UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD CIENCIAS...

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD CIENCIAS QUÍMICAS

TEMA:

DETERMINACIÓN DE LA CAPACIDAD ANTIOXIDANTE DE LOS

EXTRACTOS DE LA HOJAS DE GUANÁBANA (Annona muricata L)

OBTENIDOS POR DIFERENTES MÉTODOS

TRABAJO DE TITULACIÓN PRESENTADO COMO REQUISITO

PREVIO PARA OPTAR POR EL GRADO DE QUÍMICOS Y

FARMACÉUTICOS

AUTORES

FLORES CORRAL MICHAEL GABRIEL

PELAEZ MENDOZA SARA ROSA

TUTOR

ING RAÚL DÍAZ TORRES PhD

GUAYAQUIL – ECUADOR

2018

X

DEDICATORIA

Dedicado inmensamente a Dios por darme la oportunidad de haber culminado mis

estudios y alcanzar un objetivo más en mi vida.

A mis padres Elisa Guadalupe Mendoza Vera y Wilfrido Ernesto Peláez Sánchez

quienes han sido mi pilar fundamental, gracias por sus consejos, amor, apoyo y

esfuerzo que me brindaron durante todo el tiempo de estudio y en especial por su

paciencia para poder llegar a conseguir una profesión. Este éxito también es de

ustedes.

A mis hermanos Carlos y Gabriel quienes me supieron ayudar de una u otra forma

y siempre han estado pendientes de mí.

A mi abuelito Justo Peláez que siempre me aconsejaba y ahora es un ángel que

me cuida desde el cielo.

Atte.: Sara Peláez Mendoza

Esta tesis se la dedico a Dios quien supo Guiarme por el buen camino, darme

fuerzas para seguir adelante y no rendirme frente a los problemas que se

presentaban.

A mis padres Edgar Flores Arias, y mi madre Lolita Corral Lara quienes por ellos

soy lo que soy, sus consejos, comprensión, amor y ayuda en los momentos

difíciles, que me han dado los recursos necesarios para estudiar.

A mis amigos que me dieron su apoyo y aportaron con su granito de ayuda.

A mis maestros quien se han tomado el arduo trabajo de transmitirme sus diversos

conocimientos, son los que han sabido encaminarme por el camino correcto.

A mi querida novia Carla Vera Cruz, por creer en mí, ser mi apoyo en todo este

largo camino y brindarme su comprensión.

Atte.: Michael Flores Corral

XI

AGRADECIMIENTOS

Agradecida primero con Dios, sin él nada fuera posible. A todos y cada uno de los

docentes de la Facultad de Ciencias Químicas quienes con sus conocimientos me

guiaron durante todo mi periodo estudiantil, en especial a nuestro tutor el Ing. Raúl

Días Torres, Dra. Celeste Carrillo Tomalá, Dr. Adonis Bello Alarcón y al Ing.

Wilfrido Terán profesor de Ingeniería Química por brindarme sus conocimientos,

enseñanzas y ayuda para realizar esta investigación.

A mis amigos, en especial a Mayra Villavicencio y Joaozinho Méndez y sobre todo

a mi familia que de una u otra forma fueron parte de mi vida universitaria, con los

que compartí muchos momentos felices y que contribuyeron a la realización de

esta investigación.

A mi compañero de tesis Michael ya que sin su ayuda hubiera sido más extenso

este trabajo.

Atte.: Sara Peláez Mendoza

Agradezco a Dios por otorgarme salud y vida durante todo este largo camino

A mi familia y mi novia por ser un gran apoyo, por su paciencia, motivación, y

aliento. Ha sido un privilegio poder contar con su guía y ayuda.

Gracias a todas las personas de la universidad tanto como compañeros como

profesores por su atención y amabilidad. Especialmente Ing. Raúl Días Torres

nuestro tutor que ha dedicado su tiempo y paciencia. Dra. Celeste Carrillo Tomalá,

Dr. Adonis Bello Alarcón y al Ing. Wilfrido Terán profesor de Ing. Química por

brindarnos su conocimiento, su enseñanzas y tiempo para ayudarnos a realizar

esta investigación.

Gracias a mi compañera de tesis Sara por su esfuerzo y capacidad, sin cuya

colaboración este trabajo hubiera sido mucho más largo y complicado.

Atte.: Michael Flores Corral

XII

CONTENIDO

RESUMEN ...................................................................................................... XVII

ABSTRACT ................................................................................................... XVIII

INTRODUCCIÓN ................................................................................................. 1

PROBLEMA ......................................................................................................... 2

HIPOTESIS ......................................................................................................... 2

OBJETIVO GENERAL ......................................................................................... 2

OBJETIVOS ESPECÍFICOS ................................................................................ 2

CAPÍTULO I REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ........................................................... 3

I.1. Guanábana ................................................................................................ 3

I.1.1. Origen y clasificación taxonómica ........................................................ 3

I.1.2. Descripción botánica ............................................................................ 4

I.1.3. Composición química de las hojas de la guanábana ............................ 4

I.2. Antioxidantes .............................................................................................. 5

I.3. Actividad antioxidante ................................................................................ 5

I.3.1. DPPH................................................................................................... 5

I.4. Compuestos fenólicos ................................................................................ 6

I.4.1 FOLIN CIOCALTEU .............................................................................. 6

I.5. Métodos extracción de antioxidantes.......................................................... 7

I.5.1. Extracción con solventes ..................................................................... 7

I.5.2 Extracción supercrítica .......................................................................... 8

I.6. Métodos de extracción ............................................................................... 8

I.7. Extractos .................................................................................................. 11

CAPÍTULO II MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................ 12

II.1. Tipo de investigación ............................................................................... 12

II.2. Recolección del material vegetal ............................................................. 12

II.2.1. Tratamiento de la materia vegetal ..................................................... 12

XIII

II.3. Obtención de extractos............................................................................ 12

II.3.1. Maceración ....................................................................................... 12

II.3.2. Digestión ........................................................................................... 13

II.3.3. Extracción asistida por ultrasonido .................................................... 13

II.4. Determinación de fenoles totales ............................................................ 13

II.4.1. Curva de calibrado ............................................................................ 14

II.4.2. Determinación de fenoles totales ...................................................... 14

II.5. Determinación de capacidad antioxidante ............................................... 14

II.5.1. Preparación del reactivo DPPH......................................................... 14

II.5.2. Curva de calibrado ............................................................................ 14

II.5.3. Determinación de capacidad antioxidante ......................................... 15

II.6. Variables ..................................................................................................... 15

Independientes .................................................................................................. 15

Dependientes .................................................................................................... 15

II.7. Conceptualización de las variables ......................................................... 15

II.8. Criterio de inclusión ................................................................................. 16

CAPÍTULO III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................... 17

III.1. Determinación de fenoles totales ........................................................... 17

III.1.1. Análisis estadístico .......................................................................... 18

III.2. Determinación de capacidad antioxidante .............................................. 21

II.2.1. Análisis estadísticos .......................................................................... 22

CAPITULO IV: CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ............................. 25

CONCLUSIONES .......................................................................................... 25

RECOMENDACIONES .................................................................................. 26

BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................. 27

ANEXOS ........................................................................................................... 32

XIV

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla I: Tiempo utilizado en la EAU ................................................................ 13

Tabla II: Curva patrón de ácido gálico para Folin-Ciocalteu .............................. 17

Tabla III: Cuantificación de Fenoles Totales (mg/l) obtenidos por Extracción

Hidroalcohólica de hojas de guanábana por diferentes métodos ....................... 18

Tabla IV Pruebas de efectos inter-sujetos para el contenido de fenoles totales. 19

Tabla V: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la variable:

Método de extracción para el contenido de compuestos fenólicos ..................... 19

Tabla VI: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la variable

concentración hidroalcohólica en los compuestos fenólicos. ............................. 20

Tabla VII: Curva patrón del DPPH ..................................................................... 21

Tabla VIII: Cuantificación del porcentaje de inhibición obtenido por Extracción

Hidroalcohólica de hojas de guanábana por diferentes métodos ....................... 22

Tabla IXX: Pruebas de efectos inter-sujetos para la capacidad antioxidante ..... 23

Tabla X: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la variable:

Método de extracción en la determinación de la capacidad antioxidante ........... 23

Tabla XI: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la variable:

concentraciones de las disoluciones hidroalcohólicas en la determinación de la

capacidad antioxidante. ..................................................................................... 24

XV

INDICE DE GRAFICAS

Grafica I: Curva de calibración de ácido gálico para Folin-Ciocalteu ................. 17

Grafica II: Curva de calibrado del DPPH ........................................................... 21

Grafica III: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 50% de solución

hidroalcohólica a los 15 minutos ........................................................................ 40

Grafica IV: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 50% de solución


Grafica V: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 50% de solución


Grafica VI: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 70% de solución


Grafica VII: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 70% de solución


Grafica VIII: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 70% de solución


Grafica IX: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 90% de solución


Grafica X: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 90% de solución


Grafica XI: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 90% de solución


Grafica XII: Curva de calibrado del DPPH de maceración al 50% ..................... 44

Grafica XIII: Curva de calibrado del DPPH de maceración al 70% .................... 45

Grafica XIV: Curva de calibrado del DPPH de maceración al 90% ................... 45

Grafica XV: Curva de calibrado del DPPH de digestión al 50% ........................ 46

XVI

Grafica XVI: Curva de calibrado del DPPH de digestión al 70% ....................... 46

Grafica XVII: Curva de calibrado del DPPH de digestión al 90% ...................... 47

XVII

RESUMEN

La Annona muricata conocida comúnmente como guanábana es una planta

de gran importancia debido a su amplio consumo, pertenece a la familia

Annonaceae, y posee un gran contenido de compuestos fenólicos, por lo que se

considera una planta cuyo fruto presenta un alto poder antioxidante que ayuda a

inhibir la degradación oxidativa. En esta investigación se utilizaron hojas frescas

las cuales después de la recolección fueron secadas a temperatura entre 40 a

50ºC, molidas y almacenadas en un ambiente fresco y protegido de la luz, hasta

su empleo. Para la obtención de extractos se emplearon 3 diferentes métodos que

fueron: digestión, maceración y extracción asistida por ultrasonido (EAU),

aplicando tres diferentes concentraciones hidroalcohólicas (50%, 70% y 90%). En

el caso de EAU se utilizaron también 3 diferentes niveles de tiempo de tratamiento.

A los extractos obtenidos se les evaluó espectrofotométricamente el contenido de

compuestos fenólicos a través de la prueba de Folin Ciocalteu y la capacidad

antioxidante mediante la reducción del 2,2 difenil-1- picrilhidrazilo (DPPH). Se

obtuvo que el extracto con mayor cantidad de compuestos fenólicos fue el de

extracción asistida por ultrasonido con una disolución hidroalcoholica al 90%,

mientras que el extracto con mayor capacidad antioxidante expresada en

porcentaje de inhibición fue el obtenido por digestión con una disolución

hidroalcoholica al 90%. Se concluye que tanto el disolvente como el método de

extracción influyen directamente en la concentración de compuestos fenólicos y

en la capacidad antioxidante.

XVIII

ABSTRACT

Annona muricata commonly known as guanabana is a plant of great importance

due to its widespread consumption, belongs to the Annonaceae family, and has a

high content of phenolic compounds, so it is considered a plant whose fruit has a

high antioxidant power that helps to inhibit oxidative degradation. In this research,

fresh leaves were used which, after harvesting, were dried at a temperature

between 40 and 50ºC, milled and stored in a cool environment, protected from

light, until they were used. Three different methods were used to obtain extracts:

digestion, maceration and ultrasound-assisted extraction (UAE), applying three

different hydroalcoholic concentrations (50%, 70% and 90%). In the case of the

UAE, 3 different levels of treatment time were also used. The obtained extracts

were evaluated spectrophotometrically the content of phenolic compounds through

the Folin Ciocalteu test and the antioxidant capacity through the reduction of 2,2-

diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH). It was obtained that the extract with the highest

quantity of phenolic compounds was that of ultrasound-assisted extraction with a

90% hydro-alcoholic solution, while the extract with the highest antioxidant

capacity expressed as a percentage of inhibition was obtained by digestion with a

hydroalcoholic solution at 90 ° C. %. It is concluded that both the solvent and the

extraction method directly influence the concentration of phenolic compounds and

the antioxidant capacity.

1

INTRODUCCIÓN

La Annona muricata conocida comúnmente como Guanábana, pertenece a la

familia Annonaceae y es originaria de América. La palabra Annona proviene del

nombre taíno anona, y muricata del latín, en el que significa erizado, por el aspecto

espinoso de la cáscara. Es un árbol tropical que llega a medir de 5 a 10 m de

altura, su fruto es el más grande del género Annona, sus hojas son pecioladas,

poseen un color verde claro a un verde brillante oblongo, con el ápice acuminado.

En la medicina tradicional las hojas se utilizan en infusiones como antidiarreicas y

digestivas, aplicadas localmente como cataplasma y antiinflamatorias. (Vit, et al,

2014)

Los antioxidantes son moléculas capaces de prevenir la oxidación o daño de

otras moléculas biológicas. Los antioxidantes enzimáticos juegan un papel

importante en la defensa celular contra las especies reactivas de oxigeno;

mientras que los antioxidantes no enzimáticos juegan un papel importante en el

mecanismo de defensa de segunda línea contra el daño inducido por estrés

oxidativo. (Santhoshkumar y Brindha, 2015)

Los principales componentes fitoquímicos que están presentes de forma

natural en la guanábana exhiben propiedades preventivas de la enfermedad,

aunque no son nutrientes esenciales para la salud humana. Las acetogeninas, las

lactonas, la isoquinolina, los alcaloides, los taninos y las cumarinas anóxicos son

algunos de los compuestos bioactivos presentes en las hojas de Annona muricata.

(Santhoshkumar, y Brindha, 2015)

Los métodos de extracción empleados en esta investigación fueron la

maceración, digestión y extracción asistida por ultrasonido, en los que se

emplearon diferentes grados de disolución hidroalcohólica.

2

En esta investigación se estudiaron diferentes condiciones de extracción de

compuestos fitoquímicos a partir de las hojas de guanábana (Annona muricata)

para evaluar el efecto del método de extracción y las concentraciones

hidroalcohólicas, sobre el contenido de sustancias fenólicas y capacidad

antioxidante de los extractos obtenidos.

PROBLEMA

¿Cómo influirá el método de extracción y las concentraciones hidroalcohólicas

sobre el contenido de compuestos fenólicos y la capacidad antioxidante de los

extractos de las hojas de guanábana (Annona muricata)?

HIPOTESIS

Tanto la capacidad antioxidante como el contenido de compuestos fenólicos de

los extractos obtenidos de las hojas de guanábana (Annona muricata) dependen

de las condiciones de extracción.

OBJETIVO GENERAL

Determinar la capacidad antioxidante y contenido de compuesto fenólico

en extractos hidroalcohólicos de las hojas de Guanábana (Annona

muricata)

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Evaluar la influencia de las concentraciones hidroalcohólicas utilizadas

sobre la capacidad antioxidante de los extractos obtenidos a partir de la

hoja de guanábana (Annona muricata)

Determinar la influencia de la concentración hidroalcohólica y métodos de

extracción utilizados sobre el contenido total de compuestos fenólicos de

los extractos obtenidos

3

CAPÍTULO I REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

I.1. Guanábana

I.1.1. Origen y clasificación taxonómica

La familia Annonaceae abarca a un grupo de plantas que producen frutos de

sabor exquisito, además, de su importancia económica en algunas regiones del

mundo. Compuesta principalmente por plantas tropicales, siendo muchas de ellas

nativas de Ecuador, Perú y Brasil. Esta familia está compuesta por 28 géneros y

se estima que existen 2,500 especies en el mundo. Están distribuidas a través de

áreas subtropicales y tropicales; en América (900 especies), África (450 especies)

y Australasia (1,200 especies). (González, 2013)

Solamente cuatro géneros de la familia Annonaceae producen frutos

comestibles: Annona, Rollinia, Uvaria y Ansimina. El género Annona spp. agrupa

a varias especies conocidas como guanábana, guanábana cimarrona, anón,

chirimoya, mamón, anona blanca, anona del monte, corcho, cabeza de negro. Las

especies más importantes del género Annona spp. son: Annona cherimola Mill.,

Annona muricata L., Annona squamosa L., Annona reticulata L., y el híbrido

interespecífico Atemoya (A. cherimola x A. squamosa). (González, 2013)

La clasificación taxonómica a la guanábana en el siguiente orden: (Coria -

Téllez, et al, 2016)

Reino: Plantae

División: Magnoliophyta

Clase: Magnoliopsida

Subclase: Magnoliidae

Orden: Magnoliales

Familia: Annonaceae

Género: Annona

Especie: muricata L.

4

I.1.2. Descripción botánica

El árbol o arbusto de guanábana mide aproximadamente 5 a 10 m de alto

cónico, ramificado, frondoso, con hojas ovaladas elípticas de 2 a 6 cm de ancho

por 6 a 12 cm de largo, con yemas axilares, la raíz de anclaje es perpendicular

con ramificaciones fuerte, el mayor porcentaje se encuentra en los primeros 30 cm

de profundidad, las flores son hermafroditas, distribuidas en el tallo y en las axilas,

las frutas se constituyen en una baya producto de múltiples ovarios. Sus

distribuciones son en las regiones tropicales de América Central y del Sur, en

altitudes debajo de 1200 m sobre el nivel del mar, con temperatura entre 25º y 28

º C, humedad relativa entre 60 y 80%. (Coria-Téllez, et al, 2016)

I.1.2.1. Hojas

Ovaladas oblongas y ocasionalmente elíptico oblongas, miden de 5 a 15 cm de

largo por 2 a 6 cm de ancho, usualmente acuminadas en el ápice y agudas o un

poco redondeadas en la base, de color verde oscuro, brillante en el haz.

(Barahona, 2013).

I.1.3. Composición química de las hojas de la guanábana

Las hojas de guanábana contienen alcaloides de tipo isoquinolínico tales como:

annomuricina, annomurina, annonaína, annoníina, coclaurina, coreximina,

reticulina. Poseen también alcaloides misceláneos como lo son: muricina,

muricinina, estefarina, aterospermina, aterosperminina. Las acetogeninas de la

hoja con actividad anticancerígena son: muricapentocin, muricatocin C,

muricatocin A, annomuricin B, annomuricin A, murihexocin C, muricoreacin,

bullatacinone, y bullatacin. (Morón, et al., 2010)

Entre los lípidos tenemos: Acido esteárico, ácido linoléico, ácido lignocérico, y

ácido gentísico. Además, las siguientes Lactonas: annomontacina, annonacina,

solamina, muricatacina. También contienen los siguientes compuestos: Taninos

carcinogénicos Compuestos fenólicos: ácido caféico, ácido p-cumarico,

leuncoantocianidinas Ácido ascórbico Compuestos cianogenéticos: ácido

5

hidrociánico Aceite fijo en las semillas (23,9%) Fitoesteroles: β sitoesterol,

estigmasterol, arronol, ipuranol. (Morón, et al., 2010)

I.2. Antioxidantes

Los antioxidantes primarios son principalmente rompedores de cadena,

capaces de atrapar especies radicales mediante la donación de hidrogeno. Los

antioxidantes secundarios son inhibidores de oxígeno, descomponedores de

peróxido, quelantes de metales, inhibidores de enzimas oxidativas o absorbentes

de radiación UV. Los antioxidantes poseen propiedades protectoras previniendo

la producción de radicales libres o neutralizando los producidos en el cuerpo, como

la respiración o la digestión. El desequilibrio entre las especies oxidantes y el

sistema de defensa antioxidante puede desencadenar el daño oxidativo en la

célula: sobreexpresión de genes de oncogenes, generación de compuestos

mutagénicos, promoción de actividad aterogénico, manifestación de placa senil o

inflamación. Esto puede encaminar al cáncer, la neurodegeneración, las

enfermedades cardiovasculares, la diabetes y las enfermedades renales.

(Pisoschi, y Pop, 2015)

I.3. Actividad antioxidante

La actividad antioxidante es la capacidad que tiene una sustancia de inhibir la

degradación oxidativa disminuyendo la presencia de las especies reactivas de

oxígeno antes de su ataque a diversos sustratos (lípidos, proteínas, DNA). Los

compuestos antioxidantes son importantes para los seres vivos, porque tiene la

capacidad de proteger a las células contra el daño oxidativo de los radicales libres,

previniendo el envejecimiento y el desarrollo de ciertas enfermedades (Xue, et al.,

2016)

I.3.1. DPPH

2,2 difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH), es un radical libre que le ofrece estabilidad

a la deslocalización del electrón desapareado, obteniendo una coloración violeta

caracterizada por una banda de absorción, en solución etanólico, centrada

alrededor de 520 nm. (Guija, et al, 2015)

6

El DPPH se puede obtener sin una preparación previa, presenta una coloración

violeta en medio metanólico. Cuando se dona un electrón o un protón a un

compuesto con poder antioxidante esta tonalidad desaparece, mientras que el

ABTS tiene que ser generado tras una reacción que puede ser química (dióxido

de manganeso, persulfato potasio, enzimática (peroxidase, mioglobulina), o

también electroquímica. El DPPH solo puede disolverse en medio orgánico.

(Guija, et al, 2015)

I.4. Compuestos fenólicos

Los compuestos fenólicos son moléculas que tienen uno o más grupos hidroxilo

unidos a un anillo aromático; con distintas propiedades químicas y actividad

biológica. Tanto las vitaminas como los compuestos fenólicos son considerados

importantes antioxidantes en la dieta, presentes en frutas, hortalizas, raíces y

cereales. (Peñarrieta, et al. 2014)

Miles de compuestos fenólicos se encuentran en las plantas, y se clasifican en

diferentes tipos de grupos funcionales. Los compuestos fenólicos poseen múltiples

funciones metabólicas en las plantas, como en el crecimiento, reproducción,

protección contra patógenos externos y el estrés, producido por la radiación UV.

(Peñarrieta, et al. 2014)

Los compuestos fenólicos se clasifican como antioxidantes primarios que son

principalmente eliminadores de radicales libres (FRS) que retrasan la etapa de

iniciación o interrumpen la etapa de propagación de la oxidación lipídica,

disminuyendo así la formación de productos volátiles de descomposición (p. Ej.,

Aldehídos y cetonas). (Shahidi y Ambigaipalan, 2015)

I.4.1 FOLIN CIOCALTEU

Los métodos usados para la determinación y cuantificación de fenoles totales

son el ensayo de la vainillina, el de Folin-Ciocalteu en alimentos y vegetales. El

método de Folin-Ciocalteu se basa en la capacidad de los fenoles para reaccionar

con agentes oxidantes susceptibles de ser determinados

7

espectrofotométricamente a 765 nm. El reactivo de Folin-Ciocalteu contiene

molibdato y tungstato sódico, que reaccionan con cualquier tipo de fenol, formando

complejos fosfomolíbdico-fosfotúngstico. (Muñoz, et al., 2017)

La transferencia de electrones a pH básico reduce los complejos

fosfomolíbdico-fosfotúngstico en óxidos, cromógenos de color azul intenso, de

tungsteno (W8O23) y molibdeno (Mo8O23), siendo proporcional este color al

número de grupos hidroxilo de la molécula Avella, este reactivo de color amarillo,

reacciona con los compuestos fenólicos presentes en la muestra, al ser reducido

por los grupos fenólicos da lugar a un complejo de color azul intenso, cuya

intensidad es la que medimos para evaluar el contenido en polifenoles. Se trata

de un método preciso y sensible, que puede padecer numerosas variaciones,

fundamentalmente en lo relativo a los volúmenes utilizados de la muestra a

analizar, concentración de reactivos y tiempo de reacción. (Muñoz, et al., 2017)

I.5. Métodos extracción de antioxidantes

La extracción se define como una técnica de separación de componentes de

una mezcla en medio de un disolvente, para separar un producto de una mezcla

de reacción o para aislarlo desde sus fuentes naturales. Para extraer antioxidantes

tenemos dos métodos de extracción como lo es solventes y extracción

supercrítica. (Cerón, et al., 2010)

I.5.1. Extracción con solventes

Los antioxidantes son solubles en disolventes polares, generalmente mediante

el uso de agua, metanol o etanol que contengan una pequeña cantidad de ácido

clorhídrico o ácido fórmico. La extracción con metanol es un 20% más eficaz que

con etanol, y 73% más eficaz que solo agua. La acetona también ha sido utilizada

para extraer antioxidantes de diferentes fuentes vegetales, lo que nos permite

tener una extracción más eficiente y reproducible a bajas temperaturas, evitando

problemas difusionales con las pectinas. La variable más importante es la

temperatura. (Cerón, et al., 2010)

8

I.5.2 Extracción supercrítica

Existen pocos estudios acerca de la extracción de antioxidantes utilizando

fluidos supercríticos (SCF). El proceso de extracción de compuestos antioxidantes

puede ser descrito en cuatro etapas: pretratamiento del material vegetal,

pretratamiento de CO2, extracción fenólica y recuperación del solvente. Ambos

procesos de extracción tienen la misma etapa de pretratamiento de materia prima.

En la segunda etapa, el CO2 debe adecuarse a las condiciones de temperatura y

presión de operación. La tercera etapa consiste en un extractor de lecho

empacado donde el material sólido entra en contacto con el fluido supercrítico a

las condiciones de operación (< 400 bar, T < 60 ºC), garantizando que los

componentes no se degraden por efecto de la temperatura y teniendo en cuenta

el criterio termodinámico de solubilidad. La cuarta etapa consiste en un

despresurizador donde el CO2 cambia de fase, permitiendo la separación del

producto-solvente y la recuperación del solvente de extracción. (Cerón, et al.,

2010)

I.6. Métodos de extracción

Se han venido realizando considerables esfuerzos para lograr mejoras en los

métodos de extracción de compuestos bioactivos a partir de diferentes materiales

vegetales, especialmente en lo que se refiere a incrementar la eficiencia y la

eficacia, Se entiende por eficiencia al rendimiento del proceso de extracción y por

eficacia a la medida de la bioactividad, es decir la capacidad de los compuestos

extraídos para obtener un efecto. La necesidad de seleccionar una metodología

de extracción apropiada se pone de manifiesto al comparar como varía la

eficiencia de la extracción cuando se aplican métodos diferentes al mismo material

e incluso empleando el mismo solvente. Sin embargo, debe considerarse al

proponer un nuevo método, que este debe ser estandarizado para que

proporcionen un grado adecuado de reproducibilidad (Gupta, et al., 2012).

Los compuestos que se desean extraer pueden ser tanto polares como no

polares y además sensibles a las temperaturas, se debe considerar que los

métodos de extracción a emplear sean los idóneos considerando estos conceptos.

Diversos métodos, como la sonicación, el calentamiento bajo reflujo, o la

9

extracción soxhlet, se usan comúnmente para la extracción de compuestos

bioactivos a partir de materiales vegetales. Además, los extractos de plantas

también se preparan por maceración o percolación de plantas verdes frescas o

material de plantas secas en polvo en agua y/o sistemas de disolventes orgánicos.

Modernamente se han implementado otras técnicas de extracción, como la

microextracción en fase sólida, la extracción con fluido supercrítico, la extracción

asistida por microondas, etc., ya que poseen ciertas ventajas, como por ejemplo

la reducción del consumo de solventes orgánicos, disminuir la degradación de la

muestra y mejorar la eficiencia de extracción, entre otras. La facilidad de

automatización para estas técnicas también favorece su uso para llevar a cabo la

extracción compuestos bioactivos a partir de materiales vegetales (Sasidharan, et

al., 2011)

La extracción con disolvente es el método de extracción más popular para la

obtención de compuestos bioactivos. Los métodos convencionales de extracción

líquido-sólido como la maceración y la digestión, son laboriosos, consumen mucho

tiempo y con frecuencia requieren grandes volúmenes de disolventes orgánicos.

Sin embargo, hoy en día, la tendencia es utilizar disolventes menos contaminantes

y en la menor cantidad posible (Pérez, et al., 2011)

Se debe señalar que la elección del disolvente apropiado es tan importante

como la aplicación de un método de extracción apropiado al tipo de compuesto

deseado. Para la selección de disolventes, se aplica el principio de similitud, de

esta manera, los disolventes polares extraerán sustancias polares y los materiales

no polares se extraerán empleando disolventes no polares. La mezcla de

disolventes hidroalcohólicos (mezcla de alcohol y agua en proporciones variables)

generalmente se considera que proporciona altos rendimientos de extracción

debido a su amplio rango de polaridad (Gupta, et al., 2012).

I.6.1. Maceración.

Se entiende por maceración a un proceso de extracción solido-liquido, en el

que el material vegetal con el solvente constituye un conjunto homogéneamente

mezclado, en el cual actúa simultáneamente sobre todas las proporciones del

10

vegetal, circulando a través en todas las direcciones y sentidos y disolviendo sus

principios activos hasta producirse una concentración en equilibrio con la del

contenido celular. (Salazar, 2013)

A la mezcla del conjunto vegetal más el solvente se lo protege de la luz, para

evitar posibles reacciones y debe agitarse continuamente; el tiempo de

maceración es diverso, las distintas Farmacopeas prescriben tiempos que oscilan

entre cuatro y diez días. Los factores que influyen en la maceración son dos: en

cuanto a la droga: tenemos la naturaleza de la droga, tamaño de partícula,

cantidad de droga y contenido de humedad. Y en cuanto al solvente: tenemos la

selectividad y cantidad empleada. El rendimiento de la extracción disminuye,

cuando la relación droga/solvente aumenta. (Salazar, 2013)

I.6.2. Digestión

Es una forma de maceración con ligero calentamiento durante el proceso de

extracción, siempre que la temperatura no altere los principios activos del material

vegetal. La temperatura oscila alrededor de los 35ºC a 40°C, aunque puede

elevarse a no más de 50ºC. Al aumentar la temperatura se consigue un mayor

rendimiento de extracción, debido a que disminuye la viscosidad del solvente lo

que hace que éste pueda ingresar más rápidamente al interior de las células y así

extraer los principios activos. (Muñoz, et al., 2013)

I.6.3. Extracción Asistida por Ultrasonido (EAU)

Las partículas sólidas y liquidas vibran y se aceleran ante la acción ultrasónica,

como resultado el soluto pasa rápidamente de la fase solida al solvente. Una

corriente eléctrica transmite su energía a un sistema mecánico que la convertirá

en vibraciones de alta intensidad que generan ondas de ultrasonido. Los

ultrasonidos generan, a su vez, vibraciones en el material objetivo. Si contiene

líquidos, se generarán millones de burbujas microscópicas, las cuales sufren

rápidos procesos de expansión y colapso que pueden transmitir su energía a otros

materiales. (Poodi, 2017)

11

El ultrasonido hace uso de fenómenos Físicos y químicos que son

fundamentalmente diferentes a los que se aplican convencionalmente en las

técnicas de extracción, procesamiento y conservación. Actualmente es

considerada una técnica de procesamiento sustentable, debido a que típicamente

emplea menos tiempo, agua y energía. (Robles, y Ochoa, 2012)

I.6.4. Extracción por microonda

Las microondas mejorar el rendimiento de extracción al aplicar un tratamiento

térmico, que utiliza radiaciones electromagnéticas que se encuentran en el rango

de 0.3 a 300 GHz (λ = 1 hasta 0.001 m) para generar calor dentro del material y

que éste se caliente en periodos de tiempo más cortos. Con todo ello se evita una

posible degradación de los compuestos de interés al aplicar tratamientos de larga

duración. (Ros, 2013)

I.7. Extractos

Los extractos son preparados concentrados de consistencia sólida, líquida o

intermedia, derivados generalmente de material vegetal desecado, se obtienen al

evaporar parcial o totalmente el disolvente en los líquidos extractivos de origen

vegetal. Los extractos según su consistencia y concentración de principio activo

se clasifican en: extractos fluidos, secos, blandos. (Martínez, 2012)

Los extractos secos tienen una consistencia seca y son fácilmente

pulverizables, se obtienen por evaporación del disolvente y desecación del

residuo. Los extractos secos no deben presentar un contenido de humedad mayor

del 5%. Presentan una concentración superior de principio activo que el producto

original, son preparadas bastante estables (aunque en ocasiones resultan

higroscópicos) y de fácil manipulación. (Martínez, 2012)

12

CAPÍTULO II MATERIALES Y MÉTODOS

II.1. Tipo de investigación

La presente investigación es de carácter experimental; se llevó a cabo en el

Laboratorio de Investigación de la Facultad de Ciencias Químicas y en el

Laboratorio de Alimentos de la facultad de Ingeniería Química de la Universidad

de Guayaquil

II.2. Recolección del material vegetal

La materia vegetal fue recolectada en diversos lugares de la ciudad de

Guayaquil aleatoriamente. Las hojas fueron previamente lavadas y secadas a

temperatura ambiente posteriormente fueron deshidratada en un horno marca

BIOBASE a una temperatura entre los 40ºC – 50ºC.

II.2.1. Tratamiento de la materia vegetal

Las hojas completamente secas se trituraron con un molino marca IKA MF 10

tasc para reducir el tamaño de partícula y permitir la penetración del disolvente en

el tejido vegetal.

II.3. Obtención de extractos

Para la obtención de los extractos, las hojas molidas fueron pesadas en

balanza analítica OHAUS ADVENTURER. La cantidad pesada y el procedimiento

varío según el tipo de extracto a obtener.

II.3.1. Maceración

Se pesaron 10 g de hojas secas molidas y se colocaron en los frascos de vidrio

donde se humedecieron con 15 ml de disolución hidroalcohólica al 90, 70 y 50%

respectivamente por 10 minutos y finalmente se cubrieron hasta 100 ml de dicha

13

disolución. A continuación, se cubrieron totalmente los frascos de vidrio con papel

aluminio y se los guardó en la oscuridad durante 7 días, realizando una agitación

leve cada día.

II.3.2. Digestión

Se pesaron 10 g de hojas secas molidas y se colocaron en los matraces de

fondo plano, se humedecieron con 15 ml de disolución hidroalcohólica al 90, 70 y

50% respectivamente por 10 minutos y por último se cubrieron hasta 100 ml de

dicha disolución, finalmente se armó el equipo de digestión, se procedió a calentar

con baño María a una temperatura entre 35°C a 50°C.

II.3.3. Extracción asistida por ultrasonido

En este método se pesaron 5 g de hojas secas molidas y se colocaron en

frascos de vidrio donde se humedecieron con 10 ml de las disoluciones

hidroalcohólicas al 90, 70 y 50% respectivamente por 10 minutos, finalmente se

cubrió hasta 50 ml, se cubrieron los frascos con papel aluminio y se lo colocaron

en el baño ultrasónico marca KENDAL (Ultrasonic cleaner) Modelo 928 de 60 W

por los tiempos establecidos en la Tabla I.

Tabla I: Tiempo utilizado en la EAU

VARIEDAD

Anona muricata

CONCENTRACIÓN

50% 70% 90%

Tiempo (minutos)

15

20

25

Fuente: Elaboración propia

II.4. Determinación de fenoles totales

Para este proceso se siguió la metodología tomada de García, Fernández y

Fuentes (2015) con ligeras modificaciones.

14

II.4.1. Curva de calibrado

Se realizó una disolución de ácido gálico de 100mg/l, a partir de esta disolución

se prepararon 10 ml de disoluciones diluidas de concentraciones crecientes de

ácido gálico entre 0 y 16 ppm.

II.4.2. Determinación de fenoles totales

Para la determinación de los fenoles totales se llevó el reactivo a 1N haciendo

una dilución 1:10 al reactivo con agua destilada. Luego se tomaron 150 uL de la

muestra, se añadieron 15 ml de agua destilada y 1,25 ml de reactivo de Folin-

Ciocalteu, se homogenizó la mezcla y se dejó reposar durante 8 minutos en un

lugar oscuro, luego se adicionaron 3,75 ml de la disolución de carbonato sódico al

7,5% y se llevó a volumen de 25 ml con agua destilada, se homogenizo la mezcla

y se mantuvo en oscuridad durante 2 horas a temperatura ambiente; se realizaron

las lecturas a 765 nm en el Espectrofotómetro UV/ VIS 1700 Pharma

Espectrofotómetro marca Shimadzu.

II.5. Determinación de capacidad antioxidante

Para la determinación de la capacidad antioxidante se siguió la metodología

tomada de Jiménez, Sánchez y Martínez (2012), con ligeras modificaciones.

II.5.1. Preparación del reactivo DPPH

Se pesaron 9,9 mg de DPPH en un vidrio reloj y se disolvieron en 250 ml de

metanol para alcanzar una solución 125 mM, se envaso la solución en un frasco

color ámbar para proteger de la luz.

II.5.2. Curva de calibrado

Se construyó una curva patrón tomando alícuotas de 1ml, 2ml, 4ml, 5ml del

reactivo DPPH preparado y se llevó a volumen de 10 ml con metanol.

15

II.5.3. Determinación de capacidad antioxidante

Se tomaron 2 ml de reactivo de DPPH, se añadieron 50 ul de muestra, y se

realizó una lectura a 517 nm en el Espectrofotómetro UV/ VIS 1700 Pharma

Espectrofotómetro marca Shimadzu. Los resultados se expresaron en porcentaje:

% Inhibición = ((Abs inicial - Abs final) / Abs inicial) *100

II.6. Variables

Independientes

o Método de extracción

o Concentración hidroalcohólica

Dependientes

o Capacidad antioxidante

o Contenido de fenoles

II.7. Conceptualización de las variables

Variables Conceptualización Indicadores

Inde

pe

nd

iente

Método de

extracción

se define como una

técnica para separar uno

o varios componentes

de una mezcla en medio

de un disolvente

Mediante la utilización de

estos métodos:

Maceración

Digestión

Asistida por

Ultrasonido

Concentración

hidroalcohólica

Porcentaje de alcohol en

una disolución

Hidroalcohólica.

% de alcohol

16

De

pe

nd

iente

s

Capacidad

antioxidante

Un antioxidante es una

molécula capaz de

prevenir la oxidación de

otras moléculas.

% de inhibición

Contenido de

Fenoles

Los compuestos

fenólicos poseen una

estructura química

adecuada para ejercer

una acción antioxidante

actuando como

captadores de radicales

libres.

Conc. mg/ml

II.8. Criterio de inclusión

Se utilizaron las hojas de buena apariencia, grandes, con un color verde-

grisáceo, sin manchas, con bordes dentados, sin quemaduras ni picadas de

insectos.

17

CAPÍTULO III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

III.1. Determinación de fenoles totales

Se realizaron los análisis de los extractos mediante la técnica descrita en el

apartado II.4. a una longitud de onda de 765 nm y por duplicado, el total de

extractos analizados fue de treinta.

Tabla II: Curva patrón de ácido gálico para Folin-Ciocalteu

CONCENTRACIÓN DE ACIDO GALICO mg/ml

ABSORBANCIA (765 nm)

0 0 Abs

1 0,159 Abs

2 0,298 Abs

3 0,422 Abs

4 0,577 Abs

5 0,657 Abs


Grafica I: Curva de calibración de ácido gálico para Folin-Ciocalteu


y = 0,1332x + 0,0191R² = 0,9936

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0 1 2 3 4 5 6

Absorb

ancia

s

Concentración

18

A partir de la curva patrón obtenida, se cuantificó la cantidad de fenoles

totales presentes en los diferentes extractos. Estos valores fueron sometidos a un

análisis de varianza.

III.1.1. Análisis estadístico

Tabla III: Cuantificación de Fenoles Totales (mg/l) obtenidos por Extracción

Hidroalcohólica de hojas de guanábana por diferentes métodos

Método * Concentración

Método Concentración

Alcohol Absorbancias

Media

Concentración

(mg/l)

Ultrasonido

50% (15mint) 1,400 10,36

50% (20mint) 1,548 11,47

50% (25mint) 1,344 9,94

Ultrasonido

70% (15mint) 2,093 15,56

70% (20mint) 2,136 15,88

70% (25mint) 2,158 16,04

Ultrasonido

90% (15mint) 1,769 13,13

90% (20mint) 2,280 16,96

90% (25mint) 2,745 20,45

Digestión

50% 1,320 9,76

70% 1,168 8,62

90% 2,242 16,67

Maceración

50% 1,048 7,72

70% 1,652 12,25

90% 1,743 12,94


Como podemos observar en la tabla III, los resultados obtenidos son

dependientes del método de extracción y de la concentración alcohólica de las

disoluciones extractoras. Se puede apreciar que mientras mayor es la

concentración del alcohol mayor es la cantidad de fenoles totales que tiene la

muestra. En el estudio realizado por Ortiz et al., (2012), se señala que el contenido

de compuestos fenólicos identificados en la pulpa congelada de guanábana va a

depender del tipo de extracto y método de extracción. Estos resultados fueron

sometidos a un análisis de varianza para evaluar la influencia de cada factor.

19

Tabla IV Pruebas de efectos inter-sujetos para el contenido de fenoles totales.


Como se observa en la tabla IV, la interacción entre los métodos y las

disoluciones hidroalcohólicas resulta significativa, lo cual hace necesario

comparar todas las medidas obtenidas. En un estudio realizado por Moncada et

al., (2012), indica que el proceso de extracción de compuestos fenólicos en

diversas plantas y diversos órganos como fueron las hojas, semillas y cascaras

(fruto), está influenciado por el método de extracción empleado y por el tipo de

extracto (acuoso o etanólico).

Tabla V: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la

variable: Método de extracción para el contenido de compuestos fenólicos


Origen

Tipo III de

suma de

cuadrados

gl Cuadrático

promedio F Sig.

Modelo corregido 370,136 14 26,438 67,091 ,000

Interceptación 5214,799 1 5214,799 13233,404 ,000

Método 89,769 4 22,442 56,951 ,000

Disolución 194,344 2 97,172 246,590 ,004

Método * Disolución 86,023 8 10,753 27,287 ,000

Error 78586,563 15 0,394 ,000

Total 28666,809 30 ,000

Total corregido 24430,886 29 ,000

a. R al cuadrado = 0,984 (R al cuadrado ajustada = ,0970)

Método N Subconjunto

1 2 3

Maceración 6 10,9700

Digestión 6 11,6850

EAU (15 mint) 6 13,0167

EAU (20 mint) 6 14,7717

EAU (25 mint) 6 15,4783

Sig ,067 1,000 ,070

20

Como se observa en la tabla V, se puede establecer diferencias estadísticas

entre los tres métodos analizados. Si comparamos los métodos se puede observar

que entre la maceración y la digestión no existe gran diferencia en los valores

obtenidos de contenido fenólico. Por otra parte, si comparamos ambos métodos

con el método de extracción asistida por ultrasonido del cual se realizaron tres

variaciones de tiempo, nos damos cuenta de que a los 25 minutos se obtiene

mayor cantidad de compuestos fenólicos.

Esto concuerda con el estudio realizado por Estrada, Ruiz y Martínez (2012),

sobre la extracción de compuestos fenólicos totales de residuos de mango común,

utilizando la piel de Mangifera indica la cual muestra que el tiempo de extracción

que se aplica a los extractos, tiene una influencia significativa en la cantidad de

fenoles totales y con la concentración del disolvente que fue el etanol.

Tabla VI: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la

variable concentración hidroalcohólica en los compuestos fenólicos.

Concentración N Subconjunto

1 2 3

50% 10 9,8520

70% 10 13,6720

90% 10 16,0290

Sig 1,000 1,000 1,000


En esta tabla se puede apreciar que existen diferencias estadísticamente

significativas entre las concentraciones de las disoluciones hidroalcohólicas. La

disolución hidroalcohólica al 90% fue la que dio un mayor valor de compuestos

fenólicos.

Esto concuerda con el estudio realizado por García, et al., (2016), sobre la

optimización de las variables de extracción de flavonoides en hojas de Annona

muricata L. en el cual muestra que la obtención de mayor cantidad de flavonoides

se da con una concentración al 96%; lo que confirma que existe una relación entre

21

el tipo de disolvente empleado y la cantidad y calidad de los compuestos activos

extraídos.

III.2. Determinación de capacidad antioxidante

Se realizaron los análisis de los extractos mediante la técnica descrita en el

apartado II.5 y por triplicado, el total de extractos fueron cuarenta y cinco. En la

tabla IV se detallan las medias de Los estándares leídos a una longitud de onda

de 517 nm.

Tabla VII: Curva patrón del DPPH

CONCENTRACIÓN

DE DPPH mg/l

ABSORBANCIA

(517 nm)

0,1 0,01

0,2 0,054

0,4 0,112

0,5 0,145


Grafica II: Curva de calibrado del DPPH


A partir de la curva patrón obtenida se cuantificaron las concentraciones de

reactivo consumido en los diferentes extractos para determinar la capacidad

y = 0,328x - 0,0182R² = 0,9939

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0,14

0,16

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6

Ab

sorb

an

cia

s

Concentración mg/l

22

antioxidante que contienen las disoluciones hidroalcohólicas de las hojas de

guanábana.

II.2.1. Análisis estadísticos

Tabla VIII: Cuantificación del porcentaje de inhibición obtenido por Extracción Hidroalcohólica de hojas de guanábana por diferentes métodos

Método * Concentración

Método Concentración Porcentaje de inhibición

Ultrasonido

(15 mint)

50% 74,82 71,54 69,13

70% 84,42 71,65 65,92

90% 91,10 86,97 86,53

Ultrasonido

(20 mint)

50% 79,58 79,46 77,79

70% 82,01 67,65 72,76

90% 87,63 82,98 90,05

Ultrasonido

(25 mint)

50% 87,51 87,99 77,76

70% 79,02 82,39 77,76

90% 80,96 79,89 80,08

Maceración

50% 79,39 73,93 67,18

70% 77,66 77,17 72,40

90% 79,06 86,40 73,75

Digestión

50% 81,85 81,51 74,68

70% 78,01 81,29 79,30

90% 87,45 91,49 87,64

Fuente. Elaboración propia

Los resultados obtenidos son dependientes de la concentración alcohólica y

de las soluciones extractoras. Mediante este método se obtiene el porcentaje de

inhibición de la muestra. Para comprobar cuál de estos factores presenta mayor

importancia, se realizó el análisis de varianza. Otras investigaciones (Vit, Santiago

y Pérez, 2014), han mostrado que los extractos etanólicos presentan una mayor

actividad antioxidante si se comparan con los extractos metanólicos.

23

Tabla IXX: Pruebas de efectos inter-sujetos para la capacidad antioxidante

Origen

Tipo III de

suma de

cuadrados

gl Cuadrático

promedio F Sig

Modelo

corregido 1232,387 14 88,028 4,114 ,001

Interceptación 285697,421 1 285697,421 13353,768 ,000

Disolución 597,456 2 298,728 13,963 ,000

Método 232,282 4 58,071 2,714 ,048

Disolución *

Método 402,649 8 50,331 2,353 ,043

Error 641,836 30 21,395

Total 287571,644 45

Total corregido 1874,223 44

a. R al cuadrado = ,658 (R al cuadrado ajustado = ,498)


Como se puede observar en la tabla IX la interacción doble presenta

significancia, lo cual hace necesario comparar todas las medias obtenidas. Estos

resultados concuerdan con lo reportado por otros autores realizado por

Castañeda, Ramos e Ibáñez (2008), quienes a estos dieron la capacidad

antioxidante de siete plantas medicinales utilizando tres tipos de extractos

(acuoso, etanólico y metanólico), encontrando que estas dependen del tipo de

disolvente y a la concentración empleada.

Tabla X: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la variable: Método de extracción en la determinación de la capacidad antioxidante

Método N Subconjunto

1 2

Maceración 9 76,3278

EAU (15mint) 9 78,0100 78,0100

EAU (20mint) 9 79,9922 79,9922

EAU (25mint) 9 81,4844

Digestión 9 82,5833

Sig. ,122 ,063


24

En esta tabla se observa que los métodos empleados presentan diferencias

estadísticas significativas. Como se puede observar, la mayor diferencia

significativa se halla al comparar la maceración con la digestión; siendo este último

el método que dio mayor resultado de actividad antioxidante, aun cuando no difiere

significativamente de la extracción auxiliada por ultrasonido. Este resultado

concuerda parcialmente con lo reportado en la literatura (Corona-Jiménez,

Martínez-Navarrete, Ruiz-Espinosa y Carranza-Concha, 2016.)

Tabla XI: Resultados del Análisis de Rangos Múltiples de Duncan para la

variable: concentraciones de las disoluciones hidroalcohólicas en la

determinación de la capacidad antioxidante.

Concentración

Hidroalcohólica N

Subconjunto

1 2

50% 15 76,6280

70% 15 77,6093

90% 15 84,8013

SIG ,566 1,000


Se puede observar en la tabla XI que existen diferencias significativas entre las

distintas concentraciones de alcohol. Esto se relaciona con el estudio realizado

por Cabrera, Sandoval y Forero (2014), en donde se determinó el potencial

antioxidante y antimicrobiano de extractos acuosos e hidroalcohólicos de

granadilla, en el que señala que los extractos de las flores tienen gran actividad

antioxidante, también se demostró que la actividad antioxidante depende del tipo

de extracto (acuoso o hidroalcohólico), siendo los extractos hidroalcohólicos los

que mayor capacidad antioxidante poseen.

25

CAPITULO IV: CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

CONCLUSIONES

Se determinó la Capacidad Antioxidante y el Contenido de Fenoles Totales

mediante los métodos de DPPH y de Folin-Ciocalteu respectivamente, a

los 27 extractos obtenidos de las hojas de Annona muricata L. utilizando

varios métodos de extracción con distintas concentraciones de solución

hidroalcohólica.

Mediante este estudio se observó que el método de extracción que permite

obtener mayor capacidad antioxidante en los extractos de las hojas de

guanábana (Annona muricata) fue la Digestión a una concentración al 90%

de disolución hidroalcohólica. Se obtuvo un porcentaje de inhibición de

88,89%.

Para la determinación del Contenido de Fenoles Totales en los extractos

de las hojas de guanábana (Annona muricata) con el ensayo del Folin-

Ciocalteu tenemos que el método de Extracción Asistida por Ultrasonido a

una concentración del 90% de disolución hidroalcohólica con un tiempo de

ensayo de 25 minutos fue con el que se extrajo mayor cantidad de

compuestos fenólicos.

26

RECOMENDACIONES

Realizar estudios más minuciosos acerca de la capacidad antioxidante y

del contenido de compuestos fenólicos en las hojas de Annona muricata.

Investigar qué otros factores, además de los estudiados influyen en la

concentración final de los compuestos fenólicos y el valor de la capacidad

antioxidante.

Investigar que otros compuestos influyen en la determinación de la

capacidad antioxidante en las hojas de guanábana a parte de los

compuestos fenólicos.

Sabiendo que las hojas de la guanábana contienen un alto contenido de

fenoles totales y una capacidad antioxidante muy potente; realizar un

estudio más profundo a la planta.

27

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32

ANEXOS

Recolección de la muestra

Secado de la muestra

33

Molienda de la muestra

Preparación de las disoluciones hidroalcohólicas

34

Prueba de Maceración

35

Prueba de Extracción Asistida por Ultrasonido (EAU)

36

Prueba de Digestión

Muestras de EAU en refrigeración para conservación

hasta realizar los ensayos

37

Ensayo de DPPH

REACTIVO DPPH

ESTANDARES

39

Ensayo Folin-Ciocalteu

40

Graficas de las curvas de calibrado para el DPPH en los diferentes

extractos

Grafica III: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 50% de solución

hidroalcohólica a los 15 minutos


.

Grafica IV: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 50% de solución



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Grafica V: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 50% de solución



Grafica VI: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 70% de solución



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Grafica VII: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 70% de solución



Grafica VIII: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 70% de solución



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Absorb

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Concentración

43

Grafica IX: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 90% de solución



Grafica X: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 90% de solución



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Grafica XI: Curva de calibrado del DPPH del Ultrasonido con 90% de solución



Grafica XII: Curva de calibrado del DPPH de maceración al 50%


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Grafica XIII: Curva de calibrado del DPPH de maceración al 70%


Grafica XIV: Curva de calibrado del DPPH de maceración al 90%


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Grafica XV: Curva de calibrado del DPPH de digestión al 50%


Grafica XVI: Curva de calibrado del DPPH de digestión al 70%


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47

Grafica XVII: Curva de calibrado del DPPH de digestión al 90%


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