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LICENCIATURA EN BIOLOGÍA

MANUAL DE CURACIÓN DE VERTEBRADOS DEL LABORATORIO DE ZOOLOGÍA

M-CCBA-LZOO-01

DEPARTAMENTO DE ZOOLOGÍA

Manual de Curación de Vertebrados del Laboratorio de ZoologíaCódigo: M-CCBA-LZOO-01 Revisión: 05 Página: 2 de 22Fecha de emisión: 19 de abril de 2010 Fecha de modificación: 11 de mayo de

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Introducción

La curación de los vertebrados destinados a formar parte de una colección científica es fundamental, ya que por medio de

este proceso se preservará tanto como sea posible la composición original de los ejemplares durante un periodo de

tiempo lo suficientemente prolongado para aprovechar al máximo su vida útil. Es por esto, que se debe tener especial

cuidado durante el proceso de curación y preparación debido a que el valor y uso de un ejemplar depende en gran medida

del cuidado con el que se realice; de lo contrario un ejemplar mal preservado probablemente terminará desechándose.

El presente manual está elaborado para servir como guía para el usuario con la finalidad de cubrir las necesidades básicas

en el proceso de curación de los vertebrados. El contenido está desarrollado para llevar acabo de manera puntual los

procesos de curación y preparación de los animales.

En este manual se incluyen las metodologías de curación de especies de vertebrados (peces, anfibios, reptiles, aves y

mamíferos), las cuales consisten en aplicar técnicas y procedimientos para preparar, mantener, identificar y catalogar a los

ejemplares. Estos procesos de curación se clasifican en dos grupos dependiendo del uso posterior al que se haya destinado

el ejemplar y al grupo al que pertenece:

1. Curación en líquido o húmedo. Consiste en la fijación de tejidos y la posterior preservación en líquido; los

ejemplares que se someten a este proceso son los ictiológicos y herpetológicos.

2. Curación en seco. Generalmente el proceso de curación que se aplica es la taxidermia, los grupos que son

sometidos en este proceso son los ornitológicos, los mamíferos y algunos reptiles de gran tamaño.

Además de la descripción metodológica de los procesos de curación que se especifican en este manual, se incluyen los

lineamientos generales que se deben seguir durante todo el proceso de curación de cualquiera de estos vertebrados, con el

fin de guiar al usuario en todo el proceso de curación y esperando a través del contenido de éste manual sea de gran

utilidad para cumplir con las expectativas finales requeridas.


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1. 2. OBJETIVO

1.1 Guiar de manera puntual durante el proceso de curación y preparación de animales dentro del laboratorio, optimizando tiempos, material y técnicas usadas para la obtención de material biológico con la calidad adecuada de ingreso a la Colección Zoológica.

3. ALCANCE

2.1 Aplica a toda persona(s) que se encuentre(n) relacionadas con actividades que impliquen curación o mantenimiento de Vertebrados.

3.1 El usuario deberá registrarse en el formato de solicitud F-CCBA-LZOO-01 en días hábiles y horario de oficina.

3.2 El usuario se compromete a cumplir el Reglamento Interno del Laboratorio de Zoología (L-CCBA-LZOO-01).

3.3. Se le proporcionará al usuario un espacio de trabajo y el equipo para el desarrollo del servicio.

3.4 El usuario deberá registrarse en la bitácora de registro (F-CCBA-LZOO-05) del laboratorio cada vez que utilice el servicio del laboratorio; indicando el tipo de actividad y duración de cada sesión y se responsabilizará de dejar el laboratorio completamente limpio y ordenado.

3.5 El uso de las instalaciones, equipo y material del laboratorio en fines de semana y períodos vacacionales queda bajo responsabilidad del solicitante investigador del Departamento de Zoología (Área de vertebrados) por medio de una carta compromiso.

1. POLÍTICAS


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Lineamientos generales a realizar previamente, durante y al finalizar la curación de los ejemplares.

1. Al momento de ser aceptados los ejemplares para el proceso de curación, se les asignará un número de registro de

entrada (por lote o por ejemplar, según sea el caso) para control interno de laboratorio. Este número deberá

anotarse en la bitácora que corresponda, según el resguardo y proceso del ejemplar.

2. Los ejemplares aceptados que no entren en proceso de curación inmediatamente, serán depositados en el

congelador (excepto los ejemplares que se encuentren en formol), y se deberá llenar la Bitácora de Contenido de

Equipos de Refrigeración (F-CCBA-LZOO-09).

3. Todos los ejemplares deberán de portar la etiqueta de identificación (F-CCBA-LZOO-12) durante todo el

proceso de curación en seco o húmedo.

4. El proceso de curación de cada espécimen se realizará según el grupo al que pertenezca y lo indicado en éste

manual.

5. Durante el proceso de curación se irán separando los especímenes según la especie (en caso de haber ingresado

lotes) para su posterior identificación.

6. Los ejemplares en formol, deberán colocarse en el almacén de ejemplares en proceso de formol y reactivos

durante el tiempo que se requiera esta etapa.


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1. PECES1.1 TÉCNICA DE CURACIÓN DE PECES.

El proceso de curación de peces dentro del laboratorio consta de una serie de técnicas aplicadas seguida de un etiquetado

final y catalogación para el posterior ingreso del espécimen a la colección científica zoológica.

Las técnicas utilizadas dentro del laboratorio son: fijación, preservación e identificación que se describen a continuación.

Fijación: El término "fijar" significa preservar de forma química el pez y todos sus órganos para que no puedan ser

destruidos por las bacterias de la putrefacción. La sustancia líquida utilizada para fijar peces es el formol al 10%.

Normalmente en el campo se realiza la fijación con formol, sin embargo, es preferible volver a fijar los ejemplares en el

laboratorio para asegurar que se conserven durante tiempo indefinido. Los ejemplares menores de 10 cm pueden ser

fijados añadiendo formol al 10% pero los de mayor talla deben ser inyectados con formol al 10% para asegurar una buena

fijación.

Preservación: Para ingresar los peces a una colección, se requiere de la preservación de los mismos para que los

ejemplares duren muchos años, esto se logra conservando los peces en alcohol etílico al 70% en frascos de vidrio o

plástico con tapa. Esto por supuesto, después de haber mantenido los peces en formol durante algunos días.

Identificación: el proceso de identificación de un ejemplar puede ser bastante complejo, por lo que puede llegar a durar

desde unas semanas hasta varios meses.

MATERIAL

Charola de disección Guantes Regla Papel albanene para etiquetas Lápiz número 2 Alcohol al 70% Frascos de vidrio o plástico.


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METODOLOGÍA

1. Retirar el formol de los ejemplares y depositarlo en un frasco de 20 litros para su posterior reciclaje.

2. Enjuagar los ejemplares con agua de la llave.

3. Separar los ejemplares por familias y géneros y ponerlos en frascos, añadir alcohol etílico al 70% hasta cubrirlos

por completo.

4. Poner los datos en la etiqueta de albanene y depositarlo en el frasco.

2. ANFIBIOS

2.1 TÉCNICA DE CURACIÓN DE ANFIBIOS.

La preservación de anfibios conlleva un proceso específico, debido a las características de su piel blanda y húmeda.

Su preservación puede ser en húmedo o en seco. Las características de importancia taxonómica que se deben tomar en cuenta

para preservar convenientemente los especímenes, son las siguientes: la longitud total, la longitud del hocico a la cola y la

longitud de la cola. Para ello es preciso que los especímenes estén convenientemente fijados y que el cuerpo y las patas

guarden una posición adecuada. La luz decolora a los especímenes, por lo tanto, una colección de anfibios debe permanecer

en lugar cerrado y obscuro.

También se deben anotar las características de la ornamentación y coloración cuando el ejemplar está todavía vivo y

todo los datos de la localidad y ecológicos necesarios.

MATERIALES

- Una rana

- Charola de disección

- Estuche de disección

- Guantes

- Papel secante

- Estilógrafo

- Alcohol al 70%

- Formol

- Frascos de vidrio o plástico

- Papel albanene para etiquetas


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METODOLOGIA

1.- Para matar rápidamente el ejemplar se pueden utilizar éter o sumergirlo en alcohol. Igualmente el espécimen se le

puede anestesiar o narcotizar previamente con cloretona (una cucharadita de cloretona en un galón de agua es suficientes

para anestesiarlo y matarlo casi sin distorsión); asimismo se puede narcotizar con cloroformo o benceno. Posteriormente

se utiliza éter, humedeciendo un pedazo de algodón; e incluso se puede congelar, para que su metabolismo baje hasta que

muera sin ningún dolor.

2.- Una vez muerto, el ejemplar debe ser fijado, para lo que deberá ser inyectado cefálica e intraperitonealmente con formol de

8% al 10% (4% neutralizado dependiendo del tamaño del ejemplar) y se incluirá completamente en la misma solución

durante dos semanas, posteriormente podrá ser lavado con agua, hasta que todo el formol haya sido eliminado, luego se

transfiere en alcohol etílico al 70% en forma definitiva, con su respectiva etiqueta (Fig. 1).

3.- Para la taxidermia de ejemplares pequeños, la piel puede ser desprendida o separada, y se prensa entre dos hojas de papel

secante.

Figura 1. Forma de colocar la etiqueta a un anfibio.


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3. REPTILES

3.1 TÉCNICA DE CURACIÓN DE REPTILES PARA COLECCIÓN CIENTÍFICA.

Los reptiles es un grupo muy variado, que incluye serpientes, lagartijas, tortugas y cocodrilos. A diferencia de los

anfibios, su piel es seca y escamosa, igualmente varia en el tamaño de las especies; algunas de ellas, llegan a medir hasta

dos metros o más, por lo que su preservación para una colección científica depende de la especie. Ciertos reptiles son

venenosos, y por ello, se requiere extremar cuidados durante su manipulación.

Cuando un ejemplar va a hacer preparado para una colección científica, pero no el momento inmediato, se

necesita un proceso de fijación que preservara el espécimen hasta el momento de la conservación definitiva. Por lo que es

preciso conocer el procedimiento correcto para evitar la descomposición.

MATERIALES

- Un lagarto

- Charola de disección

- Estuche de disección

- Guantes

- Papel secante

- Algodón o aserrín

- Estilógrafo

- Alcohol al 70%

- Formol

- Frascos de vidrio o plástico

- Papel albanene para etiquetas

- Bórax en polvo

METODOLOGÍA

Fijación 1.- Para matar un reptil con facilidad, se puede meter el ejemplar en una bolsa de plástico o en un recipiente hermético,

donde se agrega un algodón impregnado de cloroformo o de éter. Para mayor seguridad cuando se trata de un reptil

venenoso, una vez dormido con el cloroformo, se le inyecta una solución de nembutal al 10% (se recomienda directo al

corazón).


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2.- Una vez muerto, el ejemplar se fija con formol al 10% (ó 4%, dependiendo del tamaño del ejemplar), inyectándolo en

la cavidad del cuerpo y en todos los tejidos y músculos blandos del animal, incluyendo la cola, hasta donde se pueda (Fig.

2).

3.- Cuando se trata de un espécimen pequeño se debe mantener en una solución de formol al 6%, y los grandes en formol

al 10%. Si se almacenan en alcohol, primero se deben lavar con agua corriente para extraer el formol. Se le deja en agua

por varios días, cambiándolo diariamente.

4.- Cuando todo el formol haya sido removido, se transfiere a alcohol (etílico al 70% o isopropílico al 50%),

reemplazando la solución después de 24 horas.

5.- Cuando el ejemplar es de gran tamaño, se le realiza una abertura por el lado izquierdo ventral a fin de asegurar una

perfecta fijación. Después de inyectarse y de permanecer en el fijador por dos o más días (hasta una semana), se prepara

para su conservación final definitiva y almacenaje.

Preparación

1.- Una vez muerto el ejemplar, se procede a realizar la incisión ventral, la incisión debe empezar en el ano, prologándola

a través del abdomen (Fig. 3).

Figura 2. Puntos por donde inyectar al reptil


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2.- Se procede a separar la piel alrededor del cuerpo, separándola de la columna. Se puede comenzar desde la base de la cabeza hasta llegar a las extremidades anteriores y posteriores, respectivamente, a la altura de las articulaciones; o desde la cola.

3.- La piel de la cabeza, no se desprende, por lo que se corta y separa del resto del cuerpo. Aprovechando la abertura del orificio occipital se vacían los ojos, cerebro, musculatura y demás partes blandas.

4.- Al llegar a las extremidades, se realiza una desarticulación, ya sea occipito-atloidea o la sacra-caudal. Se empieza a desfundar las patas, hasta la mitad del fémur, posteriormente se les desarticula. 5.- Se realiza el desfundado de las patas hasta la palma y plantas, seguidamente se descarna todo lo posible sin desarticular por completo.

6.- Se empieza con el desfundado de la cola hasta donde sea posible, luego se corta la sección de la columna caudal.

7.- Una vez limpias las extremidades, se procede a limpiar la piel, cuidando de remover los residuos de carne que hayan permanecido adheridos a la piel. En la parte de la cabeza, solo debe quedar piel y el cráneo. Se utiliza el bórax para limpiar correctamente la piel.

8.- Se le puede aplicar una capa de jabón arsenical y se envuelve en un paño húmedo, mientras se prepara el armazón.

9.- El armazón se introduce a la piel y se procede a rellenar las patas con algodón y el cuerpo con aserrín, cuidando de replicar todos los pliegues naturales del animal.

10. Finalmente se cose la incisión ventral y se dan los últimos retoques al moldeado.

Figura 3. Localización de la incisión ventral


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4. AVES4.1 TÉCNICA DE CURACIÓN DE UN AVE PARA COLECCIÓN CIENTÍFICA.

Las técnicas de preservación de aves y mamíferos para colección científica son universales. Es fundamental que los

estudiantes de la Licenciatura en Biología las conozcan y las practiquen, porque son la base de numerosos estudios. Su

correcta aplicación permite conservar los caracteres morfológicos necesarios para la identificación de los especímenes en las

colecciones científicas.

Por lo tanto, es posible que los organismos sean preparados en el campo, durante las expediciones largas, sin perder sus

características, cuando se está desarrollando una investigación sistemática. Las prácticas de preparación de aves y mamíferos

para colección científica capacitarán al estudiante para desarrollar las técnicas generales de preparación de estos grupos para

colección científica.

MATERIAL- Cuerpo de ave - Estuche de disección

- Charola de disección - Aguja, hilo y cepillo de dientes

- Balanza granataria - Aserrín o papel secante

- Regla graduada (mm) - Algodón

- Bórax en polvo - Un palito de madera (adecuado al tamaño del ave)

- Etiquetas (cartulina 90 x 20 mm) - Material y reactivos para colecta de ecto y endoparásitos

- Estereoscopio - Estilógrafo

METODOLOGIA

1.- Para matar al ave, con una mano se le taparán los orificios nasales y con la otra bajo las alas se oprimirán los pulmones

hasta asfixiarla. También se puede introducir al organismo en un recipiente que contenga algodón con éter, pero esto daña el

plumaje.

2.- Se hace la colecta de ectoparásitos sacudiendo al organismo sobre un papel blanco y revisando con cuidado el cuerpo; los

ectoparásitos, si existen, se colectan en frascos viales con alcohol al 70%, con ayuda de un pincel o pinza entomológica. Los

frascos deben etiquetarse con los datos del ave.

3.- Se procede a tomar datos de medidas, peso (mm y gr) y datos de coloración:

Medida y Peso LT Longitud total. Con el organismo de dorso se mide de la punta del pico a la pluma de la cola (timonera) más larga (Fig. 4).


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Figura 4. Longitud total en aves

EA Envergadura alar. Colocando al animal de dorso sobre una regla, se le extienden las alas y se miden las plumas primarias más externas de las alas (Fig. 5).

Figura 5. Envergadura de un ave

CA Cuerda alar. Se toma colocando la regla en la región del carpo metacarpo hasta la primaria más externa (Fig. 6).

Figura 6. Cuerda alar de un ave

T Tarso. En la región tarsal por su porción dorsal desde la parte emplumada al inicio de las falanges (Fig. 7).


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Figura 7. Medida de tarso de un ave

P Pico. Se puede tomar desde la región proximal en la comisura del pico hasta la porción distal (punta) o la medida del

culmen, por todo el margen dorsal de la mandíbula superior, desde la región emplumada hasta la punta (Fig. 8).

Figura 8. Medida del pico de las aves

C Cola. Colocar la regla entre la cola puesta en paralelo e insertar entre ésta y las coberturas de la cola ó bien poner la cola en

perpendiculares e insertar entre las dos rectrices centrales (Fig. 9).

Figura 9. Medida de la cola de las aves

Wt Peso. Utilice una balanza granataria.


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Coloración. Se debe anotar el color del iris, tarsos, pico, parte interior de la boca y tomar nota de otras regiones del cuerpo que presenten alguna coloración especial.

Todos estos datos y los que se tomen durante la taxidermia se anotarán en hojas de registro y posteriormente en la etiqueta.

4.- Se deberá esperar unos momentos antes de comenzar la técnica ya que esto ayudará a que la sangre coagule, evitando

hemorragias que manchen el plumaje.

5.- Se colocará el ejemplar de cúbito dorsal sobre la charola con aserrín o papel y se hará un corte desde la porción final de la

quilla hasta la cloaca con la ayuda de la cánula, teniendo cuidado de no cortar las vísceras. Se irá separando la piel poco a

poco con la ayuda del mango del bisturí alrededor de la incisión hacia las extremidades posteriores, que se desarticulan a nivel

del muslo, cortando hasta las rodillas para facilitar la manipulación.

NOTA. Conforme se vaya separando la piel del cuerpo debe anotar la posible presencia de mudas y grasa. Las mudas se

observan como granulaciones coloreadas en las regiones de las pterilias (figura 10) se reporta la cantidad de mudas y la

región del cuerpo donde se encuentra. La grasa se reporta como poca, mucha o sin grasa y la región donde se localiza.

Figura 10. Regiones de muda en la piel de las aves

6.- La región de la tibia y fíbula se descarna totalmente, se limpia con bórax, se forra con una capa muy delgada de algodón y

se regresa la piel al sitio original.

7.- Se continúa la separación de la piel hacia adelante hasta llegar a las alas, donde se cortará músculo y hueso a nivel de la

clavícula (hombro).


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8.- La piel se sigue separando del cuello hasta llegar a la cabeza, retirando con cuidado la piel de los oídos y ojos. Los ojos se

sacan cortando la membrana que los sostiene: se introducen las pinzas al lado de las órbitas para localizar el nervio óptico, el

cual se jala con fuerza y por último se corta la membrana que los une a la piel evitando rasgar los párpados.

9.- Se corta el cráneo, separando así el cuerpo, el corte puede ser en forma triangular para conservar la bóveda entera o bien un

corte transversal cercano al foramen magnum para conservar la forma de la cabeza. Se saca la masa encefálica y se limpia la

cabeza lo mejor posible. Se toma nota del grado de osificación y se reporta como osificado, parcialmente osificado o sin

osificar (Fig. 11). En las cuencas orbitarias se pone un poco de bórax, y se colocan dos bolitas de algodón compacto limpio en

lugar de los ojos. La piel se regresa con mucho cuidado a la cabeza y el cuello; por lo general esta parte del cuerpo se seca

muy rápidamente y es necesario humedecerla con un algodón antes de regresarla.

Figura 11. Osificación craneal en ave

10.- En las alas, la piel debe separarse hasta la unión del cúbito y la ulna con el metacarpo; se debe buscar la inserción de las

plumas primarias para separarlas con mucho cuidado del hueso, se descarna totalmente, los huesos se limpian con bórax y se

forran con una capa muy delgada de algodón, después las alas se amarran uniendo los húmeros de cada extremidad por dentro,

procurando respetar el ancho del cuerpo original.

11.- Se limpia perfectamente la piel de los excesos de grasa y se espolvorea con bórax.

12.- Para el llenado de la piel, se le saca punta al palito de madera que servirá de eje al cuerpo se forra con algodón,

procurando imitar el volumen original del cuerpo, dejando la punta afilada libre para enterrarla en el cráneo (los húmeros

deben quedar en posición dorsal al palito).


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13.- La piel se deberá coser y rellenar con algodón, procurando en todo momento mantener las proporciones originales del

ave, sobre todo del cuello, que por su elasticidad tiende a quedar largo (auxiliarse con las medidas que se tomaron), vigilar la

posición de las alas y plumas en general.

14.- El pico se cierra amarrándolo por los orificios nasales o uniéndolo con cinta adhesiva. Las patas se amarran cruzadas, la

derecha sobre la izquierda, los dedos deben colocarse en posición natural. La etiqueta con todos los datos se amarra a la pata

derecha.

15.- Se procede a sexar el organismo, abriendo el cuerpo en la región abdominal, separando con cuidado la molleja e intestino

para observar las gónadas colocadas en la parte superior de los riñones. Si es macho se miden ambos testículos (largo x

ancho). Si es hembra se toma la medida de largo y ancho del ovario izquierdo y en el caso que se encuentren folículos en

desarrollo, se cuentan y se mide el de mayor tamaño y menor desarrollo.

16.- Se abre la molleja y se observa al microscopio estereoscópico el contenido estomacal, determinando hasta donde sea

posible el contenido; en caso de no poder hacer esta revisión, se fija el material colectado en alcohol al 70% para su análisis

posterior. En aves granívoras y todas aquellas que tengan buche, es conveniente revisarlo también.

17.- En el caso que el organismo tenga menos de 24 hrs. de muerto, pueden buscarse endoparásitos. Para ello, el intestino se

abre y se revisa bajo el microscopio estereoscópico, en una caja de Petri con solución fisiológica. Si se desea una revisión

completa de endoparásitos deben revisarse hígado, corazón, riñones, cerebro, cortes de músculos y aún ojos.

5. MAMÍFEROS 5.1 TÉCNICA DE CURACIÓN DE UN MAMÍFERO PARA COLECCIÓN CIENTÍFICA.

La recolección de mamíferos tiene tres objetivos principales: el estudio de su piel y partes óseas, de sus órganos internos y de

ecto o endoparásitos. Estos animales pueden ser estudiados por medio de métodos directos cuando son capturados o

colectados muertos, e indirectos ya que su captura es muy costosa y su manipulación es muy difícil.


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MATERIAL

- Ejemplar de mamífero (roedor) - Alambre galvanizado

- Estuche de disección - Pinzas para alambre

- Charola de disección - Aguja, hilo, cepillo de dientes y alfileres

- Balanza granataria - Regla graduada (mm)

- Aserrín o papel secante - Algodón

- Etiquetas (cartulina 90 x 20 mm y una circular 30 mm) - Bórax en polvo

- Material y reactivos para colecta de ecto y endoparásitos

METODOLOGÍA

1.- Para matar al mamífero, puede desnucarse, tomando con una mano la cola y con la otra la cabeza y jalando fuertemente en

sentido contrario, puede asfixiarse oprimiendo el cuello a nivel de la tráquea o también se puede introducir el organismo en un

recipiente con algodón que contenga éter.

2.- Se realiza la colecta de ectoparásitos sacudiendo al organismo sobre un papel blanco y revisando con cuidado el cuerpo.

Los ectoparásitos se colectan en frascos con alcohol al 70%, con ayuda de un pincel y etiquetándose el frasco con los datos del

mamífero.

3.- Se procede a tomar los datos merísticos y condiciones reproductivas, para la obtención de los datos. La posición adecuada

del ejemplar es dorsal, con la cabeza y rostro extendido. Todas las medidas se registran en milímetros:

LT Longitud total.- Del extremo de la nariz a la parte distal o fin de la cola vertebral (última vértebra caudal) sin tomar en

cuenta la terminación de los pelos en esta región (Fig. 12).

Figura 12. Longitud total

CV Longitud de la cola vertebral.- Distancia entre su base y la última vértebra caudal (Fig 13).


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Figura 13. Longitud cola vertebral

PT Longitud de la pata trasera.- Distancia comprendida entre el talón hasta el extremo del dedo más largo incluyendo la uña, garra o pezuña (Fig. 14).

Figura 14. Longitud de la pata trasera


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O Longitud del eje mayor de la oreja.- Medida tomada de la parte interna de la oreja al punto más distal de la misma (Fig. 15).

Figura 15. Longitud del eje mayor de la oreja y trago

Tr Longitud del trago.- Estructura presente sólo en los murciélagos, similar a una hoja que se encuentre en la base de las orejas. Se mide desde su base al extremo más alto y fino del mismo (Fig. 16).

Ant Longitud del antebrazo. Medida considerada sólo en los quirópteros, distancia entre sus apófisis (Fig. 16)

Figura 16. Longitud del antebrazo y hoja nasal en quirópteros

Wt Peso.- Del organismo completo en gramos.

Trago


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En la mayoría de los mamíferos la determinación del sexo se consigue con suma facilidad, a través de la observación de los

genitales externos. En algunas especies, particularmente en musarañas, un análisis del aparato reproductor es necesario. Para

los machos se tomarán los datos sobre la posición de los testículos (escrotales, inguinales, abdominales) y la medida del largo

por ancho de uno de ellos. Para las hembras (una vez separado el cuerpo), se revisará si están preñadas ó no, anotando datos

sobre el número de embriones presentes, posición en el útero y de ser posible la longitud coronilla-rabadilla de éstos en

milímetros o bien la longitud del saco coriónico. Se anotará también si la hembra está en lactancia y el número de tetas activas.

4.- Sobre un poco de aserrín o papel se coloca al ejemplar de cúbito dorsal. Haga un corte sobre la piel alrededor de la muñeca

de la mano izquierda y sobre el tobillo de la pata del mismo lado. Inicie con una incisión media central en la piel del vientre,

por debajo de las costillas hasta cerca del ano. Evite cortar la aponeurosis. Siempre corte a un lado del pene o vagina de

manera que los órganos sexuales externos permanezcan intactos.

5.- Separe poco a poco la piel de la región ventral, dorsal y hacia las extremidades posteriores; se desprenderá la piel, cortando

hueso y músculo a nivel del tarso derecho. La pata izquierda se mantendrá unida al esqueleto. Desprenda la piel hasta el ano y

corte al final del tubo digestivo. En los machos corte el pene en la base, de manera que permanezca junto a la piel.

6.- Separe con los dedos los primeros centímetros de piel hasta donde llegue sin hacer esfuerzo. Se aprieta firmemente la cola

entre las dos asas de unas tijeras, las cuales son mantenidas bien rígidas y se empuja el cuerpo también con firmeza. La cola en

general se desprende con facilidad, y se voltea al revés. Cuando esto no sucede la primera vez, no se le debe forzar para no

romperla.

7.- Voltee la piel y vaya desprendiendo la región anterior hasta llegar a las patas delanteras, se desprenderá la piel de las

extremidades y se cortará músculo y hueso a nivel de la muñeca derecha. La mano izquierda se mantendrá unida al esqueleto.

8.- Se seguirá desprendiendo la piel de la cabeza, teniendo precaución en la región de las orejas, ojos, nariz y al llegar a la

boca se deberá separar cuidadosamente la región de los labios. Los cortes se harán lo más cercano al cráneo que se pueda. Se

limpiará la piel de la capa de grasa y musculatura que tenga y se cubrirá con bórax.

9.- Se procede a coser la boca uniendo con tres puntadas los labios, cuidando que no queden fruncidos o huecos. Se introduce

alambre delgado en cada una de las extremidades. La longitud de los alambres debe ser desde la región cercana a los dedos

hasta


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la mitad del cuerpo. Un trozo de alambre se cubre con algodón introduciéndolo en la cola, al igual que las extremidades, debe

llegar hasta la mitad del cuerpo.

10.- Con un trozo del algodón del tamaño del cuerpo del mamífero se forma un triángulo, se toma la punta con las pinzas

rectas, se coloca contra el hocico del organismo y se va volteando la piel, el algodón se distribuye y de ser necesario se agrega

más, sin llenarlo demasiado; el alambre de la cola debe quedar en posición ventral. Una vez que se ha llenado, se cose la piel.

11.- Se fijará el animal a una superficie plana por medio de alfileres. La parte ventral hacia abajo, las patas delanteras se

acomodan hacia el frente en posición normal y paralelas a la cabeza. Las patas traseras se extienden hacia atrás con las plantas

hacia arriba. La cola se acomoda recta entre las patas.

12.- Del cuerpo que se separó corte la cabeza y descarne, sacando la masa encefálica, ojos, lengua y músculo hasta que quede

el cráneo limpio y seco. Coloque una etiqueta redonda con el número que corresponde a la piel.

13.- Se puede conservar el contenido estomacal en alcohol al 70%; en los roedores con abazones puede igualmente

conservarse el contenido.

14.- En el caso de que el organismo tenga menos de 24 hrs. de muerto, pueden buscarse endoparásitos; para ello, el intestino

se abre y se revisa bajo el microscopio estereoscópico en una caja de Petri con solución fisiológica. Si se desea una revisión

completa de endoparásitos deben revisarse hígado, corazón, riñones, cerebro, cortes de músculo y aún ojos. Puede también

fijarse gónadas y embriones en formol al 10%.

Elaboró

M. en C. María José López Gómez Técnico Académico

de LZOO

Revisó

Dra. Celia Sélem SalasResponsable de LZOO

Aprobó

M. en C. Lizbeth Chumba SeguraJefa del Departamento de

Zoología


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Nivel de revisión

Sección y/o página Descripción de la modificación y mejora Fecha de modificación

01 Pag. 4-6. Anexo de lineamientos generales y modificación de proceso de curación de peces. 26/Abril/2011

02

Pág 2Políticas

Página 6

Se eliminó el formato F-CCBA-LZOO04.Se agregó la responsabilidad del Cuerpo Académico de Bioecología Animal (Área de vertebrados), al hacer uso de las instalaciones y/o equipo de LZOO.Anexo de la etiqueta para ingresar ejemplares a la Colección Ictiológica Regional.Actualización de formato y anexó del código en las páginas.

23/Mayo/2013

03

Todo el documentoobjetivo

Políticas

Lineamientos generales

Se adaptó al formato L-CIPLADE-CC-02Se eliminó la palabra vertebrados.Se cambió la palabra colecciones por Colección Zoológica.Se agregó el código del Reglamento Interno de LZOO.Se agregó que deberá llenarse la bitácora de contenido de congeladores.Se agregó el formato de etiqueta de registro F-CCBA-LZOO-12.Se modificó la redacción del punto

10/07/2013

04En

documentos de

referencia

Se cambió el nombre de guía por manual del Manual M-CCBA-CC-01 15/Agosto/2014

05 Todo el documento Sección de firmas.Sección de lineamiento

Se eliminó las especificaciones de colocación de etiquetas de los grupos taxonómico.Se cambió el nombre del responsable del áreaSe agregó el lineamiento 6.Se adecuó al Lineamiento para elaborar y modificar documentos del SGC.

11/Mayo/2015

4. CONTROL DE REVISIONES

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