UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS
TRUJILLO – VENEZUELA
Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis de inoculación en macetas con
plantas de Maíz (Zea mays).
Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015
Valero Yamileydi del Carmen, C.I. 20.656.075
TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA
Abril, 2013
ii
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS
TRUJILLO – VENEZUELA
Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis en macetas con plantas de Maíz
(Zea mays).
Tutor MSc. Ing. Jesús Matheus
Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015
Valero Yamileydi del Carmen, C.I 20.656.075
TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA
v
RESUMEN
Se desarrolló una investigación en dos áreas: una, en la Unidad de
Producción Integral (UPI) y la otra, en el Laboratorio de Investigación de
Suelos del NURR ambas en la Villa Universitaria ULA –Trujillo, entre los
meses de Julio y Noviembre de 2012. Se realizó un ensayo en laboratorio
bajo condiciones semi controladas con suelo procedente de la U.P.I. a fin
de determinar la actividad biológica (respiración basal) a las 24 y 72
horas. En general, la respiración basal como respuesta a la aplicación de
diferentes dosis de concentración y la interacción de la materia orgánica
presentó una dinámica similar tanto para las 24 como para las 72 horas.
El trabajo en macetas se llevó a cabo con dos ensayos paralelos,
determinando por un lado, la forma de inoculación (inmersión y
aspersión) mas efectiva en dos dosis de aplicación del Azotobacter spp y
(1 y 20%), y, evaluando en el otro, la interacción de la materia orgánica
con el Azotobacter spp en tres niveles (1, 20 y 40%), ambos, sobre
variables fitométricas del cultivo indicador (maíz). Se establecieron bajo
un diseño experimental de bloques completos al azar con cuatro réplicas
para ambos ensayos, 6 tratamientos para el primero y 8 tratamientos para
el segundo. En el ensayo 2 la mayor respuesta en todas las variables se
obtuvo con la dosis del 20% de concentración independientemente de las
formas de inoculación. El efecto positivo de la interacción Azotobacter
materia orgánica bajo tres dosis de concentración en el ensayo 3 se
evidenció en el T6 con materia más dosis 2 al 20% para la mayoría de las
variables con la dosis más alta del biofertilizante (40%) con materia
orgánica. En la discusión se enfatiza la importancia de la materia orgánica
para el establecimiento de altas concentraciones de Azotobacter.
Palabras claves: interacción, materia orgánica, Azotobacter spp.,
formas de inoculación, cultivo indicador, respiración basal.
vi
DEDICATORIA
De todo corazón quiero dedicarle mi triunfo a todos esos seres que
con su apoyo me ayudaron a realizar este sueño:
A Dios todo poderoso y a la Virgen, por haberme permitido llegar
hasta este punto y haberme dado salud, sabiduría, comprensión y
paciencia para lograr mis objetivos, además de su infinita bondad y amor.
A mi padre Jorge, por darme todo su apoyo, consejos,
comprensión, amor, por estar conmigo en los momentos difíciles, y por
ayudarme con los recursos necesarios para lograr mi sueño de
graduarme. Te amo papá.
A mi madre Noris, por haberme traído al mundo y por todos los
momentos que diste y das por hacer que yo este bien, por la
motivación constante que me ha permitido ser una persona de bien, pero
más que nada, por su amor. Te amo mamá.
A mis hermanos Yessika, Jorge Luis e Iraly y mi bebe linda Yobismar, los quiero mucho. También es de ustedes este triunfo para
que en un futuro mi triunfo les sirva de apoyo para qué se formen como
profesionales.
A mi sobrina, que todavía no ha nacido pero que está en la pancita
de mi hermana creciendo para llenarnos de felicidad a cada uno de
nosotros, quiero dedicarle mi triunfo para que en un futuro este le sirva de
aliento para salir adelante y formarse en lo profesional.
A mis abuelos, este triunfo también se los dedico gracias por estar
conmigo y mi familia en los momentos más difíciles de nuestras vidas
los quiero.
GRACIAS
Norelis Angel
vii
DEDICATORIA
Primeramente a Dios y María Santísima por estar conmigo
siempre y en todo momento, por fortalecer mi corazón e iluminar mi mente
y por haber puesto en mi camino a aquellas personas que han sido mi
soporte y compañía durante todo el período de estudio.
Al Doctor José Gregorio Hernández por siempre regalarme salud
a lo largo de mi vida y por brindarme la tranquilidad necesaria para hoy
culminar una de mis metas.
Dedicada muy especialmente a mis padres por ser fuente de
motivación en los momentos de angustia para no desmayar por este
camino que hoy veo realizado, a mis hermanos por su amistad, cariño y
apoyo, así como también por hacer de mi una mejor persona a través de
su ejemplo de honestidad y, a mi sobrina para demostrarle que intentar
mejorar cada día me genera recordar el compromiso que tengo para con
ella de avanzar y así poder guiarla.
A mis amigos (a) Glenda, Norelis, Leidimar y Pedro por su
valiosa colaboración y ayuda siempre que la necesité. Cada día les estaré
agradecida.
Yamileydi Valero
viii
AGRADECIMIENTOS
A Dios y a la Virgen, por habernos acompañado y guiado a lo
largo de la carrera, por ser nuestra fortaleza en los momentos de
debilidad y por brindarnos una vida llena de aprendizajes, experiencias y
sobre todo felicidad.
Al doctor José Gregorio Hernández, por darnos buena salud en
todo momento tanto a nuestros seres queridos como a nosotras.
A nuestros padres, por su apoyo, su guía y su confianza en la
realización de nuestros sueños. Somos afortunadas por contar siempre
con su amor, compresión y ejemplo. Gracias este sueño es de ustedes.
Al tutor, Jesús Matheus, gracias de corazón por su colaboración y
asesoramiento técnico y humano para la elaboración y desarrollo de
nuestro proyecto.
A todos los profesores de la carrera de técnico, que nos
enseñaron tanto de lo profesional como de la vida, impulsándonos
siempre a seguir adelante. Gracias
A Glenda, Leidimar Pedro y demás compañeros, Gracias por
estar con nosotras todo este tiempo donde hemos vivido momentos
felices, tristes, gracias por ser nuestros amigos y recuerden que siempre
los llevaremos en nuestros corazones.
A nuestro compañero Darwin, por su ayuda incondicional cuando
más lo necesitamos en nuestro trabajo, gracias de corazón
A la ilustre Universidad de los Andes, por abrirnos sus puertas y
brindarnos todos los conocimientos y sus beneficios gracias
Al Institutito Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI), gracias por
su colaboración En especial al ingeniero Gerardo King, y el laboratorio de
biofertilizante.
ix
ÍNDICE
Pág.
RESUMEN. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . iii
DEDICATORIA. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . iv
AGRADECIMIENTOS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vi
INDICE GENERAL. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vii
LISTA DE CUADROS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . viii
LISTA DE FIGURAS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ix
LISTA DE APENDICE. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . x
I. INTRODUCCION. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1
1.1 Objetivo general. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
1.2 Objetivos específicos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
II. MARCO TEORICO. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
III. METODOLOGÍA. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
3.1 Marco de referencia físico. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
3.11Ubicación del ensayo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
3.2 Bioensayo en laboratorio respiración basal. . . . . . . . . . . 14
3.2.1 Adecuación del contenido de humedad del suelo. . . .
3.2.2 Determinación de la biomasa microbiana. . . . . . . . . .
15
15
3.3 Descripción del ensayo en campo. . . . . . . . . . . . . . . . . . 16
3.3.1 Análisis físico-químico del suelo utilizado. . . . . . . . . . . 16
3.3.2 Cultivo indicador. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17
3.3.3 Establecimiento de las unidades experimentales. . . . . 17
3.3.4 Variables respuestas. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
IV. RESULTADO Y DISCUSIÓN. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
4.1 Caracterización del suelo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
4.2 Caracterización del biofertilizante Biopatria. . . . . . . . . . . 24
4.3 Respiración basal. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
4.4 Variables fitométricas del ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . 29
4.4.1 Altura de planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29
4.4.2 Diámetro de planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29
4.4.3 Peso seco aéreo y total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29
x
4.4.4 Área foliar total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30
4.5 Variables fitométricas del ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . 31
4.5.1 Altura de la planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
4.5.2 Diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
4.5.3 Peso seco aéreo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
4.5.4 peso seco total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
33
35
4.5.5 Área foliar por planta y área foliar total. . . . . . . . . . . . . 35
4.6. Análisis de índice de efectividad de la inoculación. . . . 37
4.7 Análisis de eficiencia agronómica relativa. . . . . . . . . . . . 38
V. CONCLUSIONES. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
VI. RECOMENDACIONES. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS. . . . . . . . . . . . . . . . . 44
VIII. ANEXOS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53
xi
LISTA DE CUADROS
Cuadro Pág.
1 Variables y métodos empleados para la caracterización del suelo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
16
2 Caracterización del suelo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
3 Respiración basal (mg CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas . . . 25
4 Efecto de diferentes formas de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de altura de planta y diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
28
5 Efecto de diferentes forma de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de P.S aéreo y P.S total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
30
6 Efecto de diferentes forma de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de área foliar total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
30
7 Efecto de la interacción de Azotobacter spp -M.O y diferentes dosis de concentración en las variables de altura de planta y diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
31
8 Efecto de la interacción de Azotobacter spp -M.O y diferentes dosis de concentración en las variables P.S de raíz, P.S aéreo y P.S total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
34
9 Efecto de la interacción de Azotobacter spp-M.O y diferentes dosis de concentración en las variables A.F por planta y A.F total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
36
xii
LISTA DE FIGURAS
Figuras Pág.
1 Respiración basal 24 horas según tratamiento. . . . . . . . . 26
2
3
Biomasa Microbiana, 24 horas según tratamiento. . . . .
Respiración basal 72 horas según tratamiento. . . . . . . . .
26
27
4
5
Biomasa Microbiana, 72 horas según tratamiento. . . .
Índice de efectividad de la inoculación (%) para el ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
27
37
6 Índice de efectividad de la inoculación (%) para el ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
38
7 Eficiencia agronómica relativa (%) para el ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
38
8 Eficiencia agronómica relativa (%) para el ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
39
xiii
LISTA DE ANEXOS
ANEXO Pág.
1 Respiración basal a las 24 horas. . . . . . . . . . . . . . . . . 53
1.1 Análisis de varianza de mgCO2/gr de suelo. . . . . . . 53
1.2 Análisis de varianza de biomasa microbiana. . . . . . 53
2 Respiración basal a las 72 horas. . . . . . . . . . . . . . . . . 54
2.1 Análisis de varianza de mgCO2/gr de suelo. . . . . . . 54
2.2 Análisis de varianza de biomasa microbiana. . . . . . 54
3 Variable fitométricas del ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . 55
3.1 Análisis de varianza de la variable altura de la planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
55
3.2 Análisis de varianza de la variable diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
55
3.3 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
56
3.4 Análisis de varianza de la variable peso seco total. .
3.5 Análisis de varianza de la variable area foliar total.
57
57
4 Variable fitométricas del ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . 58
4.1 Análisis de varianza de la variable altura de la planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
58
4.2 Análisis de varianza de la variable diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
59
4.3 Análisis de varianza de la variable peso seco raíz. . 59
4.4 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
60
4.5 Análisis de varianza de la variable peso seco total. . 61
4.6 Análisis de varianza de la variable área. foliar/plantas. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
61
xiv
4.7 Análisis de varianza de la variable área foliar total. . 62
5 Índice de la efectividad de la inoculación. . . . . . . . . . 63
5.1 Índice de la efectividad de inoculación en (%) del
ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
63
5.2 Índice de la efectividad de inoculación (%) del
ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
63
5.3 Eficiencia agronómica relativa (%) del ensayo 2. . . 63
5.4 Eficiencia agronómica relativa (%) del ensayo 3. . . 64
1
I INTRODUCCIÓN.
Venezuela es un país tropical en el que la actividad agrícola juega
un papel importante y su principal producción se basa en rubros como
hortalizas, frutas, cereales y otros. Sin embargo, los sistemas de
producción se han fundamentado en tecnologías que involucran el uso
excesivo de los agroquímicos con las consecuencias negativas que éstos
han generado sobre el ambiente y el hombre.
Ante esta realidad, actualmente se plantean alternativas de menor
impacto ecológico en el marco de una agricultura sustentable soportada
en el manejo agroecológico de los sistemas de producción con lo cual se
busca una mayor eficacia en el uso de los recursos, conservar e
incrementar la fertilidad del suelo, mantener la diversidad y variedad de
especies, así como generar rentabilidad económica. Muchos
investigadores se han orientado a la exploración de la capacidad que
tienen diversos microorganismos benéficos para contribuir con la salud de
las plantas y la calidad del suelo.
A través de la biotecnología se han desarrollado una serie de
bioinsumos entre los cuales se pueden señalar los biocontroladores,
biofertizantes y bioestimuladores del crecimiento vegetal que actualmente
son elaborados por La Red de Laboratorios de Bioinsumos del Instituto
Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI).
Los biofertilizantes se definen como preparados que contienen
células vivas o latentes de cepas microbianas eficientes, que hacen
disponibles a las plantas sustancias nutritivas o promotoras del
crecimiento mediante su actividad biológica (INSAI, 2010); en tal sentido,
constituyen un insumo necesario para ser incorporados en los sistemas
integrados de nutrición vegetal con la finalidad de mejorar la fertilidad de
los suelos.
2
El uso de bioproducto constituye hoy día una necesidad económica y
ecológica obligada, convirtiéndolo en insumo atractivo a los productores
del campo. La Constitución de la República Bolivariana de Venezuela
establece una política de Estado orientada hacia la soberanía alimentaría,
lo que implica la introducción expresa del uso de agricultura sustentable y
la adquisición de mayor conciencia ambiental de la población,
produciendo un viraje muy marcado hacia el uso de bioproducto. La
tendencia actual del sector agrícola indica con seguridad, que la
utilización de estos bioproducto, pasará a ser parte normal de los insumos
de la agricultura contemporánea en Venezuela.
Sin embargo con el uso de biofertilizantes se puede confirmar el
amplio potencial de utilizar microorganismos del suelo en la agricultura
como una nueva alternativa para nutrir por medios biológicos los cultivos.
Además de que son una alternativa de gran validez para los agricultores
que no fertilizan o lo hacen con pequeñas cantidades, como es el caso de
los campesinos que siembran maíz, donde se puede reducir hasta el 50%
de la formula de la fertilización tradicional en muchas regiones del país y
en el caso de las leguminosas como el frijol, ya no se utilizara fertilizante
nitrogenado.
La política de la Red de Laboratorios de Bioinsumos está orientada
hacia tres líneas de acción: producción de Azotobacter spp., bacterias
solubilizadoras de fósforo y Rhizobium. Son pocas las referencias
nacionales que existen en relación a la investigación sobre el uso de
estos productos.
Por lo antes expuesto, los objetivos de este trabajo están orientados
a contribuir en la investigación sobre el efecto de la inoculación de
Azotobacter spp. usando como cultivo indicador plantas de maíz.
3
OBJETIVO GENERAL
Evaluar el efecto de la forma de aplicación y tres dosis de
concentración del biofertilizante a base de Azotobacter spp y su
interacción con la M.O., sobre algunas variables de crecimiento y
desarrollo del maíz (Zea mays) como cultivo indicador.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Determinar el efecto de dos formas de aplicación (inmersión y
aspersión) y tres diferentes concentraciones de Azotobacter spp. sobre
los parámetros del crecimiento de la planta de maíz.
Determinar el efecto de la interacción Azotobacter spp. - materia
orgánica del suelo sobre el comportamiento agronómico del cultivo
indicador.
Determinar los índices de efectividad de la inoculación (IEI) y la
Eficiencia Agronómica Relativa (EAR) para las variables de peso seco
total.
4
II MARCO TEÓRICO
La agricultura es la actividad que comprende todo un conjunto de
acciones antrópicas que transforma el medio ambiente natural, con el fin
de hacerlo más apto para el crecimiento de los cultivos, sin embargo, se
ha caracterizado por ser altamente tecnificada, intensiva y generar
impacto negativo sobre el ambiente.
Venezuela, desde un principio ha estado dotada de grandes
recursos agrícolas, que son de gran importancia para su desarrollo
económico y social, debido al clima tropical que posee; dando lugar a
que el hombre, con sus facultades y adelantos tecnológicos aproveche
estos recursos, obteniendo así una gran diversidad de productos durante
casi todo el año (Bologna, 2011).
El Estado Trujillo presenta condiciones ecológicas favorables, para
el desarrollo integral del área agrícola, sin embargo, son notorios los
efectos perjudiciales que los sistemas de producción agrícola
(tradicionales o modernos) generan en los suelos, aguas, especies
animales y vegetales debido a las técnicas usadas inadecuadamente,
produciéndose un acelerado deterioro ecológico (Torres y Capote, 2008).
La agricultura andina hoy en día se caracteriza por ser intensiva y
altamente demandante de insumos agrícolas, razón por la que los
productores recurren al empleo de semillas certificadas de variedades de
alto rendimiento, a la reducción o eliminación de periodos de descanso o
barbecho y al uso de mayores cantidades de fertilizantes químicos y de
enmiendas orgánicas (Machado, 2005).
Andrade y Correa (2009), señalan que el uso excesivo de
agroquímicos constituye un daño biológico a los suelos deteriorando
la calidad de los mismos: estos inducen al aumento de acidez y
salinidad, favoreciendo la resistencia de las plagas y malezas,
5
disminución de la productividad del suelo por pérdida de materia orgánica
y nutrientes debido a la erosión, y suavizando los tejidos de la planta
provocando que ésta sea menos resistente y saludable, eliminan el
ecosistema natural de suelo desarrollando plantas más vulnerables lo cual
obstaculiza la sostenibilidad de la producción agrícola.
Por otra parte, las consecuencias de la mineralización han sido
nefastas para el ambiente por la elevada contaminación causada por el
uso irracional de fertilizantes y plaguicidas, esto como consecuencia de la
menor eficiencia de adsorción en el suelo y absorción por la planta, a su
vez se debe al uso indiscriminado de la maquinaria agrícola que altera las
propiedades físicas de los suelos aumentando así los costos de
producción, al igual que el uso de cultivares con alto rendimiento a nivel
genético lo que demanda la utilización de altas cantidades de fertilizantes,
ocasionando graves daños al ambiente y provocando una fuerte
resistencia de los patógenos hacia los mismos, como resultado de la
utilización de fuertes concentraciones de agroquímicos para eliminar
ciertas plagas (Lara et al., 2007).
Compagnoni y Casanova (2009), dicen que el hombre en su afán
de desarrollo tecnológico sano, ha aplicado métodos microbiológicos para
estudiar ciertos microorganismos y utilizarlos posteriormente bajo el
nombre de biofertilizantes en las prácticas agrícolas, logrando así una vía
factible para mejorar la fertilidad del suelo y estimular la nutrición de las
plantas mediante el incremento de la población de microorganismos
benéficos, partiendo de su inoculación a las plantas, semillas o al suelo
(Pérez, 1997).
Es por ello, que actualmente se propician las técnicas de manejo
ecológico de suelo, con el fin de incidir de manera directa en la nutrición y
el desarrollo de las plantas, favoreciendo así la fertilidad de los suelos
mediante un cambio en el paradigma de la agricultura de altos insumos,
llamada revolución verde, mediante la transición gradual que conduzca a
un manejo agroecológico, comenzando por la reducción del uso de
6
plaguicidas e incrementando los insumos biológicos, al igual que busca la
estabilidad entre el ser humano, el ambiente y los productos que se
utilizan en la actividad agrícola (Solórzano, 2001).
Ante esa situación, una de las alternativas para la producción de
alimentos se ha encontrado en el uso de los biofertilizantes, tecnologías
capaces de resolver en parte los problemas a los cuales se enfrenta
nuestra agricultura, considerándose uno de los puntales de la agricultura
sustentable y, en la actualidad, su producción comercial se ha extendido
considerablemente a nivel mundial. Tanto es así que en países como
México, Cuba y la India son de gran popularidad y es notorio su desarrollo
y aplicación en diversos cultivos.
De esta manera, se han incrementado los esfuerzos para la
introducción de organismos y componentes biorreguladores del suelo y
las plantas. La inoculación con bacterias, hongos, la adición de materia
orgánica y otras prácticas del cultivo, son alternativas que pueden ser
empleadas con éxito en la agricultura actual, teniendo una repercusión
favorable en la producción y en el ambiente (Martínez, 2001).
En este sentido, los biofertilizantes y bioestimuladores microbianos
representan un componente vital de los sistemas sustentables, ya que
constituyen un medio económicamente atractivo y ecológicamente
aceptable reduciendo los insumos externos y mejorando la cantidad y
calidad de los internos mediante la utilización de microorganismos del
suelo.
Por ello, los biofertilizantes de manera sintética, son considerados
productos con base a microorganismos benéficos (bacterias y hongos),
que viven asociados o en simbiosis con las plantas y ayudan a su proceso
natural de nutrición, además de ser regeneradores de suelo. Estos
microorganismos se encuentran de forma natural en suelos que no han
sido afectados por el uso excesivo de fertilizantes químicos u otros
agroquímicos, que disminuyen o eliminan dicha población (Castilla, 2006).
7
Se trata de productos que no contaminan ni degradan la capacidad
productiva del suelo, por el contrario, son regeneradores de la población
microbiana; así mismo, estos productos tienen una función protectora del
sistema radicular de la planta contra microorganismos patógenos,
además, se fortalece la nutrición biológica de la planta por ser la forma
más eficiente y económica de la alimentación vegetal.
De igual manera desempeñan un papel muy importante en la
economía del nitrógeno en la práctica agrícola, ya que la cantidad de
nitrógeno disponible en la mayoría de los suelos cultivados es baja,
particularmente en el trópico y en la actualidad no puede ser
suplementada a escala mundial por la producción de fertilizantes (Aparicio
y Arrese, 1996).
Existe una gran variedad de biofertilizantes elaborados con base
en microorganismos, como bacterias y hongos, con diversas funciones y
atendiendo al tipo de cultivo, (Hernández y Pérez, 2006). En términos
generales, los biofertilizantes más difundidos se basan en hongos
micorricicos, bacterias del género Azotobacter spp, Azospirillum
brasilense y el Rhizobium sp.
Andrade y Correa (2009), han comprobado que fertilizando los
cultivos con estas bacterias y con nitrógeno químico en un porcentaje
entre el 20 y 50% del utilizado normalmente, se consigue un aumento de
producción sobre las cosechas obtenidas únicamente con fertilizante
químico al 100%, esto es debido a que, al liberarse la bacteria de su
función fijadora de nitrógeno, produce más bioestimulantes (fitohormonas)
del crecimiento vegetal
El Gobierno Bolivariano ha venido impulsando la producción de
bioinsumos en nuestro país, considerando lo planteado por Vance (1998),
quien indica que para un sistema agrícola sustentable es de suma
importancia utilizar recursos renovables que puedan maximizar los
beneficios ecológicos y minimizar el daño ambiental; dentro de este
8
contexto, ha permitido consolidar la Red de Laboratorios “Bolívar
Conservacionista” a cargo del Ministerio del Poder Popular para la
Agricultura y Tierras (MPPAT) , a través del INSAI, quien en la actualidad
cuenta con 27 laboratorios de producción de Bioinsumos, integrados por
17 laboratorios de Biocontroladores y 10 laboratorios de Biofertilizantes;
estos ejecutan tres líneas de acción: producción de Azotobacter spp.,
bacterias solubilizadoras de fósforo y Rhizobium (Prensa INSAI,
13/08/12).
Los biofertilizantes para uso agrícola se elaboran a partir de
diferentes microorganismos como ya se ha visto, es por, ello que dentro
de estos se encuentran las bacterias del género Azotobacter, las cuales
están presentes en el suelo y al encontrarse en elevadas poblaciones en
el agroecosistema se asocian al sistema radical de algunas especies
vegetales, ocasionando una aceleración en el desarrollo y un aumento en
el rendimiento de los cultivos, debido fundamentalmente a su capacidad
de sintetizar sustancias biológicamente activas como auxinas,
citoquininas, giberelinas, aminoácidos y vitaminas (Vancura, 1961; Dibut,
y Martínez, 1992; Behl et al., 2003).
Así mismo, las bacterias de este género fijan asimbióticamente
nitrógeno, el nutriente más caro, igualmente permiten aprovechar de
manera más intensiva los nutrientes disponibles en el suelo, que
estimulan el desarrollo del sistema radicular así como la mayor solubilidad
y conductividad de nutrientes (Mirón et al., 2009). También son
solubilizadores de fosfatos, además, realizan procesos de biodegradación
de plaguicidas como el endosulfan (Castillo, J. 2005). Son
quimioorganotróficas, utilizan para su crecimiento azúcares, alcoholes y
sales inorgánicas. Son fijadoras de nitrógeno en vida libre, fijan al menos
10 mg de N2 por gramo de carbohidrato consumido (Holt, J. 2000).
Según el centro de Investigaciones y Aplicaciones Biotecnológicas
de España (IAB, 2001), el uso de inoculantes a partir de Azotobacter spp
acorta el período de semillero y ciclo total del cultivo, permitiendo la
9
obtención plantas vigorosas que pueden trasplantarse en menor tiempo.
Además, aceleran la floración y fructificación, aumentando el número de
flores y frutos e incrementando los rendimientos de las cosechas. Esto
permite el ahorro de fertilizantes nitrogenados recomendados en las
normas técnicas de varios cultivos.
De esta forma Azotobacter spp., se puede considerar como un
biofertilizante con un amplio espectro de aplicación que incluye especies
como maíz, trigo, zanahoria, papa, algodón, entre otros (Pandey et al,
1998). Sin embargo, la actividad de Azotobacter spp, puede ser
incrementada por la aplicación de materia orgánica en el suelo y
dependiendo en gran medida de la presencia de fósforo y potasio
(Kanungo et al., 1997),
Sin embargo Azotobacter, se puede ver afectada por las
condiciones del ambiente, por la naturaleza, estado fisiológico y vigor de
las plantas en desarrollo, las características del suelo, el régimen hídrico y
el manejo agronómico, los cuales son factores de selección de la
dinámica poblacional bacteriana (Vallejo y Bonilla, 2007).
Según Rodríguez y Blanco, (2001), estas bacterias tienen la
ventaja de ser aplicadas a cualquier cultivo, en cualquier época de
desarrollo de la planta, antes o durante la siembra, en la germinación y en
los trasplantes. Así mismo, la capacidad de fijación de nitrógeno por esta
bacteria varia considerablemente en dependencia de la composición del
medio, su acidez, temperatura y aireación, de la presencia de nitrógeno
combinado, de la naturaleza de las fuentes de carbono, microelementos y
de la acción de organismos antagónicos en el medio (Mádigan et al.,
1997).
Por lo anteriormente señalado, la fijación de nitrógeno es un
proceso que demanda gran cantidad de energía, por lo que requiere una
eficiente fosforilación oxidativa. Debido a que el O2 es tóxico para el
complejo de la nitrogenasa, las bacterias aeróbicas fijadoras de nitrógeno
10
han evolucionado una variedad de estrategias para contender con esta
paradoja aparente (Atlas y Bartha, 2002).
Además de ello, hay dos factores que tienen una influencia mayor
sobre las poblaciones de Azotobacter en el suelo, uno es la acción
antagonista y asociativa de la microflora del suelo y, el otro es el
contenido de materia orgánica del mismo ya que la carencia de esta es un
factor limitante en la proliferación de estas bacterias. Los efectos
benéficos de pequeñas cantidades de humus sobre el desarrollo de
Azotobacter y su fijación de nitrógeno son ampliamente reconocidos
(Bhardwaj y Gaur, 1970).
A pesar de que el género Azotobacter es muy grande, se ha
determinado que cumple una doble función, además de aportar nitrógeno
y sustancias reguladoras del crecimiento a los cultivos, actúa como un
inhibidor del crecimiento de hongos fitopatógenos como el Fusarium sp,
Helminthosporium sp, Alternaría sp entre otros, lográndose disminuir
mediante la aplicación de Azotobacter (Durkhead et al 1998).
Sin embargo, hay quienes sugieren que las condiciones especificas
que requiere Azotobacter para efectuar la fijación biológica de N2 con
dificultad puede presentarse en el suelo, en especial porque siempre
existe en lo suelos concentraciones de nitrógeno combinado suficientes
para inhibir la reducción biológica del dinitrogeno (Burris et al 1943), y
probablemente la causa más importante se debe a la ausencia de
cantidades abundantes de carbono orgánico simple (más del 1%), ante
tal situación, Azotobacter deberá oxidar una unidad de azúcar simple para
producir de 5-20 mg de nitrógeno reducido, esta cantidad solo se
proporciona a la bacteria en condiciones artificiales (Brock, 1984 y Gray,
1976).
Ahora bien, se conocen muchos microorganismos que aceleran el
crecimiento de Azotobacter y su fijación del nitrógeno, pero también
existen otros que inhiben el desarrollo de éste con la consecuencia de
11
inhibir su habilidad de fijación; tal es el caso de los microorganismos
celulolíticos que degradan los residuos de las plantas en el suelo
conocidos por aumentar la proliferación de estas bacterias en el mismo,
pero otros como Cephalosporium spp (habitante común del suelo) es
conocido por inhibir el crecimiento y la fijación de nitrógeno por parte de
Azotobacter (López, 2003).
En el caso del cultivo del maíz, Zea mays, L., se han obtenido muy
buenos resultados al aplicar bacterias fijadoras de nitrógeno atmosférico
como el realizado por Medina y López (2010) y, Dibut y Ríos (2010).
Así mismo, Reyes y Valery (2007), en su investigación: Efecto de la fertilidad del suelo sobre la microbiota y la promoción del crecimiento del maíz (Zea mays l.) con Azotobacter spp. estudiaron
las densidades bacterianas y fúngicas cultivables totales y disolventes de
fosfatos de calcio en la rizósfera de plantas silvestres y cultivadas del
estado Táchira, igualmente, evaluaron el rol de dos aislamientos
bacterianos identificados como bacterias del género Azotobacter en la
promoción del crecimiento del cultivo de maíz bajo diferentes condiciones
de fertilidad del suelo en umbráculo. Los resultados obtenidos arrojaron
que: 1. Las densidades poblacionales microbianas totales y disolventes
de fosfatos se mostraron afectados por las condiciones físicas y químicas
del suelo, como el pH y el contenido de materia orgánica del suelo; 2. De
las dos cepas exógenas introducidas en el ensayo de umbráculo con el
suelo de La Tuquerena, la cepa de Azotobacter MF1b ejerció la mayor
acción benéfica sobre el crecimiento del maíz incrementando
significativamente el peso seco en determinados tratamientos con
fertilización química respecto al testigo no inoculado, lo que le confiere a
esta cepa un potencial de uso en la agricultura sostenible.
12
Por otro lado, trabajos como el de Domínguez et al, (2001)
corroboran que sin fuente de materia orgánica, la inoculación con
Azotobacter no tiene efectos positivos en ninguna de las formas en las
que se inoculó (inmersión y aspersión). En cuanto a las formas en la que
se puede inocular con Azotobacter spp y la concentración de éste, varia
dependiendo de las exigencias del cultivo, el ciclo del mismo, la
composición del suelo, la implementación de otras prácticas y hasta de la
aceptación del productor.
Es así, como se han realizado diversos trabajos en los cuales se
plantean las formas de inoculación bien sea de forma individual o
combinadas, al mismo que la utilización de varias concentraciones; para
esta última, existe divergencia en cuanto a las dosis.
Alvarado et al, (2004) en Cuba, reportaron que los resultados
obtenidos por la inmersión de las nueces de cocotero en Azotobacter al
30% de su concentración a los 4 meses posteriores a la siembra
incrementó el porcentaje de nueces germinadas hasta 95.5%.
En este orden, Constantino et al, (2011) en México, señalan que la
doble inoculación con Azotobacter incrementó el crecimiento y la biomasa
vegetal en comparación con la inoculación simple de plántulas de Papaya.
Aunque, esto pudo deberse a que en la doble inoculación la primera
aplicación de los biofertilizantes se hizo a las semillas y en la inoculación
simple los biofertilizantes se aplicaron en las raíces 30 días después de la
emergencia y de acuerdo con (Kalpunik et al. 1985) y (Bashan 1986), la
respuesta de las plantas es más alta cuando las semillas han sido
inoculadas, pero es menor cuando las plántulas son inoculadas.
13
Por su parte León et al, (2012) en Cuba, concluyeron que con la
utilización del biofertilizante a base de Azotobacter chroococum aplicado
por aspersión se lograron mejorar las características morfológicas
estudiadas en el tabaco como el diámetro y longitud del tallo, así como
masa fresca y seca total de las plántulas, del mismo modo se encontró
una reducción del ciclo del semillero a siete días.
14
III MARCO METODOLÓGICO
3.1 Marco de referencia físico
3. 1.1 Ubicación del ensayo.
El trabajo de investigación fue realizado entre los meses de junio y
noviembre de 2012, en la Unidad de Producción Integral (ensayo de
macetas) y, en el Laboratorio de Investigación de Suelos (bioensayo en
laboratorio), ambos en la Villa Universitaria, Núcleo “Rafael Rangel”;
geográficamente está entre las coordenadas 09º25’00’’ y 09º26’00’’ latitud
norte, y 70º28’00’’ y 70º29’00’’ longitud oeste, a 378 m.s.n.m.
Según Briceño (2010), la información climatológica de Pampan y el
Departamento de Hidrología del MARNR para el periodo 1991-2005 el
área donde estaba ubicado el ensayo se registra una temperatura de
27 ºC con una precipitación media anual de 1689 mm.
3.2 Bioensayo en laboratorio: Respiración basal
La determinación de la respiración basal se hizo según la
metodología propuesta por Anderson (1982), mediante la utilización de
una trampa de álcali. Se utilizaron 40 envases de vidrio de 500(cm3), en
los cuales se colocó la muestra según los tratamientos:
T0: Blanco de calibración
T1: suelo
T2: suelo sin M.O + dosis 1
T3: suelo sin M.O + dosis 2
T4 suelo sin M.O + dosis 3
T5: suelo con M.O
T6: suelo con M.O + dosis 1
T7: suelo con M.O + dosis 2
T8: suelo con M.O + dosis 3
T9: Químico
15
3.2.1 Adecuación del contenido de humedad del suelo
Método Gravimétrico (Valdés y Medina 2005)
H= (Peso del suelo húmedo) – (Peso del suelo seco)
%Humedad= H x 100 / 10
Procedimiento:
1. Toma de muestra de suelo
2. Pesaje de la muestra
3. Secado en estufa a 105ºC por 24 horas.
4. Pesado de la muestra seca
3.2.2 Determinación de la biomasa microbiana (BM):
1. Se pesaron 100 cm3 de suelo y mezcla según los tratamientos.
2. Se ajustó la humedad hasta ¼ de la capacidad máxima de la
retención de humedad (CRH)
Procedimiento
a. En cada unidad experimental se colocó un recipiente con 20ml
NaOH 0.5M, se cerró herméticamente y se incubó en oscuridad a
temperatura ambiente durante 24h.
b. Transcurrido este tiempo se recuperó el NaOH 0.5 M y se trasvasó
a una fiola de titulación.
c. Se colocaron 2 ml de BaCl2 0.5 M y 4 gotas de indicador
fenolftaleína.
d. Se tituló con HCL 0.5 M hasta que la solución se volvió incolora.
16
e. Se calculó la biomasa microbiana según la siguiente fórmula:
CO2 (Vol HCL Blanco-Vol HCL muestra) x 22N HCl x 0,5= mg
CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas
Mg de CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas x 0,75=BM
3.3 Descripción del ensayo en macetas
Área experimental: Se seleccionó el área en la cual se establecieron los
ensayoS en macetas considerando las condiciones a semicontrolar como:
protección del cultivo de la radiación directa, altas precipitaciones, así
como un monitoreo constante y disponibilidad de los recursos.
3.3.1. Análisis físico-químico del suelo utilizado
El análisis físico químico del suelo empleado para los ensayos fue
proporcionado por el Laboratorio de Servicio de Análisis de Suelos
NURR-ULA (Trujillo).
Cuadro 1. Variables y métodos empleados para la caracterización del
suelo (*).
VARIABLE MÉTODOS EMPLEADOS Textura pH Conductividad eléctrica Materia orgánica % nitrógeno Fósforo Potasio Calcio y magnesio
Bouyoucos Potenciométrico Conductimétrico Walkley and Black A partir de materia orgánica Bray Bray-1 Complexométrico (acetato de amonio)
(*) Laboratorio de Servicio de Análisis de Suelos. NURR-ULA, Trujillo
17
3.3.2 Cultivo indicador
Se empleó como cultivo indicador para evaluar el efecto de los
tratamientos, semillas de maíz hibrido amarillo (Zea mays L) Sefloarca
91, esto por considerarse un cultivo de crecimiento rápido, de fácil
manejo y de gran importancia económica en el país ya que constituye,
junto con el arroz y el trigo, uno de los principales alimentos cultivados en
el mundo. Su uso no solo se centra en la alimentación humana sino que
forma parte de la alimentación animal por si mismo o constituyendo un
ingrediente muy importante en la composición de raciones alimenticias
para cerdos, aves, y vacas. Este cultivo ocupa alrededor del 30% de la
superficie agrícola cultivada y representa aproximadamente el 15% del
valor de la producción agrícola vegetal del país (FAO, 2009).
3.3.3 Establecimiento de las unidades experimentales
Para el establecimiento de ambos ensayos en macetas, se utilizaron
bolsas de polietileno negro (29 x 27 cm) con una capacidad de 6 kg; por
llevarse a cabo estos ensayos con distintos tratamientos, la composición
de éstos fue la siguiente:
Ensayo 2. Se colocó en las bolsas el suelo procedente de la UPI,
mientras que para el ensayo 3 fue la mezcla de materia orgánica y suelo.
Se empleó suelo seco y tamizado (2 mm) procedente de la Unidad de
Producción Integral (UPI) NURR y debidamente caracterizado en el
Laboratorio de Servicios de Análisis de Suelos.
Las bolsas se colocaron en un espacio acondicionado para tal fin;
para ello se construyó una estructura con tubos provisionales, cuyas
dimensiones fueron: 4 metros de largo por 1.5 metros de ancho,
techado con tela de sombra.
En cada una de las bolsas se sembraron 3 semillas de maíz híbrido
Sefloarca 91, de las cuales fueron evaluadas 3 plantas. Durante la
18
germinación y crecimiento de las plantas se controló el suministro de
agua de riego y los entes patógenos.
Es de resaltar que, el motivo de que se lleven dos trabajos de
investigación de forma paralela es el resultado de la necesidad para
responder a las distintas interrogantes planteadas en los objetivos: en el
ensayo 2 determinar el efecto de dos formas de inoculación de
Azotobacter (inmersión y aspersión) bajo dos niveles de concentración al
1 y 20%, mientras que en el ensayo 3, con el fin de evaluar la interacción
de materia orgánica en tres niveles de concentración de Azotobacter: 1,
20 y 40%. Los tratamientos fueron:
Ensayo 2 Ensayo 3
T0: Testigo T1: Inmersión dosis 1 (1%) T2: Inmersión dosis 2 (20%) T3: Aspersión dosis 1 (1%) T4: Aspersión dosis 2 (20%) T5: Químico (*)
T0: Testigo
T1: Sin materia dosis 1 (1%)
T2: Sin materia dosis 2 (20%)
T3: Sin materia dosis 3 (40%)
T4: Con materia dosis 1 (1%)
T5: Con materia dosis 2 (20%)
T6: Con materia dosis 3 (40%)
T7: Químico (*)
Las recomendaciones para la fertilización química (*) fueron
establecidas según las condiciones del suelo, por el Laboratorio de
Servicios de Análisis de Suelo del NURR-ULA; dichas recomendaciones
correspondieron a los siguientes niveles: 170 kg/ha de N, 90 kg/ha de P y
90 kg/ha de K, fraccionando el nitrógeno en dos aplicaciones; como
fuente se utilizó una fórmula completa (15-15-15) y urea para el reabono.
En los tratamientos con inóculo se redujo la aplicación del fertilizante
nitrogenado en un 50%.
Para los niveles de aplicación del producto biofertilizante (dosis 1%)
se consideraron las recomendaciones realizadas por el personal del
19
Laboratorio de Biofertilizantes del Instituto de Salud Agrícola Integral
(INSAI).
Con respecto a la dosis del 20% se tomaron en cuenta algunos
trabajos realizados en el NURR-ULA como el de Lozada y Rivas (2010),
quienes evaluaron el efecto de la inoculación de Azotobacter spp. en
plantas de ají dulce (Capsicum frutescens).
Para la dosis del 40%, se tomaron como referencia investigaciones
de Cuba como la de Alvarado et al, (2005), quienes evaluaron la
influencia de la concentración y forma de aplicación del Azotobacter en la
germinación de nueces de cocotero (Cocos nucífera).
La inoculación del biofertilizante a base de Azotobacter spp se
realizó para el ensayo 2 mediante la inmersión de la semilla, durante 30
minutos al momento de la siembra. Ahora bien, la inoculación por
aspersión se fraccionó en dos aplicaciones 2 y 12 dias después de la
siembra respectivamente.
En lo que respecta a la cantidad de materia orgánica para los
tratamientos del ensayo 3, los ajustes se realizaron de acuerdo a los
resultados del análisis de suelo, llevándose así a un 3 % de materia
orgánica para una adición a las bolsas de 150 gr, totalizando el peso de
éstas 6 kg.
El manejo agronómico de las plantas de maíz se realizó siguiendo
algunas recomendaciones según Torín (2007). Durante la fase de
desarrollo de las plantas del ensayo 2 se evidenció la presencia del
gusano cogollero (Spodoptera frugiperda), mientras que para el ensayo
3 se presentó un leve ataque de las langosta voladora (Schistocerca
piceifrons de la familia Acrididae) en el follaje, sin embargo se realizaron
los controles respectivos a fin de que no afectaran la investigación.
Ambos ensayos fueron establecidos bajo un modelo estadístico
irrestrictamente al azar y constaron de 6 tratamientos para el ensayo 2 y
20
8 tratamientos para el ensayo 3, con 4 réplicas cada uno para un total de
24 y 32 unidades experimentales respectivamente. La distribución
espacial fue la siguiente:
Distribución de los tratamientos irrestrictamente al azar
Ensayo 2
T4r2 Asp+D2
T1r1
Inm+D1
T5r3 Químico
T3r2 Asp+D1
T2r4
Inm+D2
T0r1 testigo
T2r1 Inm+D2
T5r4
Químico
T4r1 Asp+D2
T1r2 Inm+D1
T5r2 Químico
T4r4 Asp+D2
T0r3 testigo
T2r2 Inm+D2
T3r3 Asp+D1
T4r3 Asp+D2
T0r2 testigo
T1r4 Inm+D1
T3r4 Asp+D1
T0r4 testigo
T1r3 Inm+D1
T3r1 Asp+D1
T5r1 Químico
T2r3 Inm+D2
Ensayo 3
T0r1
testigo
T3r3 S/M+D3
T2r4
S/M+D2
T5r3 C/M+D2
T1r2 S/M+D1
T6r3 C/M+D3
T3r4 S/M+D3
T1r1 S/M+D1
T5r2 C/M+D2
T6r2 C/M+D3
T3r1 S/M+D3
T7r1 Químico
T4r4 C/M+D1
T3r2 S/M+D3
T2r2 S/M+D2
T6r1 C/M+D3
T7r4 Químico
T4r1 C/M+D1
T6r4 C/M+D3
T1r3 S/M+D1
T7r2 Químico
T5r4 C/M+D2
T4r3 C/M+D1
T7r3 Químico
T2r1 S/M+D2
T1r4 S/M+D1
T4r2 C/M+D1
T0r3 testigo
T0r4 testigo
T2r3 S/M+D2
T0r2 testigo
T5r1 C/M+D2
21
3.3.4 Variables respuesta:
A los 23 días se procedió a cosechar las plántulas a fin de cuantificar las
variables a evaluar.
Fitométricas:
Altura (cm)
Diámetro del tallo (mm) a 5 cm de la base de la raíz.
Biomasa seca aérea y radicular (gr) cada una de estas variables se
obtuvieron una vez que fueron secadas en la estufa durante 48h a
75ºC.
Área foliar por planta (cm2): se determinó para cada planta
(considerando que se evaluaron tres plantas por unidad
experimental), y se promedió para dicha variable.
Área foliar total (cm2): es la sumatoria de las tres ó dos plantas de
cada unidad experimental. Y se determinó según las siguiente
fórmula:
AF= 83,865+36,30 (∑ ancho de hoja)+2,3554 (∑ largo de hoja),
Graterol y Simancas, (2006).
Índice de efectividad de la inoculación: mide de forma porcentual, la
efectividad de los tratamientos inoculados con respecto al tratamiento
testigo, dandole a éste un valor relativo de 0% (Escobar et al, 2011).
22
Donde:
Tratamiento con inoculación: tratamientos inoculados con el
biofertilizante (Azotobacter spp).
Control sin inóculo: tratamientos sin inoculación.
Eficiencia agronómica relativa: al igual que el anterior, este índice
busca de manera relativa comprobar la eficiencia de los tratamientos
inoculados, considerando la diferencia del tratamiento Químico (con
un valor de 100%) por sobre el tratamiento Testigo.
Donde:
Rendimiento fertilización Química: peso seco promedio (g)
obtenido en las macetas que fueron tratadas con fertilizante
químico.
Rendimiento testigo: peso seco promedio (g) obtenido en las
macetas consideradas como testigo (sin ninguna fertilización).
Rendimiento biofertilizante: peso seco promedio (g) obtenido en las
macetas que fueron tratadas con el biofertilizante según la dosis
empleada.
Una vez obtenidos los resultados de los distintos ensayos se procedió
a realizar los respectivos análisis de varianza y separación de medias a
través de la prueba de Duncan y el uso del paquete estadístico InfoStat,
con el fin de analizar y discutir en función de los objetivos propuestos.
23
IV RESULTADOS Y DISCUSIÓN
El resultado del análisis de la muestra compuesta del suelo de la
UPI empleado para ambos ensayos se presenta en el cuadro 2.
4.1 Caracterización del suelo de la Unidad de Producción Integral Cuadro 2. Caracterización del suelo.
Parámetros Valor Profundidad de la muestra (cm.) % de Arena (a) % de Limo (L) % de Arcilla (A) Clase Textural pH 1: 2.5 en agua C.E. 1:2.5 (dS m-1) % de Materia orgánica % de Carbono orgánico % de nitrógeno Fósforo (mg kg-1) Potasio (cmol(+)kg-1) Calcio (cmol(+)kg-1) Magnesio (cmol(+)kg-1)
0 – 20 40 40 20
Franco 5,7 0,03 1,40 0,74 0,03
5 4
1800 240
Fuente: Laboratorio de Servicios de Análisis de Suelos.
Físicamente el suelo de la Unidad de Producción Integral (UPI)
utilizado para los ensayos es de textura media (franco). Desde el punto de
vista químico, presenta una reacción medianamente ácida (pH=5.7) y una
conductividad eléctrica normal (0,03 dS/m) que no indica problemas por
acumulación de sales solubles.
El contenido de materia orgánica es baja (1,40%), lo que indicó la
necesidad de ajustar la cantidad de esta hasta un 3% en el ensayo 3. Con
respecto a los niveles de los elementos esenciales, el carbono orgánico,
el nitrógeno, fósforo y potasio se encuentran por debajo de los rangos
óptimos de disponibilidad; en cuanto al calcio éste se encuentra en
niveles altos y por su parte el magnesio se encuentra en niveles medios
de disponibilidad.
24
4.2 Caracterización de biofertilizante Biopatria:
El biofertilizante Azotobacter spp es una composición garantizada
equivalente igual o mayor a 1 x 109 ufc/ml, formulado y elaborado por la
red nacional de laboratorios Bolívar Conservacionista, adscrita al Instituto
Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI) del Ministerio del Poder
Popular para la Agricultura y Tierra.
Visualmente el producto es un material espeso de coloración
lechosa, con un olor a maíz fermentado (no desagradable). Es necesario
agitar antes de usarlo, puesto que las bacterias se concentran en el
fondo del recipiente
25
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ENSAYO 1
4.3 Determinación de la Respiración basal a través de mg CO2 producidos y la biomasa microbiana presente a las 24 y 72 horas según dosis de concentración de Azotobacter e incorporación de materia orgánica.
Cuadro 3. Respiración basal de 24 y 72 horas.
Tratamientos Inoculación de 24 horas Inoculación de 72 horas mgCO2 B.M mgCO2 B.M
T1 SUELO T2 S/M+ D1 (1%) T3 S/M +D2 (20%) T4 S/M+ D3 (40%) T5 SUELO+M.O T6 C/M+D1 (1%) T7 C/M+D2 (20%) T8 C/M+D3 (40%) T9 QUIMICO
1,10 d 1,93 cd 2,20 cd 1,83cd 3,03 bc 4,68 a 5,23 a
4,40 ab 2,20 cd
0,82 d 1,44 cd 1,40 cd 1,37 cd 2,27 bc 3,51 a 3,92 a
3,30 ab 1,65 bc
8,48 d 10,88 c 11,13 c 8,61 d 12,55 c 19,50 a 15,95 b 15.17 b 12,15 c
31,07 d 38,87 c 40,79 c 31,58 d 46,01 c 71,50 a 58,48 b 55,62 b 44,55 c
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
La dinámica de la respiración basal expresada en mg de CO2
producidos / 100 gr de suelo / 24 horas y 72 horas se muestra en el
cuadro 3, del mismo modo se puede apreciar en los Anexos 1.1 y 2.1. En
los mismos se observa que la incorporación de materia orgánica,
provocó el incremento en los volúmenes de respiración, los cuales
resultaron significativamente (p≤0,05), diferentes al tratamiento químico.
La expresión grafica de estos resultados se presenta en las figuras 1 y 2.
26
Figura 1. Respiración basal 24 horas según tratamientos
Figura 2. Biomasa microbiana a las 24 horas según los tratamientos
27
Figura 3. Respiración basal 72 horas según tratamientos
Figura 4. Biomasa microbiana a las 72 horas según los tratamientos
La respiración basal por su parte, como respuesta a la aplicación
de diferentes dosis de concentración de Azotobacter en el suelo y mezcla
evaluados, presentó una dinámica muy particular, tal como se aprecia en
los Anexos 1.2 y 2.2, lo que demuestra que la actividad microbiana se ve
favorecida por la adición de la materia orgánica que contiene carbono de
28
fácil descomposición. Sin embargo, es de resaltar que la mayor
producción de CO2 a las 72 horas se observó en los tratamientos en los
cuales se aplicó la dosis al 1% de la concentración del Azotobacter.
Resultados similares obtuvieron García y Rivero, (2009) en su
investigación desarrollada en el Estado Portuguesa bajo invernadero con
la cual evaluaron el efecto de residuos vegetales sobre la respiración
basal en suelos manejados bajo labranza convencional y siembra directa,
durante largos períodos de tiempo encontrando que, la mayor producción
de CO2 se observó en los suelos provenientes de siembra directa y donde
los residuos fueron incorporados.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ENSAYO 2
4.4 Variables fitométricas de ensayo 2 En el siguiente cuadro se resume los resultados obtenidos para las
variables consideradas según la forma de inoculación y las dosis de aplicación
empleada.
Cuadro 4. Efecto de diferentes formas de inoculación y concentración de
Azotobacter spp sobre las variables altura de la planta y diámetro del tallo.
Tratamientos Variables Altura (cm) Diámetro de tallo(mm)
T0 (Testigo) T1 immersion +D1 (1%) T2 inmersión +D2 (20%) T3 aspersion +D1 (1%) T4 aspersion +D2 (20%) T5 Químico
18,25 b 19,70 a 20,23 a 19,40 a 20,13 a 20,05 a
0,55 b 0,67 a 0,69 a 0,67 a 0,77 a 0,67 a
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
29
Altura de la planta.
Para esta variable se encontraron diferencias significativas entre
los tratamientos evaluados, tal como se observa en el análisis de varianza
realizado a los datos correspondientes (Anexo 3.1); sin embargo, los
tratamientos inoculados T2 (Inm + D2) y T4 (Asp + D2) ambos al 20%, T1
(Inm + D1) y T3 (Asp + D1) ambos al 1% y el tratamiento Químico (T5), se
encuentran dentro de una misma categoría estadística, lo que señala que
la forma de Inoculación, Inmersión y Aspersión y las dosis de
concentración al 20 y 1% no se diferenciaron desde el punto de vista
estadístico.
El testigo por su parte tuvo un comportamiento inferior a los
tratamientos anteriores, esto por ser un tratamiento bajo condiciones
naturales.
Diámetro del tallo.
Para esta variable el análisis de varianza encontró diferencias
estadísticas entre los tratamientos evaluados (Anexo 3.2); al igual que la
anterior variable, los tratamientos inoculados (T2, T4, T1 y T3 y el
tratamiento Químico, se encontraron dentro de un mismo grupo
estadístico, mientras que el testigo por sus condiciones, fue inferior que
los demás.
Peso seco aéreo y peso seco total.
El análisis de varianza arrojó diferencias estadísticas significativas
(P≤ 0.05) para ambas variables, pudiéndose observar en los Anexos 3.3 y
3.4. Los tratamientos T4 (Asp + D2) y T2 (Inm + D2) ambos con la dosis
del 20% fueron superiores y similares estadísticamente, seguidos del
tratamiento químico que en esta ocasión tuvo una categoría estadística
30
inferior (b). T1 (Inm + D1) y T3 (Asp + D1) se comportaron igual en ambas
variables, teniendo pequeñas diferencias entre sí; el testigo fue muy
inferior comparados con los demás (cuadro 5).
Cuadro 5. Efecto de diferentes formas de inoculación y concentración de
Azotobacter spp sobre las variables peso seco aéreo y peso seco total.
Tratamientos Variable PS aéreo (gr) PS Total (gr)
T0 (Testigo) T1 inmersión +D1 T2 inmersión +D2 T3 aspersión +D1 T4 aspersión +D2 T5 Químico
0,66 c 0,85 bc 3,05 a 0,75 bc 3,07 a 0,96 b
0,73 c 1,06 bc 3,20 a 0,98 bc 3,21 a 1,26 b
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
Área foliar total.
Cuadro 6. Efecto de diferentes formas de inoculación y concentración de
Azotobacter spp sobre la variable área foliar total.
Tratamientos Variable A.F total (cm2) T0 (Testigo) T1 inmersión +D1 T2 inmersión +D2 T3 aspersión +D1 T4 aspersión +D2 T5 químico
734,80 d 866,52 bc 945,72 b 835,28 c
1049,75 a 1039,67 a
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
El análisis de varianza mostró diferencias significativas y se pueden
observar en el Anexo 3.5. Para esta variable el mejor tratamiento
inoculado fue aspersión al 20% (T4) seguido del tratamiento químico
31
(1049,75 y 1039,67 cm2 respectivamente); por su parte, inmersión al 20%
(T2) se ubica como un tratamiento aceptable; T1 (Inm + D1) en este caso
no se comportó tan bien (866,52 cm2) y T3 (Asp + D1) no fue muy
significante (835,28 cm2) si se comparan con los demás tratamientos
inoculados. Por tales resultados, se deduce la dosis del 1% como una
dosis no adecuada según la respuesta obtenida. El testigo se comportó
como un tratamiento inferior en esta variable.
En cuanto a la evaluación de la interacción de formas de aplicación
con las dosis de inoculación del 1 y 20% evaluadas en este ensayo,
estadísticamente la mayor respuesta en las variables evaluadas se obtuvo
con la dosis al 20% indistintamente de la forma de aplicación.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ENSAYO 3
4.5 Variables fitométricas
Cuadro 7. Efecto de la interacción materia orgánica y diferentes dosis de
concentración de Azotobacter en las variables de altura de la planta y
diámetro del tallo.
Tratamientos Variables Altura. Planta (cm) Diám. de tallo
(mm) T0 (Testigo) T1 S/M.O +D1 (1%) T2 S/M.O +D2 (20%) T3 S/M.O +D3 (40%) T4 C/M.O +D1 (1%) T5 C/M.O +D2 (20%) T6 C/M.O +D3 (40%) T7(Químico)
18,63 b 19,10 b 21,50 a 19,00 b 22,15 a 22,38 a 23,40 a 22,13 a
0,64 d 0,72 c 0,78 bc 0,74 bc
0,79 abc 0,82 ab 0,86 a
0,82 ab
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
32
Según los resultados obtenidos en estas dos variables consideradas
se obtuvo que la mejor eficiencia correspondió al tratamiento con materia
orgánica y 40% de la concentración de Azotobacter (T6), seguido de los
tratamientos T5 y T4 con materia orgánica al 20 y 1% de concentración de
Azotobacter respectivamente. El tratamiento químico se comportó de la
misma manera señalada anteriormente. A continuación se muestra por
separado el comportamiento de cada uno de los tratamientos evaluados
en las distintas variables mencionadas.
Altura de la planta.
Estadísticamente las diferencias encontradas entre los tratamientos
evaluados para esta variable son significativas (Anexo 4.1). Los mejores
resultados en cuanto esta variable fueron arrojados por los tratamientos
del biofertilizante Azotobacter (40, 20, 1 %) con materia orgánica con una
altura de 23,40, 22,38, 22,15 cm respectivamente, que aunque fueron
estadísticamente igual al tratamiento químico, evidenció la estrecha
relación entre las concentraciones altas del bioproducto y la materia
orgánica con el consecuente efecto positivo en el crecimiento de la planta.
Igualmente, en comparación a los tratamientos con las mismas
concentraciones pero sin materia orgánica, la diferencia fue significativa,
es decir, inferiores a los tratamientos con materia orgánica, al igual que el
testigo que no fue tratado con ningún producto.
Diámetro del tallo.
Los resultados muestran un mayor grosor del tallo (0,86 mm) en el
tratamiento con materia orgánica y la dosis alta concentración de
Azotobacter (T6), seguido de los tratamientos T7 (Químico), T4 (C/M.O.
D1) y T5 (C/M.O. + D2) donde su comportamiento fue similar
estadísticamente; con respecto a los demás tratamientos que no poseían
33
materia orgánica adicional, el T2 (S/M.O. + D2) se encuentra dentro del
grupo estadístico que los anteriores (a), reflejando en este caso una
interacción favorable de esta dosis con la materia orgánica presente en el
suelo; con los demás no se observaron diferencias estadísticas notables.
El análisis de varianza efectuado a los valores obtenidos de la
variable mencionada determinó diferencias relevantes notorias (p≤ 0,05),
favoreciéndose los tratamientos con dosis altas e incorporación de
materia orgánica, más evidente que los tratamientos que no disponían de
ésta, tal como se observa en el Anexo 4.2.
Lo anteriormente señalado se sustenta en investigaciones como las
de Domínguez y Pérez (2001) en su trabajo realizado en Cuba en la que
utilizaron diferentes sustratos orgánicos corroborando el efecto que tiene
la materia orgánica (humus de lombriz) con la interacción del Azotobacter,
esto debido a las condiciones en cuanto a nutrientes que posee dicho
medio (nitrógeno, potasio, fósforo y materia orgánica).
Trabajos similares como el de Alvarado et al, 2004 en
Guantánamo, comprobaron que la dosis más efectiva para la germinación
de las semillas de cocotero fue la del 30% de Azotobacter, incrementando
el porcentaje de nueces germinadas hasta un 95,5%.
Peso seco aéreo
Al analizar el comportamiento de los tratamientos durante los 23 días del
ciclo de desarrollo del cultivo indicador (maíz), se observan diferencias
estadísticas significativas (P≤0,05) entre las variables expresadas en el
cuadro 8, correspondiendo la mayor producción a los tratamientos con
materia orgánica y las diferentes dosis de aplicación (Azotobacter spp) y
los tratados químicamente es decir el T7.
34
Cuadro 8. Efecto de la interacción materia orgánica y diferentes dosis de
concentración Azotobacter en las variables peso seco aéreo y peso seco
total.
Tratamientos Variables PS aéreo PS Total
T0 (Testigo) T1 S/M.O +D1 (1%) T2 S/M.O +D2 (20%) T3 S/M.O +D3 (40%) T4 C/M.O +D1 (1%) T5 C/M.O +D2 (20%) T6 C/M.O +D3 (40%) T7 (Químico)
2,66 c 3,20 b 3,55 ab 3,45 ab 3,80 a 3,92 a 3,91 a 3,86 a
2,98 c 3,57 b
3,89 ab 3,83 ab 4,15 a 4,23 a 4,21 a 4,22 a
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
En la prueba de rangos múltiples de Duncan, y el análisis de
varianza se afirma que el mejor comportamiento de esta variable se
encontró en los tratamientos T5 (C/M.O. + D2), T6 (C/M.O. + D3) y T4
(C/M.O. + D1) con un peso seco aéreo de (3,92, 3,91 y 3,80 grs
respectivamente) (Anexo 4.4), lo cual se explica por el efecto que pudo
ejercer la interacción de la materia orgánica con las diferentes dosis de
concentración de biofertilizante; el tratamiento químico T7 con un peso de
(3,86 gr), estadísticamente tuvo un comportamiento igual que los
anteriores, esto por la propiedad que tienen los fertilizantes químicos de
poner a disposición rápidamente los elementos a las plantas, por lo tanto
ninguno mostró diferencias significativas. Los tratamientos que obtuvieron
un menor valor pero sin diferencias significativas fueron T2 y T3 ambos
sin materia orgánica pero con diferentes dosis (20 y 40%
respectivamente).
Por su parte el T1, siendo un tratamiento sin materia orgánica y cuya
dosis de Azotobacter fue al 1% estuvo dentro de los parámetros, el peso
35
seco fue aceptable con un 3,20 gr, lo cual puede deberse a que la materia
orgánica natural fue suficiente para las bacterias contenidas en la
concentración de Azotobacter. El peso seco registrado en el tratamiento
testigo fue significativamente menor al resto de los tratamientos.
Peso seco total Para esta variable los tratamientos con materia orgánica pero
distintas dosis de concentración incluyendo al químico no tuvieron
diferencias significativas entre sí (cuadro 8 y Anexo 4.5), ubicándolos
como los mejores. Se obtuvo 4,23 gr de peso seco total promedio
ligeramente mayor al resto.
Los tratamientos sin materia orgánica con concentraciones al 20 y
40% (T2 y T3 respectivamente) se comportaron de manera similar que en
la variable anterior.
El T1 (sin materia orgánica y la dosis más baja de Azotobacter)
registró un peso seco total de 3,57 gr estadísticamente similar a las dosis
del 20 y 40% de Azotobacter.
Área foliar por planta y Área foliar total.
En estas variables se observaron a nivel estadístico diferencias
importantes como pueden verse en los Anexos 4.6 y 4.7, tanto es así que
para Área foliar por planta, la dosis al 40% de concentración de
Azotobacter seguida del tratamiento químico presentó el mayor promedio
con 1154,55 y 1145,97 cm2 respectivamente, siendo similares
estadísticamente que, como se ha dicho se espera que de buenos
resultados. Los tratamientos T5 (C/M.O. + D2) y T4 (C/M.O. + D1) se
comportaron estadísticamente igual con mínimas diferencias entre sí
(1123,78 y 1121,33 cm2 respectivamente), ello índica que la materia
36
orgánica fue la que influyó interactuando con las dosis de concentración,
no teniendo éstas mayor notoriedad; mientras que T3, T2 y T1
(tratamientos sin m.o y diferentes dosis) tuvieron el mismo
comportamiento que como ya se ha planteado al no poseer materia
orgánica, las bacterias no interactúan con el medio a pesar de ser
tratamientos con distintas concentraciones.
Cuadro 9. Efecto de la interacción materia orgánica y diferentes dosis de
concentración de Azotobacter en las variables área foliar de la planta y
área foliar total.
Tratamientos Variables AF. Planta (cm2) AF total (cm2)
T0 (Testigo) T1 S/M.O +D1 (1%) T2 S/M.O +D2 (20%) T3 S/M.O +D3 (40%) T4 C/M.O +D1 (1%) T5 C/M.O +D2 (20%) T6 C/M.O +D3 (40%) T7 (Químico)
786,12 c 968,14 b 978,08 b 982,26 b
1121,33 ab 1123,78 ab 1154,55 a 1145,97a
1572,32 c 1936,29 b 1956,16 b 1964,52 b 2242,65 ab 2247,57 ab 2309,11 a 2291,94 a
Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de
rangos de múltiples de Duncan.
Por su parte, los valores de Área foliar total mostraron la misma
tendencia que la variable ya descrita, los mayores valores
correspondieron a T6 y T7; disminuyendo los valores de área foliar total a
menor concentración de Azotobacter sin materia orgánica.
37
4.6 Análisis del índice de la efectividad de la inoculación (IEI)
De la aplicación de la fórmula de IEI a los diferentes tratamientos
del ensayo 2, se encontró que los tratamientos T4 y T2 tienen el mayor
índice de efectividad, ambos con la misma dosis de concentración y
diferentes formas de inoculación, mientras que los tratamientos T1 y T3
fueron los que mostraron menor efectividad. Tales resultados se observan
en el Anexo 5.1.
Figura 5 Índice de efectividad de la inoculación en % para el ensayo 2
Mientras que para el ensayo 3 el índice de efectividad de la
inoculación más eficientes fueron los tratamientos T5, T6 y T4 teniendo
un incremento entre el 21 y 20% del peso seco total en comparación con
los tratamientos que tuvieron menor respuesta entre el 10 y el 15% fueron
los tratamientos T1 y T2 respectivamente.
38
Figura 6 Índice de efectividad de la inoculación en % para el ensayo 3
4.7 Análisis de la Eficiencia agronómica relativa:
A continuación se discuten los resultados obtenidos en los ensayos
a nivel de macetas en los cuales se evaluó la eficiencia agronómica
relativa donde se expresaron los comportamientos en los rendimientos de
peso seco total con respecto a la fertilización química referida en
porcentaje.
62,2
466
47,1
467,9
100
050
100150200250300350400450500
T1 I+D1 T2 I+D2 T3 A+D1 T4 A+D2 T5 Quim
%
Tratamientos
Figura 7 Eficiencia agronómica relativa en (%) para el ensayo 2
39
En la figura 5 se presenta la eficiencia obtenido a nivel del ensayo en
macetas. Estos valores constituyen un promedio de 23 días.
El porcentaje de eficiencia agronómica relativa para el rendimiento
de peso seco total en el ensayo 2 arrojo baja incidencia para los
tratamientos T3 y T1 ambos con la misma dosis de concentración (1%)
pero diferentes formas de inoculación (aspersion- inmersión)
respectivamente. Siendo T4 y T2 al 20% de concentración y la misma
forma de inoculación que las anteriores, superiores al T3 y T4.
Este comportamiento muestra como el incremento en esta variable
se refleja con la dosis del 20%, siendo la más eficiente en comparación
con la del 1%. Ahora bien, en cuanto a la forma de inoculación, las dos se
comportaron de la misma manera tomando en cuenta las dosis.
Por su parte en el ensayo 3 los datos obtenidos muestran en la
figura 6 que los tratamientos con mayor eficiencia agronómica relativa
fueron T5, T6 y T4 ambos con materia pero con diferentes dosis de
concentración (20, 40 y 1%) mientras que los tratamientos sin materia
orgánica T2, T3 y T1 obtuvieron una menor o igual eficiencia que el
tratamiento químico.
Figura 8 Eficiencia agronómica relativa en % para el ensayo 3
40
Esto nos indica que la forma mas eficiente para establecer las
bacterias del genero Azotobacter spp es por aspersión tomando como
dosis efectiva la concentración del biofertilizante al 20%, sin embargo se
corrobora que la materia orgánica juega un papel fundamental para la
interacción de la bacteria con la planta, pudiéndose utilizar dosis altas del
producto con suficiente cantidad de materia orgánica.
41
V CONCLUSIONES
En la respiración basal y biomasa microbiana se observó un
incremento como consecuencia de la incorporación de la materia
orgánica encontrándose diferencias significativas desde el punto de
vista estadístico entre los tratamientos con materia orgánica y sin
materia orgánica.
Durante las primeras 24 horas de incubación no hubo diferencias
significativas entre las dosis de aplicación tanto en los tratamientos
con materia orgánica y aquellos sin materia orgánica pero a las 72
horas el T6 (C/M.O + D1) Fue superior estadísticamente a los
tratamientos con materia orgánica en dosis del 20 y 40% de
Azotobacter, mientras que, los tratamientos sin materia orgánica T2
(S/M.O + D1) y T3 (S/M.O + D2) fueron superiores a las dosis del
40%, lo que indica que las dosis bajas a las 72 horas de incubación
resultaron superiores las dosis altas.
Los bioensayos en laboratorio como investigación preliminar
constituyen una herramienta importante para el establecimiento de
trabajos posteriores a nivel de campo, permitiendo ahorrar tiempo
y recursos al orientar al investigador sobre los mejores tratamientos
a evaluar.
En cuanto a la evaluación de la interacción de formas de aplicación
con las dosis de inoculación del 1 y 20% (ensayo 2),
estadísticamente la mayor respuesta en las variables evaluadas se
obtuvo con la dosis al 20% indistintamente de la forma de
aplicación.
42
En este ensayo el IEI y la EAR ratificaron el efecto significativo y
favorable en la respuesta obtenida de la dosis de inoculación al
20% indistintamente de la forma de aplicación ya que superaron
ampliamente a los tratamientos del 1%, al tratamiento testigo y el
tratamiento Químico.
Cuando se evaluó la interacción dosis de inoculación y materia
orgánica (ensayo 3), se observó que fueron superiores los valores
obtenidos para las variables cuando se incorporó materia orgánica,
no encontrándose diferencias claramente significativas con
algunos tratamientos sin materia orgánica; similarmente el
tratamiento químico tuvo un comportamiento estadístico igual a
aquellos tratamientos a los que no se les incorporó materia
orgánica.
La eficiencia de la inoculación fue mayor con los tratamientos en
los cuales se les incorporó materia orgánica; en cuanto a la EAR la
tendencia fue la misma observándose claramente que los
tratamientos con materia orgánica tuvieron un comportamiento
cercano al tratamiento químico.
43
VI RECOMENDACIONES
En base a los resultados, es importante que el productor
incremente los niveles de materia orgánica en el suelo, para
favorecer le efectividad de la inoculación de Azotobacter en los
suelos.
En cuanto a las dosis de aplicación se recomienda la inoculación
del Azotobacter en una concentración del 20% de Azotobacter
basados en los resultados obtenidos en este trabajo y algunos
anteriores.
Orientar a los productores sobre la forma adecuada de aplicar
estos productos y así asegurar el establecimiento efectivo de los
mismos.
Para el uso de altas concentraciones de Azotobacter se deben
considerar la incorporación de niveles altos de materia orgánica,
para asegurar la fuente de energía de dicho microorganismo.
Utilizar un manejo integrado de fertilización que incluya
compuestos minerales (fertilizantes químicos) y biofertilizante.
Utilizar biofertilizante a base de bacterias en los cultivos,
servirá para comenzar a mitigar los impactos negativos que
generan los fertilizantes químicos utilizados en gran cantidad en
los cultivos.
44
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53
VIII ANEXOS ANEXO 1 Respiración basal a las 24 horas
1.1 Análisis de varianza de mg de CO2/ 100gr de suelo
Fte. De variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
68,49 31,06 99,55
8 27 35
8,56 1,15
7,44
<0,0001
R2 = 0,78 CV =32,49
1.2 Análisis de varianza de biomasa microbiana
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
39,91 16,57 56,48
8 27 35
4,99 0,61
8,13
<0,0001
R2 = 0,78 CV= 33,07
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) Tratamientos mgCO2 /100gr de
suelo Biomasa microbiana
T7 C/M+ D2 (20%) T6 C/M+ D1 (1%) T8 C/M+ D3 (40%) T5 Mezcla T9 Químico T2 S/M + D2 (20%) T3 S/M + D1 (1%) T4 S/M + D3 (40%) T1 Suelo
5,23 a 4,68 a
4,40 ab 3,03 bc 2,20 cd 2,20 cd 1,93cd 1,83cd 1,10 d
3,92 a 3,51 a 3,30 ab 2,27 bc 1,65 cd 1,44 cd 1,40 cd 1,37 cd 0,82 d
54
ANEXO 2 Respiración basal a las 72 horas 2.1 Análisis de varianza de mgCO2/ 100gr de suelo
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
414,39 52,72 467,11
8 27 35
51,80 1,95
27,83
<0,0001
R2 = 0,90 CV= 10,73
2.2 Análisis de varianza de Biomasa microbiana
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
5572,27 709,10 628137
8 27 35
696,53 26,26
26,52
<0,0001
R2 = 0,90 CV = 10,74
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) Tratamientos mgCO2 /100gr de suelo Biomasa microbiana T6 C/M+ D1 (1%) T7 C/M+ D2 (20%) T8 C/M+ D3 (40%) T5 Mezcla T9 Químico T3 S/M + D1 (1%) T2 S/M + D2 (20%) T4 S/M + D3 (40%) T1 Suelo
19,50 a 15,95 b 15,17 b 12,55 c 12,15 c 11,13 c 10,88 c 8,61 d 8,48 d
71,50 a 58,48 b 55,62 b 46,01 c 44,55 c 40,79 c 39,87 c 31,58 d 31,07 d
55
ANEXO 3 Variables fitométricas del ensayo 2 3.1 Análisis de varianza de la variable altura de planta
Fte. de variación SC GL CM F P
Tratamientos Error Total
11,02 4,73 15,76
5 18 23
2,20 0,26
8,38
0,0003
R2 = 0,83 CV= 2,18
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable altura de planta.
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T2 I +D2 (20%) T4 A+D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
20,23 20,13 20,05 19,70 19,40 18,25
a a a a a c
3.2 Análisis de varianza del variable diámetro de tallo Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
0,10 0,10 0,20
5 18 23
0,02 0,01
3,79
0,0161
R2= 0,52 CV=11,85
56
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable diámetro de tallo
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T1 I +D1 (1%) T5 Químico T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
0,77 0,69 0,67 0,67 0,67 0,55
a a a a a b
3.3 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
27,29 0,50 27,79
5 18 23
5,46 0,03
205,88 <0,0001
R2= 0,99 CV= 10,47
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable P.S aéreo
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
3,07 3,05 0,96 0,85 0,75 0,66
A a b bc bc c
57
3.4 Análisis de varianza de la variable peso seco total
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
26,21 1.07 27,28
5 18 23
5,24 0,06
88,05
<0,0001
R2= 0,97 CV= 12,85
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable P.S total
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
3,21 3,20 1,26 1,06 0,98 0,73
a a b bc bc c
3.5 Análisis de varianza de la variable AF total Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
303062,6554132,44 357195,09
5 18 23
60612,533007,36
20,15 0,0001
R2 = 0.86 CV= 6.42
58
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable A.F total
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T5 Químico T2 I +D2 (20%) T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
1049,75 1039,67 945,72 866,52 835,28 734,80
a a b bc c d
ANEXO 4 Variables fitométricas del ensayo 3 4.1 análisis de varianza para la variable altura de planta. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
94.92 62,73 154,65
7 24 31
13,56 2,61
5,19
0,0011
R2 = 0,62 CV= 8,03
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable de altura.
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T6: c/m.o+d3 (40%) T5: c/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) T7: químico T2: s/m.o+d2 (20%) T1: s/m.o+d1 (1%) T3: s/m.o+d3 (40%) TO: Testigo
23,40 22,38 22,15 22,13 21,50 19,10 19,00 18,63
a a a a a b b b
59
4.2 análisis de varianza para la variable diámetro de tallo
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
0,14 0,06 0,19
7 24 31
0,02 2,4E-03
8,12 ≤0,0001
R2 = 072 CV= 6,57
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable diámetro de tallo
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T6: c/m.o+d3 (40%) T7: químico T5: c/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) T2: s/m.o+d2 (20%) T3: s/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo
0,86 0,82 0,82 0,79 0,78 0,74 0,72 0,62
a ab ab abc bc bc c d
4.3 Análisis de varianza para la variable peso seco de raíz
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
0,08 0,26 0,31
7 24 31
4,2E-03 10,8E-03
0,39 0,8956
R2 = 0,26 CV= 31,53
60
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable peso seco de raíz
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T3: s/m.o+d3 (40%) T7: químico T2: s/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) TO: Testigo T5: c/m.o+d2 (20%) T6: c/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%)
0,38 0,37 0,35 0,34 0,32 0,31 0,30 0,29
a a a a a a a a
4.4 Análisis de varianza para la variable peso seco aéreo
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
5,35 1,94 7,29
7 24 31
0,76 0,08
9,44 <0,0001
R2 = 0,76 CV= 8.20
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable peso seco aéreo
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T5: c/m.o+d2 (20%) T6: c/m.o+d3 (40%) T7: químico T4: c/m.o+d1 (1%) T2: s/m.o+d2 (20%) T3: s/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo
3,92 3,91 3,86 3,80 3,55 3,45 3,20 2,66
a a a ab ab b c
61
4.5 Análisis de varianza para la variable peso seco total. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
5,32 2,31 7,63
7 24 31
0,76 0,10
8,44 0,0001
R2 =0,72 CV= 8.22
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable de P.S total.
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T5: c/m.o+d2 (20%) T7: químico T6: c/m.o+d3 (40%) T4: c/m.o+d1 (1%) T2: s/m.o+d2 (20%) T3: s/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo
4,23 4,22 4,21 4,15 3,89 3,83 3,57 2,98
A a a a ab ab b c
4.6 Análisis de varianza para la variable área foliar por planta. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
457227,68 235902,51 693130,31
7 24 31
65318,24 9829,27
6,65 0,0002
R2 = 0,70 CV=9,58
62
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable área foliar por planta.
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T6: c/m.o+d3 (40%) T7: químico T5: c/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) T3: s/m.o+d3 (40%) T2: s/m.o+d2 (20%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo
1154,55 1145,97 1123,78 1121,33 982,26 978,26 968,14 786,12
a a ab ab b b b c
4.7 Análisis de varianza para la variable área foliar total. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
1828905,21 943614,67 2772519,88
7 24 31
261272,17 39317,28
6,65 0,0002
R2 =0,70 CV=9,58
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable área foliar total.
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T6: c/m.o+d3 (40%) T7: químico T5: c/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) T3: s/m.o+d3 (40%) T2: s/m.o+d2 (20%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo
2309,11 2291,94 2247,57 2242,65 1964,52 1956,16 1936,29 1572,32
A a ab ab b b b c
63
ANEXO 5 5.1 Índice de eficiencia de la inoculación del ensayo 2
Tratamientos Porcentaje % T4 A+D2 (20%) T2 I+D2 (20%) T1 I+D1 (1%) T3A+D1 (1%) T0 testigo
339,7 338,3 45,2 34,2
0
5.2 Índice de eficiencia de la inoculación del ensayo 3
Tramientos Porcentaje (%)
T5 C/M+D2 (20%) T6 C/M+D3 (40%) T4 C/M+D1 (1%) T2 S/M+D2 (20%) T3 S/M+D3 (40%) T1 S/M+D1 (1%) T0 testigo
41,9 41,2 39,2 30,5 28,5 19,7
0
5.3 Eficiencia agronómica relativa del ensayo 2
Tratamientos Porcentaje (%) T4 A+D2 (20%) T2 A+D2 (20%) T1 I+D1 (1%) T3 I+D1 (1%) T5 Químico
467,9 466,0 62,2 47,1 100
64
5.4 Eficiencia agronómica relativa del ensayo 3
Tratamientos Porcentaje (%) T5 C/M+D2 (20%) T6 C/M+D3 (40%) T4 C/M+D1 (1%) T2 S/M+D2 (20%) T3 S/M+D3 (40%) T1 S/M+D1 (1%) T7 Químico
100,8 99,1 94,3 73,3 68,5 47,5 100
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