microorganismo causal de
neumonía y sobre todo para realizar la búsqueda de Klebsiella pneumoniae, Streptococcus
pneumoniae, Haemophilus influenzae, entre otros. La hora ideal para la recolección de esta
muestra es en la mañana, pero si hay tos productiva, puede ser recogida a cualquier hora del
día. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
- Materiales
Frasco de boca ancha y tapa rosca estéril rotulado con la información del paciente.
(Zurita, 2004)
19
- Procedimiento
a. Previa a la recolección de la muestra debe realizarse un enjuague bucal o un cepillado
dental.
b. Para tomar esta muestra se requiere que el paciente se encuentre alerta, es necesario
indicar que material a obtener debe ser producido por tos profunda o expectoración y
evitar la recolección de saliva, caso contrario la muestra resultaría contaminada con flora
de la boca y sería inadecuada.
c. Para investigaciones bacteriológicas se requiere al menos 1 ml de esputo. Esta muestra
debe ser procesada lo antes posible, no deben transcurrir más de dos horas después de su
obtención. (Zurita, 2004)
Aspirado de secreción traqueal
Esta muestra es requerida cuando: el microorganismo obtenido en el esputo no ha sido
correctamente identificado, la terapia antibiótica administrada para contrarrestar el agente
identificado en el esputo no responde adecuadamente o también cuando el paciente no logra
expectorar. (Zurita, 2004)
La recolección de esta muestra es utilizada en el diagnóstico y tratamiento de neumonía.
(Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
- Materiales
Se necesita: un catéter de polietileno, una jeringuilla de 20 ml.
- Procedimiento
a. Se aspira las secreciones con la jeringa en el catéter
de polietileno.
b. Rotular la muestra con los datos informativos y
colocando también los antibióticos que está recibiendo el paciente.
20
c. Llevar inmediatamente la muestra al Laboratorio de
Microbiología y procesarla. (Zurita, 2004)
2.6.2 Técnica de Procesamiento y Cultivo de la muestra
Secreción nasal
a. Realizar una placa y coloración Gram, observarla en
el microscopio.
b. Sembrar en agar sangre con el asa siguiendo la
técnica cuantitativa.
c. Incubar durante 24 horas a 35°C. (Zurita, 2004)
Esputo
a. Análisis macroscópico, antes de procesar esta
muestra debe corroborarse de que no esté constituida únicamente por saliva.
b. Análisis microscópico, elaborar una placa y
coloración Gram para asegurar la calidad de la muestra, para evitar que esta tenga
contaminación de secreciones orofaríngeas; en esta preparación debe observarse menos
de 10 células epiteliales por campo y más de 25 leucocitos con el lente de 10X.
c. De la parte más purulenta de la muestra se realiza la
siembra en agar sangre de cordero, chocolate y McConkey.
d. Incubar 24 horas a 35 °C, en atmosfera normal el
agar McConkey y con atmosfera de CO2 al 5 % las cajas de agar sangre de cordero y
chocolate. (Zurita, 2004)
Aspirado de secreción traqueal
a. Antes de realizar la dilución proceder a sembrar en
tioglicolato, hacer un frotis y teñirlo con coloración Gram y observar en el microscopio.
21
b. Colocar la muestra en un tubo y agregar el doble de
volumen de Fluimucil al 1% posteriormente agitar en el vortex (solución 1)
c. Sacar 100 ul de la solución 1 y colocar en 9,9 ml de
solución salina estéril, esta es la solución 2.
d. Dispensar 1 ml de solución salina en tres tubos y
numerarlos del 1 al 3.
e. Hacer diluciones seriadas a partir de la solución 2 de
100 ul en los tubos numerados.
f. Sembrar en agar sangre (AS) agar chocolate (ACH)
y agar McConkey (McK) con un asa calibrada de 100 ul con la técnica de agotamiento e
incubar a 35 °C durante 24 horas.
g. Sembrar 100 ul de cada de las diluciones seriadas en
agar chocolate e incubar a 35°C durante 24 horas. (Zurita, 2004)
2.6.3 Identificación bacteriana en el Cultivo
Transcurrido el período de incubación, en las cajas con agar se observa el crecimiento
bacteriano, evidenciando las distintas características de cada microorganismo, razón por la
cual es indispensable llevar a cabo pruebas de identificación. (Munive, Arango, Tovar,
Cabrera, & Cortés, 2013)
El primer paso en la identificación bacteriana es la realización de una coloración de Gram
a partir del cultivo. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
En la observación microscópica con aumento de 100 X usando aceite de inmersión las
bacterias Grampositivas se apreciarán violetas y mediante la realización de algunas pruebas
coagulasa, catalasa, manitol etc., se determina el género y especie.
22
Las bacterias Gramnegativas se observarán de color fucsia y la determinación de géneros
y especies se realiza a través de pruebas bioquímicas como las que están detalladas a
continuación.
Los valores indican el número de aislamientos que fueron positivos a determinadas
pruebas.
Reacciones bioquímicas de algunos bacilos Gramnegativos.
Bacterias
Arg
inin
a
dih
idro
lasa
Cit
rato
de
Sim
mo
ns
Fen
ila
lan
ina
des
am
ina
sa
Hid
róli
sis
de
ure
a
Lis
ina
des
carb
ox
ila
sa
Mo
tili
da
d
Orn
itin
a
des
carb
ox
ila
sa
P
rod
ucc
ión
de
ind
ol
Ro
jo d
e m
eti
lo
Su
lfu
ro d
e
hid
róg
en
o
Vo
ges
–
Pro
sk
au
er
Enterobacter aerogenes 0 95 0 2 98 97 98 0 5 0 98
Escherichia coli 17 1 0 1 90 95 65 98 99 1 0
Klebsiella pneumoniae 0 98 0 95 98 0 0 99 10 0 98
Serratia marcescens 0 98 0 15 99 97 99 1 20 0 98 Fuente: (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)
2.6.4 Antibiograma
En el Laboratorio de Microbiología después de realizar la identificación bacteriana, el
siguiente paso a efectuar es conocer su patrón de susceptibilidad; con la finalidad de eliminar
al agente y brindar al paciente la mejor opción terapéutica. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera,
& Cortés, 2013)
Para realizarlo se expone un inoculo estandarizado de bacterias a distintas concentraciones
de antibacterianos. Existen dos técnicas principalmente para evaluar in vitro el grado de
susceptibilidad de los microorganismos a los antimicrobianos: la difusión que nos brinda
resultados cualitativos y la dilución que otorga en cambio resultados cuantitativos. (Munive,
Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
23
2.6.4.1 Ejecución del Antibiograma por el Método de difusión de Disco en Agar (Baüer y
Kirby)
Fundamento
El método de difusión de disco fue estandarizado por Baüer y colaboradores en 1966,
donde se estableció los halos de inhibición que están relacionados con la CIM, esta técnica es
recomendada por la Food and Drug Administration (FDA) y el Clinical and Laboratory
Standards Institute (CLSI). (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
Este método se realiza sobre una superficie de agar, en donde se enfrenta un inoculo
bacteriano a un disco de papel filtro que contiene antibiótico impregnado; lo cual forma un
halo de inhibición. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
Materiales
- Pinza metálica.
- Asa de inoculación.
- Tubos.
- Hisopos estériles.
- Estufa.
- Medio de cultivo: el que más comúnmente se emplea para la realización del
antibiograma es Müeller Hinton (MH), ya que consiente el desarrollo de casi todo tipo de
bacterias. El pH del medio debe estar entre 7,2 y 7,4 y el grosor, entre 4 y 6 mm. Cuando
las características bacterianas lo requieren este medio de cultivo es suplementado con
sangre desfibrinada de cordero al 5%. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
El volumen del medio Müeller Hinton que debe estar contenido en la caja Petri es de 25 a
30 ml. (Pabón, 2009)
24
- Discos antibacterianos, contienen una concentración preestablecida y deben ser
conservados libres de humedad y a una temperatura de 4°C. (Bonilla, Perozo, &
Castellano, 2012)
- Inóculo bacteriano, debe alcanzar una turbidez similar al 0,5 de la escala McFarland,
que representa aproximadamente 1,5x108 UFC/mL. (Bonilla, Perozo, & Castellano,
2012)
Procedimiento
- Sacar de refrigeración los viales de los discos y las cajas de Müeller Hinton y
mantenerlos a temperatura ambiente.
- Preparación del inoculo, se toman de 3 a 5 colonias del cultivo original y se introducen
con un hisopo de algodón estéril o con un asa recta en 5 ml de caldo Tripticase soja o
solución salina estéril contenido en un tubo. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
(Pabón, 2009)
- Antes de que hayan transcurrido 15 minutos de la preparación del inoculo, se debe
sembrar en la placa Petri. Introducir un hisopo estéril en la suspensión y presionar en las
paredes del tubo para eliminar el exceso. Inocular en tres direcciones, rotando la caja Petri
para lograr una uniforme distribución. Dejar reposar hasta 15 minutos para que el inoculo
se absorba. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
- Colocar los discos antibacterianos con una pinza metálica sobre la superficie del agar,
con una distancia de 24 mm de distancia tomada de centro a centro de estos. Ejercer una
leve presión sobre los discos para evitar que se muevan de su lugar. (Bonilla, Perozo, &
Castellano, 2012)
25
En las placas de 100 mm no colocar más de 7 discos y en las de 150 mm no más de 12
para evitar que los halos de inhibición se superpongan. (Pabón, 2009)
- Las placas deben ser incubadas invertidas (boca abajo) durante 18 – 24 horas a 35°C
en condiciones aérobicas. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
- Para efectuar la lectura de los halos de inhibición se necesita una superficie oscura,
sobre la cual se coloca la placa Petri y se mide los halos de inhibición con una regla
milimetrada. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)
- La interpretación de resultados debe llevarse a cabo bajo las categorías sensible,
intermedio y resistente según los halos propuestos por el CLSI
2.6.4.2 Método Automatizado de Identificación Bacteriana y Lectura del Antibiograma
Para efectuar la identificación bacteriana y probar su susceptibilidad a antimicrobianos, se
requiere un equipo que efectúe la lectura y paneles que contienen pruebas bioquímicas. Estas
pruebas han sido desarrolladas para determinar la ausencia o presencia de una específica
actividad enzimática o vía metabólica y el crecimiento a una temperatura y en presencia de
inhibidores determinados. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
Uno de los equipos que se utilizan para la realización del método automatizado es el
Vitek, este sirve para efectuar la identificación bacteriana y también para llevar a cabo el
antibiograma usando tarjetas o paneles, está constituido por: un inoculador/sellador, una
incubadora/lector, una computadora y una impresora. (Diagnostics, 2015)
La inoculación de las tarjetas se realiza en pocos minutos a través del inoculador/sellador.
La incubación y lectura de las tarjetas o paneles son realizadas simultáneamente por medio de
la incubadora/lector. El control de los procedimientos en curso, almacenamiento de
información e interpretación de resultados, se realizan en la computadora de Vitek.
Finalmente estos son impresos. (Diagnostics, 2015)
26
2.6.4.3 Antibacterianos y puntos de corte según CLSI para interpretación del
Antibiograma
Al ser testados los antibacterianos en las bacterias que se identificaron con mayor
frecuencia en la UCI, tuvieron los siguientes puntos de corte tanto del método de difusión
como la interpretación de la CIM que fueron tomados del CLSI año 2013.
Ilustración 1. Antibióticos para Enterobacterias aisladas en infecciones nosocomiales
ANTIBIÓTICO
MÉTODO DE DIFUSIÓN (halo en
mm)
INTERPRETACIÓN DE LA CIM
(ug/ml)
S I R S I R
Ampicilina >= 17 13-16 <=13 <=8 16 >=32
Cefazolina >=23 20-22 <= 19 >=2 4 >=8
Gentamicina >=15 13-14 <=12 <=4 8 >=6
Amikacina >=17 15-16 <=14 <=16 32 >=64
Cefotaxima >=26 23-25 <=22 <=1 2 >=4
Ceftazidima >=21 18-20 <=17 <=4 8 >=16
Cefoxitina >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32
Cefepima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32
Aztreonam >=21 18-20 <=17 <=4 8 >=16
Trimetoprima/ Sulfametoxazol
>=16 11-15 <=10 <=2/32 - >=4/76
Meropenem >=23 20-22 <= 19 <=1 2 >=4
Imipenem >=23 20-22 <= 19 <=1 2 >=4
Ertapenem >=22 19-21 <=18 <=0,5 1 >=2
Ciprofloxacino >=31 21-30 <=20 <=1 2 >=4
S= sensible I= intermedio R= resistente
Fuentes: (Delgado & Valderrama, 2012)
(Cockerill, Patel, Alder, Bradford, Dudley, & Eliopoulos, 2013)
Antibióticos para antibiograma de P. aeruginosa
ANTIBIÓTICO MÉTODO DE INTERPRETACIÓN DE
27
DIFUSIÓN (halo en mm)
LA CIM (ug/ml)
S I R S I R
Piperacilina -/Tazobactam
>=21 15-20 <=14 <=16/4 32/4 -64/4
>=128/4
Gentamicina >=15 13-14 <=12 <=2 4 >=8
Amikacina >=17 15-16 <=14 <=16 32 >=64
Ceftazidima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32
Cefepima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32
Aztreonam >=22 16-21 <=15 <=8 16 >=32
Meropenem >=19 16-18 <=15 <=8 16 >=32
Imipenem >=19 16-18 <=15 <=8 16 >=32
Colistin >=11 - <=10 <=2 4 >=8
Ciprofloxacino >=21 16-20 <=15 <=1 2 >=4
S= sensible I= intermedio R= resistente
Fuentes: (Delgado & Valderrama, 2012)
(Cockerill, Patel, Alder, Bradford, Dudley, & Eliopoulos, 2013)
Antibióticos para el antibiograma de Acinetobacter spp.
ANTIBIÓTICO
MÉTODO DE DIFUSIÓN(halo en
mm)
INTERPRETACIÓN DE LA CIM
(ug/ml)
S I R S I R
Gentamicina >=15 13-14 <=12 <=4 8 >=16
Amikacina >=17 15-16 <=14 <=16 32 >=64
Ampicilina/ Sulbactam >=15 12-14 <=11 <=8/4 16-8 >=32/16
Ceftazidima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32
Cefepima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32
Piperacilina -/Tazobactam >=21 18-20 <=17 <=16/4 32/4 >=128/4
Trimetoprima/ Sulfametoxazol
>=16 11-15 <=10 <=2/38 - >=4/76
Meropenem >=16 14-15 <=13 <=4 8 >=16
Imipenem >=16 14-15 <=13 <=4 8 >=16
Colistin - - - <=2 - >=4
Ciprofloxacino >=21 16-20 <=15 <=1 2 >=4
S= sensible I= intermedio R= resistente
Fuentes: (Delgado & Valderrama, 2012)
(Cockerill, Patel, Alder, Bradford, Dudley, & Eliopoulos, 2013)
28
2.7 RESISTENCIA BACTERIANA
Resistencia, es la facultad que presentan las bacterias para evadir la actividad de los
antimicrobianos. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013) Se conoce que una
bacteria es sensible a un antimicrobiano, cuando la concentración del mismo en el sitio de
infección es 4 veces superior a la concentración inhibitoria mínima (C.I.M.), y por lo tanto
una concentración menor a la mencionada convierte a la bacteria en resistente a ese
antibiótico. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
La resistencia bacteriana es un fenómeno, que puede estar relacionado con un componente
adquirido, o con un factor genético intrínseco, que puede manifestarse a través de
mecanismos bioquímicos. (Pemán, Aspectos epidemiológicos de las micosis en el paciente
crítico, 2008). Esta es un problema en aumento, que tiene importancia también en los
aspectos económicos y sociales, los cuales están asociados a la elevación de morbimortalidad,
incremento en el costo del tratamiento y de las estadías hospitalarias. (Pemán, Luque, Nieto,
Pozo, Solé, & Zaragoza, 2011)
El elevado consumo de antimicrobianos en las unidades de cuidado intensivo, además de
generar altos costos económicos, significa un permanente peligro de elección e inducción de
resistencia microbiana. (Brochero, 2010)
2.7.1 Factores de la Resistencia Bacteriana
Son algunos los componentes que influyen en la aparición de la resistencia a los
antibióticos, entre los que se incluyen:
Elementos externos como: sitio de infección, dosis del antimicrobiano, vías de
administración del antibiótico, etc. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
29
Elementos propios del paciente: tolerancia o ausencia de esta a un grupo específico de
antimicrobianos, estado nutricional, las enfermedades que padezca, entre otros. (Munive,
Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
2.7.2 Tipos de resistencia antimicrobiana
Hay dos tipos de resistencia:
Natural: se refiere a la resistencia propia que presenta la bacteria, esto quiere decir que
todas las bacterias que pertenecen a una determinada especie son resistentes a un grupo de
antibióticos en concreto, sin haber estado en contacto con estos, lo cual les otorga una
ventaja evolutiva. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
Adquirida: este tipo de resistencia se produce cuando: el ADN bacteriano ha sufrido
mutaciones o por incorporaciones de componentes genéticos de otras bacterias. (Munive,
Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
2.7.3 Mecanismos de resistencia antimicrobiana
- Impermeabilidad
Dos mecanismos como: expulsión activa del antibiótico y la disminución de la
permeabilidad dificultan la acción del antibiótico en su sitio diana.
- Inactivación del antibiótico
Este mecanismo de inactivación se produce por enzimas que se encargan de modificar o
hidrolizar la estructura molecular del antimicrobiano.
- Alteración del sitio diana o blanco
Las bacterias son capaces de modificar lugares específicos de su estructura celular con la
finalidad de impedir que el antibiótico actúe. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés,
2013)
30
31
2.8 VARIABLES
Bacterias
Resistencia bacteriana
Ventilación mecánica
Pacientes con cultivos
respiratorios positivos
Edad
Sexo
VARIABLE INDEPENDIENTE VARIABLE DEPENDIENTE
VARIABLES INTERVINIENTES
32
2.9 OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES
VARIABLES DEFINICIÓN CONCEPTUAL
DEFINICIÓN OPERACIONAL
TÉCNICAS MATERIALES E INSTRUMENTOS
INDEPENDIENTE
Bacterias
Microorganismos
procariotas que
presentan un tamaño
de unos pocos
micrómetros y
diversas formas, su
pared celular está
formada por
peptidoglucano.
- Tinción Gram
- Cultivo de la
muestra
-Pruebas de
identificación de
género y especie.
-Realizar una placa y coloración
Gram.
-Sembrar la muestra en los
diferentes medios de cultivo.
-Identificación de género y especie:
Bacterias grampositivas:
realización de algunas pruebas
como coagulasa, catalasa, manitol
etc.
Bacterias gramnegativas: se
realiza a través de pruebas
bioquímicas
Colorantes de la
tinción Gram, medios
de cultivo, asas
microbiológicas,
mechero, plasma,
peróxido de hidrógeno,
medios de
identificación
bioquímica.
INDEPENDIENTE
Resistencia
bacteriana
Resistencia, es la
facultad que
presentan las
bacterias para evadir
la actividad de los
antimicrobianos.
-Prueba de
susceptibilidad a
antimicrobianos por
el método de
difusión y por CIM.
-Realización de antibiograma por el
método de Difusión de disco en
agar.
-Antibiograma automatizado en el
equipo Vitek.
Discos antibacterianos,
inoculo, pinza metálica,
asa de inoculación.,
tubos, hisopos
estériles, estufa, medio
de cultivo, tarjetas o
paneles y equipo Vitek.
33
INDEPENDIENTE
Ventilación
mecánica.
Procedimiento en el
cual un aparato
mecánico,
respirador, produce
respiración artificial y
sustituye la función
respiratoria.
Utilización de
soporte ventilatorio
Aplicación de tipos de ventilación
mecánica según el estado y
requerimientos del paciente.
Hoja de recolección de datos, fundamentada en información obtenida de las historias clínicas y epicrisis de los pacientes.
DEPENDIENTE
Pacientes con
cultivos
respiratorios
positivos
Pacientes en los
cuales los cultivos
que se les realizaron
se ha identificado la
presencia y
crecimiento de
bacterias
-Cultivos con
crecimiento
bacteriano.
- Realizar la siembra de la muestra
en las cajas con distintos agares.
- Incubar durante 48 horas a 35°C
con las cajas invertidas (boca
abajo).
- Leer e interpretar los resultados.
Cajas con agares, asa
microbiológica,
mechero, estufa.
INTERVINIENTE
Edad
Cantidad de años
que un ser viviente
ha vivido desde su
nacimiento.
Grupo etario.
- Determinación del grupo de edad:
Adolescencia 13 - 18 años
Adulto joven 19 - 40 años
Adulto medio 41 - 65 años
Tercera edad > 65 años
Hoja de recolección de datos, fundamentada en información obtenida de las historias clínicas de los pacientes.
INTERVINIENTE
Sexo
Condición orgánica
masculina o
femenina de las
personas.
Femenino
Masculino
- Identificación del sexo
Femenino
Masculino
Hoja de recolección de datos, fundamentada en información obtenida de las historias clínicas de los pacientes.
34
CAPITULO III
METODOLOGÍA
3.1 TIPO DE ESTUDIO
El nivel del estudio es descriptivo, y se trabajó con datos recolectados sobre los pacientes
que fueron atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos, información que fue
complementada con la revisión de libros, artículos, revistas científicas y sitios web.
3.2 TÉCNICAS E INSTRUMENTOS DE INVESTIGACIÓN
Los datos recolectados se registraron en una hoja de Excel 2010 (Microsoft, EUA)
diseñada para el efecto, que incluye como principales parámetros: número de aislamiento,
historia clínica, procedencia, microorganismo asilado y reporte manual y del equipo Vitek del
antibiograma; además se complementa con los datos de la historia clínica y epicrisis de cada
paciente, con esta información se elaboró una tabla de datos que fue importada al programa
SPSS versión 20 donde se efectuó el análisis estadístico.
Los resultados han sido interpretados mediante la elaboración de tablas y gráficos. Los
estadísticos aplicados fueron cálculos porcentuales de frecuencia.
3.3 UNIVERSO Y MUESTRA
3.3.1 Universo
El universo de la presente investigación estuvo constituido por todas las muestras
respiratorias provenientes de los pacientes sometidos a ventilación mecánica que fueron
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés en
el periodo enero 2013 – diciembre 2013.
35
3.3.2 Muestra
Constituida por 43 pacientes ventilados de UCI que tuvieron 72 cultivos positivos.
3.3.2.1 Criterios de inclusión
- Todos los especímenes respiratorios provenientes de los pacientes atendidos en la UCI
con ventilación.
3.3.2.2 Criterios de exclusión
Muestras respiratorias de pacientes atendidos en UCI que no hayan sido sometidos a
ventilación mecánica.
3.3.3 Ética
Se seleccionó el título y se elaboró un protocolo previo que contenía los requerimientos
establecidos por el HEG, el mismo que fue entregado el 17 de octubre de 2014, después de la
designación de uno de los profesionales de esta casa de salud para la revisión del el
protocolo, este fue aprobado por el Comité de Docencia e Investigación del Hospital Dr.
Enrique Garcés el 5 de noviembre de 2014, lo que permitió el desarrollo de este estudio.
Los nombres de los pacientes fueron encriptados para el análisis de las bases y la
información obtenida ha sido manejada con absoluta prudencia y únicamente con fines
académicos
Las copias de los oficios realizados para obtener la aprobación del título y desarrollo de
este trabajo constan en los anexos.
36
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y ANÁLISIS
Durante el año 2013 en la UCI del HEG 296 pacientes fueron sometidos a ventilación
mecánica, y de estos, solo 43 pacientes tuvieron cultivos respiratorios positivos. Por tanto los
resultados obtenidos fueron:
Tabla 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en
muestras de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés.
Año 2013.
RESULTADO N° DE PACIENTES PORCENTAJE
Pacientes con cultivos positivos 43 14,53%
Pacientes con cultivos negativos 253 85,47%
TOTAL PACIENTES VENTILADOS
296 100%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Gráfico 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en
muestras de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés.
Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: De los 296 pacientes ventilados, se detectó una frecuencia de pacientes con
cultivos respiratorios positivos de 14,53%, lo cual revela que 1 de cada 7 pacientes tuvo un
cultivo positivo. (Tabla y Gráfico1)
37
Tabla 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés. Año 2013.
EDAD FRECUENCIA PORCENTAJE
Adolescencia 13 - 18 años 1 2%
Adulto joven 19 - 40 años 16 37%
Adulto medio 41 - 65 años 13 30%
Tercera edad > 65 años 13 30%
TOTAL 43 100%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Gráfico 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios
positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Para realizar el análisis de la edad se realizó una distribución en los siguientes
grupos etarios: adolescencia 13 - 18 años, adulto joven 19 - 40 años, adulto medio 41 - 65
años y tercera edad > 65 años.
De los 43 pacientes con resultados positivos, hubo un ligero predominio en el grupo de
edad comprendido entre 19 – 40 años, que representaron un poco más de la tercera parte del
total de pacientes. Se observó una frecuencia igual en los grupos de edad de 41 – 65 años y
mayores de 65 años con el 30% (13 pacientes) cada grupo. Y el grupo etario de menor
frecuencia fue el de 15 – 19 años 2%. (Tabla y Gráfico 2)
38
Tabla 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios positivos
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés. Año 2013.
SEXO FRECUENCIA PORCENTAJE
Femenino 18 42%
Masculino 25 58%
TOTAL 43 100%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Gráfico 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios
positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: En cuanto al género, se observó un predominio del porcentaje de hombres que
representa a más de la mitad del total de pacientes con cultivos positivos (43), esto podría
estar relacionado a que en la UCI del HEG son atendidos más pacientes del género
masculino. Esto podría además estar asociado a que se considera que los hombres son más
vulnerables al desarrollo de infección respiratoria (neumonía). (Díaz, LLaurado, Rello, &
Restrepo, 2010) (Tabla y Gráfico 3)
39
Tabla 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios
positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013.
PROCEDENCIA FRECUENCIA PORCENTAJE
HEG Cirugía 5 12%
HEG Emergencia 23 54%
HEG Ginecología 1 2%
HEG Med. Interna 5 12%
Hosp. de Manabí 1 2%
Hosp. de Riobamba 1 2%
Hosp. de Sangolqui 3 7%
Hosp. P. Carollo 1 2%
Clínica Privada 3 7%
TOTAL 40 100% Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Gráfico 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios
positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: En estos resultados se observa que el mayor porcentaje de los pacientes con
cultivos respiratorios positivos (43) proceden de servicios de esta misma casa de salud 80%,
de los cuales del servicio de Emergencia fueron el 54%, de otros hospitales venían el 13% y
40
de clínicas privadas el 7%. Por lo cual la mayor parte de las bacterias identificadas son
propias del HEG. (Tabla y Gráfico 4)
Tabla 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés. Año 2013.
RESULTADO FRECUENCIA PORCENTAJE
Positivos 72 23,30%
Negativos 180 58,25%
Contaminados 57 18,45%
TOTAL DE CULTIVOS 309 100%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Gráfico 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes
atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique
Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Se realizaron en total 309 cultivos de secreciones respiratorias de un total de 296
pacientes ventilados, lo cual revela que algunos pacientes se realizaron más de un cultivo de
secreciones respiratorias.
Del total de cultivos respiratorios provenientes de UCI, los positivos representan casi la
tercera parte, versus los cultivos negativos que presentan a más de la mitad de estos.
Los cultivos contaminados tienen una prevalencia similar a la de los cultivos positivos, lo
cual podría estar relacionado con una mala toma de las muestras produciendo la
contaminación de esta con flora normal del tracto respiratorio, o a su vez puede ser
41
provocada al realizar el transporte de la muestra desde el sitio de recolección hasta su
procesamiento en el Laboratorio de Microbiología. (Zurita, 2004) (Tabla y Gráfico 5)
Tabla 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana en
pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013.
MUESTRA FRECUENCIA PORCENTAJE
Secreción nasal 9 12%
Esputo 7 10%
Secreción Traqueal 56 78%
TOTAL 72 100%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Gráfico 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana
en pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.
Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: De las 72 muestras respiratorias en las que hubo aislamiento bacteriano, se
determinó que la secreción traqueal fue la más se recolectada 56 muestras (78%), seguido por
el cultivo de secreción nasal con 9 recolecciones (12 %) y finalmente 7 muestras de esputo
(10 %).
La alta frecuencia de cultivos positivos de secreciones traqueales está relacionada con la
técnica que se emplea para su recolección, ya que al ser más prolija presenta menor
42
contaminación, comparada con la muestra de esputo, que puede contener flora normal de las
vías aéreas altas y crear confusiones en el diagnóstico. (Zurita, 2004) (Tabla y Gráfico 6)
Tabla 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones
respiratorias de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del
Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
BACTERIA IDENTIFICADA FRECUENCIA PORCENTAJE
K. pneumoniae 20 29%
P. aeruginosa 14 19%
A. baumannii 13 18%
E. coli 8 11%
S. aureus 8 11%
S. haemolyticus 3 4%
M. morganii 2 3%
S. marcescens 2 3%
E. aerogenes 1 1%
K. oxytoca 1 1%
TOTAL DE CULTIVOS RESPIRATORIOS POSITIVOS
72 100%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
43
Gráfico 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones
respiratorias de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del
Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Del total de 72 cultivos de secreciones respiratorias positivos que fueron
realizados a los pacientes de UCI se determinó que la bacteria más prevalente fue Klebsiella
pneumoniae con 20 aislamientos (29%), seguida de Pseudomonas aeruginosa con 14
identificaciones (19%), Acinetobacter baumannii 13 aislamientos (18%), Escherichia coli y
Staphylococcus aureus con 8 identificaciones (11%) cada una y otros microorganismos que
poseen menor prevalencia y que en conjunto representan 9 aislamientos (2%). (Tabla y
Gráfico 7)
44
Tabla 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
ANTIBIÓTICO INTERPRETACIÓN
SENSIBLE INTERMEDIO RESISTENTE
Nombre Abreviatura Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje
Amikacina AK 9 45% 0 0% 11 55%
Aztreonam ATM 13 65% 0 0% 7 35%
Cefazolina CZ 7 35% 0 0% 13 65%
Cefepima FEP 9 45% 0 0% 11 55%
Cefotaxima CTX 7 35% 0 0% 13 65%
Ceftazidima CAZ 7 35% 2 10% 11 55%
Cefuroxima CXM 7 35% 0 0% 13 65%
Ciprofloxacino CIP 6 30% 2 10% 12 60%
Colistin CT 20 100% 0 0% 0 0%
Ertapenem ETP 9 45% 0 0% 11 55%
Gentamicina GM 7 35% 0 0% 13 65%
Imipenem IPM 9 45% 0 0% 11 55%
Meropenem MEM 9 45% 0 0% 11 55%
Piperacilina/Tazobactam TZP 9 45% 0 0% 11 55%
Polimixina B PB 20 100% 0 0% 0 0%
Tobramicina TM 7 35% 0 0% 13 65%
Trimetoprima/Sulfametoxazol SXT 5 25% 0 0% 15 75%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
45
Gráfico 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Las cepas de K. pneumoniae aisladas en los cultivos respiratorios presentaron el siguiente patrón: con el 75% de resistencia
Trimetoprima/Sulfametoxazol, los aminoglucósidos aproximadamente la mitad de los aislamientos reportan resistencia a Amikacina (55%) y
Tobramicina (65%), excepto Gentamicina que fue resistente en el 70% de los aislamientos. Las cefalosporinas reportan una resistencia uniforme
comprendida entre 55% - 65%, al igual que los carbapenémicos con porcentajes de resistencia entre 45% - 55%. Ciprofloxacino reporta
resistencia en el 60% de los aislamientos.
Todas las cepas fueron sensibles a Polimixina B y Colistin. (Tabla y Gráfico 8)
46
Tabla 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica de la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
ANTIBIÓTICO INTERPRETACIÓN
SENSIBLE INTERMEDIO RESISTENTE
Nombre Abreviatura Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje
Amikacina AK 11 79% 1 7% 2 14%
Aztreonam ATM 9 64% 1 7% 4 29%
Cefepima FEP 6 43% 4 29% 4 29%
Ceftazidima CAZ 10 71% 1 7% 3 21%
Ciprofloxacino CIP 3 21% 0 0% 11 79%
Colistin CT 14 100% 0 0% 0 0%
Gentamicina GM 2 14% 0 0% 12 86%
Imipenem IPM 6 43% 0 0% 8 57%
Meropenem MEM 6 43% 0 0% 8 57%
Piperacilina/Tazobactam TZP 7 50% 2 14% 5 36%
Polimixina B PB 14 100% 0 0% 0 0%
Tobramicina TM 2 14% 0 0% 12 86%
47
Gráfico 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica de la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Pseudomonas aeruginosa en este estudio presentó alta resistencia con el 86% de los aislamientos Gentamicina y Tobramicina,
seguido con una resistencia en aproximadamente la mitad de los aislamientos a los carbapenémicos Imipenem y Meropenem con el 57%. P.
aeruginosa mostró gran sensibilidad a Colistin, Polimixina B con el 100% y Amikacina con el 86% susceptibilidad. (Tabla y Gráfico 9)
n= 14 P. aeruginosaaisladas
aisladas
48
Tabla 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
ANTIBIÓTICO INTERPRETACIÓN
SENSIBLE INTERMEDIO RESISTENTE
Nombre Abreviatura Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje
Amikacina AK 4 31% 4 31% 5 38%
Ampicilina/Sulbactam SAM 0 0% 4 31% 9 69%
Cefepima FEP 0 0% 0 0% 13 100%
Ceftazidima CAZ 3 23% 9 69% 1 8%
Ciprofloxacino CIP 3 23% 0 0% 10 77%
Colistin CT 13 100% 0 0% 0 0%
Gentamicina GM 0 0% 1 8% 12 92%
Imipenem IPM 1 8% 1 8% 11 85%
Meropenem MEM 1 8% 1 8% 11 85%
Piperacilina/Tazobactam TZP 0 0% 0 0% 13 100%
Polimixina B PB 13 100% 0 0% 0 0%
Tobramicina TM 1 8% 0 0% 12 92%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
49
Gráfico 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Acinetobacter baumannii evidenció alta resistencia a la mayoría de los antimicrobianos probados en el antibiograma, con un
porcentaje de 100% de resistencia de las cepas a Cefepima, Piperacilina/ Tazobactam y Trimetoprima/ Sulfametoxazol; los aminoglúcidos
Gentamicina y Tobramicina fueron resistentes en el 92% de las cepas, los carbapenémicos Imipenem y Meropenem reportan 85% de resistencia
y la quinolona Ciprofloxacino reportó 77%, Ampicilina/ Sulbactam fue resistente en los dos tercios de las cepas (66%).
Susceptibilidad intermedia de Ceftazidima en el 69% de los aislamientos y sensibilidad del 100% a Colistin y Polimixina B. (Tabla y
Gráfico 10)
50
Tabla 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del
Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
ANTIBIÓTICO INTERPRETACIÓN
SENSIBLE INTERMEDIO RESISTENTE
Nombre Siglas Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje
Amikacina AK 8 100% 0 0% 0 0%
Amoxacilina- Ac.Cla AMC 1 13% 1 13% 6 75%
Ampicilina AM 1 13% 0 0% 7 88%
Ampicilina/Sulbactam SAM 1 13% 3 38% 4 50%
Aztreonam ATM 5 63% 0 0% 3 38%
Cefazolina CZ 3 38% 0 0% 5 63%
Cefepima FEP 8 100% 0 0% 0 0%
Cefotaxima CTX 5 63% 0 0% 3 38%
Ceftazidima CAZ 7 88% 0 0% 1 13%
Ciprofloxacino CIP 1 13% 0 0% 7 88%
Colistin CT 8 100% 0 0% 0 0%
Ertapenem ETP 8 100% 0 0% 0 0%
Gentamicina GM 5 63% 0 0% 3 38%
Imipenem IPM 8 100% 0 0% 0 0%
Meropenem MEM 7 88% 0 0% 1 13%
Piperacilina/Tazobactam TZP 7 88% 1 13% 0 0%
Polimixina B PB 8 100% 0 0% 0 0%
Tobramicina TM 6 75% 0 0% 2 25%
Trimetoprima/Sulfametoxazol SXT 2 25% 0 0% 6 75%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
51
Gráfico 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos
del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: E. coli mostró resistencia alta a Ampicilina, Ciprofloxacino y Trimetoprima/ Sulfametoxazol.
Las cepas de E. coli que fueron asiladas durante el periodo de esta investigación presentaron un gran porcentaje de sensibilidad a la mayoría de
antibióticos, con una susceptibilidad del 100% a Amikacina, Cefepima, Colistin, Ertapenem, Imipenem y Polimixina B. (Tabla y Gráfico 11)
52
Tabla 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos
del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
ANTIBIÓTICO INTERPRETACIÓN
SENSIBLE INTERMEDIO RESISTENTE
Nombre Siglas Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje
Ciprofloxacino CIP 8 100% 0 0% 0 0%
Clindamicina CM 7 88% 0 0% 1 13%
Eritromicina E 6 75% 0 0% 2 25%
Fosfomicina FF 8 100% 0 0% 0 0%
Gentamicina GM 8 100% 0 0% 0 0%
Nitrofurantoína FT 8 100% 0 0% 0 0%
Rifampicina RA 8 100% 0 0% 0 0%
Teicoplamina TEC 8 100% 0 0% 0 0%
Trimetoprima/Sulfametoxazol SXT 7 88% 0 0% 1 13%
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
53
Gráfico 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados
Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
Análisis: Las cepas de S. aureus aisladas mostraron gran susceptibilidad a todos los antimicrobianos que fueron puestos a prueba en el
antibiograma y presentaron un bajo porcentaje de resistencia a: Clindamicina y Trimetoprima/ Sulfametoxazol con 13%, Eritromicina reportó
resistencia en la cuarta parte de los aislados (25%). No se reportaron valores intermedios. (Tabla y Gráfico 12)
n= 8 S. aureus aisladas
54
DISCUSIÓN
Las infecciones constituyen una de las principales complicaciones que se presentan en el
paciente crítico, en su mayoría la de origen respiratorio. Estas principalmente son producidas
por microorganismos multirresistentes. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)
Razón por la cual es importante identificar a los microorganismos y a su patrón de
susceptibilidad.
La frecuencia de pacientes ventilados con cultivos positivos de secreciones respiratorias
fue de 14,53% (Tabla 1).Que es baja de acuerdo a la literatura, ya que como Munive & otros
mencionan, la infección más frecuente en la UCI es la de tipo respiratoria asociada a
ventilación mecánica que puede afectar hasta al 41,7% de los pacientes. (Munive, Arango,
Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013).
De los 43 pacientes que fueron incluidos en el presente estudio, las edades de la población
estuvo comprendida entre 16 y 85 años y de acuerdo con el resultado obtenido el grupo etario
que posee con mayor frecuencia de infección respiratoria es 19-40 años (Tabla 2), situación
que difiere con lo mencionado por Morocho & Ortiz en un estudio afín que fue realizado en
Cuenca en donde se determinó como grupo etario más afectado al comprendido entre 50 y 64
años. (Morocho & Ortiz, 2012).
El género masculino fue más frecuente en los cultivos positivos de secreciones
respiratorias (Tabla 3). Díaz & otros en el año 2010 observaron que las infecciones
respiratorias eran más comunes en hombres; lo que coincide con el resultado de nuestro
estudio. (Díaz, LLaurado, Rello, & Restrepo, 2010) Aunque difiere con los datos obtenidos
por Guillén & otros en un estudio en Guayaquil en el año 2011 en donde se observó que las
mujeres desarrollaron con mayor frecuencia neumonía. (Guillén, Huacón, Sánchez,
Tettamanti, & Rodríguez, 2011)
55
La frecuencia de positividad de cultivos respiratorios fue de 23,30% (Tabla 5), que es
ligeramente inferior a lo reportado en un estudio realizado en Guayaquil en el año 2011 por
Guillén & otros, donde se observó que la tasa de prevalencia de cultivos respiratorios
positivos fue de 34,2%. (Guillén, Huacón, Sánchez, Tettamanti, & Rodríguez, 2011)
Los resultados obtenidos en mi estudio son similares en cuanto a los microorganismos
(Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Escherichia
coli y Estafilococo aureus) (Tabla 7), a lo reportado en un estudio afín realizado en la ciudad
de Guayaquil, donde, en el año 2011 Guillén & otros, determinaron que Klebsiella
pneumoniae con 31%, seguida por Acinetobacter baumannii/haemolyticus con 16%,
Escherichia coli con 11%; fueron las bacterias identificadas con mayor frecuencia como
causales de infección respiratoria, principalmente neumonía, en la UCI del Hospital Teodoro
Maldonado Carbo. De manera que se puede señalar que coincidimos en cuanto al germen
más frecuente, pero tenemos en distinto orden de prevalencia. Acinetobacter baumannii y
Escherichia coli que en nuestro estudio ocupan el tercer y cuarto lugar respectivamente en su
estudio ocupan el segundo y tercer lugar. (Guillén, Huacón, Sánchez, Tettamanti, &
Rodríguez, 2011). En el año 2012 Morocho & Ortiz en un estudio similar realizado en la
ciudad de Cuenca identificaron como agente más frecuente de infección respiratoria asociada
a ventilación mecánica a S. aureus con 57,9%, P. aeruginosa 15,8%, especies de
Enterobacter 5,3% (Morocho & Ortiz, 2012). Así mismo en una investigación afín realizada
en Colombia en el año 2010 por Brochero, se determinó como agentes causales de infección
respiratoria en UCI a: S. aureus (21,5%), K. pneumoniae (12%), E. coli (9,6%), P.
aeruginosa (7,9%) y A. baumannii 6,2%. (Brochero, 2010). Por lo que comparando los
resultados obtenidos en esta investigación con los dados en estudios similares, se puede
observar que si bien los microorganismos identificados son los mismos, el orden de
frecuencia con la que se presentaron es diferente.
56
K. pneumoniae presentó elevada resistencia a la mayoría de los antimicrobianos;
Trimetoprima/Sulfametoxazol 75% y resistencia media a aminoglucósidos, carbapenémicos y
cefalosporinas (Tabla 8). Estos datos son opuestos a los obtenidos por Brochero en 2010 en
un estudio similar realizado en Colombia en donde se reportó que las tasas de resistencia a
cefalosporinas de tercera generación fueron para K. pneumoniae entre 25,5 y 26,4% La tasa
de resistencia a Carbapenémicos alrededor del 1,5%. (Brochero, 2010)
Pseudomonas aeruginosa en este estudio presentó resistencia del total de los aislamientos
a los aminoglucósidos Gentamicina y Tobramicina con excepción de Amikacina que
contrariamente es bastante sensible (86%). Resistencia media del 57% a los carbapenémicos,
36% a Piperacilina/Tazobactam y 29% a Cefepima (Tabla 9). Esto difiere a los porcentajes
de resistencia expuestas por Brochero en 2010 en un estudio en Colombia que reportó
Piperacilina /Tazobactam 22,3%, Cefepima 25,2%, y carbapenémicos de 17,7 a 22,6%.
(Brochero, 2010)
Acinetobacter baumannii mostró 100% de resistencia de sus cepas a Cefepima,
Piperacilina/ Tazobactam y Trimetoprima/ Sulfametoxazol. Con un porcentaje del 85% de
resistencia a los carbapenémicos y a Ampicilina/ Sulbactam (69%) (Tabla 10). Esto es
mayor a lo reportado por Brochero en 2010, ya que en el estudio colombiano los
carbapenémicos reportaron resistencia del 55,4 al 63,1% y Ampicilina /Sulbactam con el
39,9%. (Brochero, 2010)
E. coli evidenció resistencia a Ceftazidima del 13% y Cefotaxima del 38% y también baja
resistencia a carbapenémicos (Tabla 11), estos resultados son similares a los obtenidos por
Brochero en 2010 donde la resistencia a este grupo de antibióticos es del 1,5% pero diferente
a la resistencia a las cefalosporinas de tercer grado cuyo porcentaje es del 8,9 a 9,8%.
(Brochero, 2010)
57
Las cepas de S. aureus se mostraron sensibles en gran porcentaje a todos los antibióticos y
presentaron resistencia a: Clindamicina con 13%, Eritromicina 25% y
Trimetoprima/Sulfametoxazol con 13% (Tabla 12); resultados distintos a los reportados por
Brochero quien realizó un estudio similar en Colombia en 2010 y reporto Clindamicina con
40%, Eritromicina 43% y Trimetoprima/Sulfametoxazol con 4,7%. (Brochero, 2010)
58
CONCLUSIONES
- La frecuencia de pacientes ventilados con cultivos positivos de secreciones
respiratorias es baja comparada con otras UCI similares.
- El grupo etario que se ve afectado con mayor frecuencia en el desarrollo de infección
respiratoria es de 19 - 40 años situación que difiere con otra publicación reportada en
Cuenca.
- El género con mayor frecuencia en presentar cultivos positivos respiratorios fue el
masculino en UCI; que coincide con otras investigaciones nacionales y latinoamericanas.
- La tasa de prevalecía de cultivos respiratorios positivos, es similar a la reportada en
una UCI de Guayaquil.
- Los microorganismos identificados en los cultivos son similares a los reportados en
otros estudios afines, pero con diferente frecuencia.
- Las cepas de K. pneumoniae aisladas en los cultivos respiratorios, en general
presentaron alta resistencia a la mayoría de los antibacterianos. Todas las cepas fueron
sensibles a Polimixina B y Colistin.
- Las P. aeruginosa aisladas reportaron resistencia elevada sobre todo a: Gentamicina, y
Tobramicina. Fueron susceptibles la totalidad de aislamientos a Polimixina B y Colistin.
- A. baumannii fue resistente en un alto porcentaje a la mayoría de antibacterianos.
Únicamente se mostraron sensibilidad a Polimixina B y Colistin.
- E. coli in vitro demostró resistencia a Trimetoprima/ Sulfametoxazol, Ciprofloxacino y
ampicilina. Al resto de antibióticos puestos a prueba fue altamente sensible.
59
RECOMENDACIONES
Debido a que las infecciones respiratorias asociadas a ventilación mecánica en la Unidad
de Cuidados Intensivos presentan una prevalencia muy alta y por los resultados obtenidos en
este esta investigación se propone las siguientes recomendaciones.
Tomar en cuenta los factores que favorecen al riesgo de infección respiratoria en los
pacientes que tienen respiración artificial en la Unidad de Cuidados Intensivos.
Incentivar y mejorar la difusión de medidas de bioseguridad básicas en personas que
mantienen contacto con los pacientes ingresados en UCI
Promocionar campañas sobre el correcto lavado de manos y socializarlo a los
pacientes y personal de salud en general.
Informar la manera adecuada de toma y transporte de muestras respiratorias para
evitar posibles contaminaciones.
La realización de estudios posteriores para ver el resultado obtenido después de la
aplicación de las recomendaciones anteriormente mencionadas.
60
CAPITULO V
PROPUESTA
5.1 TÍTULO
Bacterias y su resistencia antimicrobiana en la UCI del HEG.
5.2 JUSTIFICACIÓN
De acuerdo con los resultados que se obtuvieron en la presente investigación, se evidencia
un alto porcentaje de resistencia de la mayoría de los microorganismos que fueron hallados
que alcanza el 70% en Gentamicina, y el 67% en Tobramicina y Ciprofloxacino, por lo cual,
es de suma importancia que el personal de salud del HEG tenga conocimiento de esta
situación con la finalidad de crear concientización sobre el uso y administración de la
antibióticoterapia.
5.3 BENEFICIARIOS
Esta propuesta constituirá una guía práctica y factible, que puede ser utilizada por el
profesional médico en la elección del antibiótico para el tratamiento del paciente, lo cual
redundará en beneficio de los pacientes que son atendidos en la UCI del HEG, mediante la
reducción de gastos en la compra de antibióticos y sobre todo contribuirá a mejorar la
antibióticoterapia a la que son sometidos. De ahí, que el tríptico de difusión está dirigido
exclusivamente a los médicos tratantes del HEG.
5.4 OBJETIVOS
Socializar mediante una presentación dirigida al personal de salud los resultados
obtenidos en este estudio.
Proporcionar al personal de salud un tríptico informativo sobre la resistencia
antimicrobiana a los antibióticos.
61
62
63
ANEXOS
Anexo 1. Cronograma de actividades
N° ACTIVIDAD
Se
pti
em
bre
Oc
tub
re
No
vie
mb
re
Dic
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bre
En
ero
Feb
rero
Ma
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1 Identificación del tema X
2 Aprobación X
3 Elaboración del diseño de la investigación
X
4 Desarrollo del marco teórico X X X X X
5 Elaboración de los instrumentos de la investigación
X X
6 Recolección de datos X X X X
7 Análisis de la información X
8 Redacción de la información X
9 Conclusiones- Recomendaciones X
10 Diseño de la propuesta
X
11 Informe
X
12 Entrega del informe final
X
64
Anexo 2. Matriz de recolección de datos
No
.
No
. H
CL
Gén
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Ed
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Pro
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cia
Tip
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Rif
am
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Te
ico
pla
min
a
To
bra
mic
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Tri
meto
pri
ma +
Su
lfa.
1 314562 M 57 Cirugía Secreción traqueal E. coli S R R I S S S S S R S S S S S S S S R
2 480509 F 32 Emergencia Secreción traqueal E. coli S S S S S S S S S R S S S S R S S S R
3 480509 F 32 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R R R I R S R R R R S R
4 481128 M 67 Emergencia Secreción nasal S. aureus S R R S S S S S S
5 481128 M 67 Emergencia Secreción traqueal S. aureus S S S S S S S S S
6 314562 M 57 Cirugía Secreción traqueal
P. aeruginosa I R R R R S R R R R S R
7 314562 M 57 Cirugía Secreción traqueal
P. aeruginosa S R R I R S R R R R S R
8 481128 M 67 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii S R R I R S R R R R S R
9 483441 F 36 Emergencia Esputo K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S S S
10 419051 M 72 Cirugía Secreción nasal S. aureus S S S S S S S S S
11 481128 M 67 Emergencia Esputo M. morganii S R R S S S S S I S I S R S
12 484047 F 70 Med. Interna Secreción traqueal
E. aerogenes S R R S I S S R S S S R S R
13 484437 M 26 Emergencia Secreción traqueal E.coli S I R R R R S R R R S S R S S R S R
14 484758 M 52 Emergencia Secreción nasal
S. haemolyticus S S S S S S S S R
15 484437 M 26 Emergencia Secreción traqueal
S. marcescens S R S R S S S S S S S R
16 484437 M 26 Emergencia Secreción traqueal
S. marcescens S R S R S S R S S S S S R
65
17 485034 M 48 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii I R R I R S R R R S S S S
18 485034 M 48 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S S S R S R S R S S R
19 292366 M 70 Cirugía Secreción nasal E.coli S R R I S R S S S R S S R S S S S R
20 485034 M 48 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S S S R S R R R R S R
21 392366 M 70 Cirugía Secreción traqueal
P. aeruginosa S I I R R S R S S S S S
22 332806 M 85 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S R S R
23 485034 M 48 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S S S R S R R S S S S
24 332806 M 85 Emergencia Secreción nasal M. morganii S R S I R S R I S R S R
25 482645 F 84 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S S S R S R S S S S S
26 171948883 F 42 Emergencia Esputo A. baumannii S R R I R S R R R S S S
27 489978 M 22 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S S S S S S S S S S S
28 488329 F 21 Hosp. Sangolqui
Secreción traqueal A. baumannii I R R I R S R R R R S R
29 491022 F 22 Hosp. Sangolqui
Secreción traqueal K. oxytoca S S S S S S S R S S S S S S R
30 336471 M 84 Med. Interna Secreción traqueal S. aureus S S S S S S R S R
31 195795 F 72 Med. Interna Secreción traqueal A. baumannii I R R I R S R R R R S R
32 494691 F 25 Hosp. P. Carollo
Secreción traqueal S. aureus S S R S S S S S R
33 494690 F 37 Emergencia Secreción traqueal S. aureus S S S S S S R S R
34 465106 F 47 Emergencia Secreción traqueal S. aureus S S S S S S S S R
35 494702 M 43 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii S R R I R S R R R R S R
36 -483891 M 77 Cirugía Secreción traqueal E.coli S R R R R R S R S R S S S S S R S R
37 -483891 M 77 Cirugía Secreción nasal
S. haemolyticus I R R S I R S S
66
38 -483891 M 77 Cirugía Secreción traqueal A. baumannii I S R S S S R R R R S R
39 494889 M 55 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii S S R I S S R R R R S R R
40 498515 M 43 Hosp. Riobamba
Secreción nasal
S. haemolyticus R R R S R R S R R
41 498179 F 19 Med. Interna Secreción traqueal
P. aeruginosa S R R R S S R R R R S R R
42 498179 F 19 Med. Interna Secreción traqueal A. baumannii R S R S S S R I I S S S R
43 498533 M 38 Hosp. Sangolqui
Secreción traqueal S. aureus S S S S S S R S R R
44 498704 F 16 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R R R S R S R R R R S R R
45 73988 M 24 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R R R I R S R R R S S S S
46 502078 F 77 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R S R R R S I S S R S R R
47 501730 M 52 Clínica Privada
Secreción traqueal
P. aeruginosa R S R S R S R R R R S R R
48 501730 M 52 Clínica Privada
Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S S
49 502480 M 63 Clínica Privada
Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R R
50 4987306 M 21 Clínica Privada
Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R R
51 503241 M 42 Emergencia Esputo K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S R R
52 503241 M 42 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S R
53 502480 M 63 Clínica Privada
Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R R S R
54 503241 M 42 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae S S S S S S S I S S S S S S S S S
55 401953 M 83 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S S
56 505701 M 36 Hosp. Manabí Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R R S R R
57 506309 F 83 Med. Interna Secreción traqueal
K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S S
58 501962 F 70 Ginecología Secreción traqueal
K. pneumoniae S R R S R I R S S S R S S S S S R
67
59 501962 F 70 Ginecología Secreción traqueal
K. pneumoniae S R R S R I R I S S R S S R S R R
60 501962 F 70 Ginecología Secreción traqueal E.coli S R R R R R S R S R S S R S S I S R
61 503241 M 42 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae S S S S S S S R S S S S S R S R R
62 505433 M 44 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa R R I S R S R S S R S R R
63 503241 M 42 Emergencia Secreción traqueal E.coli S R R R S R S S S S S S S S S I S R
64 362271 M 33 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S S
65 507365 M 44 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R
66 507365 M 44 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S S S S S S S S S S R
67 506093 F 37 Cirugía Secreción traqueal E.coli S R R I S S S S S R S S S S S S S
68 507365 M 44 Emergencia Secreción traqueal
K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S
69 508302 F 38 Emergencia Secreción traqueal
P. aeruginosa S S I S R S R R R S R R
70 507365 M 44 Emergencia Esputo K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S
71 508302 F 38 Emergencia Esputo K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R
72 508302 F 38 Emergencia Esputo P. aeruginosa S S I S R S R R R S S R
68
Anexo 3. Porcentaje de resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia en pacientes con ventilación mecánica en
la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
MIC
RO
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R
K. pneumoniae 20 55
35 65 55 65 55 65 60
55 65 55 55 55 65 75
P. aeruginosa 14 14
29
29
21
86 57 57 36 86
A. baumannii 13 38 69 100 8 77 92 85 85 100 92
E. coli 8 0 75 88 50 38 63 0 38 13
88
0 38 0 13 0 25 75
S. aureus 8 0 13 25 0 13
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
69
Anexo 4. Resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia en pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de
Cuidados Intensivos del Hospital Dr. Enrique Garcés. Año 2013.
Fuente: Formulario de recolección de datos.
Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.
n= 72 aislamientos
70
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