Manual de Indicaciones Técnicas para Insectarios
61
Manual de Indicaciones Técnicas para Insectarios Dra. Omayda Pérez, Lic. Jinnay Rodríguez, Lic. Juan A. Bisset PhD, Téc. Maureen Leyva, Téc. Manuel Díaz, Lic. Omar Fuentes, Téc. Francisco Ramos, Téc. Raúl González y Lic. Israel García PhD Ciudad de La Habana, Editorial Ciencias Médicas, 2004
Transcript of Manual de Indicaciones Técnicas para Insectarios
Manual de Indicaciones
Técnicas para Insectarios
Dra. Omayda Pérez, Lic. Jinnay Rodríguez, Lic. Juan A. Bisset PhD,
Téc. Maureen Leyva, Téc. Manuel Díaz, Lic. Omar Fuentes,
Téc. Francisco Ramos, Téc. Raúl González y Lic. Israel García PhD
Ciudad de La Habana, Editorial Ciencias Médicas, 2004
CONTENIDO
Resumen / 1.
Introducción/ 2-3.
Capítulo I: Reglamento y regulaciones internas /4.
Capítulo II: Características de las instalaciones/5-8.
Capítulo III: Normas generales del insectario/9.
Capítulo IV: Principios éticos/10.
Capítulo V: Medidas higiénico sanitarias/11-12.
Capítulo VI: Especies perjudiciales/13-15.
Capítulo VII: Manejo de las especies en insectario: metodología de cría y
medidas de bioseguridad/16-53.
Índice de fotos.
Foto 1. Instalación de la fase larval de cualquier especie de culícido/5.
Foto 2. Instalación para la fase adulta de cualquier especie de insecto/6.
Foto 3. La araña Nesticodes rufipes aislada en nuestro laboratorio/13.
Foto 4. Tapinoma melanocephalum hormiga depredadora de huevos de Aedes
aegypti/14.
Foto 5. Diferentes estadios inmaduros de Aedes aegypti/18.
Foto 6. Jaula para adultos de mosquitos Aedes aegypti/27.
Foto 7. Animales utilizados para la hematofagia. A: Curiel, B: Ave corral, cepo
que la contiene/29-30.
Foto 8. Diferentes estadios inmaduros (larvas y pupas) de Culex
quinquefasciatus/33.
Foto 9. Eliminación de larvas o pupas y el líquido de cría con tamiz/36.
Foto 10. Tratamiento para desechar torundas con azúcar utilizados en la fase
adulta de culícidos/38.
Foto 11. Alimentación de Triatoma flavida, utilizando curiel/41.
Foto 12. Recipiente de mantenimiento de Blattella germanica/43.
Foto 13. Bandeja con medio contenida en la de aserrín/51.
Foto 14. Larvas y pupas que migraron del medio al aserrín/52.
Bibliografía/54-59.
Agradecimientos/60.
1
MANUAL DE INDICACIONES TÉCNICAS PARA INSECTARIOS. RESUMEN.
El insectario constituye la base para la cría y el mantenimiento de insectos que se
utilizan con fines investigativos, docentes u otros.
El presente trabajo, responde a la necesidad de que exista un manual para la
cría y manejo de las diferentes especies de insectos, vectores de enfermedades
del hombre y otros animales, que se colonizan en el Insectario del Instituto de
Medicina Tropical ’’Pedro Kourí ’’, que permita homogenizar los parámetros a
tener en cuenta, con el propósito de obtener un material biológico de óptima
calidad. Este manual también incluye las medidas de bioseguridad que deben ser
consideradas para el trabajo con estos insectos.
En este documento se describen procedimientos o metodologías para la cría de
insectos de las familias: Culicidae (Aedes aegypti y Culex quinquefasciatus),
Blattellidae (Blatella germanica), Muscidae ( Musca domestica ) y Reduviidae
(Triatoma flavida ) elaborados en base a la propia experiencia de 5 años de
trabajo, y a lo descrito en la literatura. Se incluyen además, aspectos relativos a:
Reglamento y regulaciones internas del insectario, características de las
instalaciones (iluminación, temperatura y humedad relativa), área de cuarentena,
principios éticos, medidas higiénico sanitarias y organismos perjudiciales.
2
INTRODUCCION
El Insectario constituye la base para la cría y mantenimiento de los insectos que
se utilizan con fines investigativos, docentes u otros. El Insectario del
Departamento de Control de Vectores del Instituto de Medicina Tropical ‘’Pedro
Kourí ’’, en la Ciudad de la Habana, Cuba, se dedica a la colonización de algunas
especies de insectos que resultan de interés para las investigaciones médico-
epidemiológicas, que están directamente vinculadas a las prioridades de los
Programas Nacionales de Salud del país. Las principales especies representadas
pertenecen a las familias: Culicidae (Aedes aegypti y Culex quinquefasciatus),
Blattellidae (Blatella germanica), Muscidae (Musca domestica) y Reduviidae
(Triatoma flavida).
Es un requisito fundamental en la cría y mantenimiento de insectos, el
conocimiento de las técnicas y condiciones ambientales necesarias para el
desarrollo de estos, lo que justifica la creación de una guía o manual que las
refleje, con el objetivo de lograr homogeneidad, tanto en una como en otro, y
así poder obtener un material biológico óptimo para el trabajo con los mismos.
Otro aspecto importante es el relacionado con el control y la exigencia al personal
involucrado en el trabajo con estas especies, ya que constituyen vectores de
enfermedades del hombre y otros animales.
Entre los pocos trabajos que reflejan de manera integrada el manejo de insectos
en condiciones de insectarios se encuentran: Manual de la OPS, 1984, Consoli e
De Oliveira, 1994, además en nuestro país existe la necesidad de buscar
uniformidad en el trabajo de la cría y mantenimiento de los diferentes insectos
que se utilizan en las investigaciones básicas y aplicadas en el campo de la
3
entomología médica y en el control de vectores. Por estas razones nos dimos a la
tarea de elaborar el presente manual, para las condiciones propias de Cuba.
4
Capítulo I: Reglamento y Regulaciones internas
Este reglamento constituye un documento oficial, y fue elaborado por directivos
e investigadores del Departamento de Control de Vectores del IPK. Contiene las
indicaciones para el trabajo en el insectario, y se creó para regular la actividad
del mismo desde su inicio. Este contempla los siguientes acápites:
1. - Acceso al Insectario. Será limitado para el personal ajeno al mismo, el
cual deberá ser autorizado por los directivos establecidos. Se dispondrá de un
libro de registro y control del personal.
2. – Regulación de especies vectoras a colonizar. Las especies en cría se
expondrán de manera visible y su utilización se justificara debidamente, acorde
con los temas de investigación de nuestra Institución, u otros autorizados por
el personal correspondiente.
En cada cubículo, se deben delimitar las especies de mosquitos, u otros
insectos, de riesgo biológico con barreras físicas para evitar su fuga.
3. - Solicitud de material biológico institucional.Todo material biológico
que se solicite; se debe controlar mediante un registro.
4. - Solicitud de transportación de material biológico del Insectario a
otros centros. Se realizará con previa autorización de los directivos establecidos.
5
Capítulo II: Características de las Instalaciones II.1 Distribución de los locales. Nuestro insectario se proyectó según normativas nacionales e internacionales que
responde a los requisitos descritos por algunos artículos tales como: Consoli e De
Oliveira ( 1994 ), OPS – OMS, (1983, 1984) y el Curso Internacional Control
de Vectores y Epidemiología y Control de Enfermedades Transmitidas por
Vectores, Universidad Carolina del Sur, EUA (1982). *
Presenta una puerta de entrada y salida del personal, y tiene en total 10
instalaciones:
- 4 cuartos para la cría de la fase larval. Ver Foto 1.
Foto 1. Instalación de la fase larval de cualquier especie de culícido
6
- 4 para la cría de adultos de diferentes especies de insectos. Ver Foto 2
Foto 2. Instilación para la fase adulta de cualquier especie de insecto. - Un área independiente, para bioensayos de culícidos, donde se evalúa la
susceptibilidad a insecticidas, la cual dispone de estantes movibles, donde se
mantienen los animales (mamíferos) que sirven de fuente de alimentación para
los insectos hematófagos.
- Un último cuarto, destinado a la cuarentena de los insectos que ingresan al
Laboratorio procedente de la naturaleza.
Cada grupo de trabajo, dispone de una o dos instalaciones para desarrollar la
colonización de las especies de acuerdo a sus requerimientos bioecológicos.
Estas instalaciones cumplen con los siguientes requisitos:
7
• Para la fase adulta, se disponen de cubículos que tienen los
compartimientos (tres) limitados por puertas con mallas de orificios
pequeños (1 mm cuadrado), para evitar la fuga de insectos voladores.
• Para las larvas, poseen una sola barrera, que es la puerta que comunica
la instalación con la puerta de salida.
• Todos los conductos de salida de ventilación, así como las puertas
están protegidos por mosquiteros.
• El piso posee un tragante específico con tapa de rosca.
* En lo adelante se designara con las siglas CICVECETV( 1982).
II. 2 Iluminación.
Debe ser permanente y estable, según OPS- OMS (1983) que plantea que tanto
la intensidad como el foto período afectan el ciclo de vida de los mosquitos, y
que ambos tienen valores específicos para cada especie. No obstante, otros
investigadores Consoli e De Oliveira (1994), CICVECETV (1982); señalan que 10
horas de oscuridad y 14 de luz es lo más indicado para la mayoría de la especies.
En nuestro laboratorio, disponemos de iluminación artificial fluorescente, una
lámpara de 40 Watt en cada compartimiento de la instalación, con un foto
período de 10 horas de luz y 14 de oscuridad para todas las especies. Existen
otras experiencias ( CICVECETV, 1982 ) en las que se ha aplicado este mismo
foto período para el estadio larval de mosquitos, y completa oscuridad para la
fase adulta, a fin de estimular la reproducción. En condiciones similares
trabajaron González (1985) y Flaming (1987) para la colonización de Anophele,
las cuales no mantuvieron para otras especies.
8
II. 3 Temperatura y Humedad Relativa. Las larvas de los mosquitos viven en medio acuático, y las mismas pueden verse
afectadas por variaciones de la temperatura ambiente. De manera general, se
reconoce la existencia de un rango de temperatura, cuyo limite mínimo
corresponde al retardamiento o parada del desarrollo de la larva ,y el limite
máximo a un efecto letal . Existe otro rango favorable al desarrollo larval , que
se identifica en base a la tasa de mortalidad, y se sitúa entre 20 y 30 0 C,
aunque se pueden observar casos como el del Aedes aegypti, con un intervalo
de 14 a 30 0 C (Forattini, 2002).
La temperatura optima para el desarrollo, varia para cada especie, encontrándose
entre 24 y 28 0 C para la mayoría de los mosquitos tropicales; y la humedad
relativa se describe, entre 70 – 80 % ( Consoli e De Oliveira, 1994 ) . Según la
OPS (1983), la mayor dificultad en los países tropicales es mantener estas
condiciones, para lo que recomiendan instalar plantas de aire acondicionado y
equipos humidificadores que provean de la temperatura y humedad necesaria.
Similares condiciones existen en nuestro insectario.
II. 4 Área de Cuarentena. Se debe crear con el propósito de observar adecuadamente a los insectos que se
ingresan de la naturaleza, para evitar la reproducción de especies que no sean las
deseadas. Las deseadas deberán reproducirse al menos una generación bajo
estas condiciones, y después se deben eliminar los individuos que les dieron
origen. (Ponencia “Normas en la manipulación del Insectario”, Avila, 1989, sin
publicar).De esta manera, se impide la introducción de patógenos al local donde
se encuentran las colonias establecidas. El resultado será una F1, a partir de la
cual se trabajará (Hernández y García, 2000).
9
Capítulo III. Normas generales del Insectario.
Las normas generales (Consoli e De Oliveira, 1994) para este tipo de instalación son:
• Deben estar alejadas del almacenamiento de productos químicos.
• Deben tener buen aislamiento térmico y de la humedad.
• No debe tener ventanas.
• Las superficies de las paredes deben ser lisas, claras y lavables, y el piso
de cerámica.
• Debe haber suficiente agua potable en las llaves y al menos una debe estar
instalada al agua declorinada.
• Solamente se dispondrá de una puerta de entrada y salida al insectario,
aledaño a una antecámara pintada de color claro y bien iluminada la cual
debe poseer otra puerta de cierre hermético. Antes de salirse del
insectario, se debe revisar bien para evitar que escapen mosquitos.
• Proteger con mosquiteros las salidas de ventilación.
• Tratar por filtración o ebullición el agua de las crías de culícidos antes de
desechar.
• Los huevos se pondrán a eclosionar en bandejas tapadas.
• Diariamente se recolectan las pupas de las bandejas y se colocan en
recipientes con agua dentro de las jaulas.
• Se recomienda, para alimentar a los adultos, colocar los animales sobre la
jaulas y no dentro de ellas.
10
Capítulo IV. Principios éticos. Existen regulaciones para la cría de mosquitos y otros insectos, que constituyen
vectores de enfermedades humanas y de otros animales. Estas regulaciones han
sido dictadas por: el Ministerio de Salud Pública de Cuba (MINSAP), la Unidad
Nacional de Vigilancia y Lucha Antivectorial (UNVLA), el Reglamento Interno del
Departamento de Control de Vectores del IPK para el trabajo en este tipo de
instalaciones y, más recientemente la Resolución 103 del 2002 de la Academia
de Ciencias de Cuba (ACC), que plantea que se debe justificar correctamente la
cría de especies transmisoras de enfermedades y evitar la introducción de
especies vectores que no existan en el país. Investigadores como Consoli e De
Oliveira (1994) y Torrealba (1998), coinciden con el criterio de que estas
especies deben ser colonizadas de manera justificada.
Para el uso de los animales como fuente de alimentación en el insectario, se han
tenido en cuenta las regulaciones de los Principios Éticos Internacionales para
la experimentación animal. Entre ellos se plantean como aspectos generales mas
importantes “La responsabilidad del experimentador de evitar al animal todo
sufrimiento físico o psíquico. Debe llevar a cabo los métodos que permitan limitar
el sufrimiento y los dolores en caso que estos sean inevitables” (Revista de
Experimentación Animal (SEEA) 1990), vigentes en nuestro país y de
conocimiento del Instituto Medicina Veterinaria de Cuba. (Consulta personal, Dr.
Oscar Ricardo Reyes (Julio, 2004).
11
Capítulo V. Medidas Higiénico Sanitarias. Nuestras experiencias de trabajo nos permiten sugerir las siguientes medidas: 1. Todo el instrumental que se utiliza en el laboratorio, se debe limpiar
mecánicamente con abundante agua potable sin detergente (en caso de aplicarse,
debe enjuagarse bien y no utilizarse en el momento). Las jaulas de mosquitos y
cepos de animales si debe incluirse la desinfección mecánica con soluciones de
detergente y después de enjuagarse bien, aplicar secado con rayos solares, para
utilizar la acción bactericida de los rayos ultravioletas.
2. Asimismo se debe evitar el contacto con el piso, u otras fuentes de infección,
del material para el mantenimiento de los insectos.
3. Otro aspecto de importancia es la desinfección: Física (por autoclave) de las
bandejas esmaltadas o metálicas, así como la química de las mismas con ácidos
fuertes (mezcla sulfocrómica), con una periodicidad, semestral.
4. No se debe poner en contacto ningún material del insectario (jaulas, bandejas,
jamos y tamices entre otros) con insecticidas químicos.
5. El personal que trabaja en el área, debe utilizar artículos de protección e
higiene como: Batas sanitarias, guantes, nasobucos u otros, según se requiera.
Estas medidas están encaminadas a proteger el material biológico que se
reproduce en estas instalaciones, pues de este modo evitamos la incorporación
de agentes infecciosos. Sobre este aspecto, Consoli e De Oliveira, 1994 señalan
que la contaminación accidental de colonias de mosquitos puede ocurrir a través
12
del agua, el alimento no esterilizado y los utensilios contaminados. Sin embargo
específicamente para la cría de Anopheles nuñeztovari, Avila et al, 1993
apuntaron que el elemento clave consiste en la limpieza diaria del medio de cría.
13
Capítulo VI. Especies perjudiciales. De acuerdo a nuestras experiencias podemos decir que, en las condiciones de
nuestro insectario, existen especies que conviven con los organismos en cría, y
que son ajenas a ellos, algunas de las cuales les provocan daños. Se han
identificado arañas en diferentes sitios siendo la más perjudicial Nesticodes
rufipes (Lucas, 1846), la cual habita en las jaulas de los mosquitos adultos. Se
muestra en la Foto 3
Foto 3: La araña Nesticodes rufipes, aislada en nuestro laboratorio.
Así como la cucaracha Periplaneta americana (Linnaeus, 1758),que invade las
colonias de B. germanica, y la hormiga Tapinoma melanocephalum (Fabricius
1793),que daña los huevos de los culícidos en cría. Ver Foto 4. (Ref Pág. 14).
14
A: Vista lateral B: Vista dorsal Foto 4. Tapinoma melanocephalum hormiga depredadora de huevos de Aedes aegypti. Imagen tomada; base de datos Japonesa, disponible en: http//ant.edb.miyakyo-u.ac.jp/E/Taxo/F70301.htm
Las muestras fueron procesadas y diagnosticadas por especialistas del Instituto
de Ecología y Sistemática y del Museo Nacional de Historia Natural,
pertenecientes a la Academia de Ciencias de Cuba.
La hormiga T. melanocephalum estuvo presente en el insectario en todas las
estaciones del año, y es capaz de depredar huevos de Aedes aegypti tanto en
las tiras de papel como en los recipientes donde se produce la ovipuesta ( Pérez
O, 2004; en Publicación. Efecto de Tapinoma melanocephalum ( Hymenoptera:
Formicidae) sobre huevos de Aedes aegypti ( Díptera:Culicidae ). También fue
hallada depredando los huevos de Triatoma flavida.
Las arañas identificadas en las instalaciones de crías, se consideran inofensivas
para el hombre, sin embargo, la especie Nesticodes rufipes, aislada del interior
de las jaulas de mosquitos de la especie Culex quinquefasciatus y Aedes aegypti,
provoca inmovilización de los adultos por medio de la tela de araña que
construye, lo que le permite extraer los líquidos corporales y queda sólo el
exoesqueleto de estos. Estas observaciones coinciden con las realizadas en Aedes
albopictus por Sulaiman et al (1996), al aplicar una técnica serológica e
identificar especies de
15
arañas que representaron nuevos registros de hospederos depredadores de esta
especie de mosquito.
Las cucarachas Periplaneta americana, se consideran vectores mecánicos de
agentes infecciosos, y pueden ser encontradas dentro de los cuartos de cría
(Consoli e De Oliveira, 1994).
16
Capítulo VII. Manejo de las especies en el Insectario: Metodología de cría y medidas de seguridad biológica. Para la cría de mosquitos y otras especies, resulta importante lograr un clima
estable a temperatura y humedad óptimas, similares a las de su habitats.
La mayoría de las especies, admite parámetros de temperatura y humedad
similares( para fase inmadura y adulto ), y muchos investigadores coinciden en
que los rangos óptimos son los siguientes: 24 - 28 0 C para la temperatura y 70
-80 % de humedad relativa ( Consoli e De Oliveira, 1994, Carrillo et al, 1981,
Van Handel E, 1986 y Moreno S, 1999). No obstante, cada especie debe tener su
cuarto de cría independiente, ya que su desarrollo no depende sólo de la
temperatura y la humedad relativa, sino que cada una tiene otros requerimientos
que le son propios, según su bioecología.
Aedes aegypti ( Linnaeus , 1762). Huevos Se recolectan sobre una superficie sólida húmeda, proporcionada por un papel
de filtro (o de cualquier tipo rugoso) de 4-5 cm de diámetro, que se coloca en el
interior del recipiente de ovipuesta, y que se le añade agua hasta una altura en el
papel, por encima de los 2,5 cm. La misma debe estar lo más limpia posible por
las exigencias de esta especie.
Después de que se extraen los huevos de estos recipientes, se someten a un
proceso de maduración del embrión. Para guardar huevos que puedan servir en
otro momento, estos deben ser secados entre 24 y 48 horas de puestos, ya que
este es el tiempo requerido para que se complete el desarrollo embrionario. Si
17
este proceso se asegura, entonces resisten la desecación por períodos de seis
meses a un año. (CICVECETV, 1982), Consoli e De Oliveira, 1994, Moreno. S,
1999, Hernández et al, 2000).
Otros autores, como Pumpini et al (1992), proponen un rango de 30 a 40 horas
para este proceso de maduración.
Según Pumpini (1992) y Forattini (2002), existe un fenómeno llamado diapausa
que puede ocurrir en mosquitos que depositan sus huevos fuera del agua, como
los de los géneros: Aedes, Haemagogus y Psorophora, el cual provoca una
suspensión temporal de la eclosión del huevo por quedar inconcluso el
desarrollo embrionario; para evitar dicha suspensión, se sugiere dejar que el
embrión madure. Además plantean que existen varios factores extrínsecos que
propician
este fenómeno: Foto período, temperatura y nutrición de la hembra en su etapa
larval.
Posteriormente al periodo de maduración, los huevos recolectados se almacenan
en el laboratorio a una temperatura de 25 – 280 C y una humedad relativa de 70 –
80 %, envueltos en papel gaceta debidamente rotulados y se mantienen en
estuches de nylon, protegidos de la acción de las hormigas depredadoras.
Nuestra experiencia nos permite inferir, que para la eclosión de los huevos, los
mismos se deben colocar en agua declorinada (libre de Cloro) a una temperatura
de 27 – 370 C y dejar en reposo 24 horas.
Burguess (1959) recomienda, para favorecer la eclosión, la utilización de agua
desoxigenada, la cual se obtiene por ebullición de agua potable que se mantiene
tapada hasta su utilización. Cuando se desea eclosionar los huevos, se coloca el
18
papel que los contiene en el interior del recipiente tapado, con agua procesada
a la temperatura (ideal) de 28 - 29 0 C.
Los huevos no se deben utilizar antes de las 72 horas de la ovipuesta, pues de
hacerlo, no se produciría la eclosión, debido a la no maduración del embrión
referida anteriormente. (Pág. 16, ultimo párrafo y 17, 1er párrafo)
Fase larval o fase inmadura.
Esta fase se desarrolla en un medio acuático. Del huevo eclosionado emerge una
larva de primer estadio, cuyo tamaño es de 1 mm al inicio y al final, de 7mm, la
cual pasa por tres estadios más (II, III, IV). La diferencia entre los estadios
larvales radica en el tamaño, como se muestra en la Foto 5.
Foto 5. Diferentes estadios inmaduros de Aedes aegypti.
19
En esta fase, es importante que se tenga en cuenta el espacio vital, de acuerdo
al tamaño de las bandejas. Según el Instituto Pasteur (1998) se mide en
centímetros cuadrados el área de la bandeja (A= ancho x largo) y al resultado
se le aplica una Regla de Tres. En el caso de Aedes aegypti , las bandejas
utilizadas fueron de 25x 25 cm2 para 500 – 700 larvas con 2 litros de agua, y en
el caso de Culex quinquefasciatus de 35 x 35 cm2 para 800 – 1000 larvas por 3
litros de agua. Del mismo modo se puede calcular el agua que debe colocarse en
las bandejas de cría. Ejemplo: Para una bandeja de un Área 121.5 cm2 (13.5 cm x
9.0 cm ) , entonces si para 500 larvas de Aedes aegypti la bandeja seleccionada
tiene un área de 625 cm2 , la Regla de Tres se plantearía de la siguiente manera:
500 larvas ______________625 cm2 X larvas ______________121.5 cm2 500 larvas x 121.5 cm2 X larvas=--------------------------------------- 625 cm2 Se cancelan los cm2 y la ecuación queda: 500 larvas x 121.5 X = ------------------------------------------- 625 60750 X = ------------------------------------------ = 97.2 larvas 625 X = 97 larvas
20
Es decir en una bandeja cuya área sea 121.5 cm 2 , se podrán colocar 97
larvas.
El cálculo del espacio vital se debe realizar en el estadio I, y debe tenerse en
cuenta el cuidado que hay que tener en esta etapa para la manipulación de las
larvas, por la poca Quitina que poseen. De tal modo, se deben utilizar goteros de
boca ancha para el conteo de las mismas en un microscopio estereoscópico.
Gadelha e Toda (1985) plantean que el ciclo larval dura de 5-7 días para esta
especie, en dependencia de las condiciones del medio (temperatura, alimento,
espacio vital). Soekiman et al (1986) por su parte reportan una media de 7.62 ±
0.64 días para las especies Aedes aegypti y Aedes albopictus, a una temperatura
entre 28 y 29 0C. En nuestras condiciones se obtuvo como resultado para Aedes
aegypti 6.16 días y 7.51 para Aedes mediovittatus a una temperatura de 26 0 C
(Moreno S, 1999).
Alimentación del periodo larval, nutrientes y dosis. Numerosas son las dietas utilizadas para alimentar las larvas de mosquitos: las
de origen natural y artificial; entre estas últimas podemos mencionar: Levaduras,
alimentos para perros (galletas), migas de pan, harina de sangre disecada e
hígado de ternero. (CICVECETV 1982). Entre las naturales, las más utilizadas son:
Bacterias, protozoos de excretas de conejillos de indias, hierba de césped
etcétera. ( Fleming, 1986, CICVECETV, 1982 y OPS, 1983 ).
Otros investigadores, como Clements (1963), señalan la importancia de fuentes
proteicas para la producción de huevos de mosquitos.
21
Existe una gran variedad de dietas, elaboradas con numerosos ingredientes de
diferente naturaleza (Asahína, 1964; Gahan, 1966; Baerg, 1971; Reisen y
Mahmood, 1980). No obstante, la mayoría de las dietas tiene un alto contenido
de proteínas y carbohidratos, y una baja proporción de grasas; además de
contener levaduras, vitaminas del complejo B y minerales.
Consoli e De Oliveira, 1994 plantean que durante el período larvario cada larva
debe consumir en total de 3 - 6 mg de alimento y conciderán que este período
del mosquito es sumamente importante, debido a que en esta etapa ellos
almacenan proteínas y glicógeno, que son fundamentales para el desarrollo de
los estadios de pupa y adulto. Además indican que para que ocurra la producción
normal de huevos, la dieta debe contener por lo menos los 10 aminoácidos
esenciales siguientes: Arginina, Histidina, Isoleucina, Leucina, Lisina, Metionina,
Fenilanina, Treonina, Triptófano y Valina.
En cuanto a las necesidades de carbohidratos, los mismos autores señalan que
su ausencia retarda el desarrollo larvario.
Del mismo modo, sin la presencia de lípidos en la dieta, las larvas no logran
sobrepasar los estadios finales, y el Colesterol, la Cefalina y la Lecitina son
especialmente importantes.
De acuerdo con nuestras experiencias prácticas, en Aedes aegypti , y en
coincidencia con Fleming (1986), y Avila et al ( 1993) para Anopheles, si el
alimento se agrega en exceso, se desarrolla una película de grasa en la
superficie del agua de cría , la cual puede impedir la respiración y causa la
muerte de las larvas.
22
Las larvas también necesitan vitaminas, y el orden de las esenciales,es Biotina,
Colina, Ácido Nicotínico, Ácido Pantoténico, Riboflavina, Piridoxina y Tiamina.
El Ácido fólico es importante en la pupación ( Lea and De Long, 1958).
Los alimentos se esterilizan para evitar contaminaciones con microorganismos
patógenos a las larvas como son hongos y bacterias, esta última del género
Bacillus.
Preparación del alimento.
Para la alimentación de las larvas, se debe conocer la fisiología de las distintas
especies, así como sus hábitos, lo que determinará la forma en que se les
deben proporcionar las partículas de alimentos; por ejemplo: Para las especies
Aedes aegypti y Culex quinquefasciatus se humedece el alimento con agua, con
el propósito de que las partículas vayan al fondo de la bandeja de cría; este
procedimiento no se aplica para el género Anopheles, debido a que obtiene el
alimento en la superficie por la ausencia de sifón, entonces las partículas secas y
pulverizadas se esparcen en la superficie del agua de cría.
Pasos a seguir en la preparación del alimento.
1- El alimento ya pasado por un tamiz 1 mm2 ( para eliminar partículas gruesas)
se esteriliza , en autoclave 121 0 C a 2 atmósfera 15 – 20 min.
2- Se calcula la cantidad de alimento en dependencia del estadio, número de
individuos por bandeja y dosis ( esquema 1,2,3; Pág. 24 y 25 )
3- Saturar la cantidad calculada con agua declorinada o potable, durante
alrededor de 5 minutos.
23
4- Para la especie que estamos analizando Aedes aegypti , se debe pasar el
alimento saturado por otro tamiz, de orificio más pequeño (0.5 mm 2) y el
resultado de este paso se coloca en la bandeja de cría.
5- En el caso de Culex quinquefasciatus, se aplicaran los tres primeros pasos
mencionados anteriormente.
En nuestro Insectario, se han obtenido buenos resultados con alimento
concentrado de harina de pescado. A continuación se relacionan los aportes
nutritivos del mismo:
Aportes nutritivos de la harina de pescado.
Principios nutritivos Valores M.S % 92.00 P.B % 60.00 G.B % 12.00 F:B % 1.00 E.M Kcal / g 3.24 Ca % 4.00 P % 2.20 Ca/ P 1.81/ 1.81 NaCl % 2.50 Metionina % 0.50 Lisina % 1.73 Arginina % 1.61 Triptofano % 0.31 Cistina % 0.30 Treonina % 1.06 Tirosina % 0.55 Leucina % 1.86 Metionina + Lisina % 2.23
El 8 % restante que falta es agua (92.00 % M.S) para llegar al 100%
Fuente: (CENPALAB) Centro Nacional para la Producción de Animales de
Laboratorio. Forte C, 2001.
24
Dosificación del alimento Han sido propuestos diferentes esquemas de cantidades de alimento para el
periodo larvario (Esquema 1,2,3) .(Ref Pág. 25 y 26). En nuestro laboratorio se
ha trabajado con el esquema 3 para la especie Aedes aegypti, con buenos
resultados; para Culex quinquefasciatus se sigue el mismo esquema, pero se
duplica el alimento a partir del segundo estadio.
Dosis de alimentos según el periodo larval de los culícidos.
Esquema 1. Período (día ) Cantidad de alimento/ larva (mg)
0 0.2 1 0.3 2 0.4
3-7 0.6 Fuente ( Morlan y col, 1963 ) . Para Aedes aegypti y otras especies. Esquema 2.
Período(día) Cantidad ( mg ) Cantidad de larvas 1 100 150- 160 2 0 - 3 100 igual 4 100 igual 5 100 igual
Fuente: Van Handel (1986) utilizada para la cría de Aedes aegypti
25
Esquema 3
Período Cantidad ( mg ) Día de eclosión 0.2
1 0.2 2 0.3 3 0.4 mas 0.45 de levadura seca /1000
larvas 4 0.6 5 0.6 6 0.6 7 0.6
Fuente: Consoli e De Oliveira (1994) Período pupal. Pérez Vigueras, 1956, establece valores de 2 días para el desarrollo pupal de
Aedes aegypti y Aedes mediovittatus. Otros autores plantean que para Aedes
aegypti varía de 1-3 días, a una temperatura de 27.8 – 32.2 0 C Galdelha e
Toda , 1985.
El período de pupa no requiere alimentación, sólo se describe como un periodo
de reposo en el cual la pupa se mantiene respirando y con movimientos en forma
de saltos (Gadelha e Toda, 1985).
Soekiman et al (1986) comparan esta etapa para Aedes aegypti y Aedes
albopictus, y obtienen un valor mayor para la primera especie: 1.63 ± 0.07 y
1.45 ± 0.08 días respectivamente.
26
Mortalidad de larvas y pupas.
Según Moreno S, 1999, a una temperatura de 26 0 C, la mortalidad de las larvas
fue baja y pudiera estar asociada a la muda, tanto la cercana a la pupación como
la de pupa a adulto.
Es importante recalcar que las larvas no sobreviven a temperaturas mantenidas
inferiores a 10 0 C ni superiores a 44 0 C ( Gadelha e Toda, 1985)
Fase de adulto.
Para la cría de mosquitos adultos, se requieren de la utilizan jaulas de
diferentes medidas; dentro de las más utilizadas está la de Volumen 30.5 cm3
para una población de aproximadamente 500 ejemplares, en CICVECETV(
1982); Consoli e De Oliveira(1994) y Naksathit and Scout (1998) recomiendan
medidas de un pie cúbico (30 cm3).
La población de mosquitos debe ajustarse a la medida de la jaula; por ejemplo
para una de 30.5 cm3 , la población total debe ser de 500, con una proporción de
250 machos para 250 hembras, lo que asegura una adecuada reproducción( con
un mantenimiento optimo para la colonia ), y buena producción de huevos, a
fin de perpetuar la especie. Ponencias en CICVECETV (1982), plantean que
mayores densidades provocan mortalidad y menores, una fertilización
inadecuada de las hembras.
La tela metálica que cubre a la jaula, debe estar insertada en un esqueleto que
puede ser de hierro galvanizado o madera. Uno de los lados de la misma, debe
27
tener una manga de 20 cm. de diámetro y 30 cm. de largo, por donde se realiza
el manejo interno. Según se muestra en la Foto 6.
Foto 6. Jaula para adultos de mosquitos Aedes aegypti .
Para que emerjan los adultos, se coloca dentro de la jaula un recipiente que
contiene las pupas, y se cubre con un cono de 16 cm. de diámetro por 19 cm de
largo, elaborado de cartón o zinc y perforado con un orificio de una pulgada de
diámetro en su ápice, esto permitirá que los adultos salgan fuera del cono una
vez que emerjan las pupas, y no puedan volver a él, además previene que los
mosquitos caigan al agua y que las hembras grávidas pongan huevos en estos
recipientes. Este mismo efecto se puede lograr utilizando recipientes
denominados Breeding (Catálogo BioQuip, 2003). Al mismo tiempo se coloca
otro recipiente, con agua, que en dependencia de la especie, debe estar más o
menos limpia, para recoger la ovipuesta de las hembras grávidas. Para el caso de
28
Ae aegypti, que oviponen en superficies sólidas y húmedas, se coloca un papel
como el descrito en la fase de huevo (Pág. 17 y 18).
Naksathit and Scout (1998) señalan que, como fuente de energía y parte de la
alimentación, se pueden usar soluciones azucaradas al 10 %, las cuales
contienen Glucosa y Sacarosa, las concentraciones de las soluciones dependerán
de la demanda de la especie de mosquito a colonizar.
Fleming (1986) por su parte sugiere soluciones azucaradas al 5 - 15 % e
incluye miel de abeja a la misma concentración, puestas en mechas o torundas
elaboradas de algodón y gasa, que deben ser cambiadas dos veces a la semana y
pueden ser recuperadas, excepto para adultos de Aedes aegypti, debido a que las
hembras grávidas ponen huevos en las mismas, y constituirían una fuente de
contaminación si se utilizaran en otras jaulas.
Avila et al (1993), en su Metodología para la cría de Anopheles nuñeztovari,
proponen el uso de miel al 50 % con la que ellos obtuvieron elevados valores de
longevidad, debido a que la miel contiene: Glucosa, Fructuosa, Sacarosa y
Carbohidratos de alto valor nutritivo, los cuales se utilizan para la conversión
rápida en energía y como elemento precursor de la síntesis de ácidos grasos,
Glucógeno y sustancias indispensables para la supervivencia de los culícidos
(Nayar and Sauerman, 1975 b).
Hematofagia.
El conocimiento de los hábitos de alimentación de los insectos, es muy
importante para definir qué hospedero utilizar; es decir, si son zoofílicos o
antropofílicos. Los primeros son específicos de otros animales, entre los que se
encuentran las aves y mamíferos.
29
Los mosquitos de los géneros Aedes y Anopheles, prefieren a los mamíferos, por
lo que se pueden utilizar: Curieles, ratones y conejos de piel de capa oscura,
estos últimos solamente para Anopheles y para ambos en caso en que peligre la
especie, el huésped puede ser el hombre. (Actividades del Insectario. Laboratorio
Investigaciones Ciudad de Guatemala, 1997.
El género Culex es ornitofílico, o sea prefiere las aves específicamente las de
corral, que pueden ser pollitos de pocos días o hasta de 1 Kg de peso, co
dornices la mas utilizada en nuestro laboratorio fue la especie Coturnix coturnix
japonica (Pérez y Pérez F, 1994, y otras. La foto 7, muestra animales utilizados
para estos fines. A: Curiel y B Ave. (Ref Pág. 30).
A: Curiel.
30
B. Ave de corral Foto 7. Animales utilizados para la hematófagia. A: Curiel, B: Ave corral, cepo que la contiene.
Además se debe conocer la periodicidad en la actividad del mosquito, que en el
caso de Aedes es diurna, mientras que para Anopheles y Culex es nocturna. En
Anopheles se observan varios picos, al amanecer y en el crepúsculo.
Según Briegel (1985, 1990), el aminoácido esencial Isoleucina es fundamental
para la reproducción de los mosquitos. La sangre humana contiene cantidades
más bajas de este aminoácido que la de otros animales , sin embargo es la de
más nutrientes en general. La sangre de roedores y aves tiene comparativamente
mayores niveles de Isoleucina que la del hombre.
Cuando Aedes aegypti se alimenta de hospederos que tienen mayor Isoleucina en
sangre que el hombre, para completar la vitalogénesis puede requerir nutrientes
31
en la alimentación y la movilización de la reserva materna; sin embargo, con los
nutrientes que aporta la sangre humana dichas reservas no se necesitan para
completar el desarrollo de los huevos, ya que una parte de los nutrientes
ingeridos puede ser empleada en acumular reservas como para la vitalogénesis (
Briegel,1985 ).
Day et al (1994), en experimentos sobre fecundidad de Aedes aegypti, usaron
sangre de pollo ( en vez de sangre humana ) para alimentar a los mosquitos, a la
cual atribuyeron el reducido tiempo de supervivencia de estos, debido a la
composición ligeramente alta de Isoleucina, y baja en nutrientes.
Nayar y Sauerman (1975 a) encontraron mayor fecundidad en mosquitos
alimentados con azúcar y sangre que en estos, alimentados solamente con
sangre. En nuestras condiciones, se alimentan también con azúcar.
Después que emergen los adultos, y antes de alimentar a las hembras, con el
objetivo de lograr cada ciclo gonadotrófico (proceso fisiológico que consiste en la
digestión del alimento, el desarrollo de los ovarios por un periodo de 72 horas y
la consiguiente puesta de los huevos) se debe garantizar el contacto entre
hembras y machos, al menos por un periodo de 48 horas, para que se efectúe la
fecundación. Esto se debe cumplir tanto para una población nueva como para
cualquier ciclo gonadotrófico de la vida de las hembras. Ponencias del CICVECETV
(1982).
De acuerdo con nuestras experiencias, cuando las hembras dejan de poner
huevos dos días consecutivos, es el momento en que se debe repetir otra
hematofagia.
32
La alimentación siempre debe realizarse con animales muy tranquilos, lo que se
logra con anestésicos o con cepos (aditamentos que los inmovilizan) que se
pueden producir de forma artesanal, como se hace en nuestro laboratorio, lo cual
se expone en la Foto 7 , B: Ave de corral ( Ref Pág 30).
En el caso de mamíferos, se pueden emplear anestésicos generales de uso
veterinario (Carrillo et al 1981; CICVECETV (1982), administrados
intraperitonialmente. Se debe tener un número suficiente de animales, que
permita rotarlos de manera que los mismos sean inyectados y utilizados para la
alimentación, una vez cada dos o tres semanas.
Los animales se rasuran en la región abdominal cuando se colocan en la zona
externa cóncava de la jaula,y dorsalmente si se colocan dentro de ella en un
cepo de inmovilización. El animal se mantiene 15 min, o ½ hora en una jaula
para que se efectué la hematofagia y después puede pasar a otra. Para Aedes
aegypti se asegura la alimentación repitiéndose a las 24 horas.
En el caso de las aves, se despluman en la región que va desde el cuello hasta la
regios dorsal y en las alas. Los animales se depositan en cepos rectangulares para
su inmovilización y se debe colocar externamente en la zona cóncava de la jaula(
La parte desplumada se ubicara en la misma forma que la rasurada para los
mamíferos)o dentro de la misma, de modo que se asegure bien que no se salga
el ave del cepo.
Se debe tener en cuenta que las aves son insectívoras por lo que cuando se
encienda la luz, para colocarlas o retirarlas, se debe realizar de forma rápida, para
evitar que se alimenten de los mosquitos adultos que están volando alrededor de
ellas.
33
Culex quinquefasciatus. Say,1823
Este mosquito se caracteriza por depositar sus huevos directamente en agua, y
tiene forma de balsa. De acuerdo con su bioecología, los recipientes de ovipuesta
deben ser de color oscuro, atrayentes para las hembras ( Jobling, 1935), y el
agua contenido en ellos debe ser poluída y coexistirán huevos, larvas y pupas (
Consoli e Espinola, 1973; Bruno and Laurence 1979). Como se muestra en la
foto 8.
Foto 8. Diferentes estadios inmaduros ( larvas y pupas ) de Culex
quinquefasciatus.
Los huevos se transfieren a bandejas donde se desarrollan las larvas. La eclosion
se produce de 24 -30 Horas mas tarde . El agua a utilizar debe ser declorinada, a
temperatura de 26 – 27 0 C. Es importante tener en cuenta el espacio vital
34
Al cual se hizo referencia en el capítulo que trata de la fase larval o inmadura
para la especie (Ref Pág 19, 1er párrafo y Pág 20, 2do respectivamente)
número de balsas (huevos) a eclosionar (una contiene de 100-150 larvas).
La alimentación para el periodo larval es similar a la descrita ( Ref Pág. 22, 4to
párrafo y los primeros tres párrafos de Pág. 23 ) para Aedes aegypti, con la
diferencia de que, como se dijo allá, se duplica la cantidad después del primer
día de eclosión. En la etapa de adulto, se mantienen las fuentes energéticas en
base a las soluciones azucaradas, y a la sangre prefiriéndose aves de corral y
otras como la codorniz (Cotournix cotournix japonica ). La hematofagia se debe
realizar nocturna, como se describió en la Pág. 30, 1er párrafo. Según Consoli e
De Oliveira (1994), algunos autores recomiendan que para mejores resultados, se
debe retirar la solución azucarada 24 horas antes de la hematofagia.
Medidas de seguridad biológica para la cría de culícidos. En este acápite se establece una serie de indicaciones o medidas encaminadas a
evitar la fuga de los mosquitos fuera de las instalaciones de cría.
A pesar de que para todas las especies de culícidos se deben tomar medidas de
seguridad biológica, éstas deben de ser extremas en aquellas especies que
constituyen vectores de importancia medico – epidemiológica.
A continuación se mencionan algunas medidas generales:
• El responsable del insectario debe supervisar el manejo correcto de la cepa
por parte de los especialistas o los investigadores responsables; en caso
de detectar escapes de adultos o bandejas con pupas, debe notificarlo de
35
inmediato al responsable de la cría, y de persistir el incumplimiento, se
tomarán medidas más severa.
• Se deben utilizar capturadores manuales o trampas adecuadas para la
captura de los insectos, cuando se escapen.
• Se deben mantener cerradas las puertas para evitar el escape hacia el
exterior.
• Se deben utilizar materiales de protección adecuados al riesgo de la
especie que se está colonizando.
Fase inmadura.
Para la cría de Aedes aegypti, se debe seguir una serie de indicaciones que
tengan en cuenta el hecho de que constituye este un vector de enfermedades
del hombre y los animales:
• Los huevos identificados, se almacenan a temperatura ambiente, en
locales con prohibición de acceso para el personal ajeno al
departamento. Estos locales deben tener seguridad física, es decir,
puertas habilitadas con cerraduras y llaves.
• Después de que las tiras de huevos se someten a eclosión, y antes de
eliminarlas al medio exterior, deben ser destruidas por varios métodos:
Incineración, Autoclavear 20 min. y ebullición a 100 0 C por 15 – 20
min.
• Las larvas o pupas de cualquier estadio se deben resumir por un tamiz
de orificios muy finos y el líquido debe colectarse en una bandeja, para
36
filtrarse al terminar la operación. Este contenido se destruirá a
temperaturas de - 20 a – 29 0 C; en autoclave 20 min o por ebullición, a
100 0 C por 15 – 20 min, como se muestra algunos de estos pasos en
la Foto 9.
Foto 9. Eliminación de larvas o pupas y el liquido de cría con tamiz.
• Los tragantes de los fregaderos en las instalaciones donde se cría esta
especie, deben estar protegidos por una malla fina, para evitar su salida
a las aguas residuales.
• Todo material biológico que proceda de esta especie, debe ser
manipulado desde el inicio hasta el final por el mismo investigador, con el
objetivo de que se le dé continuidad a cada fase del mosquito y que se
cumplan las medidas previstas para su eliminación.
• En cada laboratorio donde se trabaje con esta especie, deberá habilitarse
un registro en el que aparezcan los datos relativos a: El investigador
37
principal que trabaja con la misma, la fecha de comienzo y el objetivo
del trabajo, así como la cepa.
• Al finalizar la actividad, las bandejas donde se crían las larvas se deben
examinar bien y limpiar con agua potable, con el propósito de hacer una
limpieza mecánica y de detectar larvas que hayan quedado, para su
consecuente destrucción.
Fase Adulta
• Los adultos de esta especie, se mantendrán en instalaciones
herméticamente cerradas, y si no, al menos que posean varias puertas,
como barreras físicas, antes de la que se comunica con el pasillo interno
del insectario.
• Las jaulas donde se crían, deben tener doble malla y una manga pequeña
lateral, para disminuir el riesgo de escape de los insectos, como medida de
seguridad.
• Cuando se vaya a realizar cualquier actividad en el interior de la jaula,
primero se deben hacer algunos movimientos con la manga, para que los
mosquitos se alejen de la entrada.
• Antes de sacar de la jaula los recipientes de ovipuesta, se deben golpear
sobre el piso para que los mosquitos que reposan en ellos los abandonen.
• Una vez concluida la alimentación, y antes de retirar los animales, se debe
golpear el cepo sobre el piso de la jaula, para evitar que se escapen las
hembras alimentadas.
38
• Al finalizar cada actividad con esta fase, se deben capturar los mosquitos
que hayan escapado de la jaula.
• Otros materiales en contacto con el material biológico como son torundas
empleadas en soluciones de azúcar, deben procesarse para desechar al
exterior. Utilizando métodos físicos como: autoclave 20 min o por
ebullición a 100 0 C , de 15- 20 min. Se expone en la foto 10.
Foto 10. Tratamiento para desechar torundas con azúcar utilizados en la fase adulta de culícidos.
39
Método de cría y mantenimiento de Triatoma flavida (Hemiptera: Reduviidae) Neiva, 1911 en el laboratorio. Los triatomíneos son insectos chupadores de sangre, que están ampliamente
distribuidos en América Latina vectores de Tripanosoma cruzi, agente causal de la
enfermedad de Chagas. Aunque en nuestro país no existe esta enfermedad, se
han reportado 4 especies: Triatoma flavida (Neiva, 1911), T. bruneri (Usinger,
1944), T. rubrofasciata (De Geer, 1773) y Bolbodera scabrosa (Valdes, 1910).
Por tal motivo, se hace necesaria su cría en condiciones de insectario, para
estudiar:
La biología, la morfología y la genética de los mismos. En este manual se enfoca
particularmente la cría de T. flavida, por ser la única que ha sido obtenida en
condiciones de insectario.
Lent y Wygodzinsky (1979) reportaron un método para la cría masiva de
triatomíneos, mediante el cual, y con un simple equipamiento, se obtienen
resultados satisfactorios, pero como señalan Da Silva et al (1997), cada especie
presenta diferentes comportamientos y adaptaciones cuando se somete a
condiciones artificiales y, solamente estudios específicos pueden esclarecer la
dinámica biológica de cada una, necesaria para conocer detalles que podrían
utilizarse para optimizar la cría de los mismos.
Los ejemplares colectados se colocan en recipientes de vidrio, metal o plástico,
preferiblemente grandes para que no exista competencia por el espacio, y se
tapan con una malla de tela, metal o plástico, de huecos lo suficientemente
pequeños como para prevenir que los huevos y las pequeñas ninfas se escapen.
Dentro debe colocarse un papel de filtro doblado en forma de abanico, con el
objetivo de que provea un refugio para los triatomas y, al mismo tiempo, absorba
40
la humedad generada por los mismos. Cada recipiente de cría se identifica con el
lugar de origen, la fecha de colecta y el nombre del colector.
Como estos insectos son hematófagos obligados en todos sus estadios, y se
alimentan con pollos, ratones y roedores, cuando se traigan individuos salvajes al
laboratorio, es importante hacerles un análisis de las heces, para determinar si
están infestados con Trypanosoma cruzi, y si esto sucede, es conveniente basar
su alimentación en aves, cuya sangre es refractaria al parásito; es de esta forma
que se evita la contaminación del hospedero.
Dentro de la variedad de métodos de alimentación para estos insectos, nosotros
utilizamos la técnica de introducir al huésped, colocado en un cepo, dentro del
recipiente de cría o dentro de otro recipiente habilitado para esto, debidamente
tapado para evitar el escape de los triatomineos. En el caso de utilizar otro
recipiente que no sea el de la cría, se introduce igualmente papel de filtro
doblado para el refugio de los triatomas después de la alimentación y también
con el objetivo de absorber el exceso de humedad provocado por las heces y
orina del hospedero. En el caso de que la alimentación se efectúe dentro del
recipiente de cría, al terminar la misma, se debe de proceder a la limpieza de
este.
Según Jiménez (1981), el tiempo de ingesta de sangre para T. flavida oscila, en
condiciones de laboratorio, entre 5 y 30 minutos, sobre aves o roedores, por lo
que 1 hora será suficiente para la repleción total de esta especie. Al completar la
alimentación, el insecto no vuelve a tomar más hasta pasados 5-7 días como
mínimo y hasta dos meses y medio como máximo, en adultos. Los ejemplares
adultos deben ser alimentados todas las semanas o cada 15 días, en dependencia
si se quiere acelerar o retardar el ciclo de vida. Como se muestra en la Foto 11
( Ref Pág. 41).
41
Foto 11. Alimentación de Triatoma flavida, utilizando curiel.
Esto fue demostrado por Mac Ewen and Lehane (1993) para ninfas de quinto
estadio de T. infestans: las alimentadas con más frecuencia, tuvieron un
desarrollo más acelerado. Igualmente, Cabello et al (1988) demostraron que para
adultos de Rhodnius neivai, el periodo de desarrollo fue más corto en los
alimentados semanalmente que en los alimentados quincenalmente.
Como los triatomíneos son ovovivíparos, los huevos puestos se colectan
diariamente, y se colocan en recipientes independientes identificados con la fecha
de colecta, los cuales pueden ser del tipo mencionado en la pág. 39, último
párrafo, o pequeños frascos, en dependencia de los propósitos de la cría. Cada
recipiente además se identifica como la F1, o sea la primera generación bajo
condiciones controladas. La eclosión ocurre a los 28.7±0.3 días en los meses de
verano (a 30ºC) y en invierno (24ºC) a los 21.0 ± 0.4 días, según Jiménez
42
(1981). Cabello y Lizano (2001) por otra parte, obtuvieron un período medio de
incubación de 27.2 ± 3.3 días, a una temperatura de 28 ± 2ºC, para la misma
especie.
Las ninfas de primer estadio se alimentan diariamente hasta que ocurra la primera
ingestión de sangre, a partir de la cual pasa a ser semanal o quincenal. En el caso
de T. flavida, según Jiménez (1981), la larva recién eclosionada no toma
alimentos hasta pasados 4-5 días de su nacimiento, y puede sobrevivir por
períodos de hasta 36 días sin ingesta de sangre, mientras la humedad relativa sea
de 85%.
Jiménez (1981) realiza observaciones sobre la biología de T. flavida en
condiciones de laboratorio a temperatura ambiente (entre 25 y 32ºC) y a una
humedad relativa de 85%, asimismo Cabello y Lizano (2001), obtienen
condiciones óptimas para la cría de T. flavida a una temperatura de 28 ± 2ºC y a
80 ± 10% de humedad relativa.
Una vez que se quieran eliminar los ejemplares que ya no sean útiles, se pueden
colocar a bajas temperaturas (por debajo de 0ºC) o en un recipiente tapado con
algodón embebido con cloroformo.
43
METODO DE CRIA Y MANTENIMIENTO DE Blattella germanica (L.) 1767
(DICTYOPTERA: BLATTELLIDAE).
Desde que Heal (1948) reportó un método estandarizado para la cría masiva de
cucarachas, pocos cambios se han realizado en este sentido. Los ejemplares
colectados se colocan en recipientes lo suficientemente amplios como para que
no exista competencia por el espacio; dichos recipientes deben ser
preferiblemente circulares y de cristal. En el borde interior superior de cada uno
se aplicará una capa fina de vaselina semisólida, con el objetivo de evitar que se
escapen. Cada recipiente se identificará debidamente con: nombre de la especie,
lugar de origen, fecha de colecta y nombre del colector, como se expone en la
Foto 12.
Foto 12 . Recipiente de mantenimiento de Blattella germánica.
44
Las cucarachas, al igual que otros insectos, requieren comida seca y una fuente
de agua separada, por lo que en el interior del recipiente se coloca una placa
petri con algodón embebido en agua, el cual debe humedecerse diariamente (el
agua se suministra ad libitum) y otra que contiene el alimento. Para Blattella
germanica, conocida vulgarmente como la cucarachita alemana, el alimento más
utilizado en el laboratorio es el pienso para ratón pulverizado y seco, con 20.45
% de proteínas, ya que para esta especie, el alimento debe tener entre 20-24 %
de proteínas (Mc Cay, 1938), pues por encima de este rango, disminuye su
longevidad (Haydak, 1953) y por debajo, disminuye su reproducción y se retarda
su período de desarrollo (Aguilera et al, 1998). El alimento debe pulverizarse o
granularse, porque cuando se alimentan con pellets completos el desarrollo ninfal
es más lento, lo que impone una barrera mecánica para la alimentación (Cooper
and Schal, 1992). Esta es una labor extremadamente intensa, sobre todo cuando
se necesitan crías masivas, por lo que los autores como Wileyto and Boush
(1983) diseñaron un método de cría basado en el uso de viales que reciben agua
continuamente desde un reservorio suministrador automático.
En cada recipiente se deben colocar papeles doblados en forma de acordeón o
abanico (para aumentar el área de superficie de contacto y proporcionarles
refugio). B. germanica se debe mantener en un ambiente a 29 ± 2°C, una
humedad relativa mayor del 70% y un foto período de 12:12 (L:O), ya que sus 3
requerimientos ecológicos fundamentales son: los ambientes cálidos, húmedos y
oscuros.
B. germanica es una especie ovovivípara, por lo que una vez fecundadas las
hembras, éstas portan las ootecas que contienen los embriones hasta el momento
de su eclosión, la cual ocurre luego de 15 días aproximadamente, bajo las
45
condiciones descritas anteriormente. Las ninfas que nacen, se separan en otro
recipiente de igual tipo, que se identifica como la F1, o sea, la primera generación
de esa cepa nacida bajo condiciones controladas, y así, sucesivamente, se
procede con las próximas generaciones si se requiere.
La dieta puede afectar la habilidad reproductiva de los blátidos (Roth and Willis,
1954), al igual que su crecimiento y desarrollo (Hamilton et al, 1988 y 1990;
Cooper and Schal, 1992 y Aguilera et al, 1998). La cucaracha alemana es
altamente sensible a la privación de alimentos y a las limitaciones de nutrientes
específicos, en particular de las proteínas (Roth and Stay, 1962 y Kunkel, 1981).
Entre las dietas más utilizadas de forma rutinaria en muchos laboratorios de
investigación, para mantener colonias de esta especie, está el alimento de
laboratorio (pienso) para perro, conejo y ratón; el último es recomendado por
varios autores como el más apropiado para B. germanica (Cooper and Schal,
1992; Koehler and Castner, 1994 y Aguilera et al, 1998), seguido por el de
conejo y por último el de perro (Koehler et al, 1994). Las hembras de esta
especie que han sido alimentadas con pienso de ratón, y bajo las condiciones
ambientales descritas al inicio, son capaces de ovipositar hasta 5 ootecas durante
su vida, y el número de ninfas nacidas de cada una puede estar entre 15 y 37
(Aguilera et al, 1998).
Los recipientes donde se mantienen las colonias de esta especie, deben limpiarse
al menos una vez al mes, ya que no se deben mantener muchos insectos muertos
en el fondo de los mismos.
Una vez que se quieran eliminar los ejemplares que ya no sean útiles, se pueden
colocar a bajas temperaturas (por debajo de 0°C) o sumergirlos en agua con
detergente por 5-10 minutos.
46
Este método de cría puede utilizarse con otras especies de cucarachas
domiciliarias de hábitos semejantes, como por ejemplo: Periplaneta americana,
Periplaneta australasiae, Supella longipalpa, etcétera. A las Panchloras, se les
debe suministrar alimento natural basado en hojas, ramas, frutos, etc y
colocarlas en recipientes de cría muy amplios.
MÉTODO DE CRÍA Y MANTENIMIENTO DE Musca domestica Linnaeus 1758. Musca domestica es un insecto que posee metamorfosis completa es decir pasa a
través de su vida por las fases de: Huevo, 4 estadíos larvales, pupa y finalmente
el adulto. Pertenecen al orden Díptera. Su cuerpo se divide en: cabeza, tórax y
abdomen. En la cabeza, se encuentran: Las piezas bucales para chupar; los ojos,
los cuales son compuestos, y las antenas receptoras, entre las partes mas
importantes, en el tórax se ubican dos pares de alas y tres de patas y en el
abdomen, el sistema reproductivo.
Durante su vida adulta, necesita de agua y de alimento preferiblemente líquido,
para que pueda ser solubilizado fácilmente por las secreciones salivales y del
buche. Puede regurgitar líquidos del buche produciendo manchas claras , las
más oscuras suelen ser heces.
Puede volar un radio de 10 km. en 24 horas.
Su longevidad está en dependencia de la disponibilidad de comida y los factores
ambientales, ya que a altas temperaturas acelera sus procesos pero acorta su
vida, mientras que a bajas se prolonga su longevidad. (OPS, 1964)
47
Los huevos son blancos y pequeños algo difíciles de ver a simple vista, miden
aproximadamente 1mm de longitud. Cada hembra puede llegar a poner grupos
de 75 a 150 huevos, los que son colocados lejos de la luz directa. En menos de
24 horas la larva rompe el huevo y penetra en el medio de cría usando dos
ganchos que tiene en la boca para rasgar y aflojar la materia alimenticia, para
regular la temperatura del medio se trasladan a diferentes niveles del mismo
donde oscilen entre 30 y 35 °C. Las larvas comienzan a mudar hasta que llegan a
4to estadio, pasado este tiempo comienzan a emigrar a un medio seco para
pupar. Cuando se encuentra lista se contrae hasta formar una vaina o pupario en
la cual se encierra y no toma alimento. En este período se mantiene durante 4 ó
5 días si existen temperaturas bajas o 3 días si son altas . Cuando se rompe el
pupario ya está lista la mosca para salir, comienza a caminar hasta que las alas
se sequen y abran y su cuerpo endurezca, esto requiere de 1 hora en
condiciones de verano y con temperaturas bajas hasta 15 horas. El apareamiento
puede ocurrir en cualquier momento después que ocurra esta actividad. Pasado el
período de copula, la mosca hembra toma algún tipo de alimento que le permita
madurar los huevos, para después de 2 ó 3 días ovipositar y comenzar el ciclo
nuevamente (OPS, 1964).
Desde los comienzos de este siglo, la especie Musca doméstica Linnaeus 1758 es
considerada un vector mecánico de importantes gérmenes responsables de
infecciones entéricas tales como: disentería amebiana, shigellosis, salmonellosis,
cólera, infecciones helmínticas, infecciones virales y ricketsiales, etc.
Contemplando también las molestias que provocan durante el trabajo y el
descanso en las comunidades con altas densidades de las mismas (Greenberg
1973 y Keiding 1986). Sus vías de transmisión son por las piezas bucales, pelos
del cuerpo, heces, vómitos y almohadillas de las patas.
48
En nuestro laboratorio es necesaria la cría masiva de adultos, principalmente
hembras para realizar pruebas biológicas con nuevos insecticidas de resistencia
a plaguicidas ya utilizados.
En estudios realizados por Tang et al (1984 ) y (1988) se ensayaron diferentes
método de cría para larvas con el fin de determinar cual era el mejor en cuanto a
rendimiento, costo y fortaleza de los adultos obtenidos para la realización de
pruebas de laboratorio ya que la Musca doméstica es utilizada ampliamente en
investigaciones genéticas por ser el insecto que ha mostrado mayor habilidad en
desarrollar resistencia a los insecticidas (Keiding 1976).
En el grupo de Control químico , del Departamento Control de Vectores IPK,
realizo un estudio para comparar un medio (I) recomendado por la OMS en 1974
y los otros dos ensayados por primera vez.
Los medios fueron esterilizados en beakers de 2000 ml durante 30 minutos, a
media atmósfera y 110 grados centígrados. Se utilizaron pupas del pie de cría del
laboratorio las cuales fueron distribuidas equitativamente en jaulas de 30 cm 3
,con armazón y base de madera cubierta con tela de malla de 38 GG ( diámetro
de orificio, 0.1mm ) para evitar contaminación con otros dípteros. Cuando
emergieron los adultos estos copularon y la puesta de huevos se recogió 3 días
después. Los huevos fueron extraídos con agujas enmangadas (Agujas para uso
entomológico), se tomaron 100 huevos por cada frasco que se utilizó con
medio. Se hicieron 16 réplicas por cada medio ensayado en total.
A continuación, en la siguiente Tabla 1 se muestran los medios utilizados en el
estudio descrito anteriormente.(Ref Pág 49 ) El medio I fue recomendado.
49
Tabla 1. Medios ensayados para cría de Musca domestica.
MEDIO I MEDIO II MEDIO III
Componentes
Cantidad
Componentes Cantidad
Componentes Cantidad
Salvado de
trigo
100 g Harina de
pescado
50 g Harina de
pescado
25 g
Harina de
gramíneas
30 g Levadura de pan 50 g Levadura de pan 50 g
Levadura de
pan
4 g
Agar
5 g
Agar
5 g
Harina de soya 10 g Agua hasta
completar
500 ml Agua hasta
completar
500 ml
Extracto de
malta
7.5 g Acido propiónico 2.5 ml Acido propiónico 2.5 ml
Aceite de
higado de
bacalao
7.5 g
Agua 400 ml
Acido
propiónico
2.5 ml
50
Tabla 2. Tiempo de duración de cada estadio por medio ensayado.
Fase MEDIO I MEDIO II MEDIO III
Huevo <1 <1 <1
Larva 5 -13 días 4 - 9.5 días 5 -11 días
Pupa 4.1 - 5.8 días 2 - 6.5 días 4.5 - 5.8 días
En este estudio se obtuvo que los resultados del medio 2 fueron superiores a los obtenidos en los otros medios. En la actualidad, en nuestro laboratorio utilizamos un método de cría de más fácil manipulación y más económico, el que relacionamos a continuación:
MEDIO ACTUAL:
Salvado de trigo 500 g
Leche en polvo 40 g
Agua (Potable) 500 ml aproximadamente
Se mezcla el salvado de trigo con los 40 gramos de leche en polvo, y luego se
adiciona el agua, poco a poco, hasta que quede humedecido, pero no
empapado.
Para recoger las puestas de huevos, se prepara una cantidad más pequeña de
este medio ( se mantiene la proporción ) y se coloca en las jaulas que contienen
adultos. Al otro día, se prepara la cantidad establecida anteriormente para cada
jaula que se va ha sembrar, se colocan dentro las puestas de huevos y se tapan
con tela y una liga. Después, las larvas transitan por los cuatro estadios larvales
hasta cuando vayan a pupar, entonces emigran hacia el borde del recipiente de
cría, humedeciendo la tela con que se tapó el recipiente. Ya entonces se puede
verter el medio para una bandeja de esmalte o plástico, la cual se le coloca una
51
debajo más grande con aserrín, para que las larvas tengan un lugar oscuro y
seco para pupar. Como aparece en las Fotos, 13 y 14 ( Ref. Pág 52).
Foto 13. Bandeja con medio contenida en la de aserrín
Cuando todas las larvas han pasado al aserrín, se elimina la bandeja que
contenía el medio, y la que contiene el aserrín con las larvas y las pupas, se
deja secar por espacio de un día a temperatura ambiente. Se muestra en la Foto
14 ( Ref en Pág. 52).
52
Foto 14. Larvas y pupas que migraron del medio al aserrín.
Pasadas 24 horas, se tamizan para eliminar el aserrín y que quede solamente
las pupas. Terminado el proceso de tamización, las pupas se colocan en un
recipiente y se introducen dentro de una jaula. Cuando emergen los adultos, se
les coloca una solución azucarada al 5 % en recipientes que contienen algodón
o gasa, para que las moscas adultas puedan tomar el alimento sin ahogarse (la
proporción de solución se debe ajustar para que el algodón quede embebido en
dicha solución, nunca seco o inundado) y un vaso con 40 g de leche en polvo y
se dejan transcurrir alrededor de 3 días antes de colocarles medio para la puesta
de huevos.
Las jaulas deben ser debidamente rotuladas para evitar contaminación de una
cepa con otra.
53
Para eliminar todo el material biológico ( bandeja con medio , leche en polvo
usada por los insectos, los algodones que contuvieron el agua azucarada ,
medio sobrante y pupas vacías ), se depositan en bolsas de nylon para eliminar
para la basura , cuyas bocas se cierran bien con un nudo fuerte y se
incineran ; si no se cuenta con incinerador se dejan por espacio de 2 días
para que los gases producidos por la fermentación provoquen la muerte de las
larvas que puedan haber quedado vivas y de los adultos que puedan haber
emergido de pupas atrasadas. En caso de los adultos que se vayan a desechar,
pueden eliminarse también a bajas temperaturas, es decir por congelación
durante 1 hora.
54
BIBLIOGRAFíA Aguilera L., Marquetti M.C, Fuentes O y Navarro A. 1998 . Efecto de dos dietas sobre aspectos biológicos de Blatella germanica (Dictyoptera: Blatellidae) en condiciones de laboratorio. Rev. Cub. Med. Trop. 50(2):143-9. Asahina S. 1964. Food material and feeding procedures for mosquito larva. Bull. Wld. Hlth. Org. 31: 465-466. Avila J., Segnini S. y Rossel O. 1993. Metodología para la cría del Anopheles nuñeztovari Gabaldon 1940 (Díptera: Culicidae). Bol. Entomol. Venez. N.S. 8 (1): 19-31. Actividades del insectario. Laboratorio investigaciones Ciudad Guatemala 1997. Baerg DC. 1971. Colonization of Anopheles pseudopunctipennis in Panama. J. Med. Entomol. 8(2): 180-182. Barry W. Alto, 1, 2 and. Juliano SA. 2001. Temperature effects on the dynamics of Aedes albopictus (Díptera: Culicidae) populations in the laboratory. J. Med. Entomology 38(4):548-556. Briegel H. 1985. Mosquito reproduction: incomplete utilization of the blood meal protein for oogenesis. J. Insect Physiol. 31:15-21. Briegel H. 1990. Metabolic relationship between female body size, reserves, and fecundity of Aedes aegypti. J. Physiol.36: 165-172. Bruno D.W. and Laurence B.R. 1979. The influence of the apical draplet of Culex egg rafts on oviposition of Culex pipiens fatigans (Díptera: Culicidae). J. Med. Entomology 16: 300-305. Burgess L. 1959. Techniques to give better hatches of the eggs of Aedes aegypti (L) (Díptera: Culicidae). Mosquito News 19: 256-259. Cabello D.R and Lizano E. 2001. Biology of Triatoma flavida Neiva, 1911 (Hemíptera: Reduviidae) under laboratory conditions. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 95: 1-3. Cabello D.R, Lizano E y Valderrama A. 1988. The effect of feeding frequency on some populations parameters of Rhodnius neivai. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 83(4):441-6. Carrillo M.P, Suárez M.F, Morales A y Espinal C. 1981. Colonización y mantenimiento de una cepa colombiana de Anopheles albimanus Wiedemann, 1821 (Díptera: Culicidae). Biomédica. 1(2)64-66. Clements, A.N. 1963. The physiology of mosquitoes. International series of monographs pure and applied biology. The Mac Millan Company.,NY 393 p. Catálogo Bioquip. EUA Mayo 2003. www:/BioQuip.com Consoli Rotraut A.G.B e Espínola H.N. 1973. Possíveis factores químicos na água que influenciam as femeas de Culex pipiens fatigans para a oviposicion. Rev. Pat. Trop. 1: 49-54.
55
Consoli Rotraut A.G.B e De Oliveira R.L. 1994. Principais mosquitos de importancia sanitaria no Brasil. 228 p. Editora Fiocruz. Cooper R.A and Schal C. 1992. Differential development and reproduction of the german cockroach (Dictyoptera: Blattellidae) on three laboratory diets. J. Econ. Entomol. 85(2): 838-44. Da Silva D.R, Da Fonseca A.H, Ademar F.C, Jurberg J e Galvao C. 1997. Desenvolvimento do Rhodnius pictipes Stal, 1872 alimentado a través de membrana de silicone e em camundongos. Mem. Inst. Oswaldo Cruz 92(4): 553-558. Day F.J, Edman J.D. and Scout T.W. 1994. Fitness of Aedes aegypti (Díptera: Culicidae) maintained on blood, with field observations from Thailand. J. Med. Entomol. 31:611-617. Fleming G. 1986. Biología, ecología de los vectores de la malaria en las Américas. Organización Panamericana de la Salud (OPS) Washingtong DC. Forattini O.P. 2002. Culicidología Médica. Vol. 2. Editora Universidad de Sao Paulo. 860p. Gahan J. 1966. Anopheles quadrimaculatus Say. In: Insect colonization and mass production . Edt.bv Carroll N. Smith. Academic Press N.Y. 618p. Gahan J and Smith S. 1964 Insect colonization and mass producction. Ed. Academice. N . Y. 618. Gadelha D.P. e Toda A.T. 1985. Biologia e comportamento do Aedes aegypti : Rev Brasil Malariol. D. Trop. 37: 29-36. González R, Alonso N y Navarro A. 1987. Resultados obtenidos en el laboratorio sobre la cría de Anopheles albimanus Wiedemann, 1821 (Díptera: Culicidae) en Cuba. Rev. Cub. Med. Trop. 39(1): 133-138. Greenberg B. 1973. Biology and disease transmission. Princenton University Press. 447 p. Heal M.E. 1948. Rearing methods for german and american cockroaches. J. Econ. Entomol. 41:329. Hamilton R.L and Schal C. 1988. Effects of dietary protein levels on reproduction and food consumption in the german cockroach (Dictyoptera: Blatellidae). Ann. Entomol. Soc. Am. 81(6):969-76. Hamilton R.L, Coaper R.A and Schal C. 1990. The influence of nymphal and adult dietary protein on food intake and reproduction in female brown banded cockroaches. Entomol.Exp. Appl. 55(1):23-31. Haydak M.H. 1953. Influence of the protein level of the diet on the longevity of cockroaches. Ann. Entomol. Soc. Am. 46:547-60. Hernández F y García J.D. 2000. Aedes. Dengue y la posibilidad de un enfoque diferente de lucha. Rev. Costarric. Salud Pub 9 n. 16 San José.
56
Institut Pasteur Paris, France. 1998. Tritation of Bacillus thuriengiensis subsp. Israelensis and B. sphaericus products. Unite des bacteries entomopathogenes. WHO Collaborating Centre for Entomopatogenic Bacillus. Jiménez H. 1981. Observaciones sobre biología de Triatoma flavida Neiva 1911 en Cuba. Rev. Cub. Med. Trop. 33:195-200. Jobling B. 1935. The effect of light and darkness on oviposition in mosquitoes. Trans Roy. Soc. Trop. Med. Hyg. 29: 157-166. Keiding J. and Jeespersen J.B. 1986. Effect of diferent control estrategies on the development of insecticide resistence by house flies: experience from danish farms: 623-30. Koehler P.G and Castner L. 1994. The german cockroach Institute of food and agricultural sciences. Acts of Congress. Publications. Distribution Center, University of Florida, May 8-June 30, Gainesville, Florida, 147 p. Koehler P.G, Strong C.A and Patterson R.S. 1994. Rearing improvements for the German Cockroach (Dictyoptera: Blatellidae). 31(5):704-10. Kunkel J.G. 1981. A minimal model of metamorphosis: fat body competence to respond to juvenile hormona. In: Ghovindan B., Friedman S. Rodríguez J.G. Eds. Current Topies in insect endocrinology and nutrition. New York, Plenum. 107-29. Lea A.O. and De Long 1958. Studies on the nutrition of Aedes aegypti larvae. Proc. Tenth Int. Congre. (1956) 2:299-302. Lent H and Wygodzinsky P. 1979. Revision of the triatominae and their significance as vectors of Chagas disease. Bull. Am. Museo Nat. Hist 163: 123-520. Mac Ewen P.K and Lehane M.J. 1993. The effect of varying feed interval on nymph development subsequent adult flight behaviour and autogeny, in the triatominae bug T. infestans. J. Appl. Ent. 115: 90-96. Mc Cay C.M. 1938. The nutritional requeriments of Blatella germanica. Physiol. Zool. 11: 89-103. Manual de la OMS 1993. Laboratory biosafety manual. Invertebrates Second edition World Health Organizations. Geneva. 30-31P. Moreno S. 1999. Conducta de estadios inmaduros de Aedes aegypti y Aedes mediovittatus en criaderos mixtos en condiciones de laboratorio. Tesis para optar por el grado de Máster en Entomología Médica y Control de Vectores, IPK. Morland H.B, Hayes R.O and Schoof. H. 1963. Methods for mass rearing of Aedes aegypti ( L ). U.S, public Rpts. 78: 711-719. Naksathit A.T. and Scout T.W. 1998. Effect of female size on fecundity and survivorship of Aedes aegypti fed only human blood versus human blood plus sugar. J. Am. Mosq. Control Assoc. 14(2):148-152.
57
Nayar J. K. and D.M. Sauerman 1971. The effects of diet on life span, fecundity and flight potential of Aedes taeniorhynchus adults. J. Med. Entomol 8: 506-513. Nayar J. K. and D.M. Sauerman 1973. A comparative study of flight performance and fuel utilization as a function of age in females of Florida mosquitoes. J. Insect. Physiol. 19:1977-1988. Nayar J. K. and D.M. Sauerman 1975a. The effects of nutrition on survival and fecundity in Florida mosquitoes. Part. 1. Utilization of sugar for survival. J. Med. Entomol. 12 (1):92-98. Nayar J.K. and Sauerman D.M. 1975 b. The effects of nutrition on survival and fecundity in Florida mosquitoes. Part 3. Utilization of blood and sugar for fecundity. J. Med. Entomol. 12 (2): 220-225. OPS 1964. Moscas de importancia para salud pública y su control. 44p. OPS- OMS 1983. Especificaciones generales para un insectario. Bogotá. Colombia . 2p. Pérez y Pérez F. 1994. Coturnicultura. 2 da Edición. Editorial Científica Médica. Barcelona España. Pérez Vigueras . I. 1956. Los Ixódidos y Culícidos de Cuba, su historia natural y médica. La Habana. 579p. Pumpini C.B, Knepler J. and Craig G.B. 1992. Influence of temperature and larval nutrition on the diapausa inducing photoperiodo of Aedes albopictus. J. Am. Mosq. Control Assoc. 9: 223-227. Reglamento Interno 1987. Dpto. Control de Vectores. Instituto de Medicina Tropical Pedro Kourí. Reisen W and Mahmood F. 1980. Horizontal life table characteristics of the malaria vectors Anopheles culifacies and Anopheles stephensi (Díptera: Culicidae). J. Med. Entomol. 17(3): 211-217. Resolución No.103 del 2002. Reglamento para el establecimiento de los requisitos y procedimientos de seguridad biológica en las instalaciones en las que se hace uso de agentes biológicos y sus productos. Aprobado por el Ministerio de Ciencia, Tecnología y Medio Ambiente. Revista de experimentacion Animal. SEEA .1990.. VOL I. No 2, 2do semestre : 54. Roth L. M and Stay B. 1962. Oocyte development in Blatella germanica and Blatella vaga (Blattaria). Ann. Entomol. Soc. Am. 55: 633-42. Roth L.M and Willis E.R. 1954. The reproduction of cockroaches. Smithson. Misc. Coll. 1221-49. Soekiman S., Machfudz, Subbagyo, Adipoetro S., Yamanishi H. and Matsumura T. (1986). Comparative studies on the biology of Aedes aegypti (Linnaeus, 1962) and Aedes albopictus (Skuse, 1895) in room condition. Sulaiman S, Powanchu Z. A, Karim M. A, Jeffery J, Busparoni V, and Wahab A .1996. Serological identification of the predators of adult Aedes albopictus (Skuse) (Díptera: Culicidae) in ribbu plantation and a cementery in Malasia. Journal of Vector Ecology. 21(1): 22-25.
58
Tang, R, Navarro A y Fresneda M. 1984. Estudio del ciclo de vida de Musca domestica en el laboratorio. Rev. Cub. Med. Trop. 36: 110-117. Tang R, Ruiz N y Montada D. 1988. Método de cría de Musca domestica. Rev. Cub. Med. Trop. 1:34-9. Torrealba A. 1998. III Curso de iniciación a la Entomología. Natura nusquam magis est tota quam in minimis. Asociación Naturalista Alto Aragonesa Onso, 74pp. Universidad de Carolina del Sur, Estados Unidos, 1982. Curso Internacional control de vectores y epidemiología y control de enfermedades transmitidas por vectores. (CICVECETV). Van Handel E. 1986. Growth of three mosquitoes on two larval diets measures by protein accumulation. Journal of the American Mosquito Control Association. Vol 2 (3):289-291. Wileyto E.P, Boush G.M. 1983. A new method for individually rearing the German cockroach (Orthoptera: Blattellidae) J. Econ. Entomol. 76: 676-7.
59
AGRADECIMIENTOS A todos los compañeros del Departamento Control de Vectores del IPK y en especial a la Lic Maria Magdalena Rodríguez Coto y el Dr. René Gato de Armas por sus valiosos aportes en el diseño del documento.
