UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE...

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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS

TESIS DE GRADO PREVIA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERO

AGRÓNOMO

TEMA:

“EFICACIA DE CEPAS ANTAGONISTAS Y ENTOMOPATÓGENOS PARA EL

MANEJO DEL COMPLEJO MARCHITEZ Y MOSCA BLANCA EN EL CULTIVO

DE PIMIENTO “Capsicum annum”

AUTOR

DIEGO ENRIQUE PORTALANZA PERALTA

Directora de Tesis:

Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas

GUAYAQUIL – ECUADOR

2011

ii

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS

La presente tesis de grado titulada “EFICACIA DE CEPAS ANTAGONISTAS Y

ENTOMOPATÓGENOS PARA EL MANEJO DEL COMPLEJO MARCHITEZ Y

MOSCA BLANCA EN EL CULTIVO DE PIMIENTO “Capsicum annum” realizada

por el Egdo. Diego Enrique Portalanza Peralta, bajo la dirección de la Ing.

Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas ha sido aprobada y aceptada por el Tribunal

de Sustentación como requisito parcial para obtener el título de:

INGENIERO AGRÓNOMO

TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN

--------------------------------------- ------------------------------------ Q.F. MC. Martha Mora Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas

Presidente Examinador Principal

Directora de Tesis

-------------------------------------

Ing. Agr. Valeriano Bustamante

Examinador Principal

iii

DEDICATORIA

Primero a Dios, porque gracias a la ayuda de Él he podido culminar una

etapa en mi vida.

A mis padres Ab. Luis Enrique Portalanza Morán y Ab. Geny Marjorie

Peralta Chávez, por su confianza y constante apoyo para que pueda

terminar con éxito mi carrera universitaria.

A mis hermanos Luis Enrique, José Luis, Gustavo Enrique y a mi familia

en general que de manera directa o indirecta me apoyaron para cumplir con

mi meta.

iv

AGRADECIMIENTO

El autor deja constancia de sus más sinceros agradecimientos a personas e instituciones

que brindaron su cooperación para que se realice este trabajo de investigación.

A la Universidad de Guayaquil “Facultad de Ciencias Agrarias”, a todos los profesores,

personal administrativo y de servicios quienes de una u otra forma me encaminaron en

mi meta.

Al Departamento Nacional de Protección Vegetal, Sección Fitopatología, de la Estación

Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto Nacional

Autónomo de Investigaciones Agropecuarias INIAP

De manera muy especial a la Ing. MSc. Leticia Vivas Directora del Proyecto PIC

2006-1-13 ”Alternativas biológicas para combate de insectos plagas y de fitopatógenos

de suelo en cultivos hortícolas en las provincias de Guayas y Manabí” y Directora de

Tesis, por sus constantes consejos y motivación durante el transcurso del trabajo.

A los Ing. Agr. M.C. Myriam Arias Jefa de la Sección de Entomología e Ing. Agr.

Eison Valdiviezo Jefe del Departamento de Suelos y Manejo de Aguas, por brindarme

sus conocimientos.

A mis amigos y compañeros por brindarme su apoyo y colaboración: Ing. Nelson

Moreano, Ing. Rolando Capuz, Ing. Gina Delgado, Ing. Vicente Villón, Ing. Willy

Tigreros, María Eugenia Romero Román, Wladimir Jiménez, Elena Corozo, Pablo

Zambrano, Mónica Armas, Mariuxi Molina y Hugo Vaca.

Y a todo el personal técnico y administrativo del INIAP E.E.L.S que me brindaron su

amistad y ayuda en todo lo que estuvo a su alcance.

v

Las investigaciones, resultados,

conclusiones y recomendaciones del

presente trabajo, son de exclusiva

responsabilidad del autor

Diego Enrique Portalanza Peralta

[email protected]

mailto:[email protected]

vi

ÍNDICE

Contenido Página

I. INTRODUCCIÓN…………………………………………………….. 1

Objetivo general………………………………………………………. 2

Objetivos específicos………………………………………………….. 2

II. REVISIÓN DE LITERATURA………………………………………. 3

2.1 COMPLEJO MARCHITEZ……………………………………. 3

2.1.1 MARCHITEZ POR BACTERIAS…………………………... 3

a Ralstonia solanacearum………..……………………… 3

Descripción …………………………………………….. 3

Ciclo y epidemiología ………………………………….. 3

Síntomas ……………………………………………….. 4

2.1.2 MARCHITEZ POR HONGOS……………………………… 4

a Phytophthora capsici………………………………….. 4

Descripción …………………………………………….. 4

Ciclo y epidemiología …………………………………. 4

Síntomas ………………………………………………. 5

b Fusarium oxysporum ………………………………….. 5

Descripción …………………………………………….. 5


Síntomas ………………………………………………. 5

c Rhizoctonia sp ………………………………………… 6

Descripción …………………………………………….. 6


Síntomas ………………………………………………. 6

d Macrophomina phaseolina …………………………… 7

Descripción …………………………………………….. 7


Síntomas ………………………………………………. 7

e Sclerotium rolfsii ……………………………………… 7

Descripción …………………………………………….. 7

vii


Síntomas ………………………………………………. 8

2.2 MOSCA BLANCA (Bemisia tabaci) …………………………. 8

Taxonomía ……………………………………………………. 8

Biología ………………………………………………………… 8

Daños ………………………………………………………….. 9

2.3 CONTROL BIOLÓGICO …………………………………….. 9

2.3.1 Control Biológico con antagonistas………………………... 10

a Trichoderma spp……………………………………….. 10

2.3.2 Hongos Entomopatógenos…………………………….. 11

a Beauveria bassiana……………………………………. 14

III. MATERIALES Y METODOS ………………………………………. 15

3.1 Ubicación …………………………………………………….. 15

3.2 Factores Estudiados ………………………………………….. 15

3.3 Ensayos………………………………………………………… 15

3.4 Manejo del experimento………………………………………. 16

3.4.1 Ensayo 1………………………………………………. 16

A Obtención de Trichoderma asperellum………………. 16

B Frecuencias y dosis …………………………………… 16

C Tratamientos ………………………………………….. 16

D Diseño y análisis de varianza …………………………. 17

E Delineamiento experimental …………………………. 17

F Identificación del agente causal ……………………… 17

G Labores culturales ……………………………………. 18

3.4.2 Ensayo 2 ……………………………………………… 19

A Obtención de Beauveria bassiana ………………….... 19

B Frecuencias y dosis …………………………………… 19

C Tratamientos ………………………………………….. 19

D Diseño y análisis de varianza ………………………….. 20

E Labores culturales …………………………………….. 20

3.5 Variables registradas ………………………………………….. 20

3.5.1 Ensayo 1 ………………………………………………. 20

A Microorganismos causales de marchitez ……………… 21

B Incidencia y severidad de fitopatógenos ………………. 21

C Rendimiento …………………………………………… 21

viii

D Estimativo Económico ………………………………… 21

3.5.2 Ensayo 2 ………………………………………………. 21

A Número de insectos planta …………………………….. 21

B Dinámica poblacional de mosca blanca ………………... 22

C Rendimiento …………………………………………… 22

D Estimativo económico………………………………… 22

IV RESULTADOS ………………………………………………………. 23

4.1. Ensayo 1 ………………………………………………………. 23

a. Microorganismos causales de marchitez ……………… 23

b. Incidencia y severidad de fitopatógenos ………………. 27

c. Rendimiento …………………………………………… 29

d. Análisis económico ……………………………………. 29

4.2. Ensayo 2 ………………………………………………………. 30

a. Número de insectos por planta ……………………….. 30

b. Dinámica poblacional de Bemisia tabaci…………….. 30

c. Rendimiento …………………………………………… 31

d. Análisis económico ……………………………………. 32

V DISCUSIÓN ………………………………………………………….. 35

VI CONCLUSIONES …………………………………………………… 37

VII RECOMENDACIONES……………………………………………… 38

VIII RESUMEN…………………………………………………………… 39

IX SUMMARY………………………………………………….……….. 41

X LITERATURA CITADA…………………………………………….. 43

XI ANEXOS ……………………………………………………………... 49

ix

Índice de cuadros

Cuadro 1. Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido.

INIAP-EELS, 2010 ………………………………………… 23

Cuadro 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido.

INIAP-EELS, 2010…………………………………………. 24

Cuadro 3. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de tejido y

suelo. INIAP-EELS, 2010…………………………………… 25

Cuadro 4. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de

suelo. INIAP-EELS, 2010…………………………………… 26

Cuadro 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de

tejido y suelo. INIAP-EELS, 2010………………………….. 26

Cuadro 6. Incidencia y severidad de plantas con marchitez. INIAP-

EELS, 2010…………………………………………………… 27

Cuadro 7. Rendimiento promedio de pimiento, en el estudio de dosis y

frecuencias de aplicación de T. asperellum (kg ha-1

). INIAP-

EELS, 2010…………………………………………………… 28

Cuadro 8. Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de

dosis y frecuencias de aplicación de T. asperellum. E.E.L.S.

2010………………………………………………………….. 29

Cuadro 9. Promedio general de presencia de Mosca blanca, Bemisia

tabaci. INIAP-EELS, 2010………………………………….. 30

Cuadro 10 Rendimiento promedio de pimiento kg ha-1

en el ensayo de

eficacia de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS,

2010………………………………………………………….. 32

Cuadro 11 Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de

dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana. E.E.L.S. 2010 33

Cuadro 12 Análisis marginal de los tratamientos en el ensayo de eficacia

de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010…. 34

ii

Índice de anexos

Índice de Figuras

Anexo 1 Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido.

INIAP-EELS, 2010……………………………………………

49

Anexo 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido.

INIAP-EELS, 2010…………………………………………… 50

Anexo 3. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de tejido.

INIAP-EELS, 2010…………………………………………… 51

Anexo 4. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de suelo.

INIAP-EELS, 2010………………………………………….. 52

Anexo 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de

tejido. INIAP-EELS, 2010…………………………………… 53

Anexo 6. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de

suelo. INIAP-EELS, 2010……………………………………. 54

Anexo 7. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de

suelo. INIAP-EELS, 2010……………………………………. 55

Anexo 8. Porcentaje promedio de incidencia de marchitez…………… 56

Anexo 9. Porcentaje promedio de severidad marchitez………………. 57

Anexo 10. Rendimiento promedio de pimiento, en el estudio de dosis y

frecuencias de aplicación de T. asperellum (kg ha-1

). INIAP-

EELS, 2010…………………………………………………… 58

Anexo 11. Promedio general de presencia de Mosca blanca, Bemisia

tabaci. INIAP-EELS, 2010………………………………….. 59

Anexo 12 Rendimiento promedio de pimiento kg ha-1

en el ensayo de

eficacia de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS,

2010 ………………………………………………………….. 60

Figura 1. Datos de temperatura (ºC) y Humedad relativa (%) (A),

población promedio de B. tabaci (B), en el ensayo de eficacia

de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010……. 31

1

1. INTRODUCCION

El cultivo de pimiento (Capsicum annum L.) es una solanácea de importancia para la

alimentación debido a su alto contenido de vitaminas A y C, por su sabor y

palatabilidad es acompañante de diversos platos en la gastronomía ecuatoriana (Cheme,

2002). Según datos del III Censo Nacional Agropecuario en el Ecuador existe un total

de 1145 hectáreas sembradas de pimiento solo o asociado, Guayas ocupa un 26,8% de

esta superficie con 308 hectáreas con una producción aproximada de 800 TM (SICA,

2002)

El cultivo es afectado por fitopatógenos que causan enfermedades como el complejo de

marchitez e insectos plaga, entre los causales de la marchitez se reportan: Ralstonia

solanacearum, Sclerotium rolfsii, Rhizoctonia sp, Macrophomina phaseolina; y entre

los insectos plaga, mosca blanca Bemisia tabaci, vector de algunos virus como el

Geminivirus, para el manejo de estos problemas el productor utiliza agroquímicos de

diferentes categorías toxicológicas, realizando alrededor de 23 aplicaciones por ciclo de

cultivo, lo que contribuye al aumento en los costos de producción, y resistencia a los

plaguicidas (Carvajal, 1997). Por otra parte, los consumidores cada vez exigen

productos limpios y también se debe proteger el agroecosistema.

En la naturaleza existen microorganismos que en forma nativa ayudan a reducir el

inóculo de fitopatógenos y poblaciones de insectos plagas. Entre los antagonistas se

citan a los géneros Trichoderma y Gliocladium, en el país se ha identificado a

Trichoderma asperellum, el que fue evaluado para el complejo marchitez del tomate y

se determinó que la aplicación de 15 x106 esporas por mililitro 7 días después del

transplante tuvo mejor efecto sobre la incidencia y severidad de la enfermedad

(Cevallos, 2010).

Entre los entomopatógenos reportados en el país se citan a Beauveria bassiana,

Metarhizium anisopliae, Nomurea sp. que afectan a insectos de los órdenes coleóptera y

homóptera principalmente.

Debido a los problemas en la salud de consumidores, productores y del agrocosistema

por el abuso de agroquímicos, estos productos de síntesis utilizados en la agricultura

2

son los responsables de la contaminación de las aguas necesarias para la vida humana;

una alternativa es el estudio de agentes de biocontrol, por ser más específicos sobre los

microorganismos objetos de control; además, se requiere la integración de tratamientos

fitosanitarios con técnicas agronómicas modernas (Regnault-Roger, 2004).

Con estos antecedentes, y teniendo en cuenta que existen hongos antagonistas y

entomopatógenos en nuestros suelos que pueden ejercer un control biológico más

eficiente, la presente investigación tendrá los siguientes objetivos:

OBJETIVO GENERAL

Evaluar cepas nativas de hongos antagonistas y entomopatógenos para el manejo

de problemas fitosanitarios en cultivos hortícolas.

OBJETIVOS ESPECIFICOS

Determinar dosis y frecuencias de aplicación de Trichoderma. asperellum sobre

el complejo marchitez del pimiento.

Determinar dosis y frecuencias de aplicación de Beauveria. bassiana para el

manejo de Bemisia tabaci.

3

II. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. COMPLEJO MARCHITEZ

2.1.1. MARCHITEZ POR BACTERIAS

a. Ralstonia solanacearum

Descripción.

Esta enfermedad se presenta en una amplia gama de hospedantes. Tradicionalmente se

han reconocido tres razas de este patógeno. La raza uno ataca a solanáceas y otros

cultivos, la raza dos ataca a banano y otras especies de género Musa y Heliconias, y la

raza tres tomate, pimiento y papa. Los síntomas más comunes incluyen marchitez,

amarillamiento y enanismo, dependiendo del hospedero (Arauz, 1998).

Esta bacteria es un bacilo gram negativo de 0.5-0.7 x 1.5-2.0 µm, móvil gracias a que

tiene de 1 a 4 flagelos polares. La bacteria es aerobia, da reacciones positivas para las

pruebas de catalasa y oxidasa, y produce nitritos a partir de nitratos (Mc Carter, 2001).

R. solanacearum es una especia compleja, los investigadores la han separado en grupos,

estirpes, patovares, biotipos y razas, pero, no existe un consenso general para dividirla.

Aún así, la agrupan en cuatro biotipos, basados principalmente en laboratorio mediante

la utilización de ciertos disacáridos y hexo alcoholes y tres razas basados en las plantas

huésped(Mc Carter, 2001).

Ciclo y epidemiología

Esta bacteria ataca a más de 200 especies de plantas cultivadas y malas hierbas de 33

familias botánicas. Los huéspedes de mayor importancia se encuentran dentro de la

familia de las solanáceas. Algunos trabajos recientes han demostrado que ciertos

cultivares que no eran hospederos y están siendo reconocidos como tales lo que podría

potenciar o promover la supervivencia del patógeno en el suelo (Mc Carter, 2001).

4

Dependiendo de las características físico-químicas, la raza o estirpe del patógeno, este

puede sobrevivir en el suelo sin necesidad de hospedero, los suelos mal drenados con

buena retención de agua son adecuados para la supervivencia de esta bacteria.

R. solanacearum penetra la raíz a través de heridas naturales y mecánicas durante el

transplante, laboreo, insectos o ciertos nematodos (Mc Carter, 2001).

Síntomas.

Los primeros síntomas se manifiestan con una flacidez de las hojas más jóvenes, luego

una marchitez rápida de toda la planta, si las condiciones ambientales son favorables.

Los estadíos avanzados de la enfermedad se pueden producir de 2 a 3 días después de la

aparición de los primeros síntomas. Por otra parte, Suquilanda (2003) lo describe como

un marchitamiento total y repentino de la planta acompañado por un amarillamiento de

las hojas, si cortamos el tallo de una de estas plantas transversalmente se observa una

sustancia oscura y acuosa en el xilema seguido por un exudado grisáceo.

2.1.2. MARCHITEZ POR HONGOS

a. Phytophthora capsici

Descripción.

Este hongo es el causante de la podredumbre de las raíces, tiene una amplia gama de

huéspedes y ha sido descrito sobre una gran diversidad de malas hierbas. Puede vivir

saprofíticamente en tejidos muertos, y en ausencia de un sustrato adecuado, en forma

de oósporos o clamidosporas en el suelo. Normalmente, el daño se circunscribe a los

tejidos poco lignificados como la corteza, el cambium vascular o las raíces jóvenes, con

poco daño a la madera. (Arauz, 1998).

Ciclo y epidemiología.

Esta enfermedad tiene lugar generalmente durante periodos de ambiente cálido y

húmedo prolongado. El patógeno es diseminado por agua superficial y salpicaduras de

lluvia. En ataques severos es esencial que el suelo tenga una temperatura de entre 10 y

30ºC. Los ataques más peligrosos tienen lugar en suelos compactados o mal drenados,

5

la saturación de este durante al menos 5 horas es suficiente para favorecer la infección

(Jones y Jones, 2001).

Síntomas.

Los síntomas en las raíces incluyen la formación de lesiones hidróticas que

gradualmente se secan y se vuelven de color castaño oscuro. El xilema de la raíz puede

adquirir un color castaño y puede afectar las partes más bajas del tallo (Jones y Jones,

2001).

Este hongo ataca a plántulas o plantas adultas. Los síntomas son marchitez irreversible

en la parte aérea, sin previo amarillamiento. En la parte radicular se produce una

podredumbre, chancro y agallamiento en el cuello de la planta (Suquilanda, 2003).

b. Fusarium oxysporum

Descripción.

Es un parásito facultativo del suelo, que causa marchitez en muchos cultivos. El hongo

entra a las raíces directamente por medio de las hifas sin producir ninguna estructura de

infección diferenciada y coloniza la corteza por vía intra e intercelular. Una vez que el

hongo llega al sistema vascular se reproduce rápidamente en el xilema y provoca

síntomas de marchitez. Las esporas de F. oxysporum germinan en la superficie de las

raíces estimuladas por los exudados de las raíces de las plantas huéspedes, la adhesión

es similar a la observada en los patógenos foliares. El crecimiento y desarrollo de tubos

germinativos diferenciados es seguido por la penetración de las paredes epidermales

(Vidhyasekaran, 2008).


La diseminación del patógeno tiene lugar principalmente por el movimiento del suelo y

de los desechos vegetales infestados, puede ser transportado por medio de semillas tanto

externa como internamente. Se sabe que este hongo puede sobrevivir en el suelo como

clamidosporas que pueden formarse en el micelio o a partir de macroconidias.

La penetración del huésped se hace a través de las raíces principalmente en el área de

alargamiento (Zitter, 2004).

6

Síntomas.

Amarillamiento general del follaje y aparición esporádica en el campo. Las plantas

pueden verse afectadas en cualquier fase de su desarrollo. En plántulas jóvenes puede

aparecer podredumbre del hipocótilo y damping off; en las plantas viejas las hojas se

marchitan rápidamente y se pueden presentar lesiones necróticas en el tallo cerca de la

corona, seguido de un oscurecimiento parcial de la raíz (Zitter, 2004).

c. Rhizoctonia sp

Descripción.

Es un hongo que causa alteraciones en las raíces y cuello de las plantas, se conserva en

el suelo en forma de micelio o esclerocios. Es un parásito muy polífago, se conocen más

de 25 huéspedes para este hongo, es capaz de atacar y de mantenerse en los restos de

diversas plantas como berenjena, cucurbitáceas, lechuga, pimiento e incluso muchas

malas hierbas. Es posible su contaminación por medio de substratos hortícolas o restos

de cultivos anteriores. Está particularmente presente en aquellos suelos donde se han

cultivado varias veces plantas hortícolas. Parece desarrollarse tanto en suelos húmedos y

pesados como en suelos más ligeros y secos, a temperaturas comprendidas entre 15 y

26ºC.Los métodos de lucha rara vez son necesarios durante el ciclo de cultivo excepto

cuando ocurren ataques en vivero o después de la plantación. Se recomienda eliminar

las plantas enfermas y los restos de vegetales al final del cultivo y evitar el exceso de

riegos especialmente en suelos pesados (Blancard, 2005).


Forma esclerocios en el tejido del huésped, estos, que son agregados de hifas de paredes

gruesas, pueden sobrevivir en el suelo en ausencia de hospederos y germinar cuando son

estimulados por los exudados de una planta susceptible, o la adición de materia orgánica

al suelo. Si el suelo contiene una mezcla adecuada de materia orgánica el hongo puede

crecer saprofíticamente (Morris, Smith y Rodríguez, 1990).

Este hongo produce enzimas pectinolíticas y celulolíticas además de fitotoxinas que

matan al tejido del huésped (Morris, Smith y Rodríguez, 1990).

7

Síntomas.

Manchas café oscuro en el hipocótilo de plantas jóvenes, se muestra a la altura de la

línea del suelo. El hongo forma infecciones que se son suaves en el tejido, penetra las

células corticales y epidermales y causan la muerte del tejido. Las lesiones

generalmente se alargan, tornándose de color negro, afectando también al sistema

radicular causando la muerte de la planta (Morris, Smith y Rodríguez, 1990).

d. Macrophomina phaseolina

Descripción.

Conocida también como pudrición corchosa, es una enfermedad que aparece cuando

hay calor y ambiente seco o con stress de la planta por condiciones desfavorables. La

enfermedad aparece mayormente cuando hay deficiencia de agua después de la

floración. El hongo causal está ampliamente distribuido en suelos de todo el mundo. En

ataques severos la enfermedad reduce la producción y calidad de la semilla (Sinclair,

1982).


Los microesclerocios pueden sobrevivir en residuos de cosecha en suelo secos por

largos períodos, en suelos húmedos no pueden sobrevivir más de 7 a 8 semanas y el

micelio no más de 7 días. Este hongo completa su ciclo cuando los niveles de nutrientes

del suelo son bajos y las temperaturas hasta los 30ºC (Sinclair, 1982).

e. Sclerotium rolfsii.

Descripción.

Este hongo es responsable de formar chancros en el cuello y en el tallo, se puede

conservar varios años por medio de numerosos esclerocios gruesos o de micelio

presente en los restos vegetales abandonados en el suelo. Es un hongo muy polífago que

puede afectar a más de 360 huéspedes diferentes especialmente a la berenjena, lechuga

y pimiento (Blancard, 2005).

8


La contaminación puede ser de dos formas: 1)por medio de micelios procedentes de los

esclerocios; ésta forma de contaminación tiene lugar a nivel del suelo, 2) a través de las

ascosporas procedentes de los apotecios (órganos que aseguran la reproducción sexual y

se forman sobre los esclerocios) son las que contaminan las partes aéreas. Este hongo se

ve favorecido por temperaturas relativamente bajas comprendidas entre 15 y 18ºC y

humedades relativas altas. Es muy sensible al gas carbónico lo que sirve para localizarlo

en los primeros centímetros del suelo (Blancard, 2005).

Síntomas

Amarillamiento en las hojas inferiores, lesiones en la base del hipocótilo, hundimiento y

decoloración de la corteza. A medida que la enfermedad avanza, las hojas de las ramas

superiores pueden marchitarse y al final la planta cae (Reyes et al., 2002).

2.2. MOSCA BLANCA (Bemisia tabaci)

Taxonomía

Reino: Animalia

Filo: Arthropoda

Clase: Insecta

Infraclase: Neoptera

Superorden: Exopterygota

Orden: Homoptera

Suborden: Sternorrhyncha

Superfamilia: Aleyrodoidea

Familia: Aleyrodidae

Género: Bemisia

Especie: tabaci

Especie: argentifolii

http://es.wikipedia.org/wiki/Animalia

http://es.wikipedia.org/wiki/Filo

http://es.wikipedia.org/wiki/Arthropoda

http://es.wikipedia.org/wiki/Clase_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Insecta

http://es.wikipedia.org/wiki/Neoptera

http://es.wikipedia.org/wiki/Exopterygota

http://es.wikipedia.org/wiki/Orden_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Hemiptera

http://es.wikipedia.org/wiki/Sternorrhyncha

http://es.wikipedia.org/wiki/Familia_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Aleyrodidae

http://es.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9nero_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Bemisia&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Especie

http://es.wikipedia.org/wiki/Especie

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Biología.

Es un insecto pequeño, del tamaño de una cabeza de alfiler, con alas blancas,

generalmente se las observa en el envés de las hojas, solas con sus crías (ninfas). Tiene

por boca una especia de aguja, la cual le sirve para chupar la savia o jugo de las plantas.

Cuando hace esto les inyecta virus y como consecuencia estas pueden quedar enanas,

arrugarse y disminuir sus rendimientos o perderlos del todo (Thurstonm, 1998).

Daños.

La mosca blanca, Bemisia tabaci (Gennadius), (Homóptera: Aleyrodidae) es una de las

plagas más importantes de América Central y El Caribe. En esta región, las mayores

pérdidas económicas son causadas por la transmisión de los geminivirus del tomate y

fréjol con pérdidas de hasta el 100% de la cosecha y reducciones de las áreas cultivadas,

con el agravante de que 0,3 adultos/planta son suficientes para la infección del cultivo,

también puede ser vector para algunos virus, como el ACMD, (African cassava mosaic

desease), el mismo que fue reportado en 1984 en África del este (Thurstonm, 1998).

La aplicación de insecticidas sintéticos ha sido hasta ahora la herramienta más utilizada

para el combate directo o indirecto, sin embargo, se ha emprendido la búsqueda de

alternativas de manejo debido al desarrollo de resistencia por parte del insecto (Dittirich

y Ernest, 1990).

2.3. CONTROL BIOLÓGICO

El control biológico es una parte del control natural que puede definirse como la acción

de parásitos, predatores y patógenos para mantener la densidad de la población de otro

organismo a un promedio más bajo del que existiría en su ausencia (De Bach, 1969).

El control biológico se está convirtiendo en una práctica aceptable por los peligros del

uso a largo plazo de pesticidas químicos. Hay un creciente interés de emplear hongos

entomopatógenos para el combate de insectos plaga (Samson, 1996).

La producción y aplicación de nuevas técnicas, combinados con un mejor entendimiento

de la ecología de los insectos y de los hongos, han significado que los insecticidas

10

biológicos puedan ahora competir a iguales pasos con los pesticidas químicos

tradicionales (Samson, 1996).

Consecuentemente las compañías de agroquímicos han empezado a tomar en cuenta a

los entomopatógenos como una forma viable y económica para invertir mayores

recursos en sus investigaciones, particularmente para mejorar las formulaciones de los

patógenos conocidos, posiblemente con manipulación genética y probarlo en insectos

dañinos(Samson, 1996).

2.3.1. Control Biológico con antagonistas.

a. Trichoderma spp.

Especies del género Trichoderma pueden reducir la severidad durante del ataque de

varias enfermedades en diferentes cultivos con distintos mecanismos. Algunas cepas de

Trichoderma spp. inhiben o erradican propágulos de patógenos en el suelo o en raíces a

través del antagonismo y micoparasitismo, otras pueden colonizar raíces y proveer este

efecto, también puede reducir el impacto de las enfermedades foliares (Alfano y Lewis,

2007).

Las cepas de Trichoderma con efectos sistémicos pueden incluir aT. asperellum, T.

hamatum, T. harzianum, T. virens, las que pueden inducir una gran acción sistémica

para el control de una gran variedad de enfermedades, como por ejemplo Botrytis y

Phytophthora en pepino (Alfano y Lewis, 2007).

La protección provista por esta acción sistémica es generalmente de media a alta, pero

para el control de enfermedades que causan un gran estrés a la planta como muerte

descendente puede ser altamente efectiva (Alfano y Lewis, 2007).

El control sistémico de enfermedades provisto por la colonización de las raíces por las

cepas de este hongo, envuelve complejas interacciones entre la planta hospedera, el

patógeno, el agente biocontrolador y una serie de factores medioambientales. Algunas

cepas facilitan a la planta la toma de nutrientes y aparte de inducir resistencia en esta

puede contribuir al control de las enfermedades. T. harzianum tiene el mayor efecto de

11

control bajo condiciones de estrés, las calidad del suelo así como la cantidad de materia

orgánica pueden afectar el porcentaje de control producido por el hongo (Alfano y

Lewis, 2007).

T. asperellum tuvo efecto sobre la incidencia y severidad de los fitopatógenos del

complejo de la marchitez del tomate Ralstonia, Macrophomina y Fusarium sp.

(Cevallos, 2010).

2.3.2.Hongos Entomopatógenos.

Los hongos entomopatógenos constituyen un grupo importante en los agentes de control

biológico, Aristóteles fue el primero en observar que las abejas eran afectadas por

microorganismos; en 1834 Agostino Bassi, con experimentos caseros, demostró que las

larvas del gusano de seda (Bombix mori) eran atacadas por una enfermedad causada por

un hongo. Por otra parte, algunos textos refieren que el primer hongo entomopatógeno

observado por Reaumur fue Cordyceps en 1726 (Fernández-Larrea, 2001).

El grupo más importante de los hongos entomopatógenos son los Hyphomycetes en los

cuales se desconoce la fase sexual. Los géneros Beauveria, Metarhizium, Verticillium,

Hirsutella y Paecilomyces son los más reportados (Fernández-Larrea, 2001); también se

mencionan hongos del orden Entomophthorales del género Entomophthora (Alves,

1986).

Reportes de enfermedades mortales causadas por hongos entomopatógenos en diversos

hábitats agrícolas son numerosos, particularmente en regiones cálidas, probablemente

porque las poblaciones de hongos y artrópodos son mayores. Enfermedades reportadas

en larvas de algunos lepidópteros, por algunos géneros que incluyen Beauveria,

Paecelomyces y Sporodiniella (Samson, 1988).

El primer detalle ecológico de estudio de hongos entomopatógenos en relación con

pestes de cultivos fue descrito por Metchnikoff, en Rusia en los años 1879, quién estuvo

impresionado por la fluctuación de las poblaciones de Anisoplia austriaca. El concluyó

que Metarhizium anisopliae era uno de los principales factores en el control natural del

insecto (Alves, 1986).

12

Los hongos Hyphomycetes juegan un rol importante en el control de pestes en los

cultivos. Generalmente los hongos aparecen en la estación de calidad, con humedad

relativa cerca del punto de saturación y temperaturas entre 23-28oC sin embargo,

algunas investigaciones recientes han indicado que una humedad macroclimática, no es

esencial para el desarrollo de Hyphomycetes y que las infecciones óptimas pueden

ocurrir durante los períodos secos (Johnson, Hall y Arakawa, 1984).

Los hongos entomopatógenos como la mayoría de patógenos de plantas y vertebrados,

infectan sus huéspedes desde la cutícula externa. Este modo de infección es único y

característico de los hongos, en cambio otros organismos entomopatógenos incluido

bacterias, virus y microsporidios penetran vía intestinal. Tres fases han sido reconocidas

en la micosis de los insectos:

1. Adhesión y germinación de la espora en la cutícula del huésped

2. Penetración del tegumento por el tubo germinativo

3. Colonización del hongo dentro del cuerpo del insecto, terminando con la muerte

del huésped.

La morfología del proceso de infección ha sido estudiada comprensivamente, pero

mecanismos biofísicos y bioquímicos determinan la susceptibilidad o resistencia de un

artrópodo con un hongo potencialmente activo, sin embargo durante los últimos diez

años se ha puesto más énfasis en el estudio de la relación huésped-patógeno (Ignoffo,

1981).

Para el establecimiento de la micosis es necesario un contacto entre la espora y el

insecto, en caso de algunos entomopatógenos que producen esporas que vuelan en el

aire, el contacto es al azar y las oportunidades de infección dependen de las condiciones

climáticas.

Otras, las esporas móviles (zoosporas), buscan a sus huéspedes por una atracción

química al metabolismo de este (Cerenius y Soderhall, 1984).

Los artrópodos poseen un sistema inmunológico primitivo (inmunogranulina) que es

capaz de reaccionar a la entrada de un patógeno al interior de su cuerpo (Boucias y

13

Latge, 1986). En algunos casos, la relación interna del huésped puede ser fuerte para

eliminar el patógeno, muchos casos de recuperación han sido reportados en lepidópteros

(larvas), luego de la infección de un Hyphomycetes, indicando una fuerte reacción al

hongo (Fargues, 1981).

La epicutícula es el sitio de inicio de la interacción hongo-hospedero, la infección del

hongo al insecto básicamente tiene 3 fases o etapas:

Adhesión y penetración, una vez que la espora se adhiere al insecto, se abre para

producir el tubo germinativo con el que penetrará la cutícula (hifas), esporas

germinativas de algunos hongos entomopatógenos, como M anisopliae, B. Bassiana

producen células apresorias, en el interfaz tubo-epicutícula (Zaccharuck, 1970; Brobyn

& Wilding, 1977).

El apresorio posee un material mucilaginoso responsable de adherirse a la cutícula. La

fase de germinación ha sido reconocida como una etapa crítica en el establecimiento de

la infección y la determinación de la patogenicidad de la cepa (Milner 1982).

Dentro de los hongos entomopatógenos mas importantes se citan Beauveria bassiana,

Metarhizium anisopliae, Cordyceps ginesius, Lecanicillium lecani, entre otros.

La correcta germinación del hongo en el hospedero no es siempre sinónimo de

infección. Milner (1982), reportó que las conidias de Erynia neophidis eran capaces de

germinar en hospederos susceptibles y resistentes de Acythosiphon pisum, pero la

penetración fue inhibida en el áfido resistente. El arribo de los elementos del hongo

dentro del insecto depende de la habilidad de los tubos germinativos de penetrar la

epicutícula y la procutícula, que por su dureza es la mayor barrera para la infección

fungosa.

Para la colonización del hongo dentro del huésped, los artrópodos poseen un sistema

inmunológico primitivo (inmunoglobulinas), capaz de reaccionar o no a la entrada de un

patógeno al interior del cuerpo del insecto (Boucias y Latgé, 1986). En algunos casos, la

reacción interna del huésped puede ser fuerte para eliminar el patógeno (Fargues, 1981).

14

Mecanismos celulares de defensa han sido estudiadas (Gotz y Boman, 1985), el

fenómeno de la fagocitosis ha sido raramente descrito (Vey y Fargues, 1997), la mejor

respuesta celular del insecto es la encapsulación hemolítica de los elementos fungales,

seguido por el reconocimiento del hongo por la hemolinfa.

En la pared celular de los hongos entomopatógenos se encuentran lecitinas específicas

para carbohidratos que han sido encontrados en la sangre del insecto, la mayoría fueron

galactosa-específica (Renwrantz, 1983).

a. Beauveria bassiana

Es un hongo entomopatógeno que produce una toxina de alto peso molecular

llamada beauverin; sus esporas son ovales, tiene actividad proteolítica y es

soluble en agua. Alves (1986) informa que este hongo infecta cerca de 200

especies de insectos, se caracteriza por que los conidios pueden ser globosos,

subglobosos o elipsoidales formados en densos conidióforos. La germinación de

los conidios ocurre en un periodo de 12 horas después de la inoculación, el

hongo penetra frecuentemente vía tegumento debido a la acción mecánica y

enzimática que dura cerca de 12 horas, después de 72 horas el insecto esta

totalmente colonizado. Las condiciones favorables son 90% de humedad relativa

y temperaturas entre 23 a 28ºC, uno delos primeros ensayos de control

microbiano se realizó en 1893, sobre larvas de Lymantria monarca.

B. bassiana, fue registrada en 1999 como Mycontrol por la EPA en USA, para el

control de saltamontes, moscas blancas, trips, áfidos y muchos otros insectos

plaga. Este producto es estable por más de 12 meses almacenados a 25ºC

(Wraight, Jackson y Kock, 2001).

15

III. MATERIALES Y METODOS

3.1. UBICACIÓN

Esta investigación se realizó en campo de la Estación Experimental del Litoral Sur

“Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones

Agropecuarias INIAP, ubicada en el km. 26, al este de Guayaquil en la vía Durán –

Tambo, parroquia Virgen de Fátima, cantón Yaguachi, provincia del Guayas. Sus

coordenadas son 2º 15′ 15″latitud sur y 73° 38′ 40″ longitud occidental y a 17 msnm1/

,

con una pluviosidad de 1025 mm, temperatura media anual 26ºC y 83 % de humedad

relativa media anual 2/

.

3.2. FACTORES ESTUDIADOS

Los factores a estudiados fueron:

a. Trichoderma asperellum.

- Dosis.

-Frecuencias.

b. Beauveria bassiana.

- Dosis.

- Frecuencias.

3.3. ENSAYOS

3.3.1. Determinación de dosis y frecuencias de aplicación de T. asperellum para el

manejo de Complejo marchitez.

3.3.2. Determinación de dosis y frecuencias de aplicación de Beauveria bassiana para

el manejo de la mosca blanca.

--------

1/ Instituto Nacional de Meteorología e Hidrología (INAMI)

2/ Datos Meteorológicos del año 2006 obtenidos en INIAP, Estación Experimental Boliche

16

3.4. MANEJO DEL EXPERIMENTO

3.4.1. ENSAYO 1

a. Obtención de Trichoderma asperellum.

El antagonista evaluado fue T. asperellum procedente de Guayas con código G-008.

Este fue multiplicado masivamente en arroz esterilizado, para este propósito se inoculó

por cada 200 gramos de arroz 5 ml de la suspensión agua–hongo, se dejó en incubación

durante 10 días, después se procedió al secado en una incubadora, luego fue almacenado

en una refrigeradora para su posterior aplicación en el campo.

b. Frecuencias y dosis.

La frecuencia de aplicación fue al momento del transplante y 7 días después del

transplante.

Se evaluaron 3 dosis de T. asperellum cepa G-008, que fueron 15x106, 30x10

6 y 45x10

6

esporas/litro de agua.

c. Tratamientos

El número de tratamientos, dosis y frecuencias de aplicación se detallan a continuación:

No. Dosis Frecuencias de aplicación

1 Testigo absoluto Al momento de transplante

2 Testigo químico Al momento de transplante

3 Testigo biológico comercial (GP) Al momento de transplante

4 T. asperellum 15x106 esporas por litro Al momento de transplante



7 T. asperellum 15x106

esporas por litro 7 días después del transplante





17

d. Diseño y análisis de varianza.

Los datos fueron analizados con un diseño de bloques completamente al azar (DBCA)

con tres repeticiones. El esquema del análisis de varianza fue el siguiente:

Fuentes de variación GL

Total (tr-1) 26

Tratamientos (t-1) 8

Repeticiones (r-1) 2

Error Experimental (t-1)(r-1) 16

Para la comparación de las medias se usó la prueba de rangos múltiples de Duncan p= 0.05

e. Delineamiento Experimental (Ensayos 1 y 2)

Número de repeticiones 3

Número de tratamientos 9

Número de parcelas 27

Distancia entre repetición 1 m

Distancia entre hileras 0.90 m

Distancia entre plantas 0.50 m

Largo de parcela 10 m

Ancho de parcela 1.80 m

Área total de cada parcela 18 m2

Área útil de cada parcela 1.35 m2

Área total del ensayo 486 m2

Área útil 36.45 m2

f. Identificación del causal

Para identificar el o los agentes causales de marchitez se colectó muestras de tallos,

raíces y suelo de la rizósfera, los mismos que fueron llevadas al laboratorio de

Fitopatología de la E. E. del Litoral Sur, del INIAP para su respectivo aislamiento e

identificación.

18

La identificación de los causales presentes en tejidos vegetales se realizó mediante

observación directa, en muestras acondicionadas en cámara húmeda y aislamientos de

tejidos infectados. También se sembró suelo en medios de cultivo para aislar él o los

fitopatógenos.

La observación directa consistió en adherir un pedazo de cinta adhesiva transparente en

el tejido infectado y se puso en un portaobjeto al que previamente se colocó una gota de

ácido láctico. En el caso necesario se realizó una cámara húmeda con las muestras de

tejidos vegetales, que consistió en colocarlas en una funda plástica que contenía papel

absorbente humedecido con agua estéril y se dejó por 72 horas.

También se procedió a efectuar el aislamiento en medio de cultivo papa dextrosa agar

(PDA). Estas muestras fueron previamente desinfectadas con una solución de

hipoclorito de sodio al 1% y enjuagadas tres veces con agua destilada estéril para

eliminar residuos de cloro y evitar que afecten el normal crecimiento de los patógenos.

Para comprobación del antagonista, se aisló de las muestras de suelo, que consistió en

tomar un gramo y se depositó en 100 ml de agua destilada estéril, se diluyó hasta la -3 y

fue sembrado en medio de cultivo PDA.

g. Labores culturales

Se realizaron de acuerdo a las técnicas de manejo del cultivo.

Preparación del terreno

El terreno fue preparado con dos pases de arado y uno de rastra.

Riego

Se realizó un día antes del transplante y luego con frecuencia semanal o de acuerdo a

los requerimientos del cultivo.

Control de malezas

El control de malezas se realizó en base a las recomendaciones de la sección Malezas de

la EELS del INIAP.

19

Control de insectos–plagas

El control de insectos plaga se hizo en base a las evaluaciones para determinar los

umbrales de acción y de acuerdo a las recomendaciones de la sección Entomología de

la Estación.

Fertilización de suelo

La fertilización se realizó en base al análisis de suelo y de acuerdo a las

recomendaciones del Departamento de Manejo de Suelos y Aguas (DMSA).

3.4.2. ENSAYO 2

a. Obtención de Beauveria bassiana

B. bassiana fue suministrada por DNPV-Fitopatología de la EELS del INIAP, ésta se

multiplicó masivamente en arroz esterilizado, para este propósito se inoculó por cada

200 gramos de arroz 5 ml de la suspensión agua–hongo, se dejó en incubación durante

10 días, después se procedió al secado en una incubadora, luego fue almacenada en una

refrigeradora para su posterior aplicación en el campo.

b. Dosis y Frecuencias.

Se evaluaron 2 dosis de Beauveria bassiana que fueron 1x106 esporas/ mililitro y

10x106

esporas/ mililitro.

La frecuencia de aplicación fue a los 5, 10 y 15 días después del transplante.

c. Tratamientos

El estudio constó de 9 tratamientos, en el que se incluyen tres testigos: un químico, un

biológico comercial y un absoluto, dos dosis y frecuencia de aplicación de B. bassiana,

los mismos que se detallan a continuación:

20

No. Dosis de aplicación Frecuencia de aplicación

1 Testigo absoluto Sin aplicación

2 Testigo químico Acetamiprid

3 Testigo biológico comercial De acuerdo a la presencia del insecto.

4 B. bassiana 1x106 5 días después del transplante

5 B. bassiana 10 x106 5 días después del transplante





d. Diseño y análisis de varianza.

Los datos fueron analizados en un diseño de bloques completamente al azar (DBCA)

con tres repeticiones. El esquema del análisis de varianza fue el siguiente:

Fuentes de variación GL

Total (t*r) -1 26

Tratamientos (tr-1) 8

Repeticiones (r-1) 2

Error Experimental (t-1)(r-1) 16

Para la comparación de las medias se usó la prueba de rangos múltiples de Duncan p= 0.05

e. Labores culturales

Se hicieron las mismas labores culturales que en el ensayo uno a excepción del control

de insectos plaga.

21

3.5 VARIABLES REGISTRADAS

3.5.1. ENSAYO 1

a. Microorganismos causales de la marchitez

Se registró cada uno de los fitopatógenos encontrados en los muestreos, los datos se

transformaron a porcentaje.

b. Incidencia y severidad de fitopatógenos

Se evaluó la incidencia y severidad de la enfermedad, la primera consistió en registrar el

número de plantas marchitas, mientras que para la severidad se usó la escala de Kempe y

Sequeira (1983), citada por Hernández y Bustamante (2001) de 0 a 4, donde: 0= planta sin

síntomas, 1= 0- 25% en promedio de la planta con marchitez, 2 = 26 – 50% de planta con

marchitez, 3= 51 – 75% y 4= 76 – 100% de plantas con marchitez.

c. Rendimiento

En cada tratamiento se pesó el rendimiento de cada planta y se expresó en gramos/planta.

Los datos fueron transformados a kg/ha-1

.

d. Estimativo económico de los tratamientos

Se realizó un estimativo económico de los tratamientos de acuerdo a la metodología del

CIMMYT (1988).

3.5.2 ENSAYO 2

a. Número de insectos por planta

Se evaluó el número de insectos, adultos por planta usando la escala propuesta por la (Ciba

Geigy, 1981).

22

Para adultos se estimará sobre 50 hojas por tratamiento, en el tercio superior y para

ninfas 50 hojas por parcela en el tercio medio de las plantas con una escala de 0 a 3

donde:

0 = sin infestación

1 = 1 – 5 individuos

2 = 6 – 10 individuos

3 = > de 10 individuos.

b. Dinámica poblacional de mosca blanca

La dinámica poblacional se hizo en base a los datos meteorológicos de la estación.

c. Rendimiento

Encada tratamiento se pesó el número de frutos de cada planta y se expresó en Kg/planta.

Los datos fueron transformados a kg/ha-1

.

d. Estimativo económico de los tratamientos

Se realizó un estimativo económico de los tratamientos de acuerdo a la metodología del

CIMMYT (1988).

23

IV. RESULTADOS

4.1 ENSAYO 1

a. Microorganismos causales de la marchitez

En el Cuadro 1se observa el porcentaje promedio del hongo Fusarium sp. aislado en

muestra de tejido de plantas marchitas. El mayor valor fue en el tratamiento que contenía

T. asperellum 45x106

esporas por litro 7 días después del transplante (ddt) (9) con

7,40%, seguido del tratamiento T. asperellum 45x106 esporas por litro al momento del

transplante (at) (6) con 7,36% y fueron estadísticamente iguales entre sí. Los

tratamientos Testigo convencional (3) y T. asperellum 15x106

esporas por litro (7)

ambos con1,83% fueron iguales entre sí. En los demás tratamientos no se observó

presencia de este patógeno.

Cuadro 1. Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos

Repeticiones Σ X

1/

I II III

1 Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d

2 Testigo químico (Captan) 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d

3 Testigo Biológico comercial (GP) 0,00 0,00 5,50 5,50 1,83 c

4 T. asperellum 15x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d

5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d

6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 0,00 5,50 16,60 22,10 7,36 a


esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 5,50 5,50 1,83 c


esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d


esporas/L 7 ddt 0,00 11,10 11,10 22,20 7,40 a

Promedio general 2,05

C.V. 3,30% 1/

Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de

rangos múltiples de Duncan P=0.05

at = al transplante

ddt = días después del transplante

En cuanto a Rhizoctonia sp. aislado de tejido, el mayor porcentaje se presentó en el

tratamiento 7 que consistió en aplicar T. asperellum 15x106

esporas por litro al

momento del transplante con 17,46seguido de los tratamientos T. asperellum 30x106

esporas por litro (at) (5), T. asperellum 30x106

esporas por litro (7ddt) (8) y T.

24

asperellum 45x106

esporas por litro (7ddt) (9) todos con 1,83%, estadísticamente

iguales entre sí. En los tratamientos testigos absoluto, químico y convencional (1, 2 y

3), así como los tratamientos T. asperellum 15x106 esporas por litro (at) (4) y T.

asperellum 45x106 esporas por litro (at) (6) no se observó presencia de este patógeno

(Cuadro 2).

Cuadro 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos Repeticiones Σ X1/

I II III

1. Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c

2 Testigo químico (Captan) 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c


4T. asperellum 15x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c

5T. asperellum 30x106 esporas/L at 0,00 0,00 5,50 5,50 1,83 b


7T. asperellum 15x106

esporas/L 7 ddt 5,50 33,30 5,50 44,30 14,76 a


esporas/L 7 ddt 0,00 5,50 0,00 5,50 1,83 b


esporas/L 7 ddt 0,00 5,50 0,00 5,50 1,83 b


C.V. 4,34% 1/



at = al transplante


En el Cuadro 3 se observan los porcentajes promedios de aislamiento del hongo

Sclerotium rolfsii en tejido y suelo de plantas marchitas. En tejido los valores mas altos lo

registraron los tratamientos Testigo químico con 53,67 %, diferente de los demás

tratamientos, seguido por T. asperellum30x106 esporas por litro (at) con 47,83 %,

tratamiento 3 testigo convencional con 44,37 % estadísticamente iguales entre si;

tratamiento 9, T. asperellum45x106

esporas por litro con 35,13 %, los mismos que

presentan diferencias estadísticas entre sí. El menor porcentaje de crecimiento lo

presento el tratamiento T. asperellum15x106

esporas por litro con 9,23%, diferente de

los demás tratamientos.

En cuanto a los porcentajes promedios de S. rolfsii aislado de suelo, el tratamiento

químico tuvo el mayor valor con 8,4% fue diferente a los demás tratamientos, los

25

tratamientos5, 8 y 9 con 2,11;1,43 y 2,59% en su orden fueron iguales estadísticamente

entre sí.

Cuadro 3. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de tejido y suelo. INIAP-

EELS, 2010.

Tratamientos Tejido1/

Suelo1/

1 Testigo absoluto 22,20 de 0,00 d

2 Testigo químico (Captan) 53,67 a 8,40 a

3 Testigo Biológico comercial (GP) 44,37 ab 2,74 bc

4T. asperellum 15x106 esporas/L at 25,90 cd 5,97 b

5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 47,83 ab 2,11 c

6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 20,33 ef 3,36 bc


esporas/L 7 ddt 9,23 f 3,19 bc


esporas/L 7 ddt 33,30 bc 1,43 c


esporas/L 7 ddt 35,13 abc 2,59 c

Promedio general 32,44 3,31

C.V. 21,30% 26,54%

1/ Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de


at = al transplante


En el Cuadro 4 se muestran los porcentajes promedio de la bacteria Ralstonia

solanacearum aislada de suelo de la rizósfera de plantas marchitas. En el tratamiento

químico se obtuvo el promedio mas alto con 5,18% y fue diferente de los demás

tratamientos; seguido del testigo absoluto con1,30%; en los demás tratamientos fueron

iguales estadísticamente entre si y no se observó la presencia de esta bacteria.

En el Cuadro 5 se presentan los porcentajes promedios de Trichoderma asperellum

aislado en tejido y suelo. En tejido, el mayor porcentaje fue en el tratamiento 6, T.

asperellum 45x106 esporas por litro al momento del transplante con 24 %

estadísticamente diferente a los demás tratamientos; seguido por el tratamiento 1,

testigo absoluto 14,8%. Los valores mas bajos se presentaron en los tratamientos 3 y 4

ambos con 3,70% iguales entre sí; en los tratamientos testigo químico, T.

asperellum15x106

esporas por litro 7ddt y T. asperellum30x106

esporas por litro 7ddt

todos con 0% iguales estadísticamente entre sí.

26

Cuadro 4. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de suelo. INIAP-

EELS, 2010.

Tratamientos

Repeticiones

Σ X1/ I II III

1 Testigo absoluto 1,40 1,25 1,25 3,90 1,30 b

2 Testigo químico (Captan) 4,57 3,00 8,00 15,6 5,18 a






esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c


esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c


esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c

Promedio general

0,72

C.V. 13,89% 1/


rangos múltiples de Duncan P=0.05 at = al transplante


En el mismo Cuadro 5, los porcentajes más altos de T. asperellum aislado de suelo , fue

en el tratamiento con 47,03 y fue diferente de los demás tratamientos; seguido de los

tratamientos 5, T. asperellum30x106 esporas por litro al momento del transplante con

27.56% y 4, T. asperellum 15x106 esporas por litro al momento del transplante con

25.34% iguales entre sí.

Cuadro 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de tejido y suelo.

INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos Tejido1/

Suelo1/

1 Testigo absoluto 14,8 b 13,51 d

2 Testigo químico (Captan) 0,00 f 7,10 e

3 Testigo Biológico comercial (GP) 3,70 e 0,61 f

4 T. asperellum 15x106 esporas/L at 3,70 e 25,34 b

5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 12,93 c 27,56 b

6T. asperellum 45x106 esporas/L at 24,00 a 47,03 a


esporas/L 7 ddt 0,00 f 17,08 cd


esporas/L 7 ddt 0,00 f 20,62 c


esporas/L 7 ddt 9,23 d 7,84 e

Promedio general 7,60 18,53

C.V. 5,00% 13,08% 1/



at = al transplante


27

b. Incidencia y severidad de fitopatógenos

En el Cuadro 6se observan los porcentajes promedio de incidencia y severidad de plantas

con marchitez en cada uno de los tratamientos con dosis y frecuencias de aplicación de

Trichoderma asperellum. El tratamiento 9 que contenía T. asperellum 45x106 esporas por

litro aplicado 7 días después del transplante tuvo 0.87% de plantas marchitas y fue

diferente a los demás tratamientos; seguido por el tratamiento 4 con 3,35% diferente de

los demás. El valor más alto se observó en el testigo absoluto con 14,54% de plantas

afectadas.

En cuanto a severidad los tratamientos 7 y 6 tuvieron los menores valores con 1,16 y

1,72% en su orden e iguales entre sí; el mayor porcentaje fue en el tratamiento 4 con

7,44 diferente de los demás tratamientos, seguido de los testigos químico y biológico

comercial con 5,83 y 5,61% respectivamente e iguales estadísticamente entre si.

Cuadro 6. Incidencia y severidad de plantas con marchitez. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos Marchitez Severidad

X1/

X1/

1 Testigo absoluto 14,54 a 0,88 f

2 Testigo químico (Captan) 7,33 d 5,83 b

3 Testigo Biológico comercial (GP) 9,96 b 5,61 b

4 T. asperellum 15x106 esporas/L at 3,35 f 7,44 a

5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 5,89 e 3,55 d

6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 6,38 e 1,72 e


esporas/L 7 ddt 6,12 e 1,16 e


esporas/L 7 ddt 8,43 c 4,5 c


esporas/L 7 ddt 0,87 g 2,05 e


3,64

C.V. 10,68%

14,53%



at = al transplante


28

c. Rendimiento

En el Cuadro 7 se observan los rendimientos expresados en kg ha-1

. El tratamientos 6

tuvo el mayor rendimiento con 5307 kg ha-1

seguido del tratamiento 1 con 5039,23kg ha1

siendo estadísticamente iguales. El menor rendimiento fue en el tratamiento 8, T.

asperellum 30x106 aplicado 7 días después del transplante con 3403,44 kg ha

-1.

Cuadro 7. Rendimiento promedio de Pimiento (kg/Ha) en el ensayo de eficacia de T.

asperellum sobre complejo de marchitez. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos Rendimiento

1 Testigo absoluto 5039,23 ab

2 Testigo químico (Captan) 5346,53 a

3 Testigo Biológico comercial (GP) 4244,73 abcd

4T. asperellum 15x106 esporas/L at 4128,16 abcd

5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 4295,58 abcd

6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 5307,47 a


esporas/L 7 ddt 4639,83 abc


esporas/L 7 ddt 3403,44 d


esporas/L 7 ddt 3520,68 cd


C.V. 25,50%



at = al transplante


d. Análisis económico de los tratamientos

En el Cuadro 8 se observa el estimativo económico en cada uno de los tratamientos, el precio

de campo fue $ 0,15 por kilogramo de fruto a nivel de finca. También se detallan los costos

que varían, los tratamientos de mayor costo fueron el 3, 9 y 6 con $50 cada uno. El mayor

beneficio neto fue en el tratamiento químico con $932,28. En este estudio debido a los bajos

rendimientos no se pudo obtener una tasa interna de retorno aceptable para el productor.

29

Cuadro 8. Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de T. asperellum. E.E.L.S. 2010

VARIABLES 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Rendimiento bruto Kg/ha 5039,23 5346,53 4244,73 4128,16 4295,58 5307,47 4639,83 3403,44 3520,68

Rendimiento neto Kg/ha 4484,91 4811,88 3608,02 3508,94 3651,24 4511,35 3943,86 2892,92 2992,58

Precio de campo 0,20

Beneficio bruto de campo 896,98 962,38 721,60 701,79 730,25 902,27 788,77 578,58 598,52

Costos que varían

Fungicidas

Trichoderma$10Kg 0,00 0,00 0,00 10,00 20,00 30,00 10,00 20,00 30,00

Captan 10,00

Biológico comercial G.P 30,00

Aplicación jornal 0,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00

Alquiler de equipo 0,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00

Total Costos que Varían 0,00 30,00 50,00 30,00 40,00 50,00 30,00 40,00 50,00

Beneficio neto 896,98 932,38 671,60 671,79 690,25 852,27 758,77 538,58 548,52

30

4.2 ENSAYO 2

a. Número de insectos por planta

En el Cuadro 9 se observan los promedios generales del número de mosca blanca por

planta. El mayor promedio se presentó en el tratamiento 8, que contenía B. bassiana1x106

aplicado 15 días después del transplante con 0,36 siendo estadísticamente diferente a los

demás, seguido de los tratamientos 5 y 7, con 0,28 y 0,26 en su orden. El tratamiento 6

tuvo el valor más bajo 0,17 moscas por planta y fue diferente a los demás.

Cuadro 9. Promedio general de presencia de Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos Repeticiones

Σ X1/ I II III

1 Testigo absoluto 0,30 0,18 0,15 0,63 0,20 bc

2 Testigo químico (Acetamiprid) 0,18 0,18 0,33 0,68 0,22 bc

3 Testigo biológico comercial (Neem X) 0,33 0,15 0,25 0,73 0,24 bc

4B. bassiana 1x106

5ddt 0,20 0,15 0,33 0,68 0,22 bc

5 B. bassiana 10 x106

5ddt 0,20 0,25 0,40 0,85 0,28 b

6 B. bassiana 1x106 10ddt 0,13 0,18 0,23 0,53 0,17 c

7 B. bassiana 10x106

10ddt 0,28 0,23 0,30 0,80 0,26 b

8 B. bassiana 1x106 15ddt 0,25 0,33 0,53 1,10 0,36 a

9 B. bassiana 10x106 15ddt 0,20 0,23 0,18 0,60 0,20bc


C.V. 30,84% 1/




b. Dinámica poblacional de mosca blanca

Debido a la poca presencia de B. tabaci se acudió a los registros climatológicos de la

estación, los que se describen en la Figura 1 A y B. En la primera se muestran las barras

de las temperatura y humedad relativa mínimas y máximas durante 15 semanas de

evaluación. La temperatura mínima fluctuó entre 19,6 y 21,4ºC y la máxima entre 26,6 y

30,7ºC; la humedad relativa mínima 50,1 y 59,6% y la máxima entre 82,9 y 88,4%;en la

Figura 1B las poblaciones promedio de B. tabaci, éstas, fueron menos de un individuo por

planta, lo que no permitió cuantificar el efecto de B. bassiana sobre este insecto.

31

Figura 1. Datos de temperatura (ºC) y Humedad relativa (%) (A), población promedio de

B. tabaci (B), en el ensayo de eficacia de B. bassiana sobre Bemisia tabaci.

INIAP-EELS, 2010

c. Rendimiento

En el Cuadro 10 se observan los rendimientos promedio en kg ha-1

, hubo diferencias

estadísticas, el tratamiento de mayor rendimiento fue B. bassiana10x106

10ddt con

14049,64 kg ha-1

seguido de el tratamiento 6, B. bassiana1x106

10ddt con 13268,53 kg

ha-1

estadísticamente iguales. Por otra parte, el tratamiento que obtuvo el menor

rendimiento fue el testigo absoluto con 8077,80 kg ha-1

.

32

Cuadro 10. Rendimiento promedio de pimiento kg ha-1

en el ensayo de eficacia de B.

bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos Promedio1/

1 Testigo absoluto 8077,80 f

2 Testigo químico (Acetamiprid) 8221,19 f

3 Testigo biológico comercial (Neem X) 10326,24 cd

4 B. bassiana 1x106 5 ddt 10734,49 c


5 ddt 9743,85 de

6 B. bassiana 1x106

10 ddt 13268,53 ab


10 ddt 14049,64 a

8 B. bassiana 1x106

15 ddt 12970,53 b

9 B. bassiana 10x106 15 ddt 8890,66 ef


C.V. 8,36% 1/




d. Análisis económico de los tratamientos

En el Cuadro 11 se observan los rendimientos brutos y ajustado al 15% en cada uno de los

tratamientos, el precio de campo fue $ 0,15 por kilogramo de fruto a nivel de finca. También

se detallan los costos que varían, el tratamiento de mayor costo fue el 5 (B. bassiana10 x106

aplicado 5 días después del transplante) con $80; y los de menor costo fueron los

tratamientos4 (B. bassiana 1x106 aplicado 5 días después del transplante), 6 (B.

bassiana1x106

aplicado 10 días después del transplante) y 8 (B. bassiana1x106

aplicado 15 días después del transplante) con $32.

En el Cuadro 12 se muestra el análisis marginal de beneficios netos, costos y el

porcentaje tasa interna de retorno (TIR). El tratamiento 3 (Testigo biológico comercial)

tuvo una TIR de 1278,78 %; seguido de los tratamientos 4 (B. bassiana 1x106

aplicado 5 días después del transplante) y el 6 (B. bassiana1x106

aplicado 10 días

después del transplante) que tuvieron 1199,63 % y 915,21 % respectivamente

33

Cuadro 11. Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana. E.E.L.S. 2010

VARIABLES 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Rendimiento bruto Kg/ha 8077,8 8221,19 10326,24 10734,49 9743,85 13268,53 14049,64 12970,53 8890,66

Rendimiento neto Kg/ha 6866,13 6988,01 8777,30 9124,32 8282,27 11278,25 11942,19 11024,95 7557,06

Precio de campo 0,1

Beneficio bruto de campo 686,61 698,80 877,73 912,43 828,23 1127,83 1194,22 1102,49 755,71

Costos que varían

Fungicidas

Beauveria$10Kg 0 0 0 2 20 2 20 2 20

Acetamiprid 20

neem x 30 30

Aplicación jornal 0 20 20 20 20 20 20 20 20

Alquiler de equipo 0 10 10 10 10 10 10 10 10

Total Costos que Varían 0 50 60 32 80 32 50 32 50

Beneficio neto 686,61 648,80 817,73 880,43 748,23 1095,82 1144,22 1070,49 705,72

34

Cuadro 12. Análisis marginal de los tratamientos en el ensayo de eficacia de B. bassiana

sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010.

Tratamientos

Costos que

varían Beneficios netos TIR (%)

($/ha) ($/ha)

1 Testigo absoluto 0 686,61

2 Testigo químico (Acetamiprid) 32 880,43

3 Testigo biológico comercial (Neem X) 32 1095,82 1278,79

4 B. bassiana 1x106 5ddt 32 1070,49 1199,63


5ddt 50 648,80

6 B. bassiana 1x106

10ddt 50 1144,22 915,21


10ddt 50 705,71

8 B. bassiana 1x106

15ddt 60 817,73

9 B. bassiana 10x106 15ddt 80 748,23


35

V. DISCUSIÒN

En el estudio de eficacia de T. asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento se

identificó a Fusarium sp., Rhizoctonia sp. S. rofsii, y R. solanacearum,

microorganismos que coinciden con los causales de la marchitez de tomate reportados

por Cevallos (2010).

La presencia de Rhizoctonia sp. en el tratamiento de T. asperellum antes del transplante

y en dosis de 45x106 no influenció en el rendimiento posiblemente a la baja severidad

de la enfermedad y por otra parte, a los altos porcentajes de Trichoderma aislado tanto

de suelo como de tejido.

En cuanto a S. rolfsii aislado de tejidos de plantas marchitas tuvo más de 20% en todos

los tratamiento excepto en el tratamiento a base de T. asperellum aplicado 7 días

después del transplante y en dosis de 15 millones de esporas por litro de agua. En

muestras de suelo no estuvo presente en el testigo absoluto, lo que posiblemente influyo

en el rendimiento de este tratamiento.

De acuerdo a la presencia de Trichoderma en el tratamiento testigo demuestra que este

biocontrolador esta en forma nativa en el suelo, información que se relaciona con

Reyes et al (2002) quienes mencionan que T. harzianum es eficiente contra S. rolfsii,

Rhizoctonia solani entre otros y que las plantas de tomate fueron tratadas con este

microorganismo no presentaron síntomas con relación a las parcelas testigo.

Los bajos rendimientos en todos los tratamientos posiblemente esté relacionado con la

marchitez ocasionada por otros microorganismos que no fueron objetos de estudio y

entre ellos los nematodos.

En el estudio de eficacia de B. bassiana, la presencia de B. tabaci las poblaciones

fueron bajas, posiblemente debido a las condiciones de temperatura, aunque un estudio

efectuado en Costa Rica por Arias e Hilje (1993) demuestran que no existe relación

entre el número de adultos y la temperatura; por otra parte estos autores mencionan que

la mayor actividad de vuelo del insecto está entre 6:30 a 8:30 y entre las 15:30 a 17:30

36

con una notoria reducción entre las 10:30 a 13:30 lo que podría estar relacionada con los

resultados de esta investigación ya que las evaluaciones siempre se realizaron entre las

9:00 a 12:00. Por otra parte, el estudio de Jovel et al (2000) observaron que el máximo

de adultos posados sobre plantas de tomate se observó a las 8:00 después de lo cual

hubo una declinación progresiva hasta cerca del mediodía, seguido por un leve

incremento durante la tarde y un decrecimiento final.

Si bien no se cuantificó el porcentaje de mortalidad del insecto posiblemente se deba al

comportamiento del insecto en cuanto al movimiento diario y aquellos que se infectaron

por las aplicaciones del hongo murieron en otro lugar en el que no se evaluaba, por otra

parte, podría deberse a que el hongo retardó el tiempo de eclosión de las ninfas como lo

reportan Ramos et al (2000), ellos indican que en tres periodos de aplicación de B.

bassiana en condiciones de laboratorio la eclosión de las ninfas se retardaron 8 días

después de la aplicación.

Los promedios generales de adultos por planta variaron entre 0,17 a 0,36, resultados

similares se observaron en Costa Rica por Cubillo, Sanabria e Hilje (1999), quienes

reportaron que aún con bajas densidades de mosca blanca (0,3 adultos por planta)

pueden causar el 100% de plantas infectadas por virus.

Las dosis de B. bassiana de 1 x 106y 1 x 10

8esporas por litro aplicado 10 días después

del transplante, tuvieron los mejores rendimientos y una densidad de 0,26 y 0,17

adultos de B. tabaci por planta, no se observaron otros insectos en el cultivo lo que

posiblemente este relacionado con las aplicaciones oportunas de este hongo

entomopatógeno. Estos resultados se relacionan con el estudio Orozco-Santos et al

(2000) en melón, quienes reportan que en parcelas testigos los daños fueron del 100%

en los testigo sin aplicación con respecto a las plantas tratadas con una formulación

comercial de B. bassiana.

37

VI. CONCLUSIONES

En base a los resultados se concluye que en estudio de eficacia de Trichoderma asperellum

los causales de la marchitez aislados de suelo y tejido fueron Fusarium sp, Rhizoctonia sp,

Sclerotium rolfsii y Ralstonia solanacearum.

La mayor presencia del hongo Fusarium sp. se observó en el tratamiento T. asperellum

45x106

esporas/L aplicado al momento del transplante con 7,36%.

El hongo Rhizoctonia sp. tuvo el mayor promedio en el tratamiento T. asperellum 15x106

esporas/L aplicado 7 días después del transplante con 17,76% en muestra de tejido.

El mayor porcentaje de Sclerotium rolfsii aislado en tejido y suelo fue en el tratamiento

químico con 53,67 y 8,40 respectivamente.

El tratamiento T. asperellum 45x106

esporas/L aplicado al momento del transplante

tuvo el mayor porcentaje de crecimiento de T. asperellum en tejido y suelo con 24 y

45,03% en su orden.

La bacteria Ralstonia solanacearum solamente se aisló en los testigos absoluto y

químico con 1,30 y 5,8% en su orden.

El tratamiento testigo absoluto presentó la mayor incidencia de plantas marchitas con

14,54% y la severidad fue 0,88 %, la menor incidencia fue en el tratamiento T.

Asperellum 45x106

esporas/L aplicado 7 días después del transplante con 0,87%. La

mayor severidad de daño se presentó en el tratamiento T. Asperellum 15x106

esporas/L

aplicado al momento del transplante con 7,44%.

En el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo de B.

tabaci la densidad poblacional de mosca blanca fue baja.

Los mejores rendimientos se dieron en los tratamientos B. bassiana aplicado 10 días

después del transplante en dosis de uno y diez millones de esporas con un promedio de

14 y 13TM en su orden.

38

VII. RECOMENDACIONES

De acuerdo a los resultados se recomienda:

Realizar estudios frecuencias y dosis de T. asperellum y B. bassiana en otras épocas de

siembra y otros climas para comprobar su efectividad.

Efectuar estudios de patogenicidad de otros hongos entomopatógenos y antagonistas para

el control de fitopatógenos e insectos plaga.

Capacitar a productores sobre el uso de agentes de biocontrol para evitar el uso

indiscriminado de pesticidas de síntesis químico.

39

VIII. RESUMEN

El cultivo de pimiento (Capsicum annum L.), es afectado por diversos fitopatógenos

causantes del complejo marchitez e insectos plaga, entre ellos mosca blanca Bemisia

tabaci, vector de algunos virus por ejemplo los Geminivirus.

Los objetivos específicos fueron: 1) Determinar dosis y frecuencias de aplicación de T.

asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento, y 2) Determinar dosis y

frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo de Bemisia tabaci.

La investigación se realizó en la época seca del 2010 en la Estación Experimental del

Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del INIAP.

Para la eficacia de T. asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento se evaluaron

tres dosis y dos frecuencias de aplicación, se incluyó un testigo químico, un biológico

comercial y un absoluto; se registraron datos de incidencia, severidad y de los causales

de la marchitez.

Para el manejo de B. tabaci se evaluaron dos dosis del hongo entomopatógeno B.

bassiana aplicado cada 5, 10 y 15 días. Se contabilizó el número de insectos por planta

y relacionó con la temperatura y humedad relativa.

En ambos estudios se utilizó un diseño de bloques completamente al azar con tres

repeticiones y para la comparación de las medias se utilizó la prueba de rangos

múltiples de Duncan p = 0.05.

Los causales de la marchitez del pimiento fueron: Fusarium sp., Rhizoctonia sp.,

Sclerotium rolfsii y Ralstonia solanacearum.

La dosis 30x106 esporas/ L aplicado al momento y siete días después del transplante

sólo se observó S. rolfsii en los aislamientos de tejido y suelo en todos los tratamientos,

excepto en suelo del testigo absoluto; R. solanacearum solamente se aisló en los

testigos absoluto y químico. La menor severidad fue en el tratamiento T. Asperellum

45x106

esporas/L aplicado 7 días después del transplante.

40

En el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo de B.

tabaci, la dosis 1x106 de B. bassiana aplicado diez días después del transplante mostró

la menor presencia de mosca blanca por planta. Los mejores rendimientos se dieron en

los tratamientos B. bassiana aplicado 10 días después del transplante en dosis de uno y

diez millones de esporas con un promedio de 14 y 13TM en su orden. La mejor tasa

interna de retorno fue en los tratamientos Neem X seguido de B. bassiana 5 días

después de la siembra.

41

IX. SUMMARY

The bell pepper crop (Capsicum annum L.), is affected by different plant pathogens that

cause wilt complex and insects, including whitefly Bemisia tabaci, a virus vector e.g.

Geminivirus.

The specific objectives were: 1) to determine doses and frequencies of application of T.

asperellum over the wilt complex on bell pepper, and 2) to determine doses and

frequencies of application of B. bassiana for the management of Bemisia tabaci.

The research was conducted during 2010 dry season at the Experimental Station of the

southern coast "Dr. Enrique Ampuero Pareja" of INIAP.

For the effectiveness of T. asperellum over the bell pepper wilt complex, three doses

and two frequencies of application were evaluated, a chemical, a biological commercial

and an absolute witness were included; severity, incidence, wilt causes data were

registered.

For the B. tabaci management two doses of the entomopathogenic fungi were applied;

B. bassiana applied every 5, 10 and 15 days. The number of insects, was recorded by

plant and associated with temperature and relative humidity.

Both studies used a completely randomly block design with three replicates and Duncan

multiple range test (p = 0.05) was used for the averages comparison.

Bell pepper wilt was caused by: Fusarium sp., Rhizoctonia sp., Sclerotium rolfsii and

Ralstonia solanacearum.

The 30x106

spores / L dose applied at the time and seven days after transplanting S.

rolfsii was observed on tissue and dirt samples in all treatments, except at the absolute

witness; R. solanacearum was only isolated in absolute and chemical witnesses. The

lower severity was observed in the T. Asperellum 45x106 spores/L applied 7 days after

transplantation treatment.

42

In the study of doses and frequencies of application of B. bassiana for B. tabaci

management, B. bassiana 1x106

dose applied ten days after the transplant showed less

presence of whitefly by plant. The best yields were given on B. bassiana applied 10

days after transplantation at a dose of one to ten million spores with an average of 14

and 13 MT in that order. The best internal rate of return was in treatment Neem X

followed by B. bassiana 5 days after sowing.

43

X. BIBLIOGRAFÍA CITADA

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49

IX. ANEXOS

Anexo 1. Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d

2 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d

3 1,00 1,00 2,55 4,55 1,51 c

4 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d

5 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d

6 1,00 2,55 4,20 7,74 2,58 b

7 1,00 1,00 2,55 4,55 1,51 c

8 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d

9 1,00 3,48 3,48 7,96 2,65 a

A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E

Degrees of Sum of

Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob

------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.00 0.000 0.03 0.9678

TRAT 8 11.25 1.406 593.25 0.0000

Error 16 0.04 0.002

Non-additivity 1 0.00 0.000 0.09

Residual 15 0.04 0.003

------------------------------------------------------------------------

Total 26 11.28

------------------------------------------------------------------------

Grand Mean= 1.474 Grand Sum= 39.810 Total Count= 27

Coefficient of Variation= 3.30%

Duncan's Multiple Range Test

LSD value = 0.04469

s_ = 0.01491 at alpha = 0.050

x

Original Order Ranked Order

Mean 1 = 1.000 D Mean 9 = 2.653 A

Mean 2 = 1.000 D Mean 6 = 2.583 B

Mean 3 = 1.517 C Mean 3 = 1.517 C

Mean 4 = 1.000 D Mean 7 = 1.517 C

Mean 5 = 1.000 D Mean 4 = 1.000 D

Mean 6 = 2.583 B Mean 2 = 1.000 D

Mean 7 = 1.517 C Mean 1 = 1.000 D

Mean 8 = 1.000 D Mean 8 = 1.000 D

Mean 9 = 2.653 A Mean 5 = 1.000 D

50

Anexo 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

2 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

3 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

4 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

5 1,00 1,00 2,55 4,55 1,51 b

6 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

7 2,55 5,86 2,55 10,96 3,65 a

8 1,00 2,55 1,00 4,55 1,51 b

9 1,00 2,55 1,00 4,55 1,51 b


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.00 0.002 0.52 0.6032

TRAT 8 17.63 2.204 543.94 0.0000

Error 16 0.06 0.004

Non-additivity 1 0.05 0.050 50.09 0.0000

Residual 15 0.01 0.001

------------------------------------------------------------------------

Total 26 17.70

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.06320

s_ = 0.02108 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 1.000 C Mean 7 = 3.653 A

Mean 2 = 1.000 C Mean 8 = 1.517 B

Mean 3 = 1.000 C Mean 5 = 1.517 B

Mean 4 = 1.000 C Mean 9 = 1.517 B

Mean 5 = 1.517 B Mean 2 = 1.000 C

Mean 6 = 1.000 C Mean 6 = 1.000 C

Mean 7 = 3.653 A Mean 3 = 1.000 C

Mean 8 = 1.517 B Mean 4 = 1.000 C

Mean 9 = 1.517 B Mean 1 = 1.000 C

51

Anexo 3. Porcentaje promedio de Sclerotium Rolfsii aislado de tejido. INIAP-EELS,

2010.

TRAT REPETICIONES

Σ X1/ I II III

1 4,20 6,74 1,00 11,93 3,97 de

2 7,52 7,14 6,24 20,90 6,96 a

3 6,31 8,22 5,36 19,89 6,62 ab

4 3,48 7,52 3,48 14,47 4,82 cd

5 7,52 9,77 3,48 20,76 6,92 ab

6 1,00 1,00 8,22 10,22 3,40 ef

7 2,55 1,00 4,82 8,37 2,78 f

8 7,14 4,20 5,86 17,19 5,73 bc

9 5,36 7,52 4,82 17,69 5,89 abc


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 3.62 1.810 1.45 0.2630

TRAT 8 58.64 7.331 5.89 0.0013

Error 16 19.92 1.245

Non-additivity 1 4.29 4.287 4.11 0.0607

Residual 15 15.64 1.042

------------------------------------------------------------------------

Total 26 82.19

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 1.115

s_ = 0.3719 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 3.980 DE Mean 2 = 6.967 A

Mean 2 = 6.967 A Mean 5 = 6.923 AB

Mean 3 = 6.630 AB Mean 3 = 6.630 AB

Mean 4 = 4.827 CD Mean 9 = 5.900 ABC

Mean 5 = 6.923 AB Mean 8 = 5.733 BC

Mean 6 = 3.407 EF Mean 4 = 4.827 CD

Mean 7 = 2.790 F Mean 1 = 3.980 DE

Mean 8 = 5.733 BC Mean 6 = 3.407 EF

Mean 9 = 5.900 ABC Mean 7 = 2.790 F

52

Anexo4. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de suelo. INIAP-EELS,

2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d

2 3,43 1,39 3,81 8,63 2,87 a

3 1,00 1,95 2,54 5,49 1,82 bc

4 1,39 1,39 4,13 6,91 2,30 b

5 1,00 1,00 2,71 4,71 1,56 c

6 1,49 1,00 3,14 5,63 1,87 bc

7 2,01 2,57 1,39 5,97 1,98 bc

8 1,39 2,09 1,00 4,48 1,49 c

9 2,81 1,00 1,39 5,19 1,73 c


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.07 0.037 0.15 0.8595

TRAT 8 6.67 0.833 3.45 0.0168

Error 16 3.87 0.242


Residual 15 3.84 0.256

------------------------------------------------------------------------

Total 26 10.61

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.4916

s_ = 0.1640 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 1.000 D Mean 2 = 2.877 A

Mean 2 = 2.877 A Mean 4 = 2.303 B

Mean 3 = 1.830 BC Mean 7 = 1.990 BC

Mean 4 = 2.303 B Mean 6 = 1.877 BC

Mean 5 = 1.570 C Mean 3 = 1.830 BC

Mean 6 = 1.877 BC Mean 9 = 1.733 C

Mean 7 = 1.990 BC Mean 5 = 1.570 C

Mean 8 = 1.493 C Mean 8 = 1.493 C

Mean 9 = 1.733 C Mean 1 = 1.000 D

53

Anexo 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de tejido. INIAP-

EELS, 2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 1,00 1,00 6,74 8,74 2,91 b

2 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 f

3 3,48 1,00 1,00 5,48 1,82 e

4 1,00 1,00 3,48 5,48 1,82 e

5 1,00 1,00 6,31 8,31 2,76 c

6 4,20 6,31 4,20 14,70 4,89 a

7 1,00 1,00 1,00 3,00 0,04 f

8 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 f

9 5,36 1,00 1,00 7,36 2,45 d


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.01 0.007 0.62 0.5488

TRAT 8 38.41 4.801 401.70 0.0000

Error 16 0.19 0.012


Residual 15 0.19 0.013

------------------------------------------------------------------------

Total 26 38.62

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.1095

s_ = 0.03651 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 2.913 B Mean 6 = 4.903 A

Mean 2 = 1.000 F Mean 1 = 2.913 B

Mean 3 = 1.827 E Mean 5 = 2.770 C

Mean 4 = 1.827 E Mean 9 = 2.453 D

Mean 5 = 2.770 C Mean 4 = 1.827 E

Mean 6 = 4.903 A Mean 3 = 1.827 E

Mean 7 = 1.000 F Mean 2 = 1.000 F

Mean 8 = 1.000 F Mean 8 = 1.000 F

Mean 9 = 2.453 D Mean 7 = 1.000 F

54

Anexo 6. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de suelo. INIAP-

EELS, 2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 4,24 3,49 3,65 11,39 3,79 d

2 1,80 4,48 1,00 7,28 2,42 e

3 1,00 1,39 1,39 3,77 1,25 f

4 4,37 5,71 5,23 15,31 5,10 b

5 5,36 5,05 5,61 16,02 5,33 b

6 7,02 7,72 5,93 20,67 6,89 a

7 3,76 5,47 3,19 12,42 4,14 cd

8 6,26 3,14 3,98 13,38 4,45 c

9 2,81 4,20 1,00 8,01 2,66 e


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.06 0.030 0.11 0.8962

TRAT 8 70.17 8.771 31.88 0.0000

Error 16 4.40 0.275

Non-additivity 1 0.36 0.359 1.33 0.2664

Residual 15 4.04 0.270

------------------------------------------------------------------------

Total 26 74.63

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.5241

s_ = 0.1748 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 3.793 D Mean 6 = 6.890 A

Mean 2 = 2.427 E Mean 5 = 5.340 B

Mean 3 = 1.260 F Mean 4 = 5.103 B

Mean 4 = 5.103 B Mean 8 = 4.460 C

Mean 5 = 5.340 B Mean 7 = 4.140 CD

Mean 6 = 6.890 A Mean 1 = 3.793 D

Mean 7 = 4.140 CD Mean 9 = 2.670 E

Mean 8 = 4.460 C Mean 2 = 2.427 E

Mean 9 = 2.670 E Mean 3 = 1.260 F

55

Anexo 7. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de suelo. INIAP-

EELS, 2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 1,55 1,50 1,50 4,55 1,51 b

2 2,36 2,00 3,00 7,36 2,45 a

3 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

4 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

5 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

6 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

7 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

8 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c

9 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.06 0.028 0.98 0.3969

TRAT 8 5.84 0.730 25.49 0.0000

Error 16 0.46 0.029

Non-additivity 1 0.40 0.399 100.35 0.0000

Residual 15 0.06 0.004

------------------------------------------------------------------------

Total 26 6.36

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.1702

s_ = 0.05676 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 1.517 B Mean 2 = 2.453 A

Mean 2 = 2.453 A Mean 1 = 1.517 B

Mean 3 = 1.000 C Mean 3 = 1.000 C

Mean 4 = 1.000 C Mean 4 = 1.000 C

Mean 5 = 1.000 C Mean 5 = 1.000 C

Mean 6 = 1.000 C Mean 6 = 1.000 C

Mean 7 = 1.000 C Mean 7 = 1.000 C

Mean 8 = 1.000 C Mean 8 = 1.000 C

Mean 9 = 1.000 C Mean 9 = 1.000 C

56

Anexo 8. Porcentaje promedio de incidencia de marchitez. INIAP-EELS, 2010

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 13,64 13,33 16,67 43,64 14,54 a

2 5,56 8,11 8,33 22,00 7,33 d

3 12,82 10,81 6,25 29,88 9,96 b

4 4,17 2,56 3,33 10,06 3,35 f

5 4,88 12,82 0,00 17,70 5,89 e

6 8,11 8,33 2,70 19,14 6,38 e

7 6,67 5,26 6,45 18,38 6,12 e

8 13,64 8,33 3,33 25,30 8,43 c

9 0,00 0,00 2,63 2,63 0,87 g


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.87 0.433 0.78 0.4758

TRAT 8 363.09 45.386 81.51 0.0000

Error 16 8.91 0.557


Residual 15 8.82 0.588

------------------------------------------------------------------------

Total 26 372.86

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.7458

s_ = 0.2488 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 14.55 A Mean 1 = 14.55 A

Mean 2 = 7.333 D Mean 3 = 9.960 B

Mean 3 = 9.960 B Mean 8 = 8.433 C

Mean 4 = 3.353 F Mean 2 = 7.333 D

Mean 5 = 5.900 E Mean 6 = 6.380 E

Mean 6 = 6.380 E Mean 7 = 6.127 E

Mean 7 = 6.127 E Mean 5 = 5.900 E

Mean 8 = 8.433 C Mean 4 = 3.353 F

Mean 9 = 0.8767 G Mean 9 = 0.8767 G

57

Anexo 9. Porcentaje promedio de Severidad. INIAP-EELS, 2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 0,17 0,83 1,67 2,67 0,88 f

2 6,83 0,00 10,67 17,50 5,83 b

3 9,17 6,00 1,67 16,83 5,61 b

4 0,00 4,17 18,17 22,33 7,44 a

5 2,83 5,50 2,33 10,67 3,55 d

6 2,33 1,67 1,17 5,17 1,72 e

7 0,17 1,33 2,00 3,50 1,16 f

8 2,83 6,83 3,83 13,50 4,5 c

9 3,17 1,17 1,83 6,17 2,05 e


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.22 0.108 0.39 0.6861

TRAT 8 131.23 16.403 58.52 0.0000

Error 16 4.48 0.280


Residual 15 4.44 0.296

------------------------------------------------------------------------

Total 26 135.93

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.5288

s_ = 0.1764 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 0.9000 F Mean 4 = 7.447 A

Mean 2 = 5.833 B Mean 2 = 5.833 B

Mean 3 = 5.613 B Mean 3 = 5.613 B

Mean 4 = 7.447 A Mean 8 = 4.497 C

Mean 5 = 3.553 D Mean 5 = 3.553 D

Mean 6 = 1.723 E Mean 9 = 2.057 E

Mean 7 = 1.167 F Mean 6 = 1.723 E

Mean 8 = 4.497 C Mean 7 = 1.167 F

Mean 9 = 2.057 E Mean 1 = 0.9000 F

58

Anexo 10. Rendimiento promedio de Pimiento Ensayo 1 (Kg/Ha-1

). INIAP-EELS, 2010.

TRAT Repeticiones

Σ X1/ I II III

1 3636,33 3666,63 7814,74 15117,69 5039,23 ab

2 864,19 6156,09 4536,99 11557,28 3852,42 bcd

3 4102,52 3423,39 5208,28 12734,19 4244,73 abcd

4 5370,32 4643,83 2370,35 12384,49 4128,16 abcd

5 5094,80 4273,46 3518,48 12886,74 4295,58 abcd

6 7207,14 4691,31 4023,98 15922,43 5307,47 a

7 5777,72 3625,69 4516,08 13919,50 4639,83 abc

8 4747,43 2685,16 2777,75 10210,34 3403,44 d

9 4844,40 2121,19 3596,46 10562,04 3520,68 cd


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 2867665.75 1433832.876 1.21 0.3242

TRAT 8 9939065.96 1242383.245 1.05 0.4428

Error 16 18967018.64 1185438.665

Non-additivity 1 22635.74 22635.735 0.02

Residual 15 18944382.90 1262958.860

------------------------------------------------------------------------

Total 26 31773750.35

------------------------------------------------------------------------

Grand Mean= 4270.174 Grand Sum=115294.710 Total Count= 27



LSD value = 1088.

s_ = 362.9 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 5039. AB Mean 6 = 5307. A

Mean 2 = 3852. BCD Mean 1 = 5039. AB

Mean 3 = 4245. ABCD Mean 7 = 4640. ABC

Mean 4 = 4128. ABCD Mean 5 = 4296. ABCD

Mean 5 = 4296. ABCD Mean 3 = 4245. ABCD

Mean 6 = 5307. A Mean 4 = 4128. ABCD

Mean 7 = 4640. ABC Mean 2 = 3852. BCD

Mean 8 = 3403. D Mean 9 = 3521. CD

Mean 9 = 3521. CD Mean 8 = 3403. D

59

Anexo 11. Promedio general de presencia de Mosca blanca, Bemisia tabaci. INIAP-

EELS, 2010.

TRAT

Repeticiones Σ X1/

I II III

1 0,30 0,18 0,15 0,63 0,20 bc

2 0,18 0,18 0,33 0,68 0,22 bc

3 0,33 0,15 0,25 0,73 0,24 bc

4 0,20 0,15 0,33 0,68 0,22 bc

5 0,20 0,25 0,40 0,85 0,28 b

6 0,13 0,18 0,23 0,53 0,17 c

7 0,28 0,23 0,30 0,80 0,26 b

8 0,25 0,33 0,53 1,10 0,36 a

9 0,20 0,23 0,18 0,60 0,20 bc


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 0.04 0.020 3.55 0.0531

TRAT 8 0.08 0.010 1.65 0.1862

Error 16 0.09 0.006

Non-additivity 1 0.02 0.021 4.48 0.0515

Residual 15 0.07 0.005

------------------------------------------------------------------------

Total 26 0.21

------------------------------------------------------------------------




LSD value = 0.07741

s_ = 0.02582 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 0.2100 BC Mean 8 = 0.3700 A

Mean 2 = 0.2300 BC Mean 5 = 0.2833 B

Mean 3 = 0.2433 BC Mean 7 = 0.2700 B

Mean 4 = 0.2267 BC Mean 3 = 0.2433 BC

Mean 5 = 0.2833 B Mean 2 = 0.2300 BC

Mean 6 = 0.1800 C Mean 4 = 0.2267 BC

Mean 7 = 0.2700 B Mean 1 = 0.2100 BC

Mean 8 = 0.3700 A Mean 9 = 0.2033 BC

Mean 9 = 0.2033 BC Mean 6 = 0.1800 C

60

Anexo 12. Rendimiento promedio de Pimiento Ensayo 2 (Kg/Ha-1

). INIAP-EELS, 2010

Trat

REPETICIONES Σ

PROM I II III

1 9813,95 6960,00 7459,46 24233,41 8077,80

2 10920,00 7076,92 6666,67 24663,59 8221,20

3 10086,96 10619,05 10272,73 30978,73 10326,24

4 10925,00 8181,82 13096,67 32203,48 10734,49

5 11600,00 6000,00 11631,58 29231,58 9743,86

6 9769,23 11636,36 18400,00 39805,59 13268,53

7 9487,18 16137,93 16523,81 42148,92 14049,64

8 11052,63 13025,64 14833,33 38911,61 12970,54

9 10857,14 9032,26 6782,61 26672,01 8890,67


Degrees of Sum of


------------------------------------------------------------------------

REP 2 986547.53 493273.767 0.62 0.5522

TRAT 8 120965592.54 15120699.067 18.90 0.0000

Error 16 12802159.71 800134.982

Non-additivity 1 134234.26 134234.260 0.16

Residual 15 12667925.45 844528.363

------------------------------------------------------------------------

Total 26 134754299.78

------------------------------------------------------------------------

Grand Mean= 10698.109 Grand Sum=288848.930 Total Count= 27



LSD value = 893.9

s_ = 298.2 at alpha = 0.050

x


Mean 1 = 8078. F Mean 7 = 14050. A

Mean 2 = 8221. F Mean 6 = 13270. AB

Mean 3 = 10330. CD Mean 8 = 12970. B

Mean 4 = 10730. C Mean 4 = 10730. C

Mean 5 = 9744. DE Mean 3 = 10330. CD

Mean 6 = 13270. AB Mean 5 = 9744. DE

Mean 7 = 14050. A Mean 9 = 8891. EF

Mean 8 = 12970. B Mean 2 = 8221. F

Mean 9 = 8891. EF Mean 1 = 8078. F

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